Summary
Den nåværende protokollen optimaliserer leveren in situ perfusjon / decellularisering og to-foton mikroskopi metoder for å etablere en pålitelig plattform for å visualisere dynamikken i ekstracellulær matriks (ECM) remodeling under ikke-alkoholisk steatohepatitt (NASH).
Abstract
Ikke-alkoholisk steatohepatitt (NASH) er den vanligste kroniske leversykdommen i USA, som påvirker mer enn 70 millioner amerikanere. NASH kan utvikle seg til fibrose og til slutt til skrumplever, en betydelig risikofaktor for hepatocellulært karsinom. Den ekstracellulære matriksen (ECM) gir strukturell støtte og opprettholder leverhomeostase via matricellulære signaler. Leverfibrose skyldes en ubalanse i den dynamiske ECM-remodelleringsprosessen og er preget av overdreven akkumulering av strukturelle elementer og tilhørende endringer i glykosaminoglykaner. Det typiske fibrosemønsteret til NASH kalles "kyllingeting", som vanligvis består av sone 3 perisinusoidal / pericellulær fibrose, basert på funksjoner observert av Massons trikrome flekk og Picrosirius Red flekker. Imidlertid kan disse tradisjonelle tynne todimensjonale (2D) vevslysbildebaserte bildebehandlingsteknikkene ikke demonstrere de detaljerte tredimensjonale (3D) ECM-strukturelle endringene, noe som begrenser forståelsen av den dynamiske ECM-remodelleringen i leverfibrose.
Det nåværende arbeidet optimaliserte en rask og effektiv protokoll for å avbilde den opprinnelige ECM-strukturen i leveren via decellularisering for å løse de ovennevnte utfordringene. Mus ble matet enten med chow eller fastfood diett i 14 uker. Decellularisering ble utført etter in situ portveneperfusjon, og tofotonmikroskopiteknikkene ble anvendt til å avbilde og analysere forandringer i native ECM. 3D-bildene av normal- og NASH-lever ble rekonstituert og analysert. Å utføre in situ perfusjonsdecellularisering og analysere stillaset ved to-foton mikroskopi ga en praktisk og pålitelig plattform for å visualisere den dynamiske ECM-remodelleringen i leveren.
Introduction
Ikke-alkoholholdig fettleversykdom (NAFLD) er den vanligste leversykdommen, som påvirker 20% -25% av den voksne befolkningen. 25% av NAFLD-pasientene utvikler seg til ikke-alkoholisk steatohepatitt (NASH), hvor risikoen for skrumplever, leversvikt og hepatocellulært karsinom øker1. I de neste 20 årene er det anslått at NASH vil stå for 2 millioner leverrelaterte dødsfall i USA2. Siden det ikke finnes godkjente behandlinger, er det et presserende behov for å tyde mekanismene som forårsaker leverfibrose hos NASH-pasienter og utvikle målrettet behandling3.
Den ekstracellulære matrisen (ECM) er et dynamisk, komplekst mikromiljø som utøver toveis kommunikasjon med celler for å regulere vevshomeostase4. Leveren ECM består av strukturelle elementer som proteoglykaner, kollagen, fibronektin, elastin og andre ikke-strukturelle proteiner (f.eks. olfactomedin og trombospondin) for å gi fysisk og strukturell støtte4.
Leverfibrose er en kronisk sårhelingsrespons på leverskade av ulike etiologier, inkludert NASH3. Det skyldes en ubalanse i den dynamiske ECM-matrisemodelleringsprosessen og er preget av overdreven strukturelle proteiner i den skadede leveren4. Fibrogenese avhenger av den dynamiske celle-cellekommunikasjonen mellom forskjellige levercelletyper. Hepatiske stellatceller (HSC), når de aktiveres, skiller seg ut i Smooth Muscle Alpha 2 Actin-uttrykkende, migrerende og prolifererende myofibroblastlignende celler og syntetiserer ECM-proteiner som en sårlukkende virkning. Aktiverte HSCs er de sentrale kollagenproduserende cellene i leveren1.
