Summary
Описан протокол использования углекислого газа в дымовых газах электростанций природного газа для выращивания микроводорослей в открытых прудах. Впрыск дымовых газов контролируется с помощью датчика pH, а рост микроводорослей контролируется с помощью измерений оптической плотности в режиме реального времени.
Abstract
В Соединенных Штатах 35% от общего объема выбросов углекислого газа (CO2) приходится на электроэнергетику, из которых 30% представляют собой производство электроэнергии на природном газе. Микроводоросли могут биофиксироватьCO2 в 10-15 раз быстрее, чем растения, и преобразовывать биомассу водорослей в продукты, представляющие интерес, такие как биотопливо. Таким образом, в данном исследовании представлен протокол, демонстрирующий потенциальный синергизм выращивания микроводорослей с электростанцией на природном газе, расположенной на юго-западе США в жарком полузасушливом климате. Современные технологии используются для улучшения улавливания и использования углерода с помощью зеленых водорослей Chlorella sorokiniana, которые могут быть дополнительно переработаны в биотопливо. Мы описываем протокол, включающий полуавтоматический пруд с открытой дорожкой качения, и обсуждаем результаты его работы, когда он был протестирован на электростанции Tucson в Тусоне, штат Аризона. Дымовые газы использовались в качестве основного источника углерода для контроля рН, и культивировалась Chlorella sorokiniana . Оптимизированная среда использовалась для выращивания водорослей. Количество CO2 , добавляемого в систему в зависимости от времени, тщательно контролировалось. Кроме того, контролировались другие физико-химические факторы, влияющие на скорость роста водорослей, продуктивность биомассы и фиксацию углерода, включая оптическую плотность, растворенный кислород (DO), электропроводность (EC), а также температуру воздуха и пруда. Результаты показывают, что достижим выход микроводорослей до 0,385 г/л беззольной сухой массы с содержанием липидов 24%. Использование синергетических возможностей между источниками выбросовCO2 и фермерами, выращивающими водоросли, может обеспечить ресурсы, необходимые для увеличения улавливания углерода, поддерживая при этом устойчивое производство биотоплива и биопродуктов из водорослей.
Introduction
Глобальное потепление является одной из важнейших экологических проблем, с которыми сегодня сталкивается мир1. Исследования показывают, что основной причиной является увеличение выбросов парниковых газов (ПГ), главным образом CO2, в атмосферу в результате деятельности человека 2,3,4,5,6,7. В США наибольшая плотность выбросов CO2 происходит в основном от сжигания ископаемого топлива в энергетическом секторе, в частности электростанций 3,7,8,9. Таким образом, технологии улавливания и использования углерода (CCU) стали одной из основных стратегий сокращения выбросов ПГ 2,7,10. К ним относятся биологические системы, которые используют солнечный свет для преобразования CO2 и воды посредством фотосинтеза в присутствии питательных веществ в биомассу. Использование микроводорослей было предложено из-за быстрых темпов роста, высокой способности фиксации CO2 и высокой производственной мощности. Кроме того, микроводоросли обладают широким биоэнергетическим потенциалом, поскольку биомасса может быть преобразована в продукты, представляющие интерес, такие как биотопливо, которое может заменить ископаемое топливо 7,9,10,11,12.
Микроводоросли могут расти и достигать биологической конверсии в различных системах культивирования или реакторах, включая пруды с открытыми дорожками качения и закрытые фотобиореакторы 13,14,15,16,17,18,19. Исследователи изучили преимущества и ограничения, которые определяют успех биопроцесса в обеих системах культивирования, в закрытых или наружных условиях 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Пруды с открытыми дорожками качения являются наиболее распространенными системами культивирования для улавливания и использования углерода в ситуациях, когда дымовые газы могут распределяться непосредственно из дымовой трубы. Этот тип системы выращивания относительно недорог, легко масштабируется, имеет низкие затраты на энергию и имеет низкие потребности в энергии для смешивания. Кроме того, эти системы могут быть легко размещены вместе с электростанцией, чтобы сделать процесс CCU более эффективным. Однако существуют некоторые недостатки, которые необходимо учитывать, такие как ограничение массообмена co2 газ/жидкость. Несмотря на наличие ограничений, в качестве наиболее подходящей системы для производства биотоплива на открытом воздухе были предложены открытые пруды для качения 5,9,11,16,20.
