Summary
Här presenterar vi en stängd bröstet strategi för att medger-baserade bi-ventrikulärt tryck-volym loop inspelningar hos grisar med akut rätt ventrikulärt dysfunktion.
Abstract
Registrering av tryckvolymslinga (PV) möjliggör den senaste undersökningen av belastningsoberoende variabler för ventrikulär prestanda. Uni-ventrikulär utvärdering utförs ofta i preklinisk forskning. Höger och vänster Ventriklar utövar dock funktionella ömsesidigt beroende på grund av att deras parallella och seriella anslutningar, uppmuntra samtidig utvärdering av båda Ventriklarna. Dessutom kan olika farmakologiska ingrepp påverka ventriklarna och deras för- och efterladdningar på olika sätt.
Vi beskriver vår slutna bröstet strategi för att medger-baserade bi-ventrikulära PV loop inspelningar i en svin modell av akut rätt ventrikulärt (RV) överbelastning. Vi använder minimalt invasiva tekniker med alla vaskulär åtkomster styrs av ultraljud. PV-katetrar placeras, under fluoroskopisk vägledning, för att undvika thoracotomy hos djur, eftersom den slutna bröstmetoden upprätthåller relevant kardiopulmonell fysiologi. Intagningstekniken ger pv-loopinspelningar i realtid utan behov av post hoc-bearbetning. Dessutom förklarar vi några viktiga felsökningssteg under kritiska tidpunkter för den presenterade proceduren.
Det presenterade protokollet är en reproducerbar och fysiologiskt relevant strategi för att erhålla en bi-ventrikulärt hjärt PV loop inspelning i en stor djur modell. Detta kan tillämpas på ett stort antal kardiovaskulära djurforskningar.
Introduction
Tryckvolymsslingor (PV) innehåller ett stort antal hemodynamisk information, inklusive endsystoliska och enddiastoliska tryck och volymer, utmatningsfraktion, slagvolym och slagarbete1. Dessutom skapar tillfällig förladdnings minskning en familj av slingor från vilka belastningsoberoende variabler kan härledas2,3. Denna belastning-oberoende utvärdering av ventrikulärt funktion gör PV loop inspelningar state-of-the-art i hemodynamic utvärdering. PV-loopinspelning kan utföras på människor men används främst och rekommenderas i preklinisk forskning4,5,6.
Tryckvolymslingor kan erhållas från både höger ventrikel (RV) och vänster kammare (LV). De flesta forskningshypoteser är fokuserade på en enda ventrikel, vilket resulterar i att endast univentricular PV-slingor registreras7,8,9,10. Höger och vänster Ventriklar utövar dock systolisk och diastolisk ömsesidigt beroende på grund av att deras seriell och parallella anslutningar inom den snäva hjärtsäcken11. Förändringar i utgången eller storleken på en ventrikel kommer att påverka storleken, belastningsförhållandena eller perfusionen av den andra ventrikeln. Således ger bi-ventrikulära PV loop inspelningar en mer omfattande utvärdering av den totala hjärt prestanda. Farmakologiska interventioner kan också påverka de två Ventriklarna och deras belastning villkor annorlunda, ytterligare betonar vikten av bi-ventrikulär utvärdering.
PV-katetrar kan föras fram i antingen ventrikeln genom flera inflygningar, inklusive öppen bröstmetod med åtkomst från hjärtats spets eller genom RV-utflödessystemet7,10,12,13,14. Öppningen av bröstkorgen kommer dock att påverka de fysiologiska förhållandena och kan införa partiskhet.
Baserat på vår erfarenhet från tidigare studier15,16,17,18, strävar vi efter att presentera vår slutna bröstmetod för dubbel-ventrikulära PV-loopinspelningar i en stor djurmodell av akut RV-misslyckande med minimal påverkan på kardiopulmonär fysiologi (figur 1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Detta protokoll har utvecklats och använts för studier som genomförts i enlighet med de danska och institutionella riktlinjerna för djurs välbefinnande och etik. Det danska djurforskningsinspektionen godkände studien (licens nr 2016-15-0201-00840). En dansk, kvinnlig slaktgris (crossbreed av Landrace, Yorkshire och Duroc) på cirka 60 kg användes.
1. Anestesi och ventilation
- Bedöva den vakna grisen med Zoletilblandning 1 ml/kg (se Materialtabell) som en intramuskulär injektion för att minska djurets stress, smärta och ångest under transporten.
- Transportera djuret från gårdens anläggningar till forskningsanläggningar.
- Etablera intravenös åtkomst i en öronven.
- För att göra det, kasta lätt örat för att orsaka venös blod stasis. Desinficera huden över en synlig, rak ven med etanol.
- Punktera venen med en 20 G venkateter och släpp tourniqueten. Se till att fixera åtkomsten med tejp för att undvika förskjutning.
- Spola med istonisk saltlösning för att säkerställa korrekt positionering av venkateter. Observera för liten avfärgning av venen när saltlinjen passerar.
OBS: Om en subkutan utbuktning uppträder är venkateteren i ett subkutant läge och måste avlägsnas. Överväg att upprätta den andra intravenösa åtkomsten som en säkerhetskopia.
- Flytta djuret till ett operationsbord. Placera den i en smidig position.
- Intubera grisen med direkt laryngoscopy med ett rör i storlek 7. Fixera röret på djurets nos/huvud för att undvika oavsiktlig översvallning. Säkerställ korrekt positionering av röret genom att leta efter lika bröströrelser på ventilation, stetoskopi och/eller tillräcklig expiratorisk koldioxid.
- Anslut röret till en förtestad mekanisk ventilator och starta ventilationen. Använd den tryckstyrda, volymstyrda ventilationen med en tidvattenvolym på 8 ml/kg och lågflödesventilation. Fraktionen av inspirerat syre (FiO2) kan vara 0,21 för normoxi eller högre. Justera andningsfrekvensen för att rikta in dig på koldioxiden i slutet av tidvattnet på 5 kPa.
- Starta den totala intravenösa anestesin med propofol 3 mg/kg/h och fentanyl 6,25 g/kg/h. Säkerställ tillräcklig anestesi genom bristen på hornhinnans reflexer och svar på en smärtsam stimulans. Öka infusionen om det behövs.
