Summary
כאן אנו מציגים הליכים כירורגיים מעודנים על ביצוע מוצלח של השתלת איים תוך-ספורטיביים, הליך כירורגי רלוונטי מבחינה קלינית אך מאתגר מבחינה טכנית, בעכברים.
Abstract
למרות שהכבד מתקבל כיום כאתר ההשתלה העיקרי עבור איים אנושיים בהגדרות קליניות, איים מושתלים תחת קפסולת הכליה ברוב מחקרי השתלת האי הפרה-קליני מכרסמים. מודל זה נפוץ כי השתלת אי תוך-הפסטי מורין היא מאתגרת מבחינה טכנית, ואחוז גבוה של עכברים יכול למות מסיבוכים כירורגיים, במיוחד דימום מאתר ההזרקה לאחר ההשתלה. במחקר זה, שני נהלים שיכולים למזער את השכיחות של דימום וריד פורטל לאחר עירוי מוצגים. השיטה הראשונה מיישמת ספוג ג'לטין hemostatic נספג לאתר ההזרקה, והשיטה השנייה כוללת חדירה מחט הזרקת האי דרך רקמת השומן תחילה ולאחר מכן לתוך וריד הפורטל באמצעות רקמת השומן כמחסום פיזי כדי לעצור את הדימום. שתי השיטות יכולות למנוע ביעילות מוות של עכברים כתוצאה מדימום. כל החלק הכבד מראה הפצת איון וראיות של פקקת איון לאחר ההשתלה, תכונה אופיינית להשתלת איים תוך-הפגפיים, הוצגו. פרוטוקולים משופרים אלה לחדד את הליכי השתלת האי התוך-הפגטי ועשויים לסייע למעבדות להקים את ההליך לחקר ההישרדות והתפקוד של האיים בהגדרות פרה-קליניות.
Introduction
השתלת איים תוך-ספורטיביים (IIT) דרך וריד הפורטל היא השיטה הנפוצה ביותר להשתלת איון אנושית בהגדרות קליניות. מודל IIT העכבר מציע הזדמנות נהדרת ללמוד השתלת איון ולבדוק גישות התערבות מבטיחות שיכולות לשפר את היעילות של השתלת איון1. IIT תואר לראשונה בשנות השבעים ושימש מספר קבוצות 1,2,3,4,5. זה חזר לפופולריות לאחר פריצת הדרך בהשתלת האי האנושי בשנת 20006,7. עם זאת, רוב מחקרי השתלת האיון השתמשו בקפסולת הכליה כאתר מועדף להשתלת אי ניסיוני בשל הצלחתו הקלה. להיפך, IIT מאתגר יותר מבחינה טכנית ומשמש פחות למחקרי השתלת איון8,9. שלא כמו IIT, עם זאת, איונים המושתלים תחת כמוסת הכליה אינם סובלים מהתגובה הדלקתית המתווכת בדם המיידית המאופיינת בפקקת, דלקת ואיסכמיה של רקמת הכבד, ולכן יש להם תפקוד טוב יותר מאשר איים המושתלים בכבד. מודל קפסולה הכליה, אם כן, לא יכול לחקות באופן מלא את הלחצים נתקלים על ידי איים בהשתלת אי האדם10,11,12.
אחד הסיבוכים העיקריים של IIT בעכברים הוא דימום מאתר ההזרקה לאחר ההשתלה, אשר יכול לגרום 10-30% של תמותה בקרב זני עכבר שונים12. במאמר זה פותחו שתי גישות מעודנות כדי לעצור את הדימום במהירות ובבטחה רבה יותר וכדי להפחית את תמותת העכברים לאחר IIT. הדגמה חזותית של פרטים מעודנים אלה תסייע לחוקרים לזהות את הצעדים העיקריים של הליך מאתגר מבחינה טכנית זה. בנוסף, המיקום של שתלי האי בכבד של המטופל נקבע על ידי בדיקה היסטולוגית של המטוקסילין ואאוזין (H&E) רקמת כבד מוכתמת (סעיף שלם) הנושאת איים מושתלים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל ההליכים נערכו באישור הוועדות המוסדיות לטיפול בבעלי חיים ושימוש באוניברסיטה הרפואית של דרום קרוליינה ובמרכז הרפואי ראלף ה. ג'ונסון בצ'רלסטון.