В этой статье мы подробно расскажем о методе выращивания микроводорослей в прудах с открытыми дорожками качения, который сочетает в себе улавливание углерода из дымовых газов электростанции на природном газе. Метод состоит из полуавтоматизированной системы, которая управляет закачкой дымовых газов на основе рН культуры; система контролирует и регистрирует состояние культуры Chlorella sorokiniana в режиме реального времени с использованием датчиков оптической плотности, растворенного кислорода (DO), электропроводности (EC), а также температуры воздуха и пруда. Данные о закачке биомассы водорослей и дымовых газов собираются регистратором данных каждые 10 минут на объекте Tucson Electric Power. Поддержание штаммов водорослей, увеличение, измерения контроля качества и характеристика биомассы (например, корреляция между оптической плотностью, г / л и содержанием липидов) выполняются в лабораторных условиях в Университете Аризоны. В предыдущем протоколе был описан метод оптимизации настроек дымовых газов для стимулирования роста микроводорослей в фотобиореакторах с помощью компьютерного моделирования26. Протокол, представленный здесь, уникален тем, что он использует открытые пруды для качения и предназначен для реализации на месте на электростанции на природном газе, чтобы напрямую использовать производимый дымовой газ. Кроме того, измерения оптической плотности в режиме реального времени являются частью протокола. Описанная система оптимизирована для жаркого полузасушливого климата (Köppen BSh), который демонстрирует низкое количество осадков, значительную изменчивость осадков из года в год, низкую относительную влажность, высокую скорость испарения, чистое небо и интенсивную солнечную радиацию27.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Система роста: открытые настройки пруда с открытой дорожкой для качения
- Установите открытые пруды для качения рядом с источником дымовых газов (содержащих 8-10% CO2). Убедитесь, что вода и электричество доступны в месте расположения реактора пруда и что реактор не находится в тени большую часть дня (рисунок 1).
- Улавливайте дымовые газы в процессе после сжигания с помощью топливного шланга длиной 0,95 см за несколько метров до того, как дымовые газы попадут в дымовую трубу для сброса в атмосферу (рисунок 2).
- Удалите воду из дымовых газов с помощью водоуловителя объемом 20 л и конденсатора (длина катушки ~12 м) между дымовой трубой и компрессором (рисунок 2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Дымовые газы обычно содержат приблизительно 9\u201213.8% воды28. Кроме того, конденсатор и трубопровод охлаждают дымовыегазы 16. - Подключите следующие датчики к регистратору данных для мониторинга роста водорослей: (1) оптический датчик плотности в реальном времени29, который измеряет поглощение на двух длинах волн — 650 и 750 нм — и может обнаруживать максимальную концентрацию клеток водорослей 1,05 г / л; (2) датчик DO; 3) воздушные и прудовые термопары; (4) датчик pH; и (5) датчик EC.
ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительно датчики pH и EC подключены к передатчику. Конфигурация блока регистратора данных показана на рисунке 3. - Убедитесь, что все компоненты системы роста водорослей откалиброваны и правильно работают перед посевом.
2. Система контроля pH
- Управление впрыском дымовых газов с помощью компрессора, системы регулирующего клапана и программы регистрации данных, как показано на рисунках 2 и 3 (Дополнительный материал А).
- Используйте трубку для направления дымовых газов от регулирующего клапана на дно пруда дорожки качения через каменный диффузор.
- Впрыскивайте дымовые газы в систему роста на основе рН. Когда значение pH больше 8,05, система будет закачивать дымовые газы, тогда как когда pH меньше 8,00, система будет останавливать закачку дымовых газов в периоды отсутствия роста. Расход измеряется в стандартных литрах в минуту (SLPM).
ПРИМЕЧАНИЕ: В регулирующем клапане давление дымовых газов на входе ограничено максимум 50 фунтами на квадратный дюйм.
3. Подбор водорослей и поддержание деформации (свет и температура)
ПРИМЕЧАНИЕ: Зеленые водоросли Chlorella sorokiniana DOE 1412 были выделены Юргеном Полле (Бруклинский колледж)30,31 и отобраны Национальным альянсом за передовое биотопливо и биопродукты (NAABB); его выбор был основан на предыдущих исследованиях характеристик деформации, выполненных Huesemann et al.32,33. Их исследования, касающиеся скрининга водорослей, продуктивности биомассы и культивирования с имитацией климата (например, температуры и света) в юго-западном регионе при использовании открытых прудов с дорожками качения на открытом воздухе, послужили основой для метода, используемого в этом проекте.
- Поддерживайте культуры при комнатной температуре (25 °C) с использованием цикла 12 ч/12 ч света/темноты.
- Поддерживать интенсивность света на уровне 200 мкМ/м2/с для поддержания культуры, выращенной на пластинах и в небольших жидких культурах (от 50 мл до 500 мл).
- Сохраняйте интенсивность света для увеличения накипи, выращенной в жидких культурах от 50 мл до 500 мл при 400 мкМ/м2/с, и жидких культурах от 5 л до 20 л при 600\u2012800 мкМ/м2/с.
4. Масштабирование и контроль качества
- Готовят культуральную среду BG11 с использованием деионизированной воды и следующих солей для макроэлементов в г/л: 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2СО3; добавить 1 мл/л раствора микроэлементов, который содержит следующие микроэлементы в г/л: 2,86 H3BO3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для таблетированной инокуляции и/или длительного хранения добавить 7,5 г/л агара Bacto; для посева культуры добавление агара не требуется. Стерилизуйте питательную среду в автоклаве в течение 21 мин при 121 °C. - Вылейте среду BG11 с агаром в чашки Петри в стерильной ламинарной вытяжке или шкафу биобезопасности. Как только пластины утвердеют и остынут, пипетку 500 мкл из повторно суспендированной замороженной культуры водорослей и добавляют ампициллин (100 мкг/мл); инкубировать пластинки водорослей в шейкерном столе (120 об/мин) в течение 1-2 недель.
- Используйте стерильную петлю, чтобы выбрать одну колонию водорослей из культуральной пластины и привить ее в трубке объемом 50 мл, содержащей стерильную питательную среду в чистом шкафу биобезопасности. Выращивайте небольшую жидкую культуру на шейкерном столе (120 об/мин) в течение одной недели.
