Summary
Hier stellen wir verfeinerte chirurgische Verfahren zur erfolgreichen Durchführung der intraportalen Inseltransplantation, einem klinisch relevanten, aber technisch anspruchsvollen chirurgischen Eingriff, bei Mäusen vor.
Abstract
Obwohl die Leber derzeit als primärer Transplantationsort für menschliche Inseln in klinischen Umgebungen akzeptiert wird, werden Inseln in den meisten präklinischen Inseltransplantationsstudien von Nagetieren unter die Nierenkapsel transplantiert. Dieses Modell wird häufig verwendet, da die murine intrahepatische Inseltransplantation technisch eine Herausforderung darstellt und ein hoher Prozentsatz der Mäuse an chirurgischen Komplikationen sterben könnte, insbesondere an Blutungen von der Injektionsstelle nach der Transplantation. In dieser Studie werden zwei Verfahren gezeigt, die die Häufigkeit von Pfortaderblutungen nach der Infusion minimieren können. Die erste Methode wendet einen resorbierbaren hämostatischen Gelatineschwamm auf die Injektionsstelle an, und die zweite Methode besteht darin, die Inselinjektionsnadel zuerst durch das Fettgewebe und dann in die Pfortader zu durchdringen, indem das Fettgewebe als physikalische Barriere verwendet wird, um Blutungen zu stoppen. Beide Methoden könnten den blutungsbedingten Mäusetod wirksam verhindern. Der gesamte Leberabschnitt mit Inselverteilung und Anzeichen einer Inselthrombose nach der Transplantation, ein typisches Merkmal für die intrahepatische Inseltransplantation, wurden vorgestellt. Diese verbesserten Protokolle verfeinern die intrahepatischen Inseltransplantationsverfahren und können Labors helfen, das Verfahren zur Untersuchung des Überlebens und der Funktion von Inselchen in präklinischen Umgebungen einzurichten.
Introduction
Die intraportale Inseltransplantation (IIT) über die Pfortader ist die am häufigsten verwendete Methode für die Transplantation menschlicher Inseln in klinischen Umgebungen. Das IIT-Modell der Maus bietet eine großartige Gelegenheit, die Inseltransplantation zu untersuchen und vielversprechende interventionelle Ansätze zu testen, die die Wirksamkeit der Inseltransplantation verbessern können1. IIT wurde erstmals in den 1970er Jahren beschrieben und von mehreren Gruppen verwendet1,2,3,4,5. Es gewann nach dem Durchbruch in der menschlichen Inseltransplantation im Jahr 20006 wieder an Popularität,7. Die meisten Inseltransplantationsstudien verwendeten jedoch die Nierenkapsel aufgrund ihres leichten Erfolgs als bevorzugten Ort für die experimentelle Inseltransplantation. Im Gegenteil, IIT ist technisch anspruchsvoller und wird seltener für Inseltransplantationsstudien verwendet8,9. Im Gegensatz zum IIT leiden Inseln, die unter die Nierenkapsel transplantiert werden, jedoch nicht an der unmittelbaren blutvermittelten Entzündungsreaktion, die durch Thrombose, Entzündungen und Lebergewebeischämie gekennzeichnet ist, und haben daher eine bessere Funktion als in die Leber transplantierte Inseln. Das Nierenkapselmodell kann daher die Belastungen, denen Inselchen bei der Transplantation menschlicher Inseln ausgesetzt sind, möglicherweise nicht vollständig nachahmen10,11,12.
Eine der Hauptkomplikationen der IIT bei Mäusen sind Blutungen von der Injektionsstelle nach der Transplantation, die 10-30% der Mortalität bei verschiedenen Mausstämmen verursachen können12. In diesem Artikel wurden zwei verfeinerte Ansätze entwickelt, um Blutungen schneller und sicherer zu stoppen und die Maussterblichkeit nach einem IIT zu reduzieren. Die visuelle Demonstration dieser raffinierten Details wird den Forschern helfen, die wichtigsten Schritte dieses technisch anspruchsvollen Verfahrens zu identifizieren. Darüber hinaus wurde die Lage der Inseltransplantate in der Leber des Empfängers durch histologische Untersuchung des mit Hämatoxylin und Eosin (H & E) gefärbten Lebergewebes (ganzer Abschnitt) bestimmt, das transplantierte Inseln trägt.