1. אינדוקציה לסוכרת באמצעות סטרפטוזוטוצין (STZ)
- הכנת עכברי נמען:
- לשקול את כל העכברים בנפרד.
- בדוק את רמות הגלוקוז בדם מדגימת דם וריד הזנב באמצעות glucometer.
- קביעת מינון STZ לשלושה תרחישים שונים:
- עבור עכברים עם מחלת כבד שומני להזריק מנה אחת של STZ [40 מ"ג / קילוגרם / יום, הזרקה תוך אפריטונית (i.p.) במשך 5 ימים רצופים.
- עבור עכברי NOD-SCID להזריק 125 מ"ג/ק"ג של STZ, זריקה אחת, i.p. לאחר צום לילה.
- עבור C57BL / 6 עכברים להזריק 225 מ"ג / קילוגרם של STZ, זריקה אחת, כלומר.
- חישובים עבור STZ (13.5 מ"ג / מ"ל):
הערה: חישוב זה מיועד לחמישה עכברי C57BL/6 עם משקולות גוף של 30 גרם:- סה"כ משקולות גוף: 5 עכברים x 30 גרם / עכבר = 150g
- STZ דרוש: 150 גרם x 225 מ"ג / 1000 גרם STZ = 33.75 מ"ג
- הכנת STZ:
- לשקול את STZ בעקבות המינון מחושב מראש.
- מעבירים את אבקת ה-STZ השקולה לכוס של 10 מ"ל על הקרח.
- הוסף 3 מ"ל של פתרון נתרן ציטראט לכוס כדי להמיס את STZ.
- מערבבים היטב, מסננים עיקור דרך נקבובית של 0.22 מיקרומטר, ומשתמשים בתמיסת STZ תוך 10 דקות מההכנה.
- הזרקת STZ:
- טען את הכמות הרצויה של פתרון STZ (מספיק לעכבר אחד) למזרק 1 מ"ל.
- בצע הזרקה תוך-פריטונית ברביע הימני התחתון של בטן העכבר.
- שים לב לעכברים במשך 5 דקות לאחר ההזרקה ולבדוק אם יש סימנים של אי נוחות במהלך תקופה זו של זמן לפני לשים אותם בחזרה לכלובים.
- ניטור רמת הגלוקוז בדם מדגימת דם וריד הזנב באמצעות glucometer מדי יום לאחר הזרקת STZ.
הערה: בניסוי זה, עכברים נחשבים לחולי סוכרת כאשר גלוקוז בדם שאינו בצום הוא > 350 מ"ג / ד"ל במשך יומיים רצופים.
2. הכנת איון
הערה: איים אנושיים היו מתורבתים במדיה CMRL-1066 בתוספת סרום בקר עוברי 10% (FBS), ו 1% פניצילין / סטרפטומיצין (P / S) בצפיפות של 10,000 מספר שווה ערך איון (IEQ) לכל צלחת תרבית תא 100 מ"מ99. איי העכבר היו מתורבתים ב- DMEM עם 10% FBS ו- 1% P / S עם אותה צפיפות13. זכר NOD-SCID ו C57BL / 7 עכברים בין 6-10 שבועות של גיל הושגו ממקורות מסחריים.
- נתק איונים מתורבתים ממנת תרבית התא על ידי גירוד עדין.
- איסוף ידני של מספרים רצויים של איים (למשל, 300-350 איים) באמצעות מזרק 1cc ולשים אותם לתוך צינורות microcentrifuge סטריליים 1.5 מ"ל על קרח.
- לסובב את הצינור במשך 10 שניות באמצעות microcentrifuge.
- הסר את supernatant, משאיר קצת נוזל כדי למנוע לאבד את הכדור.
- Resuspend את הכדור ב 200 μL של HBSS עם 0.5% אלבומין סרום בקר (BSA).