- Переложите 50 мл культуры водорослей (линейная фаза роста, OD750 нм ≥ 1) в колбу объемом 1 л с жидкой средой 500 мл. Установите каждую колбу с резиновой пробкой и трубкой из нержавеющей стали для обеспечения аэрации. Фильтруйте воздух с помощью 0,2 мкм воздушных стерилизационных фильтров. Пусть культура растет в течение одной-двух недель. Контролируйте плотность ячеек с помощью спектрофотометра (OD750 нм).
- Поместите жидкую культуру объемом 500 мл в 10-литровый карбой, содержащий 8 л нестерильной питательной среды, и введите смесь из 5% CO2 и 95% воздуха. Затем культивируйте водоросли в тех же условиях, что и на этапе 4.4.
- Контролируйте складские пластины и жидкие культуры (шаги 4.2\u20124.5) один раз в неделю. Возьмите аликвоту и наблюдайте за ней под микроскопом при 10-кратном и 40-кратном увеличении, чтобы обеспечить рост нужного штамма. Сохранял культуры до тех пор, пока они не были скомпрометированы или использованы для экспериментов. Выбрасывайте загрязненные культуры.
5. Подготовка концентрированной среды к выращиванию в открытом пруду
- Для приготовления раствора микроэлементов частично заполняют объемную колбу объемом 1 л дистиллированной водой (DW). Вставьте магнитный перемешивание и последовательно добавьте химические вещества, указанные в таблице 1 . Убедитесь, что каждый ингредиент растворяется перед добавлением следующего компонента. Снимите магнит и заполните колбу до отметки объема 1 л.
- Частично наполните стеклянную бутылку объемом 1 л с DW и вставьте магнитный перемешивание. Поместите контейнер на верхнюю часть пластины магнитной мешалки и добавьте химические вещества для конечного объема реактора, добавляя их последовательно, гарантируя, что каждый из них полностью растворится. В таблице 2 перечислены химические вещества для получения 1 л среды, поэтому умножьте все значения на конечный объем реактора. Наполните стеклянную бутылку до 1 л.
6. Открытая прививка пруда с открытой дорожкой качения
- Тщательно очищайте реактор с использованием 30% отбеливателя перед каждой прививкой и после сбора урожая. Рекомендуется оставить отбеливатель на ночь. Хорошо промойте реактор, чтобы удалить весь отбеливатель.
- Откалибруйте все датчики перед посевом водорослей в соответствии с соответствующей процедурой калибровки.
- Разбавляют концентрированную среду (на этапе 5) с использованием источника воды, заполняя пруд дорожки качения до 80%.
- Инокулируйте реактор с помощью 10-литрового карбоя, заполненного водорослями (линейная фаза роста OD750 нм > 2), и доведите его до конечного объема.
- Акклиматизируйте микроводоросли, частично затеняя пруд дорожки качения деревянными поддонами в течение ~ 3 дней (рисунок 4), как только экспоненциальная фаза прошла, в качестве стратегии адаптации, чтобы избежать фотоингибирования.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот период также даст микроводорослям время для адаптации к стрессу, вызванному прямым впрыском дымовых газов.
7. Эксперимент по пакетному росту на генерирующей станции
- Проверяйте и записывайте любые повседневные изменения, включая испарение воды, двигатель гребного колеса, функциональность датчиков и все необычное.
- Сливайте и проверяйте компрессор и водоуловитель каждый день, чтобы удалить избыток воды, чтобы свести к минимуму коррозию, поскольку дымовые газы сильно коррозионны34.
- Настройте регистратор данных для сканирования каждого измерения датчика каждые 10 с и для хранения средних данных каждые 10 минут. К ним относятся DO, pH, EC, оптическая плотность в реальном времени, а также температура воздуха и реактора.
8. Дискретный отбор проб и мониторинг
- Убедитесь, что уровень воды остается постоянным на конечном объеме реактора, иначе это повлияет на измерение оптической плотности.
- После пополнения запасов воды в реакторе возьмите образец объемом 5 мл для измерения массы ячейки по оптической плотности (540, 680 и 750 нм) с помощью ультрафиолетового спектрофотометра. Повторяйте процесс ежедневно.
- Возьмите образец объемом 500 мл три раза в неделю для микроскопических наблюдений и концентрации биомассы на основе сухого веса без золы (AFDW).
- Выполняйте микроскопические наблюдения с помощью объективов 10x и 40x. Кроме того, эти увеличения микроскопа используются как часть контроля качества водорослей, описанного на этапе 4.6.
- Используйте 400 мл образца на шаге 8.3 для AFDW
- Установите каждый стеклянный фильтр из микрофибры размером 0,7 мкм в лоток из алюминиевой фольги и предварительно обработайте каждый лоток/фильтр из алюминиевой фольги с помощью печи в течение 4 ч при 540 °C.
- Нанесите этикетку на каждый лоток из алюминиевой фольги карандашом No2, запишите его вес (А) и поместите в вакуумный фильтрующий аппарат.