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Protocol
Alle Verfahren wurden mit Genehmigung der Institutional Animal Care and Use Committees an der Medical University of South Carolina und des Ralph H Johnson Medical Center in Charleston durchgeführt.
1. Diabetes-Induktion mit Streptozotocin (STZ)
- Vorbereitung der Empfängermäuse:
- Wiegen Sie alle Mäuse einzeln.
- Überprüfen Sie den Blutzuckerspiegel aus einer Blutprobe der Heckvene mit einem Glucometer.
- STZ-Dosisbestimmung für drei verschiedene Szenarien:
- Bei Mäusen mit Fettlebererkrankung eine Dosis STZ [40 mg/kg/Tag, intraperitoneale (i.p.) Injektion] für 5 aufeinanderfolgende Tage.
- Bei NOD-SCID-Mäusen 125 mg/kg STZ, einmalige Injektion, i.p. nach dem Fasten über Nacht.
- Bei C57BL/6-Mäusen 225 mg/kg STZ injizieren, Einzelinjektion, i.p.
- Berechnungen für STZ (13,5 mg/ml):
HINWEIS: Diese Berechnung gilt für fünf C57BL/6-Mäuse mit einem Körpergewicht von 30 g:- Gesamtkörpergewicht: 5 Mäuse x 30 g/Maus = 150g
- STZ benötigt: 150 g x 225 mg/1000g STZ = 33,75 mg
- STZ-Vorbereitung:
- Wiegen Sie die STZ nach der vorberechneten Dosis.
- Das gewogene STZ-Pulver in ein 10 ml Becherglas auf Eis geben.
- 3 ml Natriumcitratlösung in das Becherglas geben, um die STZ aufzulösen.
- Gut mischen, durch eine 0,22-μm-Pore sterilisieren und die STZ-Lösung innerhalb von 10 Minuten nach der Zubereitung verwenden.
- STZ-Injektion:
- Laden Sie die gewünschte Menge an STZ-Lösung (ausreichend für eine Maus) in eine 1-ml-Spritze.
- Führen Sie eine intraperitoneale Injektion am unteren rechten Quadranten des Mausabdomens durch.
- Beobachten Sie Mäuse für 5 Minuten nach der Injektion und überprüfen Sie auf Anzeichen von Beschwerden während dieser Zeit, bevor Sie sie wieder in die Käfige legen.
- Überwachen Sie den Blutzuckerspiegel aus einer Blutprobe mit einer Schwanzvenenblutprobe täglich nach der STZ-Injektion.
HINWEIS: In diesem Experiment gelten Mäuse als Diabetiker, wenn der nicht nüchterne Blutzucker an zwei aufeinanderfolgenden Tagen > 350 mg / dl liegt.
2. Inselvorbereitung
HINWEIS: Menschliche Inseln wurden in CMRL-1066-Medien kultiviert, ergänzt mit 10% fetalem Rinderserum (FBS) und 1% Penicillin/Streptomycin (P/S) bei einer Dichte von 10.000 Inseläquivalenten (IEQ) pro 100 mm Zellkulturschale9. Mausinseln wurden in DMEM mit 10% FBS und 1% P / S mit der gleichen Dichte kultiviert13. Männliche NOD-SCID- und C57BL/7-Mäuse im Alter zwischen 6 und 10 Wochen wurden aus kommerziellen Quellen gewonnen.
- Lösen Sie kultivierte Inseln durch leichtes Kratzen von der Zellkulturschale.
- Wählen Sie die gewünschte Anzahl von Inseln (z. B. 300-350 Inseln) mit einer 1cc-Spritze aus und legen Sie sie in sterile 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen auf Eis.