- שאפו את האיים המחודשים למזרק אינסולין של 0.5 מ"ל.
- מניחים את המזרק בתנוחה זקופה. תן לאיים לשקוע למשך דקה אחת.
- לדחוף את המזרק כדי להסיר את כל הבועות, משאיר על 100-150 μL של נוזל המכיל איים.
- מניחים את ראש המזרק למטה ומקישים בעדינות על צד המזרק כדי לאפשר לאיים להפיץ באופן שווה את כל הנוזל. האיים מוכנים כעת להזרקה.
3. השתלת איון
- לגרום ולשמור על העכבר תחת הרדמה כללית עם 2% איזופלוריין. בדוק את חוסר רפלקסים דוושה כדי להבטיח הרדמה נכונה של החיה.
- גילוח והסר את הפרווה באזור הבטן של העכבר.
- לנהל מנה טרום ניתוחית אחת של Buprenorphine (0.1 מ"ג / קילוגרם i.p.p.).
- לחטא את האזור הניתוחי עם שלושה מגבונים לסירוגין של 2% יוד ו 75% אלכוהול.
- בצע לפרוסטומיה עם מספריים מיקרו כדי ליצור חתך 1-1.5 ס"מ.
- פתח את חלל הצפק עם מפסק. עקוב אחר שיטה A או שיטה ב' כמפורט להלן.
4. שיטה A: (להפסיק לדמם עם קצף ג'ל, איור 1A)14,15,16
- הכנת עכבר
- מניחים גזה סטרילית סביב החתך.
- בעדינות לשלוף את המעי באמצעות מלקחיים ולשמור אותו על הגזה.
- זהה את וריד הפורטל לפי מיקומו וחשוף אותו היטב.
- לכסות את המעי עם גזה רטובה מלוחה חמה במהלך כל הניתוח.
- הכנס את מחט מזרק האינסולין שנטענה מראש דרך וריד הפורטל ליד התריסריון (איור 1B). לשם כך, החזק את המחט עם החור (משופע) פונה כלפי מטה ומקם את זווית משטח הפתיחה במקביל לקיר וריד הפורטל לפני חדירה דרך הקיר.
- משוך את הבוכנה כדי לצייר קצת דם (20-50 μL) לתוך המזרק כדי לערבב את האיים הראשון.
- החדירו את האיים לווריד השער באיטיות תוך משיכה חוזרת ודחיפת הצלילה.
- מניחים חתיכת קצף ג'ל (כ 0.5 ס"מ x 0.5 ס"מ בגודל) כדי לכסות את אתר ההזרקה.
- לחץ על קצף הג'ל כלפי מטה עם קצה כותנה תוך כדי משיכת המחט מווריד הפורטל.
- ממשיכים ללחוץ על הג'ל במשך כ -2 דקות כדי לאשר שאין דימום פעיל.
- מגלגלים את קצה הכותנה מעל ומחוץ לקצף הג'ל כדי לוודא שקצף הג'ל מכסה היטב את וריד הפורטל.
5. שיטה ב': (להפסיק לדמם עם כרית שומן, איור 1C)17
- לחשוף את וריד הפורטל ביסודיות.
- השתמש בשני קצות כותנה כדי להחזיק את וריד הפורטל החשוף משני הצדדים השמאליים והימניים.
- זהה את כרית רקמת השומן בין התריסריון לווריד הפורטל.
- יש לחדור דרך כרית השומן לפני החדרת המחט לווריד הפורטל (איור 1D).
- להחדיר את האיים, בעקבות ההליך הדומה שתואר לעיל בחלקים 4.2.1 ו 4.2.2 של שיטה A.
- מוציאים את המחט תוך כדי לחיצה על השומן עם קצה כותנה.
- ממשיכים ללחוץ על כרית השומן במשך 1 דקות לאחר הסרת המחט.
- לאחר אישור כי אין דימום מווריד הפורטל, להחזיר בעדינות את המעי לחלל הצפק במיקומו המקורי.
- יש להשאיר 0.5 מ"ל של תמיסת מלח חמה (36-37 מעלות צלזיוס) בחלל הבטן לפני הסגירה.