- Энергично перемешайте образец водорослей, прежде чем измерять объем, подлежащий фильтрации. Отфильтруйте достаточное количество образцов водорослей, чтобы получить разницу в весе до и после золы от 8 до 16 мг. Выберите разницу в весе для использования на протяжении всего эксперимента и держите это значение постоянным.
- Поместите каждый фильтр, содержащий образец водорослей, в лоток для фольги в духовке при 105 °C в течение не менее 12 ч.
- Извлеките лоток/фильтр из фольги из сушильной печи и поместите его в стеклянный осушитель, чтобы предотвратить поглощение воды. Запишите вес каждого лотка/фильтра для фольги (B).
- Поместите лоток/фильтр из фольги в муфельную печь с температурой 540 °C на 4 ч.
- Выключите муфельную печь, охладите лотки/фильтры из фольги, поместите их в осушитель и запишите вес каждого лотка/фильтра для фольги (C).
- Рассчитайте AFDW с помощью гравиметрического анализа:
% AFDW= C – A x 100 / B
- Удерживайте 2 л водорослей перед сбором для анализа экстракции липидов с помощью микроволновой экстракции (MAE) с использованием растворителей.
- Центрифугирование образца водорослей с относительной центробежной силой (RFC) 4 400 x g в течение 15 мин. Возьмите гранулу водорослей и высушите ее в духовке при 80 °C в течение не менее 24 часов.
- Измельчите образец водорослей и взвесьте порошок водорослей (рекомендуемая биомасса колеблется от 0,3 г до 0,5 г).
- Добавьте порошок водорослей (сухую биомассу водорослей) в сосуды микроволновой ускоренной реакционной системы (MARS), добавьте 10 мл раствора раствора растворителя хлороформа:метанола (2:1, v/v) под капотом, закройте сосуды и оставьте на ночь.
- Поместите сосуды в машину MARS с помощью датчика растворителя в течение 60 мин при 70 °C и мощности 800 Вт.
- Выньте сосуды из MARS и дайте им остыть под капотом.
- Используйте воронку и стекловату для разделения жидкой части, которая содержит хлороформ, метанол и липиды, путем переноса каждого жидкого образца в предварительно взвешенную стеклянную пробирку и сохраняйте твердые вещества (биомасса без липидов) для других анализов.
- Возьмите пробирки, содержащие липиды, в испаритель азота, удалите их, как только жидкость испарится, а затем оставьте трубки на ночь под капотом, чтобы обеспечить полную сухость.
- Рассчитайте содержание липидов (мас.%) с помощью гравиметрического анализа:
Содержание липидов (мас.%) = Сухая биомасса липидов x 100/ Масса сухих водорослей
9. Уборка водорослей и севооборот
- Собирайте 75% от общего объема культуры водорослей, когда культура близка к достижению стационарной фазы. Возьмите 2\u20125 л культуры для проведения анализа продуктивности биомассы в лаборатории. Обработайте и преобразуйте остальные водоросли в желаемые водорослевые продукты.
- Восстановите открытый пруд с дорожкой качения, используя 25% водорослей, оставшихся в качестве инокулята. Добавьте воду до 80% от общего объема реактора, добавьте концентрированную среду, а затем закончите заполнение до конечного объема реактора, если это необходимо.
- Культивируйте соответствующий штамм водорослей в соответствии с сезоном, основываясь на температуре и интенсивности света.
10. Управление данными
- Запишите данные в регистратор данных и соберите их для анализа, как в шаге 7.3.
- Рассмотрите возможность сохранения необработанных и проанализированных данных в Региональном тестовом стенде для пищевых водорослей (RAFT). Сотрудники проекта RAFT предоставляют свои данные для моделирования и моделирования продуктивности водорослей и проверки выращивания на открытом воздухе.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Предыдущие экспериментальные результаты нашей лаборатории показывают, что выращивание микроводорослей с использованием полуавтоматизированного пруда с открытой дорожкой качения может сочетаться с процессами улавливания углерода. Чтобы лучше понять синергию между этими двумя процессами (рисунок 2), мы разработали протокол и адаптировали его для выращивания зеленых водорослей вида Chlorella sorokiniana в наружных условиях в жарком полузасушливом климате. Дымовой газ природного газа был получен с промышленной электростанции. Этот протокол использует различные технологии для оценки продуктивности биомассы водорослей: (1) рост водорослей с использованием оптического датчика плотности в реальном времени (рисунок 5); (2) рост водорослей по отношению к импульсным инъекциям дымовых газов в культуру в зависимости от рН (рисунок 6 и рисунок 7); и (3) корреляции роста водорослей с такими параметрами окружающей среды, как температура, растворенный кислород и электропроводимость (рисунок 8 и рисунок 9).
Мы тестируем оптический датчик плотности в режиме реального времени, который отслеживает рост водорослей и физиологическую динамику. Этот датчик позволил нам установить с помощью лабораторной корреляции соответствующую биомассу сухого веса без золы (г / л). На рисунке 5 показано сравнение между датчиком и лабораторными измерениями. Оба показания показывают схожие тенденции, увеличивающиеся в зависимости от времени. Тем не менее, показания датчика in-situ могут отслеживать цикл роста водорослей день /ночь. Указанный цикл показывает, что значения оптической плотности увеличиваются в течение дня, но уменьшаются ночью во время дыхания, что указывает на изменение продуктивности биомассы. Интеграция оптического датчика плотности в реальном времени позволяет принимать эффективные управленческие решения об общей системе производства водорослей.
