Summary
描述了一种利用天然气发电厂烟气中的二氧化碳在开放式水道池中培养微藻的协议。烟气注入由pH传感器控制,微藻生长通过实时测量光密度来监测。
Abstract
在美国,二氧化碳(CO2)排放总量的35%来自电力行业,其中30%代表天然气发电。微藻可以比植物快10到15倍地生物固定CO2 ,并将藻类生物质转化为感兴趣的产品,如生物燃料。因此,这项研究提出了一种方案,证明了微藻种植与位于美国西南部的天然气发电厂在炎热的半干旱气候下的潜在协同作用。最先进的技术用于通过绿藻种类 小球藻sorokiniana来增强碳捕获和利用,该物种可以进一步加工成生物燃料。我们描述了一个涉及半自动开放式管道池的协议,并讨论了在亚利桑那州图森的图森发电厂进行测试时的性能结果。以烟气为主要碳源控制pH值,培养小 球藻 。使用优化的培养基来培养藻类。作为时间的函数,添加到系统中的 CO2 量受到密切监控。此外,还监测了影响藻类生长速率、生物量生产率和固碳的其他物理化学因素,包括光密度、溶解氧(DO)、电导性(EC)以及空气和池塘温度。结果表明,微藻产量可达0.385 g/L,无灰干重,脂质含量为24%。利用CO2 排放者和藻类养殖者之间的协同机会,可以提供增加碳捕获所需的资源,同时支持藻类生物燃料和生物制品的可持续生产。
Introduction
全球变暖是当今世界面临的最重要的环境问题之一1.研究表明,主要原因是由于人类活动导致大气中温室气体(GHG)排放量的增加,主要是CO2,2,3,4,5,6,7。在美国,二氧化碳排放密度最大的主要来自能源部门的化石燃料燃烧,特别是发电厂3,7,8,9。因此,碳捕集和利用(CCU)技术已成为减少温室气体排放的主要战略之一2,7,10。这些包括利用阳光在营养物质存在下通过光合作用将CO2和水转化为生物质的生物系统。由于生长速度快,CO2固定能力高,生产能力高,提出了使用微藻的方法。此外,微藻具有广泛的生物能源潜力,因为生物质可以转化为感兴趣的产品,例如可以取代化石燃料的生物燃料7,9,10,11,12。
微藻可以在各种养殖系统或反应器中生长并实现生物转化,包括开放式水道池塘和封闭式光生物反应器13、14、15、16、17、18、19。研究人员研究了在室内或室外条件下决定两种栽培系统中生物过程成功与否的优点和局限性5,6,16,20,21,22,23,24,25.开放式水道池塘是烟气直接从烟囱中分配的情况下,最常见的碳捕获和利用养殖系统。这种类型的栽培系统相对便宜,易于放大,能源成本低,混合能源要求低。此外,这些系统可以很容易地与发电厂位于同一地点,以使CCU过程更加高效。但是,需要考虑一些缺点,例如CO2气体/液体传质的限制。虽然存在局限性,但开放式水道池塘已被提议为最适合室外微藻生物燃料生产的系统5,9,11,16,20。
在本文中,我们详细介绍了在开放式水道池塘中培养微藻的方法,该方法结合了从天然气发电厂烟气中捕获的碳。该方法由一个半自动化系统组成,该系统根据培养pH值控制烟气注入;该系统使用光密度、溶解氧 (DO)、电导率 (EC) 以及空气和池塘温度传感器实时监测和记录 小球藻 培养状态。在图森电力设施中,数据记录仪每10分钟收集一次藻类生物质和烟气注入数据。藻类菌株维持、放大、质量控制测量和生物质表征(例如,光密度、g/L 和脂质含量之间的相关性)在亚利桑那大学的实验室环境中进行。先前的协议概述了一种优化烟气设置的方法,以通过计算机模拟26促进光生物反应器中的微藻生长。这里介绍的协议是独一无二的,因为它利用了开放式水道池塘,并且设计用于在天然气发电厂现场实施,以便直接利用产生的烟气。此外,实时光密度测量是协议的一部分。所描述的系统针对炎热的半干旱气候(柯本BSh)进行了优化,该气候的降水量低,降水逐年变化很大,相对湿度低,蒸发率高,天空晴朗,太阳辐射强烈27.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1.生长系统:室外开放式水道池塘设置
- 在靠近烟气源(含有8-10%CO2)的地方设置开放式水道池。确保池塘反应器位置有水和电,并且反应器在一天中的大部分时间里不在阴凉处(图1)。
- 在燃烧后过程中,使用0.95厘米的燃油软管捕获烟气,在烟气进入烟囱排放到大气中之前几米处(图2)。
- 使用20 L水收集器和烟囱和压缩机之间的冷凝器(盘管长度〜12 m)从烟气中除水(图2)。
注:烟气通常含有约 9\u201213.8% 的水28。此外,冷凝器和管道冷却烟气16。 - 将以下传感器连接到数据记录器以监测藻类生长:(1)实时光密度传感器29,其测量两个波长(650和750nm)的吸光度,并且可以检测最大藻类细胞浓度1.05 g / L;(2)溶解氧传感器;(3)空气和池塘热电偶;(4)pH传感器;(5)EC传感器。
注:此外,pH 和 EC 传感器连接到变送器。数据记录器单元配置如图 3所示。 - 确保藻类生长系统的所有组件在接种前都经过校准并正常工作。
2.pH控制系统
- 使用压缩机、控制阀系统和数据记录程序管理烟气喷射,如图 2 和 图3 (补充材料A)所示。
- 使用管子通过石材扩散器将烟气从控制阀引导到滚道池的底部。
- 根据pH值将烟气注入生长系统。当pH值大于8.05时,系统将注入烟气,而当pH值小于8.00时,系统将在无生长期间停止烟气注入。流量以标准升/分钟(SLPM)为单位进行测量。
注:在控制阀中,入口烟气压力限制为最大50 psi。
3. 藻类选择和菌株维持(光照和温度)
注:绿藻小球藻DOE 1412由Juergen Polle(布鲁克林学院)30,31分离,并由国家先进生物燃料和生物制品联盟(NAABB)选择;其选择基于Huesemann等人先前进行的菌株表征研究。他们对西南地区使用室外开放式水道池塘时的藻类筛选,生物量生产力和气候模拟培养(例如,温度和光照)的研究为本项目中使用的方法提供了信息。
- 使用12小时/ 12小时光/暗循环在室温(25°C)下保持培养物。
- 将光强度保持在200μM/ m2 / s,以维持在平板和小液体培养物(50 mL至500 mL)中生长的培养物。
- 在 50 mL 至 500 mL 的液体培养物中,以 400 μM/m 2/s 的速度,在 5 L 至20 L 的液体培养物中,在 600\u200μM/m 2/s 下保持轻强度以增大。
4. 放大和质量控制
- 使用去离子水和以下盐制备BG11培养基,用于常量营养素,g / L:1.5 NaNO3,0.04 K2HPO4,0.075 MgSO4 * H2O,0.036 CaCl2 * H2O,0.006(NH4)5Fe(C6H4O7)2,0.006 Na2EDTA * 2 H, 0.02 Na2CO3;加入1 mL/L微量元素溶液,其中含有以下微量营养素:2.86 H3BO3,1.81 MnCl2 *4H2O,0.22 ZnSO4 * 7H2O,0.39 Na2MoO4 * 2H2O,0.079 CuSO4 * 5H2O,0.0494 Co(NO3)2 * 6H2O。