- Drehen Sie das Röhrchen 10 Sekunden lang mit der Mikrozentrifuge.
- Entfernen Sie den Überstand und lassen Sie etwas Flüssigkeit zurück, um den Verlust des Pellets zu vermeiden.
- Resuspendiert das Pellet in 200 μL HBSS mit 0,5% Rinderserumalbumin (BSA).
- Aspirieren Sie die resuspendierten Inseln in eine 0,5 ml Insulinspritze.
- Stellen Sie die Spritze in die aufrechte Position. Lassen Sie die Inseln für 1 min sinken.
- Drücken Sie die Spritze, um alle Blasen zu entfernen, so dass etwa 100-150 μL Flüssigkeit übrig bleiben, die Inseln enthält.
- Legen Sie die Spritze mit dem Kopf nach unten und klopfen Sie vorsichtig auf die Seite der Spritze, damit sich die Inseln gleichmäßig über die Flüssigkeit verteilen. Islets sind jetzt bereit für die Injektion.
3. Inseltransplantation
- Induzieren und pflegen Sie die Maus unter Vollnarkose mit 2% Isofluran. Überprüfen Sie, ob Pedalreflexe fehlen, um eine ordnungsgemäße Anästhesie des Tieres zu gewährleisten.
- Rasieren und entfernen Sie das Fell im Bauchbereich der Maus.
- Verabreichen Sie eine präoperative Einzeldosis Buprenorphin (0,1 mg/kg i.p.).
- Desinfizieren Sie den Operationsbereich mit drei abwechselnden Tüchern aus 2% Jod und 75% Alkohol.
- Führen Sie eine Laparotomie mit einer Mikroschere durch, um einen Schnitt von 1-1,5 cm zu erzeugen.
- Öffnen Sie die Peritonealhöhle mit einem Retraktor. Befolgen Sie entweder Methode A oder Methode B, wie unten beschrieben.
4. Methode A: (Blutung mit Gelschaum stoppen, Abbildung 1A)14,15,16
- Mausvorbereitung
- Legen Sie eine sterile Gaze um den Einschnitt.
- Ziehen Sie den Darm vorsichtig mit einer Pinzette heraus und halten Sie ihn auf der Gaze.
- Identifizieren Sie die Pfortader anhand ihrer Position und legen Sie sie gut frei.
- Bedecken Sie den Darm während der gesamten Operation mit einer warmen, salzhaltigen Gaze.
- Führen Sie die vorgespannte Insulinspritzennadel der Insel durch die Pfortader in der Nähe des Zwölffingerdarms ein (Abbildung 1B). Halten Sie dazu die Nadel mit dem Loch (der Abschrägung) nach unten und positionieren Sie den Winkel der Öffnungsfläche parallel zur Pfortaderwand, bevor Sie durch die Wand eindringen.
- Ziehen Sie den Kolben, um etwas Blut (20-50 μL) in die Spritze zu ziehen, um zuerst die Inseln zu mischen.
- Tränken Sie die Inseln langsam in die Pfortader, während Sie den Sprung wiederholt ziehen und drücken.
- Legen Sie ein Stück Gelschaum (ca. 0,5 cm x 0,5 cm groß) auf, um die Injektionsstelle abzudecken.
- Drücken Sie den Gelschaum mit einer Baumwollspitze nach unten, während Sie die Nadel aus der Pfortader herausziehen.
- Drücken Sie etwa 2 Minuten lang weiter auf das Gel, um zu bestätigen, dass keine aktive Blutung vorliegt.
- Rollen Sie die Baumwollspitze über und weg vom Gelschaum, um sicherzustellen, dass der Gelschaum die Pfortader gut bedeckt.
5. Methode B: (Blutungen mit Fettpolster stoppen, Abbildung 1C)17
- Legen Sie die Pfortader gründlich frei.