Мы развертываем полуавтоматическую импульсную систему впрыска дымовых газов, которая представлена на рисунке 6 24-часовым циклом впрыска дымовых газов, измеренным во время особенно теплого осеннего сезона в Тусоне, штат Аризона. Как показано на рисунке 6, дымовые газы вводились примерно с 8 утра до 6 вечера (суточный период), но не вводились между 6 вечера и 8 утра (ночной период). Этот цикл день/ночь отражает ежедневное воздействие солнечного света и отсутствие света в течение ночи, и, следовательно, активацию фотосинтеза или фотодыхания соответственно. На рисунке 7 представлен кумулятивный дымовой газ, впрыскиваемый (L) во время этой партии водорослей. В этом случае 6,564 л дымовых газов, соответствующих 538 л CO2, использовали для выращивания 0,29 г биомассы водорослей. График показывает, что по мере увеличения скорости роста водорослей требовалось больше дымовых газов (CO2) (рисунок 6). Экспериментальные результаты подтвердили, что система импульсного впрыска дымовых газов эффективна для облегчения улавливания и использования углерода путем выращивания микроводорослей.
Мы измеряем и контролируем другие физико-химические параметры, чтобы установить корреляцию между ними и ростом и продуктивностью водорослей (рисунок 8 и рисунок 9). Измеренными параметрами окружающей среды были растворенный кислород, электропроводность (ЕС), а также температура воздуха и пруда. Как и ожидалось, все параметры, кроме ЕС, демонстрировали аналогичные тенденции, которые сильно коррелировали с солнечной радиацией. Результаты показывают, что эти экологические переменные оказали наиболее значительное влияние на рост водорослей и используются для моделирования биомассы водорослей35. ЕС существенно не изменилась в ходе пакетного процесса. Таким образом, он не предоставил никакой соответствующей информации относительно роста водорослей. Для выращивания хлореллы сорокиниана с использованием незасоленной воды измерения ЭК могут быть опущены.
Рисунок 1: Расположение пилотной площадки в Tucson Electric Power для соединения улавливания углерода с электростанции и полуавтоматизированных реакторов с открытым прудом для выращивания микроводорослей. Два места представлены: 1) Algae Site U3 (блок 3) и 2) Algae Site U4 (блок 4) фото: Jose Manuel Cisneros Vazquez. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Технологическая схема сцепления улавливания углерода и полуавтоматизированных прудов с открытыми дорожками качения для выращивания микроводорослей в жарком полузасушливом климате. (A) Конструкция гребного колеса с открытой дорожкой качения; B) реальная экспериментальная установка; С) Процесс: связывание улавливания углерода и культивирование микроводорослей, модифицированное по сравнению с Van Den Hende28. Легенды: T = температура; DO = растворенный кислород; OD = оптическая плотность; EC = Электропроводность; Регистратор данных. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Схематическое представление настроенного датчика. (A) Представление общей наружной установки датчиков с открытым прудом, в которой CV1 и CV2 являются регулирующими клапанами, DL - регистратором данных, а T1 и T2 - передатчиками. B) Изображение регулирующего клапана. C) представление подключения датчиков к регистратору данных; темно-синий круг: оптическая плотность в реальном времени, оранжевый треугольник: pH и EC, черный треугольник: термопары, красный треугольник: растворенный кислород, светло-синий: регулирующий клапан. (D) передатчик pH и EC. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Водоросли в процессе акклиматизации. Стратегия акклиматизации микроводорослей с использованием деревянных поддонов во время экспоненциальной фазы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Представление мониторинга роста водорослей. а) график концентрации биомассы AFDW (г/л) по сравнению со временем лабораторных измерений; B) график корреляции между оптическим датчиком плотности и лабораторными измерениями при 650 нм; и (C) график для датчика оптической плотности в реальном времени и времени для экспериментальной партии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: График включения/выключения импульсной инъекции дымовых газов в качестве фукции рН. Регистратор данных был настроен на запуск впрыска дымовых газов (регулируемый клапан включен) при pH = 8,05 и для прекращения впрыска дымовых газов (контролируемое отключение клапана) при pH = 8,00. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7: График роста водорослей (г/л), количества вводимых дымовых газов и количестваСО2, вводимого в зависимости от времени. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 8: Представление температурного мониторинга. Легенды: сплошная желтая линия = температура реактора пруда качения; сплошная серая линия = температура воздуха; и пунктирная синяя линия = температура станции AZMET (Аризонская метеорологическая сеть). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 9: Мониторинг параметров роста водорослей. Легенды: оранжевая сплошная линия = солнечная радиация; серая сплошная линия = электропроводность (EC); и желтая сплошная линия = растворенный кислород (DO). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| Компоненты | Концентрация в растворе (г/л) |
| H3BO3 | 0.00286 |
| МнКл2·4Н2О | 0.00181 |
| ZnSO4·7H2O | 0.0001373 |
| Na2MoO4·2H2O | 0.00039 |
| CuSO4·5H2O | 0.000079 |
| Co(NO3)2·6H2O | 0.00005518 |
| NiCl2·6 Ч2O | 0.0001 |
Таблица 1: Рецепт решения микроэлементов.
| Компоненты | Общее название | Концентрация в растворе (г/л) |
| (NH2) 2 См. СО | Мочевина | 0.1 |
| МгСО4·7Н2О | Сульфат магния | 0.012 |
| NH4Ч2PO4 | Фосфат аммония | 0.035 |
| ККл | Поташ | 0.175 |
| FeCl3 | Цитрат железа (Цитраплекс) | 0.005423 |
| Следовый металлический раствор | Объем 1000x Микрос (мл) | 1 |
Таблица 2: Оптимизированный рецепт носителя для 1 л.