OBS: Lämna inte djuret obevakat när som helst förrän det har återfått tillräckligt medvetande för att bibehålla sternal recumbency (överlevnadsprotokoll) eller har avlivats. - Övervaka djuret med ett 3-bly elektrokardiogram och pulsoximetri.
- Mät kroppstemperaturen. Värm vid behov djuret som inriktar sig på en normal svintemperatur på 38-39 °C.
OBS: Hypotermi kan öka risken för arytmogenes som utlöses av instrumentering19. - Sätt in blåskatetern (storlek 14) genom transvaginal åtkomst och anslut till en urinprovtagningspåse.
- Beroende på forskningsprotokollet och den vetenskapliga hypotes som ska undersökas, överväg att administrera heparin intravenöst (5000 IE upprepas var 4-6 h, om det behövs) och/eller amiodaron (300 mg infusion under 20 min).
OBS: Heparinisering kan utföras efter intravaskulära åtkomster har upprättats. Dessa läkemedel kan underlätta instrumenteringen men kan snedvrida resultaten. Alternativt kan långsam saltlösning infusion på intravenösa mantlar förhindra intra-luminal blodpropp. - Använd veterinärsalva på ögonen för att förhindra torrhet.
2. Intravaskulära åtkomster
OBS: Intravaskulära accesses ska fastställas i höger yttre halsven, den vänstra externa halsvenen, vänster halsartären, vänster femorala gatan och höger femorala ven. I grisen är den yttre halsvenen mycket större än den inre halsvenen och därför lättare att komma åt. Allt material som krävs för detta avsnitt visas i figur 2A.
- Raka djuret på punkteringsplatserna för intravaskulära åtkomster.
- Desinficera huden med klorhexidin (eller povidonjod) och torka rent med isopropylalkohol. Upprepa i ytterligare 2 cykler.
- Placera ett sterilt draperi på det desinficerade området med ett centralt placerat hål i locket.
- Använd en ultraljudsenhet med en linjär sond. Täck sonden med ett sterilt lock och använd steril gel för kärlundersökning.
- Använd en 17 G steril venkateter för att punktera huden och leda nålen till intravaskulär positionering med ultraljud (figur 2B,C).
- Byt ut nålen mot en ledare med Seldinger-tekniken. Ta bort venkateter och lämna bara ledaren i den intravaskulära lumen. Gör sedan ett litet hudsnitt (~ 5 mm) vidhäftning till ledaren för att underlätta införandet av manten.
- Placera en 8 fransk (F) mantel över ledaren och in i det val av kärl (Seldinger-tekniken). Välj en 8F-manteln i höger yttre halsven (för höger hjärtkatarherisering) och i den vänstra halspulsådern (för LV PV-loopkateter). Tillräcklig lumen är nödvändig för att undvika att skada katetrarna.
- Placera en 7F-manteln i vänster yttre halsven. Den kommer senare att bytas ut mot en större mantlat (se steg 4.4-4.6).
- Placera en 7F-mant i den vänstra lårartären. Åtkomsten är för invasiv blodtrycksmätning och blodgasprovtagning.
- Placera en 12F (eller 14F om tillgängligt) mantla i rätt lårbens anda för sämre vena cava (IVC) ballong insättning. Överväg att använda en dilator i en tvåstegsmetod för de större mantlar.
- Bekräfta och kontrollera placeringen av alla mantlar genom att dra blod (venös respektive arteriell) och enkel rodnad med isotonisk saltlösning. Manteln är korrekt placerad inuti ett blodkärl om man kan dra blod utan motstånd.
- Fixera alla mantlar med en hud sutur (storlek 3.0) för att undvika oavsiktlig borttagning av en mantlar. Hud suturer kommer att tas bort efter protokoll slutförande tillsammans med avlägsnandet av mantlar.
- Anslut lårbensartärens åtkomst till tryckgivaren och kalibrera till atmosfärstrycket. Se till att den här inställningen genererar rätt form av artärtryckskurvan.
- Ta ett kranskärlsblodprov från en artärslida och analysera det på en kranskärlens blodprovsanordning för att utvärdera pH, arteriellt partiellt tryck av koldioxid (PaCO2) och syre (PaO2, beroende på din valda FiO2), liksom hemoglobin, elektrolyter, blodsocker och laktatnivåer.
- Korrigera elektrolyter och blodglukos, om nödvändigt, till standardvärdena genom infusion av den nödvändiga produkten. Särskilt, överväga korrigering av kaliumnivåer som kaliumstörningar kan öka risken för arytmogenes utlöses av instrumentering.
- Om grisen fastade före experimentet, överväga bolusinfusion av isotonisk saltlösning (10 ml/kg infunderad över 30-60 min) eller liknande kristalloid för att motverka hypovolemi.
- Överväg en kontinuerlig infusion av 4 ml/kg/h isotonic saltlösning för att motverka svettning genom hela protokollet.
Experimentet kan pausas i det här steget.
3. Höger hjärta kataherisering
- Spola en Swan Ganz-kateter med saltlösning och se till att ballongen blåses upp korrekt.
- Anslut Swan Ganz-kateterns portar till tryckgivare. Återställ trycket till atmosfärstryck som håller de två tryckportarna (för lungartärer respektive centralt venöst tryck) vid grisens mittaxelnivå.
- För in Swan Ganz-katetern genom 8F-hyllan i den högra halsvenen (steg 2.7).
VARNING: Blyaproner eller liknande skydd bör bäras vid användning av fluoroskopi. - Observera fluoroskopi när den distala delen av Swan Ganz-katetern är ute ur hyllan. Blås upp ballongen med den tillhörande sprutan.
OBS: Uppblåsning av Swan Ganz-ballongen inuti hysan kommer att skada ballongen. Främre-bakre bild av fluoroskopi är tillräcklig för alla beskrivna förfaranden. - För fram Swan Ganz-katetern långsamt efter dess rörelser på fluoroskopi. Långsammare framsteg gör att blodflödet kan styra katetern.
- Observera förändringar i trycksignalen från den distala porten när den kommer in i husbilen och kort efter lungartären (figur 3). Se till att katetern avancerar utan motstånd.