הערה: תמיסת מלח חמה מקלה על תנועת המעי לאחר הניתוח והתאוששות ומונעת נמק המעי. - סגור את שכבת השריר עם תפר 5-0.
- סגור את שכבת העור עם תפר 4-0.
- מניחים את העכבר בכלוב נקי על כרית חימום עד התאושש לחלוטין מהרדמה.
- המשך לספק משכך כאבים (למשל, buprenorphine 0.1 מ"ג / קילוגרם i.p.) כל 12 שעות וחום משלים עבור 48 שעות לאחר הניתוח.
הערה: הליך ההשתלה באי לוקח בערך 15-20 דקות כדי להשלים.
6. כתמי H&E וצילום של חלק כבד שלם
- זלוף כבד
- שים את העכבר תחת הרדמה כמתואר לעיל בחלק 3.1.
- בזהירות לחשוף את וריד הפורטל ולחתוך את הווריד התחתון.
- באופן ידני perfuse הכבד באמצעות 20 מ"ל של 10% paraformaldehyde דרך וריד הפורטל במשך כ 5 דקות, באמצעות מזרק 20 מ"ל עם מחט 25G18.
הערה: זלוף הכבד יכול להסיר דם מרקמת הכבד ולשפר את קיבוע הכבד מבלי להפריע להשתלות האי. - לנתח את הכבד כולו perfused מאיברים אחרים.
- תקן את רקמת הכבד המופקרת ב 10% paraformaldehyde במשך 24 שעות.
- הטמע את הרקמה בפרפין.
- חותכים מקטעי רקמות בעובי 5 מיקרומטר כל אחד ומניחים אותם על מגלשת זכוכית להכתמה.
- בצע הכתמת H&E, אינסולין, פיברין ופולימורפונוקלאר נויטרופיל (PMN) בשיטות סטנדרטיות15,16.
- סרוק את כל החלק של הכבד תחת מיקרוסקופ.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
ביצענו השתלות איים סינגניים וקסנוגניים דרך וריד הפורטל. פונקציית השתלת האיון נצפתה באופן תלוי במינון בשני המודלים להשתלת איון. במודל השתלת האי הסינגניים באמצעות עכברי C57BL/6, השתלה של 250 איים הובילה לנורמוגליקמיה חולפת לפני שהעכברים חזרו להיפרגליקמיה. עכברים שקיבלו 500 איים הגיעו והחזיקו נורמוגליקמיה מעבר ל-30 יום לאחר ההשתלה (איור 2A). עכברים בשתי הקבוצות הראו משקל גוף מוגבר (איור 2B).
באופן דומה, באיים האנושיים למודל השתלת עכבר NOD-SCID סוכרתי, הושוותה פונקציית שתל האי הושוותה כאשר הושתלו 45, 85, או 140 IEQs/kg של משקולות הגוף. נורמוגליקמיה לא ניתן היה להשיג כאשר 45 IEQ / g (~ 225-275 איים / עכבר) איים אנושיים הושתלו. כאשר מספר האי גדל ל 85 IEQ / g (~ 400-450 איונים / עכבר), 35.7% (10/28) של הנמענים השיג נורמוגליקמיה (p = 0.02 לעומת 45 IEQ / g קבוצה) ביום 60 לאחר ההשתלה. יתר על כן, 83.3% (5/6) מהנמענים שקיבלו 140 IEQ/g (~ 600-650 איים/עכבר) של איים אנושיים הגיעו לנורמוגליקמיה (איור 2C). בנוסף, רוב העכברים שסבלו מדימום מתו לאחר ניתוח ואילו עכברים ללא דימום שרדו (איור 2D).
ברגע שמספיק איים אנושיים חקוקים במקבלי NOD-SCID, רמות הגלוקוז בדם שלהם יכולות להיות נשלטות היטב בשלב המוקדם שלאחר ההשתלה ומתוחזקות היטב עד סוף המחקר. ניתן לזהות בקלות את האיים המושתלים על ידי H&E וכתמי אינסולין. ב-28 ימים לאחר ההשתלה, איים אנושיים מושתלים חולקו באופן שווה בכל הכבד, בעיקר סביב/קרוב לכלי דם (איור 3).