Дополнительные файлы кодирования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этом исследовании мы демонстрируем, что синергетическая связь улавливания дымовых газов и выращивания микроводорослей возможна в жарком полузасушливом климате. Экспериментальный протокол для полуавтоматизированной системы прудов для дорожек качения объединяет самые современные технологии для мониторинга соответствующих параметров в режиме реального времени, которые коррелируют с ростом водорослей при использовании дымовых газов в качестве источника углерода. Предлагаемый протокол призван уменьшить неопределенность в выращивании водорослей, что является одним из основных недостатков прудов ипподрома 20,21,36. По нашему опыту, наиболее важные этапы протокола включают систему контроля pH и эффективный метод инокуляции системы (рисунок 2). Система контроля pH обеспечивает подачу дымовых газов/CO2 и представляет собой стратегию оптимизации эффективности улавливания и утилизацииCO2 (рисунок 3)37. Было доказано, что эта контролируемая система более эффективна, чем система непрерывного впрыска для процесса выращивания микроводорослей, поскольку она уменьшает выброс газов, обеспечивая при этом достаточное количество дымовых газов для достижения максимальной скорости роста водорослей20,37. Когда инъекция дымовых газов основана на рН, ключевым фактором для выращивания водорослей является выбор адекватного значения рН для видов микроводорослей перед прививкой прудадорожки 38,39. Qiu et al.40 обнаружили, что значение рН 8 является лучшим для пресноводных видов Chlorella sorokiniania при рассмотрении роста клеток и производства липидов40. Кроме того, Molina Grima et al.41 рекомендуют рН ниже 8 для снижения потерь азота и достижения лучшего поглощения азота микроводорослями/биомассой41. Однако Yuvraj et al.42 предполагают, что рН не является подходящим методом для оценки содержания CO2 в воде из-за влияния азотных удобрений на кислотность среды42. Наши результаты показывают, что pH может быть эффективно использован для управления впрыском CO2 для системы, представленной здесь (рисунок 6); управление закачкой дымовых газов, которое удерживало культуру при рН 8, привело к высоким выходам биомассы и воспроизводимости (рисунок 7).
После прививки водоросли должны акклиматизироваться к системе, чтобы избежать фотоингибирования и приспособиться к высокой температуре среды дорожки качения. В этом жарком полузасушливом климате мы наблюдали фотоингибирование водорослей из-за высокой солнечной радиации 39,43,44 (рисунок 9). Этот эффект может не только задерживать, но и ингибировать посев микроводорослей во время экспоненциальной фазы 32,35,45,46,47. Чтобы уменьшить влияние акклиматизации на микроводоросли, мы разработали успешную и осуществимую стратегию, состоящую из частичного затенения пруда дорожки качения деревянными поддонами. Эта стратегия позволяет микроводорослям подвергаться многократному воздействию солнечных условий, но в течение коротких периодов времени. Другим стрессовым фактором является высокая температура дымовых газов и окружающего воздуха33,48 (рисунок 8). Температура дымовых газов довольно высока на стадии после сжигания 10,48,49. Использование дымовых газов путем непосредственной закачки их из диспетчерского трубопровода в пруд дорожки качения может способствовать дальнейшему повышению температуры среды. Следовательно, конденсатор, за которым следует водоуловитель, расположенный перед компрессором, не только уменьшит теплопередачу, но и количество воды, достигающей компрессора (рисунок 2). Мы обнаружили, что оба устройства были необходимы для снижения частоты отказов компрессора. Кроме того, влажность, температура дымовых газов и коррозионная природа дымовых газов должны учитываться при оценке жизненного цикла и технического обслуживания компрессора. Кроме того, высокие температуры вызывают более высокую скорость испарения.
Этот протокол подвержен некоторым ограничениям. Согласно рисунку 6, регулирующий клапан не мог впрыскивать достаточное количество дымовых газов, когда фотосинтез был на пике. Этот эффект можно объяснить низким массопереносом из газообразной в жидкую фазу из-за конструкции реактора 5,16,50,51. Mendoza et al.36,52 и de Godos et al.16 заявили, что пруды с дорожками качения имеют плохой массоперенос газа/жидкости, что представляет собой одно из наиболее серьезных проектных ограничений 16,36,52. Их конструкция неглубокого канала ограничивает массопереносCO2 из-за короткой области раздела между газом и питательной средой, что вызывает увеличение отходящих газовCO2 (рисунок 2). Таким образом, были предложены устройства и новые конфигурации для увеличения времени контакта газа с жидкостью, включая отстойники, смесительные колонны, проницаемый силикон и разбрызгивно-диффузионные системы 36,52,53. Все эти системы были использованы в попытке усилить массообменCO2; однако некоторые из этих систем также улучшают распределение питательных веществ, контролируют рН и удаляют избыток O2 5,24,36,52. Наконец, отключения являются другими ограничениями, которые могут возникнуть при улавливании и использовании реального дымового газа с электростанции. Эти отключения не всегда запланированы. Таким образом, следует рассмотреть временные альтернативные источникиСО2, например, перемещение или подключение магистралиСО2 к нескольким энергоблокам (рис. 1).