- Verwenden Sie zwei Baumwollspitzen, um die freiliegende Pfortader sowohl von der linken als auch von der rechten Seite zu halten.
- Identifizieren Sie das Fettgewebepolster zwischen dem Zwölffingerdarm und der Pfortader.
- Dringen Sie durch das Fettpolster ein, bevor Sie die Nadel in die Pfortader einführen (Abbildung 1D).
- Die Inseln werden nach dem ähnlichen Verfahren infundiert, das oben in den Teilen 4.2.1 und 4.2.2 der Methode A beschrieben wurde.
- Ziehen Sie die Nadel heraus, während Sie mit einer Baumwollspitze auf das Fett drücken.
- Drücken Sie nach dem Entfernen der Nadel 1 min lang weiter auf das Fettpolster.
- Nachdem Sie bestätigt haben, dass es keine Blutungen aus der Pfortader gibt, bringen Sie den Darm vorsichtig in die Peritonealhöhle in seiner ursprünglichen Position zurück.
- Lassen Sie 0,5 ml warme Kochsalzlösung (36-37 ° C) in der Bauchhöhle vor dem Schließen.
HINWEIS: Warme Kochsalzlösung erleichtert die postoperative Darmbewegung und -erholung und beugt Darmnekrose vor. - Schließen Sie die Muskelschicht mit einer 5-0-Naht ab.
- Schließen Sie die Hautschicht mit einer 4-0-Naht ab.
- Legen Sie die Maus in einen sauberen Käfig auf einem Heizkissen, bis sie sich vollständig von der Narkose erholt hat.
- Geben Sie weiterhin alle 12 Stunden ein Analgetikum (z. B. Buprenorphin 0,1 mg / kg i.p.) und zusätzliche Wärme für 48 h nach der Operation an.
HINWEIS: Die Inseltransplantation dauert ca. 15-20 Minuten.
6. H & E-Färbung und Foto des gesamten Leberabschnitts
- Leberdurchblutung
- Die Maus unter Narkose setzen, wie oben in Teil 3.1 beschrieben.
- Legen Sie vorsichtig die Pfortader frei und schneiden Sie die untere Hohlvene ab.
- Perfusionieren Sie die Leber manuell mit 20 ml 10% Paraformaldehyd über die Pfortader für etwa 5 Minuten mit einer 20-ml-Spritze mit 25G-Nadel18.
HINWEIS: Die Leberdurchblutung kann Blut aus dem Lebergewebe entfernen und die Leberfixierung verbessern, ohne die Inseltransplantate zu stören. - Sezieren Sie die durchblutete ganze Leber von anderen Organen.
- Fixieren Sie das durchblutete Lebergewebe in 10% Paraformaldehyd für 24 h.
- Betten Sie das Gewebe in Paraffin ein.
- Schneiden Sie Gewebeschnitte mit einer Dicke von jeweils 5 μm und legen Sie sie zum Färben auf einen Glasobjektträger.
- H&E-, Insulin-, Fibrin- und polymorphkernige Neutrophilenfärbung (PMN) mit Standardmethoden durchführen15,16.
- Scannen Sie den gesamten Leberschnitt unter einem Mikroskop.
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Representative Results
Über die Vene portal führten wir syngene und xenogene Inseltransplantationen durch. Die Funktion des Inseltransplantats wurde in beiden Inseltransplantationsmodellen dosisabhängig beobachtet. Im syngenen Inseltransplantationsmodell mit C57BL/6-Mäusen führte die Transplantation von 250 Inseln zu einer vorübergehenden Normoglykämie, bevor die Mäuse zur Hyperglykämie zurückkehrten. Mäuse, die 500 Inseln erhielten, erreichten und hielten die Normoglykämie länger als 30 Tage nach der Transplantation aufrecht (Abbildung 2A). Mäuse in beiden Gruppen zeigten ein erhöhtes Körpergewicht (Abbildung 2B).