注意:对于平板接种和/或长期储存,加入7.5克/ L巴斯托琼脂;对于培养接种,不需要添加琼脂。在高压釜中在121°C下灭菌培养基21分钟。 - 将BG11培养基与琼脂一起倒入无菌层流罩或生物安全柜中的培养皿中。一旦板变硬并冷却,从重新悬浮的冷冻藻类储备培养物中移液500μL,并加入氨苄西林(100μg/ mL);将藻类板在摇摇杯(120rpm)中孵育1至2周。
- 使用无菌环从培养板中选择单个藻类菌落,并将其接种在含有无菌生长培养基的50mL管中,放在干净的生物安全柜中。在摇床(120rpm)上生长小液体培养物一周。
- 将50mL藻类培养物(线性生长阶段,OD750nm ≥1)转移到具有500mL液体培养基的1L烧瓶中。用橡胶塞和不锈钢管安装每个烧瓶以提供曝气。使用0.2μm空气杀菌过滤器过滤空气。让培养物生长一到两周。使用分光光度计(OD750nm)监测细胞密度。
- 将500mL液体培养物放入含有8L非无菌培养基的10L卡托中,并注入5%CO2 和95%空气的混合物。然后,在与步骤4.4相同的条件下培养藻类。
- 每周监测一次储备板和液体培养物(在步骤 4.2\u20124.5 中)。取等分试样并在显微镜下以10倍和40倍放大倍率观察,以确保所需菌株的生长。保留培养物,直到它们被破坏或用于实验。丢弃受污染的培养物。
5. 开放池塘养殖用浓缩培养基制备
- 为了制备微量元素溶液,用蒸馏水(DW)部分填充1L容量瓶。插入磁力搅拌棒,并依次加入 表1 所示的化学品。确保每种成分在添加下一种成分之前溶解。取下磁铁并将烧瓶填充到1 L体积标记。
- 用DW部分填充1 L玻璃瓶,然后插入磁力搅拌棒。将容器放在磁力搅拌器板的顶部,并添加反应器最终体积的化学物质,按顺序添加,确保每个化学物质完全溶解。 表2 列出了制备1L培养基的化学品,因此将所有值乘以反应器的最终体积。将玻璃瓶填充至1 L。
6. 室外开放式水道池接种
- 在每次接种前和收获后使用30%漂白剂彻底清洁反应器。建议将漂白剂放置过夜。冲洗反应器以除去所有漂白剂。
- 在藻类接种之前,根据其相应的校准程序校准所有传感器。
- 使用水源稀释浓缩的介质(在步骤5中),将滚道池填充至80%。
- 使用充满藻类的10L carboy(线性生长期OD750nm > 2)接种反应器,并使其达到最终体积。
- 一旦指数阶段过去,通过用木托盘部分遮蔽水道池塘约3天(图4),作为避免光抑制的适应策略,使微藻适应。
注:这段时间还将为微藻适应烟气直喷引起的应力提供时间。
7. 发电站批量生长实验
- 检查并记录任何日常变化,包括水分蒸发、明轮电机、传感器功能以及任何异常情况。
- 每天排空并检查压缩机和疏水阀,以除去任何多余的水,以尽量减少腐蚀,因为烟气具有高度腐蚀性34。
- 将数据记录仪配置为每 10 秒扫描一次每个传感器测量值,并每 10 分钟存储一次平均数据。这些包括溶解氧、pH、EC、实时光密度以及空气和反应器温度。
8. 离散采样和监测
- 确保水位在反应堆的最终体积处保持恒定,否则光密度测量将受到影响。
- 补充反应器中的水后,使用紫外可见分光光度计通过光密度(540,680和750nm)取5mL样品进行细胞质量测量。每天重复该过程。
- 每周采集 500 mL 样品三次,用于显微镜观察和基于无灰干重 (AFDW) 的生物质浓度。
- 使用10倍和40倍物镜进行显微镜观察。此外,这些显微镜放大倍率被用作步骤4.6中描述的藻类质量控制的一部分。
- 在步骤8.3中使用400 mL样品进行AFDW
- 将每个0.7μm孔径的玻璃超细纤维过滤器置于铝箔托盘中,并使用熔炉在540°C下预处理每个铝箔托盘/过滤器4小时。
- 使用#2铅笔标记每个铝箔托盘,记录其重量(A),并将其放入真空过滤设备中。
- 在测量出要过滤的体积之前,用力搅拌藻类样品。过滤足够的藻类样品,得到8至16mg之间的前/后灰分重量差。选择要在整个实验过程中使用的权重差,并保持此值不变。
- 将含有藻类样品的每个过滤器置于105°C的烘箱中的铝箔托盘中至少12小时。
- 从干燥炉中取出铝箔托盘/过滤器,并将其放入玻璃干燥器中以防止吸水。记录每个铝箔托盘/过滤器重量(B)。
- 将铝箔托盘/过滤器置于540°C马弗炉中4小时。
- 关闭马弗炉,冷却铝箔托盘/过滤器,将它们放入干燥器中,并记录每个箔托盘/过滤器重量(C)。
- 使用重量分析计算 AFDW:
% AFDW= C – A x 100 / B
- 在收获前保持2 L藻类,使用溶剂进行微波辅助提取(MAE)脂质提取分析。
- 以4,400×g 的相对离心力(RFC)离心藻类样品15分钟。取藻类沉淀,用烤箱在80°C下干燥至少24小时。
- 研磨藻类样品并称量藻类粉末(推荐的生物质范围为0.3g至0.5g)。
- 将藻粉(干藻类生物质)加入微波加速反应系统(MARS)Xpress容器中,在罩下加入10mL氯仿:甲醇(2:1,v / v)溶剂溶液,关闭容器,静置过夜。
- 使用溶剂传感器将容器放入MARS机器中,在70°C和800 W功率下60分钟。
- 将船只带出火星,让它们在引擎盖下冷却。
- 使用漏斗和玻璃棉将每个液体样品转移到预先称重的玻璃试管中,分离含有氯仿,甲醇和脂质的液体部分,并保持固体(生物质不含脂质)以进行其他分析。
- 将含有脂质的试管取到氮气蒸发器中,一旦液体蒸发,将其取出,然后将试管在引擎盖下过夜,以确保完全干燥。
- 使用重量法分析计算脂质含量(重量百分比):
脂质含量(重量百分比)=脂质干生物量×100/干藻质量
9. 藻类收获和作物轮作
- 当培养接近达到固定阶段时,收获总藻类培养量的75%。取 2\u20125 L 培养物,在实验室中进行生物质生产力分析。处理并将其余的藻类转化为所需的藻类产品。
- 通过使用剩余的25%藻类作为接种物来重新生长开放的水道池塘。加入高达反应器总体积80%的水,加入浓缩的介质,然后完成填充,直到反应器的最终体积(如有必要)。
- 根据季节,根据温度和光照强度条件培养适当的藻类品系。
10. 数据管理
- 在数据记录器中记录数据并收集以进行分析,如步骤7.3所示。
- 考虑将原始和分析数据保存在区域藻类原料测试平台 (RAFT) 共享驱动器中。RAFT项目合作者贡献他们的数据来模拟和建模藻类生产力并验证户外栽培。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