- Se till att trycket ändras från 5-8 mmHg i den centrala vencirkulationen till 20-30 mmHg i systole och 0-5 mmHg i diastole i husbilen. Efter att ha passerat pulmonicventilerna kommer det diastoliska trycket att vara 10-15 mmHg (se figur 3 för förändringar i trycksignalens former).
OBS: Systoliska tryck i RV och i lungartären över 40 (eller ett genomsnittligt lungartärtryck över 25) kan vara ett tecken på pulmonell hypertoni på grund av att pneumonic infektion i djuret. Kom ihåg att mekanisk ventilation med positivt tryck också kan öka lungartärtrycket.
- Se till att trycket ändras från 5-8 mmHg i den centrala vencirkulationen till 20-30 mmHg i systole och 0-5 mmHg i diastole i husbilen. Efter att ha passerat pulmonicventilerna kommer det diastoliska trycket att vara 10-15 mmHg (se figur 3 för förändringar i trycksignalens former).
- Töm ballongen och se till att den distala tryckporten fortfarande finns i huvudpulmonartären. Använd både fluoroskopi och trycksignalen för denna verifiering.
4. Höger ventriculär tryckvolym kateter införing (bild 4)
- Läs och följ tillverkarens instruktioner. Låt solcellskatetern suga i saltlösning i minst 30 minuter.
- Öppna dataförvärvsprogramvaran (se Tabell över material) med en 8-kanals inställning (tryck, volym, fas och storlek från båda ventriklarna). Klicka på Start för att se till att trycksignalen registreras. Leta efter det överdrivna bruset i trycksignalen. Värdena kommer att vara nära 0 mmHg eftersom tryckinspelaren fortfarande är utanför djuret.
- Kalibrera trycket till nollnivån genom att hålla tryckporten strax under saltlösningsytan för att undvika oönskade tryckeffekter från vattenkolonnen ovan.
- Sätt in en lång ledare genom 7F-hyveln i den vänstra halsvenen (steg 2.8). Vägledd av fluoroskopi, för ledaren genom de övre centrala venerna, rätt atrium (RA) och in i den sämre vena cava. Se till att avancemanget sker utan motstånd. För tidiga systoliska händelser är vanliga när ledaren passerar RA.
- Extrahera 7F-slidan och lämna ledaren i den venösa cirkulationen. Komprimera startpunkten för att undvika blödning. Använd Seldinger-tekniken och byt ut 7F-manteln mot 16F-hyfshyllan. Förläng hudsnittet för den större manten om det behövs.
- Styrd av fluoroskopi, för fram 16F-mantlar över ledaren tills spetsen av mantlaren (inte dilatorn) har nått nivån för den överlägsna vena cava (figur 4B).
- Genom att försiktigt dra, extrahera dilatorn och ledaren, men var försiktig så att du inte tar bort manten. Spola hysan med isotonisk saltlösning för att undvika intra-luminal blodkoagulering.
- För in PV-katetern i 16F-hyllan.
- Använd fluoroskopi för att följa PV-katetern när den passerar genom hysan tills tryckporten har lämnat hysan.
- För försiktigt fram hyth- och PV-katetern kollektivt tills hyddan ligger strax utanför perikardgränsen.
- För in PV-katetern i RA (figur 4C).
- Använd hythlängden för att föra PV-katetern från RA till den mer främre placerade husbilen; peka den yttre änden av 16F-mantlar nedåt (bakre till det supinska djuret) och mediala, vilket kommer att peka den inre änden av manten främre.
- För in PV-katetern i husbilen. Detta kan verifieras genom förändringen i trycksignal från PV-katetern till en klassisk ventrikulär form och av taktil resistans när PV-katetern möter rätt ventrikulär topp.
- När PV-katetern är i husbilen, dra tillbaka 16F-hyddan utanför brösthålan för att undvika hemodynamisk eller elektrisk påverkan av enheten som ligger nära hjärtat (figur 4D).
- Optimera PV-kateterns positionering, baserad på fluoroskopi, så nära RV-toppen som möjligt, men låt den inte vidröra endokardiet.
OBS: Använd fluoroskopi för att observera den eventuella överskottet av mekanisk kontakt mellan PV-kateter och endokardi. Detta ses som en böjd PV kateter (inklusive dess pigtail) och ihållande för tidiga systoliska händelser via elektrokardiografisk övervakning.- Fixera PV-katetern till den yttre änden av hythen med vidhäftningstejp för att säkerställa kateterpositioneringsstabiliteten.
OBS: Ibland kan en flytande kateter orsaka extra slag. Om så är fallet kan du försöka fixa det utan att komprimera endokardiet för mycket.
- Fixera PV-katetern till den yttre änden av hythen med vidhäftningstejp för att säkerställa kateterpositioneringsstabiliteten.
- Följ tillverkarens protokoll för att välja relevant antal inspelningssegment och för att optimera PV-kateterns positionering i husbilen, baserat på de inspelade fas- och magnitudsignalerna.
OBS: För svin som väger 60 kg användes två eller tre segment för husbilen och oftast tre segment för LV för detta experiment. Färre segment kommer att krävas hos mindre djur och vice versa. Placering av katetern baserades på omfattningen av signaler inledningsvis; formen på slingan med tryckstorlek ska se ut som den önskade tryckvolymslingan. Amplituden av magnitud bör vara så hög som möjligt (5-10 mS). Fasvinkeln ska vara inom 1-3 o med högsta möjliga amplitud (cirka 1,5 o).
5. Vänster ventricular tryckvolym kateter införing (bild 5)
- Läs och följ tillverkarens instruktioner. Låt solcellskatetern suga i saltlösning i minst 30 minuter.
- Kalibrera trycket till nollnivå (steg 4.3).
- Sätt in PV-katetern i 8F-hyfshyllan i den vänstra halspulsådern.
- Följ PV-katetern genom fluoroskopi när den passerar genom hyddan mot kolorektalventilerna (figur 5B). Ett motstånd känns när solcellskatettern stoppas av aortaventilerna. Vid fluoroskopi observeras böjning av katetern.