המודל התוך-הפגטי שימש להדגמת תגובה דלקתית מתווכת דם מיידית כפי שניתן לראות בהשתלת האי האנושי. בחלק הרקמות שלנו, ראינו ביטוי של אינסולין, ונוכחות של פיברין ופולימורפונוקלאר לויקוציטים חדירה באיים מושתלים (איור 4A-D).
איור 1: איור של הליכי השתלת איים תוך-גופיים. (A, C). שרטוטים של שלבי מפתח המשמשים בשיטה א' ובשיטה ב' (B, D). איים הוזרקו ישירות דרך וריד הפורטל (C) או בעקיפין באמצעות טפיחה שומן (D). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: תוצאות מייצגות של השתלת איים תוך-ספורטיביים. (א, ב). השתלה תוך-ספורטיבית של אי העכבר הסינגני. איי הלבלב (250 או 500) מעכברי C57BL/6 הושתלו בעכברים זכרים מסוג C57BL/6 שהפכו לחולי סוכרת על ידי STZ. (A) נמדדו רמות הגלוקוז בדם הסדרתי. נורמוגליקמיה הוגדרה כרמות גלוקוז <200 מ"ג/ד"ל במשך >2 ימים רצופים. (ב) נצפתה עלייה במשקל הגוף של המטופלים לאחר השתלת האי. (ג) אחוז עכברי NOD-SCID סוכרתיים המגיעים לנורמוגליקמיה בעכברים המקבלים מספר שונה של איים אנושיים ב-45 IEQ/g (n=7), 85 IEQ/g (n=28) ו-140 IEQ/g (n=6). (D) אחוז ההישרדות לאחר IIT בעכברים מדממים ולא מדממים (n = 14 כל אחד). לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: כתמי H&E של חלקי כבד של כבד NOD-SCID הנושא שתל אי אנושי ב-28 ימים לאחר ההשתלה. איים מסומנים על ידי עיגולים שחורים. הקוטר של כל עיגול מתאים באופן חיובי לגודל של כל אי. סרגל קנה מידה = 1,000 מיקרומטר בחלק כבד שלם ו 100 מיקרומטר בכניסה. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: תמונות היסטולוגיות מייצגות של איים פנימיים מושתלים בכבד 6 שעות לאחר השתלה תוך-ספורטיבית. (A) H&E, (B) אינסולין (אדום) (C) פיברין ו- (D) כתמי PMN. סרגל קנה מידה = 100 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
במחקר זה הוכחו שני הליכים משופרים שיכולים למנוע דימום ועשויים להפחית את תמותת העכבר במהלך IIT של העכבר. מחקר זה מאפשר לחוקרים לדמיין את מודל השתלת האיים הייחודי בחקר התגובה הדלקתית המתווכת בדם מיידי לאחר ההשתלה. מודל IIT הוא מודל ייחודי לחקר הישרדות תאי איון ופגיעות איסכמיות בכבד בתגובה להשתלת איון19. כאן, חידדנו את ההליך בהתבסס על מחקרים קודמים והפחתנו את התמותה המוקדמת של עכבר שנגרם מסיבוכים. שתי השיטה A14,15,16 ושיטה B8,9 שימשו במחקרים מרובים. הראינו כי איים המופצים בין הכבד כולו, וחדירת נויטרופילים ופקקת הקשורים בדרך כלל עם IIT היו בולטים השתל מיד לאחר ההשתלה.