我们实验室先前的实验结果表明,使用半自动开放式管道池的微藻培养可以与碳捕获过程相结合。为了更好地理解这两个过程之间的协同作用(图2),我们开发了一个方案,并对其进行了定制,以便在炎热的半干旱气候下的户外条件下培养绿藻物种 小球藻 。天然气烟气是从工业发电站获得的。该协议使用各种技术来评估藻类生物质的生产力:(1)藻类生长使用实时光密度传感器(图5);(2)藻类生长相对于烟气的开关脉冲注入培养物作为pH的函数(图6 和 图7);(3)藻类生长与温度、溶解氧、导电性等环境参数的相关性(图8 和 图9)。
我们测试了一种实时光密度传感器,用于监测藻类生长和生理动力学。该传感器使我们能够通过实验室相关性建立相应的无灰干重生物质(g / L)。 图5 显示了传感器和实验室测量值之间的比较。两种读数都显示出相似的趋势,随着时间的函数而增加。然而,原位传感器读数可以跟踪昼/夜藻类生长周期。所述循环表明,光密度值在白天增加,但在夜间呼吸期间降低,表明生物质生产力的变化。实时光密度传感器的集成使得对整个藻类生产系统做出有效的管理决策成为可能。
我们部署了一个半自动开关烟气脉冲注入系统, 如图6 所示,在亚利桑那州图森市特别温暖的秋季测量的24小时烟气注入周期。如图 6所示,烟气从大约上午8点到下午6点(昼夜期)注入,但在下午6点到上午8点(夜间)之间没有注入。这个昼/夜循环反映了白天的阳光照射和夜间光线不足,因此分别反映了光合作用或光呼吸的激活。 图7 显示了该藻类批次期间注入的累积烟气(L)。在这种情况下,使用6,564 L烟气(相当于538 L CO2)来生长0.29g藻类生物量。该图显示,随着藻类生长速率的增加,需要更多的烟气(CO2)(图6)。实验结果证实,开关烟气脉冲注入系统通过微藻培养有效促进碳捕集和利用。
我们测量和监测其他物理化学参数,以确定它们与藻类生长和生产力之间的相关性(图8 和 图9)。测量的环境参数是溶解氧、电导率(EC)以及空气和池塘温度。正如预期的那样,除EC外,所有参数都显示出与太阳辐射高度相关的相似趋势。结果表明, 这些环境变量对藻类生长的影响最大, 用于藻类生物量建模35.在批处理过程中,EC没有发生重大变化。因此,它没有提供有关藻类生长的任何相关信息。对于使用非盐水培养 小球藻 ,可以省略EC测量。
图1:图森电力公司用于耦合发电厂碳捕获的试验场位置和用于微藻养殖的半自动化开放式池塘反应堆。 这两个地点由以下部分表示:1)藻类站点U3(单元3)和2)藻类站点U4(单元4)照片来源:Jose Manuel Cisneros Vazquez。 请点击此处查看此图的大图。
图 2:在炎热的半干旱气候下,用于微藻养殖的耦合碳捕获和半自动化开放式水道池的工艺流程图。 (B) 真正的实验设施;(C)工艺:结合碳捕获和从Van Den Hende28改性的微藻培养。图例: T = 温度;DO = 溶解氧;OD = 光密度;EC = 电导率;数据记录器。 请点击此处查看此图的大图。
图 3:传感器设置示意图。(A) 整个室外开放式池塘传感器设置的示意图,其中 CV1 和 CV2 是控制阀,DL 是数据记录器,T1 和 T2 是变送器。(B) 控制阀的表示形式。(C) 传感器与数据记录器的连接示意图;深蓝色圆圈:实时光密度,橙色三角形:pH和EC,黑色三角形:热电偶,红色三角形:溶解氧,浅蓝色:控制阀。(四)pH和EC变送器。请点击此处查看此图的大图。
图4:适应过程中的藻类。 微藻适应策略在指数阶段使用木托盘。 请点击此处查看此图的大图。
图5:藻类生长监测的表示。(A) 非洲沙漠和植物生长物生物量浓度(克/升)与实验室测量时间的对比图;(B) 光密度传感器与650纳米实验室测量值之间相关性的图形;和(C)实时光密度传感器与实验批次的时间的关系图。请点击此处查看此图的大图。
图 6:作为 pH 值功能的开/关烟气脉冲注入图。数据记录仪设置为在pH = 8.05时启动烟气喷射(受控阀打开),并在pH = 8.00时结束烟气注入(受控阀门关闭)。请点击此处查看此图的大图。
图 7:藻类生长 (g/L) 的图表、注入的烟气量以及作为时间函数注入的 CO2 量。 请单击此处查看此图的放大版本。
图 8:温度监控的表示形式。 图例:实心黄线=滚道池反应器温度;实心灰线 = 空气温度;和蓝线虚线 = AZMET 站温度(亚利桑那州气象网络)。 请点击此处查看此图的大图。
图9:监测藻类生长参数。 图例:橙色实线=太阳辐射;灰色实线 = 导电 (EC);和黄色实线 = 溶解氧 (DO)。 请点击此处查看此图的大图。
组件 | 溶液中的浓度(克/升) |
H3BO3 | 0.00286 |
氯化锰2·4H2O | 0.00181 |
锌离子4·7H2O | 0.0001373 |
Na2MoO4·2H2O | 0.00039 |
铜氧4·5H2O | 0.000079 |
辅酶(NO 3)2·6H2O | 0.00005518 |
镍钴2·6 H2O | 0.0001 |
表1:微量元素溶液配方。
组件 | 公用名 | 溶液中的浓度(克/升) |
(NH2)阿拉伯数字一氧化碳 | 尿素 | 0.1 |
镁SO4·7H2O | 硫酸镁 | 0.012 |
NH4H2PO4 | 磷酸铵 | 0.035 |
氯化钾 | 碳酸钾 | 0.175 |
氯化铁3 | 柠檬酸铁(柠檬酸铁) | 0.005423 |
微量金属解决方案 | 1000x 微量(毫升)的体积 | 1 |
表 2:1 L 的优化培养基配方。
补充编码文件。 请点击这里下载此文件。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
在这项研究中,我们证明了在炎热的半干旱气候下,协同耦合烟气碳捕获和微藻培养是可能的。半自动水道池塘系统的实验方案集成了最先进的技术,以实时监测使用烟气作为碳源时与藻类生长相关的相关参数。拟议的议定书旨在减少藻类养殖的不确定性,这是20,21,36水道池塘的主要缺点之一。根据我们的经验,该协议最关键的步骤涉及pH控制系统和接种系统的有效方法(图2)。pH 控制系统提供烟气/CO2,代表了优化 CO2 捕获和利用效率的策略(图 3)37。这种受控系统已被证明比微藻培养过程的连续注射系统更有效,因为它减少了释气,同时输送了足够的烟气以达到最大藻类生长速率20,37。当烟气注入基于pH值时,藻类养殖的一个关键因素是在接种38,39水道池之前为微藻种类选择足够的pH值。Qiu等人40发现,当考虑细胞生长和脂质产生时,pH值为8对于淡水物种小球藻来说是最好的40。此外,Molina Grima等人41建议pH值低于8,以减少氮损失,并通过微藻/生物质实现更好的氮吸收41。然而,Yuvraj等人42认为,由于氮肥对培养基酸度42的影响,pH值不是评估水中CO2含量的适当方法。我们的结果表明,pH值可以有效地用于管理这里介绍的系统的CO2注入(图6);我们的烟气注入管理将培养物保持在pH 8,从而实现了高生物质产量和可复制性(图7)。