Den molekylære mekanismen for ECM-remodellering, mønstre av fibrose og deres forhold til cellulære hendelser er ikke klare. En bedre forståelse av den tredimensjonale (3D) ECM-strukturen er fortsatt nødvendig, selv om massespektrometriteknikker har bidratt til å analysere ECM-proteinsammensetning4. Tradisjonelt har Massons trichrome flekk, Picro Sirius Red flekker og andre harmoniske generasjon (SHG) avbildning blitt utført på todimensjonale (2D) tynne leverseksjoner. Det typiske fibrosemønsteret til NASH kalles "kyllingeting", som strekker seg til sone 3 og er perisinusoidal / pericellulær fibrose 5,6. Imidlertid har det vært mangel på studier som fokuserer på 3D-strukturen til den opprinnelige leveren, spesielt de som ikke involverer vevsseksjonering. Robuste bildebehandlingsmetoder for å identifisere mønstre og karakteristika ved fibrose gjennom dynamisk ECM-remodellering ved leverfibrose vil styrke forståelsen av NASH-mekanismer betydelig og identifisere nye terapeutiske mål.
For å møte disse utfordringene ble en rask og effektiv protokoll optimalisert for å avbilde den opprinnelige lever-ECM via decellularisering7. Decellularisering av hele leveren er en tilnærming for å fjerne det hepatiske cellulære innholdet samtidig som det opprinnelige 3D ECM-nettverket opprettholdes gjennom vaskemiddelperfusjon. Mus ble matet enten chow eller fast-food diett (FFD) i 14 uker. Decellularisering ble utført etter in situ portveneperfusjon med mildt vaskemiddel og lave strømningshastigheter for å bevare trippelspiralformede og native fibrillære kollagenstrukturer. To-foton mikroskopi ble brukt for å analysere endringer i kollagenstrukturer i ECM. 3D-bildene av den opprinnelige ECM-strukturen i normal- og NASH-lever ble rekonstituert og analysert. Å utføre in situ perfusjonsdecellularisering og analysere stillaset ved to-foton mikroskopi gir en praktisk og rimelig plattform for å visualisere den dynamiske ECM-remodelleringen i leveren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dyreforsøk utføres i henhold til eksperimentelle prosedyrer godkjent av institusjonelle dyrepleie- og brukskomiteer (IACUC) ved Stanford University og Veterans Affairs Hospital i Palo Alto. 6-8 uker gamle mannlige C57BL / 6J-mus ble matet enten chow eller en fastfood diett supplert med 4,2% høy fruktose mais sirup (se tabell over materialer) i drikkevann i 14 uker5. Musene ble holdt i standardbur i en 12 timers mørk / lys syklus.
1. Kirurgisk forberedelse og prosedyrer for leverperfusjon
- Vei musen før prosedyren.
- Bedøv musen ved å administrere ketamin (90 mg/kg) og xylazin (10 mg/kg) (se materialfortegnelse) via en intraperitoneal injeksjon. Forsikre deg om at musen er fullstendig bedøvet ved å klemme før du går videre til neste trinn.
MERK: Isofluran er ikke nødvendig her siden dette er en ikke-overlevelsesoperasjon. - Barber det ventrale området med en hårklipper og desinfiser huden med 70% etanol. Plasser musen på ryggen, og immobiliser bena på operasjonsbordet med tape.
- Etter å ha bekreftet anestesidybden med en tå-klemme, bruk Mayo saks og Adson tang (se materialtabell) for å lage et 3 cm snitt lateralt i underlivet og deretter et 5 cm snitt vertikalt fra underlivet til xiphoidprosessen. Vær forsiktig så du ikke åpner brysthulen.
- Etter å ha åpnet bukhinnen, plasser forsiktig tarmene til dyrets venstre side, og løft den høyre leverlappen med en Rayon-tippet applikator (se materialfortegnelse) for å eksponere portvenen.
- Kateteriser portvenen ved hjelp av et 24 G IV kateter. Sett kateteret inn i den distale enden av portalvenen. Plasser kateterspissen før portalvenen forgrener seg ut i leverlappene.
- Trekk ut nålen umiddelbart når kateteret kommer inn i venen. Kontroller at kateteret er riktig plassert inne i venen ved å perfusjonere leveren med PBS ved hjelp av en 1 ml sprøyte via kateteret.
MERK: Ved PBS-perfusjon skal alle lapper umiddelbart blancheres. Hvis kateteret er riktig plassert, vil venøst blod raskt strømme gjennom kateteret. - Bruk Dumont mikrotang, en Castroviejo mikronålholder og 4-0 sutur (se materialfortegnelse) for å plassere en søm under forgreningen av portalvenen og en andre søm 1 cm under for å sikre kateteret.