In ähnlicher Weise wurde im Modell der Inseltransplantation von menschlichen Inseln zu diabetischen NOD-SCID-Mausinseln die Inseltransplantationsfunktion verglichen, wenn 45, 85 oder 140 IEQs / kg Körpergewicht transplantiert wurden. Normoglykämie konnte nicht erreicht werden, wenn 45 IEQ / g (~ 225-275 Inseln / Maus) menschliche Inseln transplantiert wurden. Wenn die Inselzahl auf 85 IEQ / g (~ 400-450 Inseln / Maus) anstieg, erreichten 35,7% (10/28) der Empfänger am Tag 60 nach der Transplantation eine Normoglykämie (p = 0,02 vs. 45 IEQ / g-Gruppe). Darüber hinaus erreichten 83,3% (5/6) der Empfänger, die 140 IEQ/g (~ 600-650 Inseln/Maus) menschlicher Inseln erhielten, eine Normoglykämie (Abbildung 2C). Darüber hinaus starb die Mehrheit der Mäuse, die Blutungen hatten, nach der Operation, während Mäuse ohne Blutung überlebten (Abbildung 2D).
Sobald genügend menschliche Inseln an NOD-SCID-Empfänger verpflanzt wurden, kann ihr Blutzuckerspiegel im frühen Stadium der Posttransplantation gut kontrolliert und bis zum Ende der Studie gut aufrechterhalten werden. Die veredelten Inseln können leicht durch H & E- und Insulinfärbung identifiziert werden. 28 Tage nach der Transplantation waren transplantierte menschliche Inseln gleichmäßig über die gesamte Leber verteilt, meist um / in der Nähe eines Blutgefäßes (Abbildung 3).
Das intrahepatische Modell wurde verwendet, um eine sofortige blutvermittelte Entzündungsreaktion zu demonstrieren, wie sie bei der Transplantation menschlicher Inseln beobachtet wurde. In unserem Gewebeschnitt beobachteten wir die Expression von Insulin und das Vorhandensein von Fibrin und polymorphonukleärer Leukozyteninfiltration in transplantierten Inseln (Abbildung 4A-D).
Abbildung 1: Darstellung der intrahepatischen Inseltransplantationsverfahren. (A, C). Schematische Darstellung der wichtigsten Schritte, die in Methode A und Methode B verwendet werden (B, D). Die Inselchen wurden direkt über die Pfortader (C) oder indirekt über den Fettpat (D) injiziert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Repräsentative Ergebnisse der intraportalen Inseltransplantation. (A, B). Syngene Mausinsel intraportale Transplantation. Pankreasinseln (250 oder 500) von C57BL/6-Mäusen wurden in männliche C57BL/6-Mäuse transplantiert, die von STZ diabetisch gemacht wurden. (A) Serielle Blutzuckerwerte wurden gemessen. Normoglykämie wurde definiert als Glukosespiegel <200 mg / dl für >2 aufeinanderfolgende Tage. (B) Nach der Inseltransplantation wurde ein Anstieg des Körpergewichts der Empfänger beobachtet. (C) Prozentsatz der diabetischen NOD-SCID-Mäuse, die eine Normoglykämie erreichen, bei Mäusen, die eine unterschiedliche Anzahl menschlicher Inseln bei 45 IEQ/g (n=7), 85 IEQ/g (n=28) und 140 IEQ/g (n=6) erhalten. (D) Prozentsatz des Überlebens nach IIT bei blutenden und nicht blutenden Mäusen (jeweils n=14). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: H & E-Färbung von Leberabschnitten der NOD-SCID-Leber mit menschlichem Inseltransplantat 28 Tage nach der Transplantation. Inseln sind durch schwarze Kreise gekennzeichnet. Der Durchmesser jedes Kreises entspricht positiv der Größe jeder Insel. Skalenbalken = 1.000 μm im gesamten Leberabschnitt und 100 μm im Einschub. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Repräsentative histologische Bilder von intraportaltransplantierten Mausinseln in der Leber 6 h nach intraportaler Transplantation. (A) H & E, (B) Insulin (rot) (C) Fibrin und (D) PMN-Flecken. Maßstabsleiste = 100 μm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
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Discussion