接种后,藻类必须适应系统以避免光抑制并适应滚道介质的高温。在这种炎热的半干旱气候中,我们观察到由于高太阳辐射39,43,44引起的藻类光抑制(图9)。这种效应不仅可以延迟,还可以抑制指数期32,35,45,46,47期间的微藻接种。为了减少驯化对微藻的影响,我们设计了一个成功且可行的策略,包括用木托盘对滚道池进行部分遮阳。这种策略允许微藻反复暴露在太阳条件下,但在短时间内暴露在太阳条件下。另一个应力因素是烟气和环境空气的高温33,48(图8)。燃烧后阶段的烟气温度相当高10、48、49。通过直接将烟气从调度的管道注入管道来利用烟气可以进一步提高介质的温度。因此,冷凝器后跟位于压缩机前的疏水阀不仅会减少传热,还会减少到达压缩机的水量(图2)。我们发现这两种设备对于降低压缩机故障率都是必要的。此外,在估算压缩机的生命周期和维护时,必须考虑湿度、烟气温度和烟气的腐蚀性。此外,高温会导致更高的蒸发速率。
此协议受一些限制。根据图6,当光合作用达到顶峰时,控制阀无法注入足够的烟气。这种效应可归因于由于反应器设计5,16,50,51而引起的从气相到液相的低质量传递。Mendoza等人,36,52和de Godos等人16指出,水道池塘的气体/液体传质差,这是最严重的设计限制之一16,36,52。由于气体和培养基之间的界面面积较短,其浅通道设计限制了 CO 2 传质,从而导致 CO2 脱气增加(图 2)。因此,已经提出了增加气/液接触时间的装置和新配置,包括集水池,混合柱,透气硅胶和喷射扩散系统36,52,53。所有这些系统都被用来试图增强CO2传质;然而,其中一些系统也改善营养物质分布,控制pH值,并去除过量的O25,24,36,52。最后,停电是从发电厂捕获和利用真实烟气时可能出现的其他限制。这些中断并不总是计划好的。因此,应考虑 CO2 的临时替代源,例如,将 CO2 主线重新定位或连接到多个动力装置(图 1)。
使用该方案生产微藻的能力得到了我们在藻类生产力(图5),藻类对所选参数的反应(图6,图8,图9)以及通过直接烟气注入培育时成功培养所需藻类物种的结果的支持。开放式反应堆的运行成本较低,因此,该协议以其优势为基础,加速了这种形式的碳捕获和利用的商业规模部署16,20,54,55,56。这个炎热的半干旱地区全年经历高太阳辐射和显着的温度波动(图8和图9)57;因此,它是测试此类协议的主要位置。光密度传感器为我们的室外开放系统提供了一致的OD读数(图5);使用其他传感器进行这种类型的数据收集是不切实际的。此外,传感器对昼夜之间的显著温度变化反应良好(图8),使我们能够及时做出藻类生产力决策29.此外,所提出的优化培养基具有基于商业肥料和现成养分来源58的关键优势(表1和表2);这种培养基可以很容易地在内部生产,也可以根据58农业液体肥料公司的要求采购。最后,在另外一个天然气发电厂测试了半自动协议。本文未介绍该确认研究的结果。在那项确认研究中,尽管图森的极端天气条件以及由于反应堆位于发电厂布局中,发电站的温度异常炎热,但该协议还是成功的。因此,当天然气用作发电燃料时,已经检查了图森环境的协议可复制性。
建议执行以下步骤以进一步开发此协议,并改进和增强所涉及的过程的自动化。第一个建议是使烟气注入成为一个完全可变速率的过程,从而改善CO2 和pH管理;当前程序在pH值高于8时完全打开注射阀,当pH值再次达到8时关闭注射阀。改进CO2 的注入方式也是必要的。其目的是减小CO2 气泡的大小,即产生微气泡以增强CO2 在介质中的扩散,而无需在较高压力下注入烟气。使用改进的喷油器,从而降低运行能源成本,被认为是该协议的商业应用中所必需的。还建议包含基于天气预报和当前微藻状态的预测工具,用于控制烟气和肥料,主要是氮,以提高氮素利用效率。计算流体动力学建模的使用被认为是进一步开发所提出的协议的重要工具;建模可以帮助优化微藻监测和管理中涉及的所有硬件的设计、配置和操作。未来可以探索的另一个领域是应用环境DNA(eDNA)和实时荧光定量PCR技术来监测微藻作物的健康和组成。可以分析水样,结果将表明客观微藻是否是培养基中的主要物种,或者它是否正在竞争或已被不同的生物体取代。
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
作者没有什么可透露的。
Acknowledgments
这项工作得到了美国能源部DE-EE0006269区域藻类原料试验台项目的支持。我们还感谢Esteban Jimenez,Jessica Peebles,Francisco Acedo,Jose Cisneros,RAFT Team,Mark Mansfield,UA发电厂工作人员和TEP发电厂工作人员的所有帮助。
Materials
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Adjustable speed motor (paddle wheel system) | Leeson | 174307 | Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10 |
Aluminum weight boats | Fisher Scientific | 08-732-102 | Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes |
Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?] | Fisher Scientific | 1185 - 57 - 5 | Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate |
Ammonium Phosphate | Sigma-Aldrich | 7722-76-1 | This chemical is used for the optimized medium |
Ampicillin sodium salt | Sigma Aldrich | A9518-5G | This chemical is used for avoiding algae contamination |
Autoclave | Amerex Instrument Inc | Hirayama HA300MII | |
Bacto agar | Fisher Scientific | BP1423500 | Fisher BioReagents Granulated Agar |
Bleach | Clorox | Germicidal Bleach, concentrated clorox | |
Boric Acid (H3BO3) | Fisher Scientific | 10043-35-3 | Trace Elelements: Boric acid |
Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | Medium preparation. Calcium chloride dihydrate |
Carboys (20 L) | Nalgene - Thermo Fisher Scientific | 2250-0050PK | Polypropylene Carboy w/Handles |
Centrifuge | Beckman Coulter, Inc | J2-21 | |
Chloroform | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | This chemical is used for lipid extraction |
Citraplex 20% Iron | Loveland Products | SDS No. 1000595582 -17-LPI | https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info |
Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) | Sigma-Aldrich | 10026-22-9 | Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate |
Compressor | Makita | MAC700 | This equipment is used for the injection CO2 system |
Control Valve | Sierra Instruments | SmartTrak 100 | This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture. |
Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) | Sigma-Aldrich | 7758-99-8 | Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate |
Data Logger: Campbell unit CR3000 | Scientific Campbell | CR3000 | This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data |
Dissolvde Oxygen Solution | Campbell Scientific | 14055 | Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085 |
Dissolved Oxygen probe | Sensorex | ? | DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication |
Electroconductivity calibration solution | Ricca Chemical Company | 2245 - 32 ( R2245000-1A ) | Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl) |
Electroconductivity probe sensor | Hanna Instruments | HI3003/D | Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable |
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) | Sigma-Aldrich | 6381-92-6 | Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate |
Filters | Fisher Scientific | 09-874-48 | Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters |
Flasks | Fisher scientific | 09-552-40 | Pyrex Fernbach Flasks |
Furnace | Hogentogler | Model: F6020C-80 | Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace |
Glass dessicator | VWR International LLC | 75871-430 | Type 150, 140 mm of diameter |
Glass funnel | Fisher Scientific | FB6005865 | Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels |
Laminar flow hood | Fisher Hamilton Safeair | Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood | |
Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) | Fisher Scientific | 10034 - 99 - 8 | Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate |
Methanol | Sigma-Aldrich | 67-56-1 | Lipid extraction solvent |
Micro bubble Diffuser | Pentair Aquatic Eco-Systems | 1PMBD075 | This equipment is used for the injection CO2 system |
Microalgae: Chlorella Sorokiniana | NAABB | DOE 1412 | |
Microoscope | Carl Zeiss 4291097 | ||
Microwave assistant extraction | MARS, CEM Corportation | CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601 | |
MnCl2*4H2O | Sigma-Aldrich | 13446-34-9 | Manganese(II) chloride tetrahydrate |