ישנם מספר שלבים מרכזיים בהשתלת אי כבד עכבר. מכיוון שגם איים אנושיים וגם איי עכבר יכולים להיות בגודל של עד 200 מיקרומטר, יש להשתמש בגודל מחט של לפחות 27G להשתלה כדי להבטיח את הזרימה החלקה של מוצרי האי. עם זאת, זה ייצור חור גדול בווריד הפורטל שעלול לגרום לדימום לאחר הסרת מחט. על ידי הזרקת איים דרך הזווית הנכונה ושימוש בספוג שיניים כדי לחסום את אתר ההזרקה או להזריק דרך רקמת השומן, הסיכוי לדימום יכול להיות ממוזער, ועכברים יש שיעורי הישרדות גבוהים יותר לאחר ההשתלה. שלבים אלה עשויים גם לסייע במניעת פציעות איסכמיה-ריפוזיציה חמות בכבד הנגרמות על ידי חסימה של זרימת הדם של וריד הפורטל בעת ביצוע הליך זה19. הם יכולים גם להפחית את הנזקים לכבד ולמעיים שעשויים לתרום לתמותת העכבר לאחר הניתוח.
ישנן גם מספר מגבלות של מודל השתלת האי התוך-גופי של העכבר בהשוואה להגדרת השתלות האי האנושי. ראשית, אנחנו לא יכולים לפקח על לחץ וריד פורטל העכבר במהלך עירוי האי כפי שאנו עושים בהגדרות המרפאה. שנית, הנפח שניתן להשתיל בעכברים לא יכול לשקף את הכמות הגבוהה של מוצר איון מושתל לתוך אדם. לכן, מידת הפקקת עשויה להיות שונה. שלישית, שתלי איים עכבר לאחר ההשתלה ייחשפו באופן זמני לסביבה היפרגליקמית שכן לא יינתן אינסולין לעכברים, ואילו אצל בני אדם20, אינסולין יינתן במהלך תקופת השתלת הפרי כדי להפחית את הלחץ של איים מושתלים20. עם זאת, מודל האי התוך-יסודי מציע מודל פרה-קליני ייחודי שניתן להשתמש בו לחקר השתלת האי האנושי.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
כל המחברים מצהירים כי אין להם ניגוד אינטרסים.
Acknowledgments
מחקר זה נתמך על ידי המחלקה לענייני יוצאי צבא (VA-ORD BLR&D הצטיינות I01BX004536), והמכון הלאומי לבריאות מענקים # 1R01DK105183, DK120394, DK118529, כדי HW. ברצוננו להודות לכם מר מייקל לי וגברת לינדזי סוואבי על עריכת השפה
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10% Neutral buffered formalin v/v | Fisher Scientific | 23426796 | |
| 1 mL Syringe with needle | AHS | AH01T | |
| 20 mL Syringe | BD | 301031 | |
| 25G x 5/8" hypodermic needles | BD | 305122 | |
| Alcohol prep pads, sterile | Fisher Scientific | 22-363-750 | |
| Animal Anesthesia system | VetEquip, Inc. | 901806 | |
| Buprenorphine hydrochloride, injection | Par Sterile Products, LLC | NDC 42023-179-05 | |
| Centrifuge tubes, 15 mL | Fisher Scientific | 0553859A | |
| CMRL-1066 | Corning | 15110CV | |
| DMEM | Corning | 10013CV | |
| Ethanol, absolute (200 proof), molecular biology grade | Fisher Scientific | BP2818500 | |
| Extra fine Micro Dissecting scissors 4” straight sharp | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5882 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Corning | 35011CV | |
| FreeStyle Glucose meter | Abbott | Lite | |
| FreeStyle Blood Glucose test strips | Abbott | Lite | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge, USP) | Pharmacia & Upjohn Company | 34201 | |
| Graefe forceps 4” extra delicate tip | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5136 | |
| Heated pad | Amazon | B07HMKMBKM | |
| Hegar-Baumgartner Needle Holder 5.25” | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-7850 | |
| Insulin syringe with 27-gauge needle | BD | 879588 | |
| Iodine prep pads | Fisher Scientific | 19-027048 | |
| Isoflurane | Piramal Critical Care | NDC 66794-017-25 | |
| Penicillin/streptomycin (P/S) | HyClone | SV30010 | |
| Polypropylene Suture 4-0 | Med-Vet International | MV-8683 | |
| Polypropylene Suture 5-0 | Med-Vet International | MV-8661 | |
| Sodium chloride, 0.9% intravenous solution | VWR | 2B1322Q | |
| Streptozocin (STZ) | Sigma | S0130 | |
| Surgical drape, sterile | Med-Vet International | DR1826 | |
| Tissue Cassette | Fisher Scientific | 22-272416 |
References
- Pellegrini, S., Cantarelli, E., Sordi, V., Nano, R., Piemonti, L. The state of the art of islet transplantation and cell therapy in type 1 diabetes. Acta Diabetology. 53 (5), 683-691 (2016).