OBS: Ibland förvandlas PV-katetern till den fallande aortan. Detta känns igen av fluoroskopi och ett mindre framträdande kolorektal hack på tryckkurvan för PV-katetern. - Dra tillbaka SOLCELLSkatetrarna ca 1 cm ovanför aortaventilerna.
- Synkronisera nästa snabba framsteg av PV-katetern till en systolisk fas av hjärtcykeln. Detta kommer att ske genom de öppna aortaventilerna. Framgång kan verifieras av förändringen i trycksignalen från PV-katetern till en klassisk ventrikulär form.
- Om försöken att avancera genom ventilerna misslyckas, rotera SOLCELLSkatetern för bättre positionering i mitten av den stigande aortan. Försök igen, om det behövs.
- När du väl är inne i LV optimerar du den vänstra ventrikulära PV-kateterns positionering baserat på fluoroskopi, så nära LV-toppen som möjligt, men låt den inte vidröra endokardiet (figur 5C). Se steg 4.15.
OBS: Ibland kan en flytande kateter orsaka för tidiga hjärtsammandragningar. Om så är fallet kan du försöka fixa det utan att komprimera endokardiet för mycket. - Följ tillverkarens protokoll för att välja relevant antal inspelningssegment och för att optimera pv-kateterns positionering i LV, baserat på de inspelade fas- och magnitudsignalerna (se steg 4.16).
6. Sämre vena cava ballong insättning
- Fyll sprutan för uppblåsning med saltlösning eller kontrastmedel efter behov och se till att ballongen kan blåsas upp korrekt.
- Sätt in ledaren i 12F-hyllan i höger lårbens ådra.
- För fram ledaren till IVC på membranets nivå.
- För in ballongen över ledaren och för den vidare till membrannivån vid utgångsdatumet (bild 5D).
- Dra tillbaka ledaren och spola lumen med saltlösning för att undvika blodkoagulering.
7. Kateterkalibrering av tryckvolym
- Läs och följ tillverkarens instruktioner.
- Säkerställ stabil sinusrytm på den elektrokardiografiska monitorn och stabila kardiopulmonära variabler i 5-10 min.
- Använd Swan Ganz-katetern för att mäta hjärtutgången (CO) genom termodilering. Använd i genomsnitt tre injektioner på 10 ml 5 °C isotonic glukos med mindre än 10% variation. Observera djurets hjärtfrekvens (HR) under CO-mätningen. Beräkna slagvolymen (SV) som SV = CO/HR (enhet mL). Normal CO är 4-6 L/min för en 60 kg gris med en slagvolym på 80-110 ml.
- Skriv in SV i solcellsboxarna för både LV och RV.
- Kontrollera att optimala fas- och magnitudsignaler tas emot från båda ventriklarna. I synnerhet måste de två solcellsboxarna registreras vid olika frekvenser för att undvika elektroniskt korsprat.
- I transientapné kalibrerar du solcellssignalerna ("skannar") .
- Om kalibreringen är tillfredsställande, se till att båda ventrikulära PV-slingorna är korrekt, samt realistiska tryck och volymer. Om inte, gör om kalibreringen.
8. Utvärdering av utgångsvärdet
OBS: Experimentet kan pausas på denna nivå för stabilisering av hemodynamik innan forskningsprotokollet börjar.
- När pv-slingor ska registreras, följ tillverkarens instruktioner. Tryck på Start i dataförvärvsprogramvaran. Se till att PV-slingorna fortfarande är godtagbart formade.
- Spela in solcellsslingor över 30-60 s kontinuerlig ventilation. Utför analys genom att hitta medelvärdet av t.ex. tre andningscykler. Alternativt, utföra en transient andning-hold för slutet förfallodatum på ventilator och analysera dessa slingor från apnea. Överväg att ha lågt/inget positivt ändutgångstryck (PEEP) och minimal justerbar tryckbegränsande (APL) ventil.
OBS: Ventrikulär funktion, särskilt RV, påverkas av cykliska förändringar av intrathoracic tryck under ventilation (eller spontan andning). Viktigt, rapportera i papperet om PV-slingor registrerades under ventilation eller i apnea. - För belastningsoberoende PV-variabler, gör ett andetag och vänta några hjärtslag innan du långsamt blåser upp IVC-ballongen med den valda vätskan (steg 6.1). Ballongen minskar gradvis hjärtförladdningen.
- Observera hur RV PV-slingorna blir gradvis mindre och vänstervridna.
OBS: Den gradvisa minskningen av RV preload kommer att sänka RV slutet diastolisk volym gradvis. Lägre volymer kommer att orsaka lägre tryck och uteffekt (Starling-mekanism). Mer information finns i referenser1,2,3. - Viktigt är att ballongen blåses upp genom att hålla trycket på den tillhörande sprutan tillräckligt länge för att minska LV-förbelastningen (seriellt ansluten till husbilen). Observera gradvis minskning av LV-tryck och volym också. Se avsnittet Representativa resultat för exempel.
- Deflatera snabbt ballongen och slå på ventilationen.
- Gör 8, 3-8, 7 om svaret inte var tillfredsställande, dvs. utan för tidiga hjärtkomplex, sinus bradykardi eller liknande påverkad hjärtfunktion.
- Låt grisen stabiliseras i 2-5 min före nästa IVC-ocklusion.
OBS: Hemodynamiken påverkas övergående av andnings- och förbelastningsreduktionen, särskilt i modeller av kardiovaskulär försämring. - Överväg att utföra tre tillfredsställande ocklusioner (se 8.7) för att öka robustheten i de statistiska analyserna.
9. Postprotokoll
- I överlevnadsstudier, ta bort och rengöra all intravaskulär utrustning (PV-katetrar, IVC-ballong och Swan Ganz-kateter).
- Skär hud suturerna som höll mantlar på plats. Ta bort varje mant genom manuell dragning. Komprimera på varje venös åtkomstplats i några minuter för att uppnå hemostas.
- För artärer, ta bort mantlar och komprimera längre (5-10 min) för att uppnå hemostas. Alternativt kan du överväga att använda en vaskulär stängningsanordning.
- Stäng hudsnitten från mantlar med en adaptiv hud sutur (3.0, absorberbar sutur) för att undvika blödning och infektion. Applicera 5 ml bupivakain (5 mg/ml) subkutant runt varje hudsnitt för smärtlindring.