2. Vev decellularisering
- Koble kateteret til et silikonrør (~1 m lengde, 3 mm indre diameter og 4,1 mm ytre diameter) med en luerkobling. Koble silikonslangen til en peristaltisk pumpe og et reservoar som inneholder avionisert vann (se materialfortegnelse).
- Fjern forsiktig luftboblene inne i slangen og unngå å generere nye bobler under perfusjonen. Sett den peristaltiske pumpen på en strømningseffekt på 0,2 ml / min (dvs. 288 ml / 24 h).
- Perfus først med avionisert vann (~ 50 ml / mus) i 2 timer. Fargen på leveren vil endres fra rød til gul under perfusjon.
MERK: Dyret vil utløpe etter 10 minutters perfusjon. - Bytt perfusjonsoppløsningen til 0,5 % (vekt/vol) natriumdeoksykolat (DOC, se materialfortegnelse) og fortsett over natten (18 timer, ~250 ml/mus). Leveren blir hvit på slutten av perfusjonen (figur 1).
- Bytt perfusjonsoppløsningen til avionisert vann (~50 ml/mus) og perfus i 2 timer.
- Bruk Dumont mikrotang og mikrofjærsaks (se materialfortegnelse) for å samle den decellulariserte leveren og vask den forsiktig i en petriskål med PBS.
- Klipp det decellulariserte vevet i små biter for umiddelbar avbildning eller frys ved -80 ° C for videre biokjemisk analyse som tandemmassespektrometri, ELISA eller western blot.
3. Lysbildeforberedelse for avbildning (med multifoton / konfokal fluorescensmikroskop)
- Overfør et lite stykke decellularisert lever (<3 x 3 x 3 mm) til et mikroskopglass og plasser vevet i midten.
- Tilsett 10 μL antifademonteringsmedium (se materialfortegnelse) til vevet med en pipette for å unngå tørking av vev.
- Dekk vevet med et dekselglass og påfør en liten kraft for å flate prøven. Forsegle kantene på glassdekselet med fargeløs og gjennomsiktig neglelakk (figur 2).
MERK: På grunn av innstillingen av det stående to-fotonet gjennom mikroskopet, ble det brukt et dekselglass på prøven. Imidlertid kan prøvene plasseres annerledes hvis et invertert mikroskop brukes.
4. Oppkjøp av bilder
- Plasser en dråpe nedsenkningsolje på toppen av dekselglasset og plasser lysbildet på lysbildeholderen for mikroskopet. Senk objektivlinsen på 20x oljen til den kommer i kontakt med nedsenkningsoljen.
- Bytt til den fiolette kanalen (405 nm), slå på lukkeren og fokuser på prøven. Naviger og plasser interesseområdet for avbildning. Slå av lukkeren før du går over til bildeopptak ved hjelp av laserlys.
- Bytt til datamaskinkontrollen og start to-foton laseren. Slå på to-foton laseren først (figur 3A), og slå deretter på to-foton laserkontrolleren (se materialfortegnelsen) og lukkeren (figur 3B,C). Forsikre deg om at utgangseffekten er høyere enn 2,5 W.
Reduser lasereffekten for å forhindre fluorescensslukking. Velg og juster detektorer (både fotomultiplikatorer og hybrid) for å imøtekomme de valgte fluoroforene.
MERK: To-foton avbildning ble utført ved en eksitasjonsbølgelengde på 860 nm. To kanaler ble valgt for henholdsvis kollagen SHG og to-foton eksitert fluorescens (TPEF) bilder. En kanal som tilsvarer bølgelengdeområdet 415-445 nm oppdaget den detaljerte strukturen av kollagen fra SHG-signaler. En annen kanal dekket området 465-669 nm for å samle TPEF-signaler. - Velg samtidige eller sekvensielle bildeopptak. Juster knappenålshullet til den høyeste verdien. Juster laserbølgelengder, forsterkning, kraft og forskyvning. Juster pikseloppholdstiden, pikselstørrelsen, gjennomsnittet og zoomingen (figur 4A).
- Rull datamaskinens z-kontroller og angi z-dimensjonene, definer start- og sluttpunktene, og velg antall bilder gitt i et volum (z-stack). Skaff bilder.