Способность производить микроводоросли с помощью этого протокола подтверждается нашими результатами о продуктивности водорослей (рисунок 5), реакциях водорослей на выбранные параметры (рисунок 6, рисунок 8, рисунок 9) и успешном выращивании желаемых видов водорослей при взращивании путем прямой инъекции дымовых газов. Открытые реакторы дешевле в эксплуатации, и, таким образом, этот протокол опирается на их сильные стороны для ускорения коммерческого развертывания этой формы улавливания и использования углерода 16,20,54,55,56. Этот жаркий полузасушливый регион испытывает высокую солнечную радиацию и значительные колебания температуры круглый год (рисунок 8 и рисунок 9)57; следовательно, это лучшее место для тестирования такого рода протокола. Оптический датчик плотности обеспечивал последовательные показания OD для нашей наружной открытой системы (рисунок 5); такой тип сбора данных был бы непрактичным с использованием других датчиков. Кроме того, датчики хорошо реагировали на значительные колебания температуры от дня до ночи (рисунок 8), что позволило нам своевременно принимать решения о продуктивности водорослей29. Кроме того, предлагаемая оптимизированная среда имеет решающее преимущество, заключающееся в том, что она основана на коммерческих удобрениях и легкодоступных источниках питательных веществ58 (таблицы 1 и 2); эта среда может быть легко произведена собственными силами или может быть получена по запросу от сельскохозяйственных компаний по производству жидких удобрений58. Наконец, полуавтоматизированный протокол был протестирован на дополнительной электростанции, работающей на природном газе. Результаты этого подтверждающего исследования в настоящем документе не представлены. В этом подтверждающем исследовании протокол был успешным, несмотря на экстремальные погодные условия в Тусоне и исключительно высокие температуры на станции генерации из-за расположения реактора в компоновке электростанции. Таким образом, воспроизводимость протокола была изучена для окружающей среды Тусона, когда природный газ используется в качестве топлива для производства электроэнергии.
Для дальнейшего развития этого протокола, а также для улучшения и повышения автоматизации соответствующих процессов рекомендуются следующие шаги. Первая рекомендация заключается в том, чтобы сделать закачку дымовых газов полностью изменяемым процессом, тем самым улучшая управление CO2 и pH; текущая программа полностью открывает инжекторный клапан, когда рН поднимается выше 8 и закрывает его, когда рН снова достигает 8. Также необходимо улучшить способ впрыска CO2 . Цель состоит в том, чтобы уменьшить размер пузырьков CO2 , т.е. генерировать микропузырьки для усиления диффузии CO2 в среде, не прибегая к впрыскиванию дымовых газов при более высоком давлении. Использование улучшенных инжекторов, что снижает эксплуатационные затраты на электроэнергию, считается необходимым при коммерческом применении протокола. Рекомендуется также включить прогностические инструменты, основанные на прогнозе погоды и текущем состоянии микроводорослей, для контроля дымовых газов и удобрений, главным образом N, для повышения эффективности использования N. Использование вычислительного гидродинамического моделирования считается жизненно важным инструментом в дальнейшей разработке предлагаемого протокола; моделирование может помочь оптимизировать проектирование, конфигурацию и работу всего оборудования, участвующего в мониторинге и управлении микроводорослями. Еще одной областью, которую можно было бы изучить в будущем, является применение экологической ДНК (эДНК) и методов ПЦР в реальном времени для мониторинга здоровья и состава культуры микроводорослей. Образцы воды могут быть проанализированы, и результаты покажут, являются ли объективные микроводоросли преобладающими видами в среде или они конкурируют или были заменены другим организмом.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана в рамках регионального проекта по испытанию водорослевого сырья Министерства энергетики США DE-EE0006269. Мы также благодарим Эстебана Хименеса, Джессику Пиблз, Франсиско Аседо, Хосе Сиснероса, команду RAFT, Марка Мэнсфилда, сотрудников электростанции UA и сотрудников электростанции TEP за всю их помощь.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adjustable speed motor (paddle wheel system) | Leeson | 174307 | Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10 |
| Aluminum weight boats | Fisher Scientific | 08-732-102 | Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes |
| Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?] | Fisher Scientific | 1185 - 57 - 5 | Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate |
| Ammonium Phosphate | Sigma-Aldrich | 7722-76-1 | This chemical is used for the optimized medium |
| Ampicillin sodium salt | Sigma Aldrich | A9518-5G | This chemical is used for avoiding algae contamination |
| Autoclave | Amerex Instrument Inc | Hirayama HA300MII | |
| Bacto agar | Fisher Scientific | BP1423500 | Fisher BioReagents Granulated Agar |
| Bleach | Clorox | Germicidal Bleach, concentrated clorox | |
| Boric Acid (H3BO3) | Fisher Scientific | 10043-35-3 | Trace Elelements: Boric acid |
| Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | Medium preparation. Calcium chloride dihydrate |
| Carboys (20 L) | Nalgene - Thermo Fisher Scientific | 2250-0050PK | Polypropylene Carboy w/Handles |
| Centrifuge | Beckman Coulter, Inc | J2-21 | |
| Chloroform | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | This chemical is used for lipid extraction |
| Citraplex 20% Iron | Loveland Products | SDS No. 1000595582 -17-LPI | https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info |
| Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) | Sigma-Aldrich | 10026-22-9 | Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate |
| Compressor | Makita | MAC700 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Control Valve | Sierra Instruments | SmartTrak 100 | This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture. |
| Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) | Sigma-Aldrich | 7758-99-8 | Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate |
| Data Logger: Campbell unit CR3000 | Scientific Campbell | CR3000 | This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data |
| Dissolvde Oxygen Solution | Campbell Scientific | 14055 | Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085 |
| Dissolved Oxygen probe | Sensorex | ? | DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication |
| Electroconductivity calibration solution | Ricca Chemical Company | 2245 - 32 ( R2245000-1A ) | Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl) |
| Electroconductivity probe sensor | Hanna Instruments | HI3003/D | Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) | Sigma-Aldrich | 6381-92-6 | Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate |
| Filters | Fisher Scientific | 09-874-48 | Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters |
| Flasks | Fisher scientific | 09-552-40 | Pyrex Fernbach Flasks |