- När alla enheter har tagits bort och hemostas uppnås, stoppa infusionen av anestesi. Observera noggrant djuret i denna fas.
- Håll djuret intuberat (inledningsvis med manschetten uppblåst) tills halsreflexer är närvarande och djuret är tillräckligt vaken för extubation. Fortsätt att mäta syrenivåerna via pulsoximetri före och efter översvallning för att säkerställa korrekt ventilation. Applicera syre om det behövs.
- Återför inte djuret till sällskap med andra djur förrän det är helt återställt.
- För överlevnadskirurgi, upprätthålla rätt sterila förhållanden. Se steg 2.2-2.5. Observera hudsnitt och suturer dagligen för tecken på infektion inklusive mätning av djurets temperatur.
- När experimentet är slut, utför dödshjälp med en dödlig dos av pentobarbital (15 mL, 400 mg/mL).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De nuvarande instruktionerna beskriver ett tillvägagångssätt för att uppnå tillträdesbaserade PV-inspelningar från både RV och LV i ett stort djur.
För att jämföra våra samtidiga PV-inspelningar i RV och LV utförde vi en linjär regression av de bi-ventrikulära CO-mätningarna från vår största studie18 med det högsta antalet samtidiga RV CO- och LV CO-mätningar (n=379 inspelningar från 12 djur). Vi fann att lutningen var 1,03 (95%CI 0,90-1,15) med en Y-intercept på 695 (95%CI -2-1392) och r2 =0,40. Detta tyder på en bra korrelation mellan CO mätt med PV kateter i varje ventrikel.
Figur 6 visar solcellsslingor från RV och LV och representerar både godtagbara slingor (figur 6A, B) samt suboptimala slingor (figur 6C,D). Slingor är inte från samma djur men väljs av representativa skäl. Prövaren bör vara uppmärksam på slingornas form och justera PV-katetrarna för att förbättra kvaliteten på slingorna (se tillverkarens instruktioner). Vanligtvis kan tillräckliga PV-slingor lätt erhållas från LV; prövaren bör alltid sikta på klassiska fyrkantiga slingor. I husbilen är det ibland svårare att få klassiska triangulära slingor utan buller. Visst statiskt brus (figur 6D, nedre högra hörnet av slingan) från blodturbulens i änddiastolen är acceptabelt.
Den seriella anslutningen av de två ventriklarna orsakar en tidsmässig förskjutning av förbelastningsminskningen (se avsnitt 8.6). IVC-ballongen minskar snabbt RV-förladdningen, men LV-förbelastningen minskas inte förrän RV-utgången har minskat på grund av dess brist på förladdning, se figur 7A. I varje enskilt djur kommer en gradvis minskning av förbelastningen att orsaka en familj av slingor med gradvis minskning av volym och tryck till både LV och RV (figur 7B,C). Belastningsoberoende variabler från dessa familjer av slingor analyseras av dataförvärvsprogramvaran. Förhållandet mellan slutet-systolisk tryckvolym motsvarar slutet-systolic elastance (ventrikulärt kontraktilitet). Preload-recruitable stroke arbete (PRSW) är en annan variabel av contractility korrelatera Ventrikulärt stroke arbete till slutet-diastolisk volym. Förhållandet mellan slutet-diastolisk tryck-volym motsvarar slutet-diastolic elastance och är ett mått på ventrikulärt diastolisk funktion. Alla korrelationer erhölls med datainsamlingsprogramvaran under analyser efter protokollet.
Observera att endast belastningsoberoende variabler erhålls från loopfamiljen genom förbelastningsreduktion. "Standard" solcellsvariabler (t.ex. volymer, tryck, utmatningsfraktion, första derivat av tryck etc.) erhålls från inspelningarna under ventilation och normal förbelastning (steg 8.2). Dessa analyseras och levereras igen av datainsamlingsprogramvaran.
Alla variabler ska analyseras med observatören blind.
Genom att följa detta protokoll är det möjligt att spela in solcellsslingor i realtid från båda ventriklarna samtidigt. Dessa inspelningar kan upptäcka effekter på både ventriklar från en sjukdomsmodell17,18 samt förändringar från interventioner inriktade på förladdning15 och efterbelastning16,17.
Bild 1: Översikt över instrumentering. Grisen är sövd, mekaniskt ventilerad och i supin position. (A) illustrerar en mantel i den högra yttre halsvenen genom vilken en Swan Ganz-kateter förs fram till lungartären. (B) visar den vänstra ventrikulära tryckvolymkatettern som förs in genom den vänstra halspulsådern, där (C) är den högra ventrikulära tryckvolymkatettern som förs in genom den vänstra yttre halsvenen. Från höger femorala ven är en sämre vena cava ballong avancerad till den diafragmatiska nivån (D). Jämför detta med den fluoroskopiska bilden, figur 5D. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 2: Intravaskulär åtkomst styrd av ultraljud. (A) Se till att all utrustning är klar, steril och välfungerande. Nödvändig utrustning inkluderar 7F mantlar (orange), 8F mantlar (blå) och en 12F mantel (vit), ledare för Seldinger-tekniken, venkatetrar för intravaskulär åtkomst, spruta, isotonisk saltlösning, skalpell och sutur. (B) Använd en linjär ultraljudssond för att styra införandet av en venkateter till det begärda kärlet. Nålens spets ska alltid följas för att undvika att punktera den omgivande vävnaden. Vid (C) placeras nålen (vit pil) centralt i lårbensbenet (delvis märkt med streckat blått) med hjälp av ultraljudet utanför planet. Lårbensartären är delvis märkt med streckat rött och bör skonas för skiljetecken med hjälp av ultraljudsstyrd teknik. Undvikande av cut-down teknik minimerar traumatiska, smärta, och stress svar i djuret. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 3: Höger hjärta kataherisering. Utrustningen visas i (A) med en Swan Ganz-kateter (gul pil) och en spruta och isotonisk saltlösning. Se till att spetsballongen fungerar som den ska. Fluoroskopiska bilder visas i (B-D). Swan Ganz-katetern är avancerad med en uppblåst ballong (halo runt kateterns spets, markerad med en streckad pil). Swan Ganz-katetern passerar höger förmak (B), höger kammare (C, främre riktning, dvs. ut ur bilden) och in i lungartären (D). Se till att spetsen inte dras tillbaka till höger kammare när ballongen töms. Ballongen måste deflateras i slutändan (D, ingen halo) för att undvika att kompromissa blodflödet eller orsaka ogräs. Observera att Svan ganz-katetern på dessa bilder förs fram genom en stor mantel eftersom bilderna härrör från vår modell av rätt ventrikulärt misslyckande (referens 18) där den stora manteln används för lungemboliinduktion. Den stora hyfsen i sig är inte nödvändig för den slutna bröstet bi-ventrikulärt tryck-volym instrumentering presenteras här och därför inte ingår i detta protokoll. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Bild 4: Höger ventrikulär tryckvolym kateter införing. Material som behövs visas i (A) och inkluderar tryckvolymkateter (blå pil), en ledare och 16F 30 cm mantlade (svart pil). (B) visar en fluoroskopisk bild av 16F-mantlar som avancerat över en ledare som fortsätter in i den sämre vena cava. För tryckvolymkateter genom hythen till höger förmak (C). Använd hyddans längd för att rikta spetsen mot höger kammare och föra fram tryckvolymkateter. Notera de olika trycksignalerna utanför kontra inuti höger kammare. Slutligen dra tillbaka manten ur brösthålan (D). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 5: Vänster ventrikulärt tryckvolym kateter och sämre vena cava införingar. Material som behövs visas i (A) och inkluderar tryckvolymkateter (röd pil) och sämre vena cava ballong (grön pil). Den vänstra ventrikulära tryckvolymkatettern är bakåtsträvande (uppifrån på bilden) med en aortatryckssignal (B). Efter att aortaventilerna har passerats ändras trycksignalen och katetern kan placeras nära toppen (C). Den sämre vena cava ballongen är avancerad från sämre än nivån på membranet (D). Membranets del är markerad med en streckad grön kurva. Ballongen skall deflateras när den är framåt och placerad och endast tillfälligt uppblåst när belastningsoberoende tryckvolymvariabler registreras. Jämför den här panelen med översikten över instrumenteringen i figur 1. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 6: Olika tryckvolymslingor från båda ventriklarna. Till vänster visas tryckvolymslingor från vänster kammare. (A) är en optimal fyrkantig slinga, klassisk för vänster ventrikel, medan (C) är en suboptimal slinga. Den senare bör förbättras eftersom det vanligtvis är möjligt att få bra slingor från vänster ventrikel. Till höger visas tryckvolymslingor från höger kammare. (B) är en optimal slinga utan buller och har en triangulär form. (D) representera slingor med mer buller, som ofta ses i nedre högra hörnet, dvs. vid änddiastolen där blodflödet ändrar riktning i ventrikeln vilket orsakar turbulens. Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Figur 7: Förbelastningsreduktion med sämre vena cava-ballonginflation. (A) visar samtidiga registreringar av tryck, volym, fas och storlek från vänster kammare (överst) och höger kammare (botten). X-axeln är tid. Observera hur tryck och volym minskas i höger kammare innan det vänstra ventrikulära trycket och volymen minskar. Följaktligen måste den sämre vena cava-ballongen blåsas upp tillräckligt länge för att orsaka förbelastningsreduktionen i båda ventriklarna (steg 8,4-8,6). (B) och C) visar en representativ familj av tryckvolymslingor (dvs. volym på xaxeln och tryck på y-axeln) under en sådan förbelastningsminskning för vänster kammare (B) och höger kammare (C). Klicka här för att se en större version av den här figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Detta dokument beskriver en reproducerbar minimalt invasiva stängda bröstet strategi för bi-ventrikulärt tryck-volym loop inspelningar.
Utvecklingen av PV-katetern från RA till husbilen är det mest kritiska steget i detta protokoll. Den komplexa sammansättningen av RV och styvheten hos katetern komplicerar införandet i den lätt distended och geometriskt utmanande RV. Denna svårighet kan förklara varför öppen bröst instrumentering ofta föredras. Under pilotstudier, många accesses och tekniker försöktes och kasseras, inklusive rätt externa hals halsven tillgång, suprasternal tillgång till den överlägsna vena cava och från sämre vena cava. Baserat på dessa pilotstudier visade sig tillgång från vänster sida av nacken vara det enklaste och mest reproducerbara tillvägagångssättet.
Vi strävar efter att ge rekommendationer för felsökning av detta utmanande steg för att komma in i husbilen. För det första går PV-katetern ofta från RA till den sämre vena cava. Detta känns lätt igen av fluoroskopi när PV-katetern lämnar perikardskuggan, och ingen förändring observeras i lämplig tryckkurva. Vi rekommenderar att du noga observerar swan Ganz-kateterns väg genom RA för att efterlikna samma väg för RV PV-katetern. Dra tillbaka SOLCELLSkatettern till toppen av RA och rotera 45-180o i antingen riktning och/eller manipulera hyvlarns position och riktning. Ibland kan det vara nödvändigt att föra fram spetsen av slidan till RA. Medfött är detta en "hit-or-miss" strategi men fluoroskopisk vägledning är till stor hjälp. Samma tillvägagångssätt för PV-kateterrotationen kan vara fördelaktigt när man stöter på svårigheter att föra LV PV-katetern genom aortaventilerna.
Sällan har RV PV-katetern svårt att avancera till husbilen trots flera försök och optimerade arbetsförhållanden genom ovannämnda felsökning. Vi använder följande som en säkerhetskopieringsmetod. dra ompletely ut PV-katetern ur djuret. För in en annan Swan Ganz-kateter genom hylen i den vänstra yttre halsvenen och för in den i lungartären (dvs. upprepa steg 3,1-3,8, men från vänster sida). Använd denna andra Swan Ganz kateter som en ledare och för fram 16F-hyfshyllan i husbilen. Detta kan orsaka ventrikulära arytmier, så det rekommenderas att snabbt extrahera Swan Ganz-katetern helt och för in PV-katetern genom 16F-hyddan direkt i RV. Dra tillbaka 16F-hyfshyllan, samtidigt som pv-katetern förblir i husbilen. Denna teknik sätter en större men övergående mekanisk belastning på hjärtat men är effektiv som en back-up teknik. Alternativt kan styrbara mantlar användas.