MERK: Her ble en 20 μm Z-volum og 1 μm Z-trinnstørrelse valgt (figur 4B).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kollagenfibrene ble påvist ved andre harmoniske generasjon og to-foton mikroskopi. Signalet er fra de skjørbare trippelspiralformede og innfødte fibrillære kollagenstrukturene. Spesifikke antistoffer ble ikke brukt til å analysere kollagensubtyper; Dette kan imidlertid legges til bildebehandlingsteknikken.
Når levervevet studeres uten decellularisering, er det utfordrende å få høyoppløselige bilder av kollagennettverket (figur 5A). I decellularisert ECM vises kollagenfibre (grønn) parallelle eller sammenvevde (figur 5B). Det var tydelige forskjeller i morfologi og romlig fordeling av ECM-komponentene mellom Chow og FFD-lever. Kollagenfibre hos mus på en chow-diett viste et sammenvevd og velorganisert nettverk. Hos mus på FFD ble det imidlertid observert kollagenbunter med mindre tilkobling (figur 5B).
For å studere 3D-strukturen til lever-ECM videre, ble bilder av skivene tatt med et 20 μm Z-volum (tykkelse) og 1 μm Z-trinnstørrelse. Kollagenfibre hos mus på chow-diett viste et godt organisert nettverk, men ikke hos musene på FFD (figur 6). For å bekrefte kvaliteten på det fibrillære kollagenet i den decellulariserte ECM, ble lysbildene festet og innebygd i parafin og farget med hematoksylin og eosin (H&E) og Picrosirius rødt (PSR) (se materialtabell). H&E viser at alle cellene er fjernet. PSR er en mye brukt histologisk teknikk for å påvise kollagen i parafin-innebygde vevssnitt (figur 7).
Figur 1: Muselever under perfusjon. Leveren blir hvit og semi-gjennomsiktig på slutten av perfusjonen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Lysbildeklargjøring for avbildning. Vevet er dekket med et dekselglass, og en liten kraft påføres for å flate prøven. Kantene på dekselglasset er forseglet med fargeløs og gjennomsiktig neglelakk. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Skjermbilde av programvaren for to-foton laser, som starter to-foton laseren. (A) Først slås to-foton laseren på. (B) (C) To-foton laserkontrolleren og lukkeren er slått på. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Skjermbilde av programvaren med tofoton laser under bildeopptak. (A) Sørg for å sette pinhole til den høyeste verdien (røde piler). Juster laserbølgelengder, forsterkning, kraft og forskyvning. Juster pikseloppholdstid, pikselstørrelse, gjennomsnitt og zoom. (B) Sett Z-volumet til 20 μm og Z-trinnstørrelsen til 1 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Decellularisert ECM avbildet med tofotonmikroskopi . (A) SHG-bilder av kollagenfibre fra en 6 μm leverskive (fersk frossen) uten decellularisering. (B) SHG-bilder viser et velorganisert kollagennettverk i lever av mus på normal kontroll, chow diett. Remodeled kollagen nettverk i mus på fast-food diett (FFD). Pil, fibroseområde. Stjerne, ombygd kollagennettverk. Skala bar = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 6: 3D-struktur av leverkollagennettverk. Kollagenfibrene hos mus på chow-dietten viste et godt organisert nettverk, men ikke i fastfood diett (FFD) mus. Bildene ble tatt med 20 μm Z-volum (tykkelse) og 1 μm Z-trinn. Skala bar = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 7: Farging av hematoksylin og eosin (H&E) og Picrosirius rød (PSR) farging av decellularisert ECM. H&E viser at alle cellene er fjernet. I PSR-fargebildene avslørte ECM fra de chow-matede musene et godt organisert nettverk, og i motsetning til dette viste mus på fastfood diett (FFD) tettere kollagenfibre. Z-volum (tykkelse) = 6 μm. Skala bar = 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den nåværende protokollen viser at decellularisering gjennom en lav strømningshastighet DOC in situ perfusjon bevarer de skjørbare trippelspiralformede og native fibrillære kollagenstrukturene, og gir en pålitelig og kostnadseffektiv plattform for å fange dynamisk ECM-remodellering i NASH leverfibrose. Selv om decellularisering ble utført i normale og fibrotiske lever før identifisering av ECM-komponenter eller generering av biologiske stillaser for cellekultur, har dynamikken i ECM-remodellering i leverfibrose ikke blitt godt studert 8,9,10. Denne metoden gjør det mulig for etterforskere å trekke sammenligninger på tvers av ulike fibrosemodeller.