Mortars | Fisher Scientific | FB961B | Fisherbrand porcelein mortars |
Nitrogen evaporator | Organomation | N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System) | |
Oven | VWR International LLC | 89511-410 | Forced Air Oven |
Paddle Wheel | 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor. | ||
Paddle wheel motor | Leeson | M1135042.00 | Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM. |
Pestles | Fisher Scientific | FB961M | Fisherbrand porcelein pestles |
pH and EC Transmitter | Hanna Instruments | HI98143 | Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V. |
pH calibration solutions | Fisher Scientific | 13-643-003 | Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles |
pH probe sensor | Hanna Instruments | HI1006-2005 | Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m. |
Pippete tips | Fisher Scientific | 1111-2821 | 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks |
Pippetter | Fisher Scientific | 13-690-032 | Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel |
Plastic cuvettes | Fisher scientific | 14377017 | BrandTech BRAND Plastic Cuvettes |
Plates | Fisher scientific | 08-757-100D | Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid |
Potash | This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company | ||
Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Sigma-Aldrich | 7758 -11 - 4 | Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic |
Pyrex reusable Media Storage Bottles | Fisher scientific | 06-414-2A | 1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals |
Raceway Pond | Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products | ||
Real Time Optical Density Sensor | University of Arizona | This equipment was design and build by a member of the group | |
RS232 Cable | Sabrent | Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P) | |
Shaker Table | Algae agitation 150 rpm | ||
Sodium Carbonate (Na2CO3) | Sigma-Aldrich | 497-19-8 | Sodium carbonate |
Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10102-40-6 | Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate |
Sodium nitrate (NaNO3) | Sigma-Aldrich | 7631-99-4 | Medium Preparation: Sodium nitrate |
Spectophotometer | Fisher Scientific Company | 14-385-400 | Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically. |
Test tubes | Fisher Scientific | 14-961-27 | Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml) |
Thermocouples type K | Omega | KMQXL-125G-6 | |
Urea | Sigma-Aldrich | 2067-80-3 | Urea |
Vacuum filtration system | Fisher Scientific | XX1514700 | MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask |
Vacuum pump | Grainger | Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425 | |
Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) | Sigma-Aldrich | 7446-20-0 | Zinc sulfate heptahydrate |
References
- The Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/ (2018).