Den presenterade metoden för slutna bröstet instrumentering av bi-ventrikulära PV katetrar har potentiell betydelse. Tidigare stora djurstudier har ofta förlitat sig på univentricular PV-mätning8,20,21 Dessa mätningar har inneboende brister i utvärderingen av den fullständiga kardiovaskulära fysiologin eftersom den kan missa den interventionella effekten på den andra ventrikeln. På samma sätt är en öppen bröstmetod frekvent i forskning som använder PV-slingor i stora djurmodeller7,10,13,14,22. Öppnandet av bröstkorgen och perikardiumet kommer dock att påverka hemodynamiken, särskilt för RV23,24, och kan snedvrida resultaten. Våra tekniker säkerställer en grundlig cardiopulmonary undersökning med obetydliga effekter på hemodynamik, därmed mindre risk för partiskhet.
Vi använde tillträdesbaserad teknik för PV-loopinspelningar. PV-slingor har traditionellt registrerats baserat på ledningstekniken. Den nyligen framväxande intagningsbaserade tekniken möjliggör subtraktion i realtid av parallell ledning och undviker därmed post hoc-behandling av PV-data25. Intagningsbaserade PV-loopinspelningar har validerats väl8,26.
Det presenterade tillvägagångssättet kan inte begränsas till djurmodeller av akut RV dysfunktion15,16,17,18 men kan tillämpas i ett stort spektrum av cardiopulmonary forskning. De två ventriklarna är beroende av systole samt diastole11,27. LV och septum står för 20-40% av RV utmatning28, och RV funktion är en betydande prediktor för resultatet i LV sjukdomar29,30. Därför föreslår vi att forskare som utför någon form av cardiopulmonary preklinisk forskning bör överväga en bi-ventrikulär hjärt utvärdering.
Den presenterade installationen har vissa begränsningar. För det första kräver instrumentering och hemodynamisk utvärdering att djuret bedövas och mekaniskt ventileras. Detta kommer att skilja sig från den normala fysiologin, men det är en brist oavsett PV-instrumenteringsmetod. För det andra kräver instrumenteringen fluoroskopi som kräver uppmärksamhet på grund av strålningsexponeringen för forskarna. Dessutom kan inte alla djurforskningsanläggningar ha tillgång till denna specialiserade och dyra utrustning. För det tredje är formen på RV inte optimal för att bedöma volym med en rak kateter, och mindre delar av RV utflödeskanalen kan missas med vår antegrade strategi. Upprepade mätningar som utförs före och/eller efter ingrepp med en fixerad kateter kommer dock att begränsa denna partiskhet. Pv-loopinspelningar i allmänhet erbjuder också ett antal hemodynamiska variabler som uppväger detta problem. Slutligen kan instrumenteringstekniken vara svår att lära sig jämfört med en öppen bröstmetod där manuell manipulering av utrustningen är möjlig.
Sammanfattningsvis presenterar vi en reproducerbar och fysiologiskt relevant metod för att utföra bi-ventrikulära hjärt PV loop inspelningar i en stor djurmodell. Denna teknik kan vara tillämplig på en mängd olika kardiovaskulär forskning i stora djurmodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen av författarna har några intressekonflikter att deklarera.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av Laerdal Foundation for Acute Medicine (3374), Holger och Ruth Hesses Minnesstiftelse, Søster och Verner Lipperts Stiftelse, Novo Nordisk Foundation (NNF16OC0023244, NFF17CO0024868) och Alfred Benzons Stiftelse.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| 12L-RS | GE Healthcare Japan | 5141337 | Ultrasound probe |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Adhesive Aperature Drape (OneMed) | evercare | 1515-01 | 75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm) |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris GP Guardrails plus | CareFusion | 9002TIG01-G | Infusion pump |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alaris Infusion set | BD Plastipak | 60593 | |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Alkoholswap | MEDIQ Danmark | 3340012 | 82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff | Cook Medical | THSF-25-260-AES | diameter: 0.025 inches, length: 260 cm |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Connecta | BD | 394601 | Luer-Lock |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Emerald | BD | 307736 | 10 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Luer-Lock | BD Plastipak | 300865 | BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Platipak | BD | 300613 | 20 mL syringe |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393204 | 20G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| BD Venflon Pro | Becton Dickinson Infusion Therapy | 393208 | 17G |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Butomidor Vet | Richter Pharma AG | 531943 | 10 mg/mL |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Check-Flo Performer Introducer | Cook Medical | RCFW-16.0P-38-30-RB | 16 F sheath, 30 cm long |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| Cios Connect S/N 20015 | Siemens Healthineers | C-arm | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| D-LCC12A-01 | GE Healthcare Finland | Pressure measurement monitor | |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| Durapore | 3M | - | Adhesive tape |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| E-PRESTIN-00 | GE Healthcare Finland | 6152932 | Respirator tubes |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Exagon vet | Richter Pharma AG | 427931 | 400 mg/mL |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F | St. Jude Medical | 406128 | L: 12 cm |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Favorita II | Aesculap | Type: GT104 | |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Fentanyl | B. Braun | 71036 | 50 mikrogram/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| Ketaminol Vet | MSD/Intervet International B.V. | 511519 | 100 mg/mL |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| LabChart | ADInstruments | Data aquisition software | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lawton 85-0010 ZK1 | Lawton | Laryngoscope | |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lectospiral | VYGON | 1159.90 | 400 cm (Luer-LOCK) |
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| Lubrithal eye gel | Dechra, Great Britain | ||
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| MBH qufora | MBH-International A/S | 13853401 | Urine bag |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| Natriumklorid | Fresenius Kabi | 7340022100528 | 9 mg/ml Isotonic saline |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| PICO50 Aterial Blood Sampler | Radiometer | 956-552 | 2 mL |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| Portex Tracheal Tube | Smiths Medical | 100/150/075 | "Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye" |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| PowerLab 16/35 | ADInstruments | PL3516 | Serial number: 3516-1841 |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Pressure Extension set | CODAN | 7,14,020 | Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| Propolipid | Fresenius Kabi | 21636 | Propofol, 10 mg/mL |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| PTS-X | NuMED Canada Inc. | PTSX253 | Inferior vena cava balloon |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Radiofocus Introducer II | Radiofocus/Terumo | RS+B80N10MQ | 6+7+8F sheaths |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rompun Vet | Beyer | 86450917 | Xylazin, 20 mg/mL |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine | Teleflex | 178000 | Bladder catheter, size 14 |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| S/5 Avance | Datex-Ohmeda | - | Mechanical ventilator |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Safersonic Conti Plus & Safergel | SECMA medical innovation | SAF.612.18120.WG.SEC | 18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel) |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Catheter | Transonic Scisense | FDH-5018B-E245B | Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Scisense Pressure-Volume Measurement System | Transonic Scisense | ADV500 | Model: FY097B. Pressure-volume box |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| Swan-Ganz CCOmbo | Edwards Lifesciences | 744F75 | 110 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| TruWave Pressure Monitoring Set | Edwards Lifesciences | T434303A | 210 cm |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Vivid iq | GE Medical Systems China | Vivid iq | |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
| Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg) | Virbac | 83046805 | Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection |
References
- Burkhoff, D., Mirsky, I., Suga, H. Assessment of systolic and diastolic ventricular properties via pressure-volume analysis: a guide for clinical, translational, and basic researchers. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 501-512 (2005).