| Furnace | Hogentogler | Model: F6020C-80 | Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace |
| Glass dessicator | VWR International LLC | 75871-430 | Type 150, 140 mm of diameter |
| Glass funnel | Fisher Scientific | FB6005865 | Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels |
| Laminar flow hood | Fisher Hamilton Safeair | Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood | |
| Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) | Fisher Scientific | 10034 - 99 - 8 | Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 67-56-1 | Lipid extraction solvent |
| Micro bubble Diffuser | Pentair Aquatic Eco-Systems | 1PMBD075 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Microalgae: Chlorella Sorokiniana | NAABB | DOE 1412 | |
| Microoscope | Carl Zeiss 4291097 | ||
| Microwave assistant extraction | MARS, CEM Corportation | CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601 | |
| MnCl2*4H2O | Sigma-Aldrich | 13446-34-9 | Manganese(II) chloride tetrahydrate |
| Mortars | Fisher Scientific | FB961B | Fisherbrand porcelein mortars |
| Nitrogen evaporator | Organomation | N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System) | |
| Oven | VWR International LLC | 89511-410 | Forced Air Oven |
| Paddle Wheel | 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor. | ||
| Paddle wheel motor | Leeson | M1135042.00 | Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM. |
| Pestles | Fisher Scientific | FB961M | Fisherbrand porcelein pestles |
| pH and EC Transmitter | Hanna Instruments | HI98143 | Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V. |
| pH calibration solutions | Fisher Scientific | 13-643-003 | Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles |
| pH probe sensor | Hanna Instruments | HI1006-2005 | Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m. |
| Pippete tips | Fisher Scientific | 1111-2821 | 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks |
| Pippetter | Fisher Scientific | 13-690-032 | Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel |
| Plastic cuvettes | Fisher scientific | 14377017 | BrandTech BRAND Plastic Cuvettes |
| Plates | Fisher scientific | 08-757-100D | Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid |
| Potash | This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company | ||
| Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Sigma-Aldrich | 7758 -11 - 4 | Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic |
| Pyrex reusable Media Storage Bottles | Fisher scientific | 06-414-2A | 1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals |
| Raceway Pond | Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products | ||
| Real Time Optical Density Sensor | University of Arizona | This equipment was design and build by a member of the group | |
| RS232 Cable | Sabrent | Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P) | |
| Shaker Table | Algae agitation 150 rpm | ||
| Sodium Carbonate (Na2CO3) | Sigma-Aldrich | 497-19-8 | Sodium carbonate |
| Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10102-40-6 | Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate |
| Sodium nitrate (NaNO3) | Sigma-Aldrich | 7631-99-4 | Medium Preparation: Sodium nitrate |
| Spectophotometer | Fisher Scientific Company | 14-385-400 | Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically. |
| Test tubes | Fisher Scientific | 14-961-27 | Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml) |
| Thermocouples type K | Omega | KMQXL-125G-6 | |
| Urea | Sigma-Aldrich | 2067-80-3 | Urea |
| Vacuum filtration system | Fisher Scientific | XX1514700 | MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask |
| Vacuum pump | Grainger | Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425 | |
| Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) | Sigma-Aldrich | 7446-20-0 | Zinc sulfate heptahydrate |
References
- The Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018).
- Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
- Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
- Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
- Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
- Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
- White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
- Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
- U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
- Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
- Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
- Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
- Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
- Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
- Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
- de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
- Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
- Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
- Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
- Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
- Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
- Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
- Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
- Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
- He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
- He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
- Pidwirny, M. Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
- Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
- Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
- Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
- Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
- Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
- Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
- Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
- Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
- Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
- Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
- Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
- Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
- Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
- Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
- Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
- Vonshak, A., Torzillo, G.
- Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
- Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
- Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
- Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
- Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
- Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
- Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
- Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
- Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
- Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
- Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
- Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
- Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
- K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
- Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).