- Songolzadeh, M., Soleimani, M., Ravanchi, M., Songolzadeh, R. Carbon Dioxide Separation from Flue Gases: A Technological, Review Emphasizing Reduction in Greenhouse Gas Emissions. The Scientific World Journal. 2014, 1-34 (2014).
- Litynski, J., Klara, S., McIlvried, H., Srivastava, R. The United States Department of Energy's Regional Carbon Sequestration Partnerships program: A collaborative approach to carbon management. Environ International. 32 (1), 128-144 (2006).
- Cuellar-Bermudez, S., Garcia-Perez, J., Rittmann, B., Parra-Saldivar, R. Photosynthetic Bioenergy Utilizing CO2: an Approach on Flue Gases Utilization for Third Generation Biofuels. Journal of Clean Production. 98, 53-65 (2014).
- Cheah, W., Show, P., Chang, J., Ling, T., Juan, J. Biosequestration of Atmospheric CO2 and Flue Gas-Containing CO2 by Microalgae. Bioresource Technology. 184, 190-201 (2014).
- Kao, C., et al. Utilization of Carbon Dioxide in Industrial Flue Gases for the Cultivation of Microalga Chlorella sp. Bioresource Technology. 166, 485-493 (2014).
- White, C., Strazisar, B., Granite, E., Hoffman, S., Pennline, H. Separation and Capture of CO2 from Large Stationary Sources and Sequestration in Geological Formations. Journal of the Air and Waste Management Association. 53 (10), 1172-1182 (2003).
- Benemann, J. CO2 Mitigation with Microalgae Systems. Pergamon Energy Conversion Management Journal. 38, 475-479 (1997).
- U.S.Department of Energy. The Capture , Utilization and Disposal of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Fired Power Plants. Energy. 2, (1993).
- Granite, E., O'Brien, T. Review of Novel Methods for Carbon Dioxide Separation from Flue and Fuel Gases. Fuel Processesing Technology. 86 (14-15), 1423-1434 (2005).
- Benemann, J. Utilization of Carbon Dioxide from Fossil Fuel-Burning Power Plants with Biological Systems. Energy Conversion and Management. 34 (9-11), 999-1004 (1993).
- Joshi, C., Nookaraju, A. New Avenues of Bioenergy Production from Plants: Green Alternatives to Petroleum. Journal of Petroleum & Environmental Biotechnology. 03 (07), 3 (2012).
- Chisti, Y. Constraints to commercialization of algal fuels. Journal of Biotechnology. 22, 166-186 (2013).
- Han, S., Jin, W., Tu, R., Wu, W. Biofuel production from microalgae as feedstock: current status and potential. Critical Reviews in Biotechnology. 35 (2), 255-268 (2015).
- Lam, M., Lee, K. Potential of using organic fertilizer to cultivate Chlorella vulgaris for biodiesel production. Applied Energy. 94, 303-308 (2012).
- de Godos, I., et al. Evaluation of carbon dioxide mass transfer in raceway reactors for microalgae culture using flue gases. Bioresource Technology. 153, 307-314 (2014).
- Posten, C., Schaub, G. Microalgae and terrestrial biomass as source for fuels a process view. Journal of Biotechnology. 142 (1), 64-69 (2009).
- Demirbas, M. Biofuels from algae for sustainable development. Applied Energy. 88 (10), 3473-3480 (2011).
- Shelef, G., Sukenik, A., Green, M. Microalgae Harvesting and Processing A Literature Review. , (1984).
- Pawlowski, A., Mendoza, J., Guzmán, J., Berenguel, J., Acién, F., Dormido, S. Effective utilization of flue gases in raceway reactor with event-based pH control for microalgae culture. Bioresource Technology. 170, 1-9 (2014).
- Zhu, B., Sun, F., Yang, M., Lu, L., Yang, G., Pan, K. Large-scale biodiesel production using flue gas from coal-fired power plants with Nannochloropsis microalgal biomass in open raceway ponds. Bioresource Technology. 174, 53-59 (2014).
- Kaštánek, F., et al. In-field experimental verification of cultivation of microalgae Chlorella sp. using the flue gas from a cogeneration unit as a source of carbon dioxide. Waste Management & Research. 28 (11), 961-966 (2010).
- Yadav, G., Karemore, A., Dash, S., Sen, R. Performance evaluation of a green process for microalgal CO2 sequestration in closed photobioreactor using flue gas generated in-situ. Bioresource Technology. 191, 399-406 (2015).
- Zhao, B., Su, Y., Zhang, Y., Cui, G. Carbon dioxide fixation and biomass production from combustion flue gas using energy microalgae. Energy. 89, 347-357 (2015).
- He, L., Chen, A., Yu, Y., Kucera, L., Tang, Y. Optimize Flue Gas Settings to Promote Microalgae Growth in Photobioreactors via Computer Simulations. Journal of Visualized Experiments. (80), e50718 (2013).
- He, L., Subramanian, V., Tang, Y. Experimental analysis and model-based optimization of microalgae growth in photo-bioreactors using flue gas. Biomass and Bioenergy. 41, 131-138 (2012).
- Pidwirny, M. Fundamentals of Physical Geography, 2nd ed. , (2006).
- Van Den Hende, S., Vervaeren, H., Boon, N. Flue gas compounds and microalgae: (Bio-) chemical interactions leading to biotechnological opportunities. Biotechnology Advances. 30 (2012), 1405-1424 (2012).
- Jia, F., Kacira, M., Ogden, K. Multi-wavelength based optical density sensor for autonomous monitoring of microalgae. Sensors (Switzerland). 15 (9), 22234-22248 (2015).