- Sagawa, K., Suga, H., Shoukas, A. A., Bakalar, K. M. End-systolic pressure/volume ratio: A new index of ventricular contractility. American Journal of Cardiology. 40 (5), 748-753 (1977).
- Chantler, P. D., Lakatta, E. G., Najjar, S. S. Arterial-ventricular coupling: mechanistic insights into cardiovascular performance at rest and during exercise. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1342-1351 (2008).
- Axell, R. G., et al. Ventriculo-arterial coupling detects occult RV dysfunction in chronic thromboembolic pulmonary vascular disease. Physiological Reports. 5 (7), 13227 (2017).
- Houser, S. R., et al.
- Lahm, T., et al. Assessment of right ventricular function in the research setting: knowledge gaps and pathways forward. An official american thoracic society research statement. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 198 (4), e15-e43 (2018).
- Morimont, P., et al. Effective arterial elastance as an index of pulmonary vascular load. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2736-2742 (2008).
- Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Experimental Physiology. 98 (6), 1092-1101 (2013).
- Bove, T., et al. Acute and chronic effects of dysfunction of right ventricular outflow tract components on right ventricular performance in a porcine model: Implications for primary repair of tetralogy of fallot. Journal of the American College of Cardiology. 60 (1), 64-71 (2012).
- Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
- Belenkie, I., Smith, E. R., Tyberg, J. V. Ventricular interaction: From bench to bedside. Annals of Medicine. 33 (4), 236-241 (2009).
- LaCorte, J. C., et al. Correlation of the TIE index with invasive measurements of ventricular function in a porcine model. Journal of the American Society of Echocardiography. 16 (5), 442-447 (2003).
- Amà, R., Leather, H. A., Segers, P., Vandermeersch, E., Wouters, P. F. Acute pulmonary hypertension causes depression of left ventricular contractility and relaxation. European Journal of Anaesthesiology. 23 (10), 824-831 (2006).
- Missant, C., Rex, S., Segers, P., Wouters, P. F. Levosimendan improves right ventriculovascular coupling in a porcine model of right ventricular dysfunction. Critical Care Medicine. 35 (3), 707-715 (2007).
- Mortensen, C. S., et al. Impact of preload on right ventricular hemodynamics in acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. 48 (12), 1306-1312 (2020).
- Kramer, A., et al. Inhaled nitric oxide has pulmonary vasodilator efficacy both in the immediate and prolonged phase of acute pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262091871 (2020).
- Lyhne, M. D., et al. Oxygen therapy lowers right ventricular afterload in experimental acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. , (2021).
- Lyhne, M. D., et al. Right ventricular adaptation in the critical phase after acute intermediate-risk pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262092525 (2020).
- Dietrichs, E. S., Tveita, T., Smith, G. Hypothermia and cardiac electrophysiology: a systematic review of clinical and experimental data. Cardiovascular Research. 115 (3), 501-509 (2018).
- Boulate, D., et al. Early development of right ventricular ischemic lesions in a novel large animal model of acute right heart failure in chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Journal of Cardiac Failure. 23 (12), 876-886 (2017).
- Haney, M. F., et al. Myocardial systolic function increases during positive pressure lung inflation. Anesthesia and Analgesia. 101 (5), 1269-1274 (2005).
- Gorcsan, J., Strum, D. P., Mandarino, W. A., Gulati, V. K., Pinsky, M. R. Quantitative assessment of alterations in regional left ventricular contractility with color-coded tissue doppler echocardiography: Comparison with sonomicrometry and pressure-volume relations. Circulation. 95 (10), 2423-2433 (1997).
- Pinsky, M. R. Dynamic right and left ventricular interactions in the pig. Experimental Physiology. 105 (8), 1293-1315 (2020).
- Mitchell, J. R., et al. RV filling modulates LV function by direct ventricular interaction during mechanical ventilation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 549-557 (2005).
- Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the spatial sensitivity of conductance/admittance catheter ventricular volume estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
- Hout, G. P. J., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
- Baker, A. E., Dani, R., Smith, E. R., Tyberg, J. V., Belenkie, I. Quantitative assessment of independent contributions of pericardium and septum to direct ventricular interaction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (2), 476-483 (1998).
- Sanz, J., Sánchez-Quintana, D., Bossone, E., Bogaard, H. J., Naeije, R. Anatomy, function, and dysfunction of the right ventricle. Journal of the American College of Cardiology. 73 (12), 1463-1482 (2019).
- Gavazzoni, M., et al. Prognostic value of right ventricular free wall longitudinal strain in a large cohort of outpatients with left-side heart disease. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 21 (9), 1013-1021 (2019).
- Berglund, F., Piña, P., Herrera, C. J. Right ventricle in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 106 (23), 1798-1804 (2020).