In dieser Studie wurden zwei verbesserte Verfahren demonstriert, die Blutungen verhindern und die Mausmortalität während der Maus-IIT reduzieren können. Diese Studie ermöglicht es den Forschern, das Inseltransplantationsmodell zu visualisieren, das bei der Untersuchung der sofortigen blutvermittelten Entzündungsreaktion nach der Transplantation einzigartig ist. Das IIT-Modell ist ein unverwechselbares Modell für die Untersuchung des Überlebens von Inselzellen und hepatischer ischämischer Verletzungen als Reaktion auf die Inseltransplantation19. Hier haben wir das Verfahren auf Basis früherer Studien verfeinert und die frühe komplikationsinduzierte Mausmortalität reduziert. Sowohl Methode A14,15,16 als auch Methode B8,9 wurden in mehreren Studien verwendet. Wir zeigten, dass Inseln, die auf die gesamte Leber verteilt sind, und neutrophile Infiltration und Thrombose, die typischerweise mit IIT assoziiert sind, unmittelbar nach der Transplantation im Transplantat prominent waren.
Es gibt mehrere wichtige Schritte bei der hepatischen Inseltransplantation der Maus. Da sowohl menschliche als auch Mausinseln bis zu 200 μm groß sein können, muss für die Transplantation eine Nadelgröße von mindestens 27 G verwendet werden, um den reibungslosen Fluss der Inselprodukte zu gewährleisten. Dies würde jedoch ein großes Loch in der Pfortader erzeugen, das nach der Nadelentfernung Blutungen verursachen kann. Durch die Injektion von Inselchen über den richtigen Winkel und die Verwendung eines Zahnschwamms, um die Injektionsstelle oder die Injektion durch das Fettgewebe zu blockieren, kann die Wahrscheinlichkeit von Blutungen minimiert werden, und Mäuse haben nach der Transplantation höhere Überlebensraten. Diese Schritte können auch dazu beitragen, Leberwarm-Ischämie-Reperfusionsverletzungen zu vermeiden, die durch eine Verstopfung des Blutflusses der Pfortader bei der Durchführung dieses Verfahrens verursacht werden19. Sie können auch die Schäden an Leber und Darm reduzieren, die zur Mausmortalität nach der Operation beitragen können.
Es gibt auch mehrere Einschränkungen des intrahepatischen Inseltransplantationsmodells der Maus im Vergleich zur Einstellung der menschlichen Inseltransplantation. Erstens können wir den Druck der Mauspfortader während der Inselinfusion nicht überwachen, wie wir es in der Klinik tun. Zweitens spiegelt das Volumen, das in die Mäuse transplantiert werden kann, möglicherweise nicht die hohe Menge an Inselprodukten wider, die in einen Menschen transplantiert wurden. Daher kann das Ausmaß der Thrombose unterschiedlich sein. Drittens werden Mausinseltransplantate nach der Transplantation vorübergehend einer hyperglykämischen Umgebung ausgesetzt, da Mäusen kein Insulin verabreicht wird, während beim Menschen20 während der Peritransplantationsphase Insulin verabreicht wird, um den Stress der transplantierten Inseln zu reduzieren20. Nichtsdestotrotz bietet das intrahepatische Inselmodell ein einzigartiges präklinisches Modell, mit dem die Transplantation menschlicher Inseln untersucht werden kann.
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Disclosures
Alle Autoren erklären, dass sie keinen Interessenkonflikt haben.
Acknowledgments
Diese Studie wurde vom Department of Veterans Affairs (VA-ORD BLR&D Merit I01BX004536) und dem National Institute of Health grants # 1R01DK105183, DK120394, DK118529, an HW unterstützt. Wir möchten uns bei Ihnen, Herrn Michael Lee und Frau Lindsay Swaby, für die Sprachbearbeitung bedanken.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
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