- Unkefer, C., et al. Review of the algal biology program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 187-215 (2017).
- Neofotis, P., et al. Characterization and classification of highly productive microalgae strains discovered for biofuel and bioproduct generation. Algal Research. 15, 164-178 (2016).
- Huesemann, M., Van Wagenen, J., Miller, T., Chavis, A., Hobbs, S., Crowe, B. A screening model to predict microalgae biomass growth in photobioreactors and raceway ponds. Biotechnology Bioengineering. 110 (6), 1583-1594 (2013).
- Huesemann, M., et al. Estimating the Maximum Achievable Productivity in Outdoor Ponds: Microalgae Biomass Growth Modeling and Climate Simulated Culturing. Microalgal Production for Biomass and High-Value Products. 28 (2016), 113-137 (2016).
- Ramezan, M., Skone, T., Nsakala, N., Lilijedahl, G. Carbon Dioxide Capture from Existing Coal-Fired Power Plants. , 268 (2007).
- Huesemann, M., et al. A validated model to predict microalgae growth in outdoor pond cultures subjected to fluctuating light intensities and water temperatures. Algal Research. 13, 195-206 (2016).
- Mendoza, J., et al. Fluid-dynamic characterization of real-scale raceway reactors for microalgae production. Biomass and Bioenergy. 54, 267-275 (2013).
- Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. Algae Cultivation for Carbon Capture and Utilization Workshop. , (2017).
- Park, J., Craggs, R., Shilton, A. Wastewater treatment high rate algal ponds for biofuel production. Bioresource Technology. 102 (1), 35-42 (2011).
- Mata, T., Martins, A., Caetano, N. Microalgae for biodiesel production and other applications: A review. Renewewable and Sustainable Energy Reviews. 14 (1), 217-232 (2010).
- Qiu, R., Gao, S., Lopez, P., Ogden, K. Effects of pH on cell growth, lipid production and CO2 addition of microalgae Chlorella sorokiniana. Algal Research. 28, 192-199 (2017).
- Molina Grima, E., Fernández, F., Garcıa Camacho, F., Chisti, Y. Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. Journal of Biotechnology. 70 (1-3), 231-247 (1999).
- Padmanabhan, Y. P. Technical insight on the requirements for CO2-saturated growth of microalgae in photobioreactors. 3 Biotech. 7 (2), 1-7 (2017).
- Vonshak, A., Torzillo, G.
Environmental Stress Physiology. Handbook of Microalgal Culture. 4 (2007), Chapter 4 57-82 (2007). - Morales, M., Sánchez, L., Revah, S. The impact of environmental factors on carbon dioxide fixation by microalgae. Federation of European Microbiological Society Microbiology Letters. 365 (3), 1-11 (2018).
- Cuaresma, M., Janssen, M., Vílchez, C., Wijffels, R. Horizontal or vertical photobioreactors? How to improve microalgae photosynthetic efficiency. Bioresource Technology. 102 (8), 5129-5137 (2011).
- Richmond, A., Zou, N. Efficient utilisation of high photon irradiance for mass production of photoautotrophic micro-organisms. Journal of Applied Phycology. 11 (1), 123-127 (1999).
- Kurpan, D., Silva, A., Araújo, O., Chaloub, R. Impact of temperature and light intensity on triacylglycerol accumulation in marine microalgae. Biomass and Bioenergy. 72, 280-287 (2015).
- Maedal, K., Owadai, M., Kimura, N., Karubd, I. CO2 fixation from the flue gas on coal-fired thermal power plant by microalgae To screen microalgac which arc suitable for direct CO2 fixation , microalgae were sampled from. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 717-720 (1995).
- Sakai, N., Sakamoto, Y., Kishimoto, N., Chihara, M., Karube, I. Strain from Hot Springs Tolerant to High Temperature and high CO2. Energy Conversion Managment. 36 (6-9), 693-696 (1995).
- Lam, M., Lee, K., Mohamed, A. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture. International Journal of Greenhouse Gas Control. 10, 456-469 (2012).
- Raeesossadati, M., Ahmadzadeh, H., McHenry, M., Moheimani, N. CO2 Bioremediation by Microalgae in Photobioreactors: Impacts of Biomass and CO2 Concentrations, Light, and Temperature. Algal Research. 6, 78-85 (2014).
- Mendoza, J., et al. Oxygen transfer and evolution in microalgal culture in open raceways. Bioresource Technology. 137, 188-195 (2013).
- Carvalho, A., Malcata, F., Meireles, A. Microalgal Reactors A Review of Enclosed System Designs and Performances. Biotechnology Progress. 22 (6), 1490-1506 (2006).
- Pires, J., Alvim-Ferraz, M., Martins, F., Simões, M. Carbon dioxide capture from flue gases using microalgae: Engineering aspects and biorefinery concept. Renewable and Sustainable Energy Reviews. 16 (5), 3043-3053 (2012).
- Lam, M., Lee, K. Microalgae biofuels: A critical review of issues, problems and the way forward. Biotechnology Advances. 30 (3), 673-690 (2012).
- Chisti, Y. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in Biotechnology. 26 (3), 126-131 (2008).
- K̈oppen, W., Volken, E., Brönnimann, S. The Thermal Zones of the Earth According to the duration of Hot, Moderate and Cold Periods and to the Impact of Heat on the Organic. Meteorologische Zeitschrift. 20 (3), 351-360 (2011).
- Lammers, P., et al. Review of the Cultivation Program within the National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts. Algal Research. 22, 166-186 (2017).