- Ballinger, W. F., Lacy, P. E. Transplantation of intact pancreatic islets in rats. Surgery. 72 (2), 175-186 (1972).
- Wright, J. R., Hauptfeld, V., Lacy, P. E., et al. Induction of Ia antigen expression on murine islet parenchymal cells does not diminish islet allograft survival. American Journal of Pathology. 134 (2), 237-242 (1989).
- Toyofuku, A., et al. Natural killer T-cells participate in rejection of islet allografts in the liver of mice. Diabetes. 55 (1), 34-39 (2006).
- Goss, J. A., Nakafusa, Y., Finke, E. H., Flye, M. W., Lacy, P. E. Induction of tolerance to islet xenografts in a concordant rat-to-mouse model. Diabetes. 43 (1), 16-23 (1994).
- Hara, M., et al. A mouse model for studying intrahepatic islet transplantation. Transplantation. 78 (4), 615-618 (2004).
- Shapiro, A. M., et al. Islet transplantation in seven patients with type 1 diabetes mellitus using a glucocorticoid-free immunosuppressive regimen. New England Journal of Medicine. 343 (4), 230-238 (2000).
- Wang, J., et al. Alpha-1 antitrypsin enhances islet engraftment by suppression of instant blood-mediated inflammatory reaction. Diabetes. 66 (4), 970-980 (2017).
- Gou, W., et al. Alpha-1 antitrypsin suppresses macrophage activation and promotes islet graft survival after intrahepatic islet transplantation. American Journal of Transplantation. , (2020).
- Contreras, J. L., et al. Activated protein C preserves functional islet mass after intraportal transplantation: A novel link between endothelial cell activation, thrombosis, inflammation, and islet cell death. Diabetes. 53 (11), 2804-2814 (2004).
- Moberg, L., et al. Production of tissue factor by pancreatic islet cells as a trigger of detrimental thrombotic reactions in clinical islet transplantation. Lancet. 360 (9350), 2039-2045 (2002).
- Melzi, R., et al. Intrahepatic islet transplant in the mouse: functional and morphological characterization. Cell Transplantation. 17 (12), 1361-1370 (2008).
- Wang, H., et al. Donor treatment with carbon monoxide can yield islet allograft survival and tolerance. Diabetes. 54 (5), 1400-1406 (2005).
- Desai, C. S., et al. Effect of liver histopathology on islet cell engraftment in the model mimicking autologous islet cell transplantation. Islets. 9 (6), 140-149 (2017).
- Cui, W., Angsana, J., Wen, J., Chaikof, E. L. Liposomal formulations of thrombomodulin increase engraftment after intraportal islet transplantation. Cell Transplantation. 19 (11), 1359-1367 (2010).
- Cui, W., et al. Thrombomodulin improves early outcomes after intraportal islet transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (6), 1308-1316 (2009).
- Proto, C., Grasso, G., Fassio, P. G. Hepatoparenchymal clearance of indocyanine green in infectious hepatitis. Giornale di Malattie Infettive e Parassitarie. 20 (9), 845-851 (1968).
- Cabral, F., et al. Purification of hepatocytes and sinusoidal endothelial cells from mouse liver perfusion. Journal of Visualized Experiments. (132), e56993 (2018).
- Khatri, R., Hussmann, B., Rawat, D., Gurol, A. O., Linn, T. Intraportal transplantation of pancreatic islets in mouse model. Journal of Visualized Experiments. (135), e57559 (2018).
- Wang, H., et al. Autologous mesenchymal stem cell and islet cotransplantation: Safety and efficacy. Stem Cells Translational Medicine. 7 (1), 11-19 (2018).