For tiden finnes det varianter av perfusjonsprotokoller ved bruk av DNase, natriumdodecylsulfat (SDS) eller Triton X-10011. Kostnaden for DNase er høy fordi store mengder løsninger kreves. SDS er en hard denatureringsløsning, et anionisk vaskemiddel som forstyrrer cellemembranene og denaturerer proteiner. Derfor er det utfordrende å bevare hele kollagennettverket etter SDS-perfusjon. I motsetning til dette forstyrrer Triton X-100, som et mildt, ikke-denaturerende, ikke-ionisk vaskemiddel, lipid-lipid- og lipid-protein-interaksjoner og bevarer protein-protein-interaksjoner. Imidlertid har det blitt rapportert at Triton X-100 forstyrrer ECM-stillasene, noe som gjør den decellulariserte leveren ECM uegnet for videre massespektrometrianalyse11.
Perfusjonsprotokollen med DOC ble modifisert fra forrige arbeid7, og demonstrerte bedre bevaring av trippelspiralformede og native fibrillære kollagenstrukturer i de fleste vev. Kollagennettverket ble studert med andre harmoniske generasjons (SHG) mikroskopi uten antistoffer, noe som reflekterte trippel-spiralformede og native fibrillære kollagenstrukturer. Den decellulariserte lever-ECM fra FFD-mus ble også testet, og strukturelle endringer i NASH ble bekreftet.
De mest kritiske trinnene i protokollen er kateterplassering og oppsett av perfusjonssystemet. Portalvenekateteriseringen er viktig, men den dårligere vena cava kan også brukes hvis portalvenen er skadet. Bobler i buffer og slanger må unngås fordi de påvirker perfusjonen. Fordi et oppreist to-foton mikroskop ble brukt, var prøvestørrelsen begrenset. Dette kan modifiseres hvis et invertert mikroskop skal brukes.
Det er en økende interesse for den ombygde ECM i kroniske leversykdommer og hepatocarcinogenesis12,13,14. Decellulariserte ECM-stillas har blitt brukt i kirurgisk reparasjon og regenerativ medisin som et passende biologisk stillasmateriale15,16,17. Imidlertid har denne milde decellulariseringsprosessen også begrensninger, da noen cellulære komponenter som DNA eller lipidrester kanskje ikke fjernes helt. Lengre DOC-perfusjonstid og en økning i strømningshastighet kan bidra til å få ultrarensede decellulariserte stillas. Tilsetning av DNase i vaskeløsningen etter DOC-perfusjonen kan også bidra til å fjerne DNA. Protokollen kan justeres for humane leverbiopsier, og dermed øke forståelsen av ECM-endringer under NASH-progresjon.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne erklærer at det ikke er noen interessekonflikter angående denne artikkelen.
Acknowledgments
Vi takker Hyesuk Park for teknisk hjelp. Denne forskningen ble støttet av finansiering fra National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (NIDDK), NIH (R01 2DK083283, til NJT), National Institute on Aging (NIA), NIH (1R01AG060726, til NJT). Vi takker Jon Mulholland og Kitty Lee fra Cell Sciences Imaging Facility i Beckman Center for teknisk assistanse med to-foton mikroskopiavbildning.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 MONOCRYL UNDYED 1 x 18" P-3 | MONOCRYL | Y494G | |
| 4-0 suture | fisher scientific | 10-000-649 | https://www.fishersci.com/shop/products/monomid-nylon-non-absorbable-sutures-7/10000649?keyword=true |
| AnaSed Injection (xylazine) | AnaSed | NDC 59399-110-20 | this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian. |
| BD INSYTE AUTOGUARD I.V. CATHETER WITH BC TECHNOLOGY | BD | 382612 | |
| Chow diet | Envigo | # 2918 | Control diet. A fixed formula, non-autoclavable diet manufactured with high quality ingredients and designed to support gestation, lactation, and growth of rodents. |
| Fast-food diet (AIN76A Western Diet) | Test Diet | 1810060 | https://www.testdiet.com/cs/groups/lolweb/@testdiet/documents/web_content/mdrf/mdux/~edisp/ducm04_051601.pdf |
| Hematoxylin and Eosin Stain Kit | vectorlabs | H-3502 | https://vectorlabs.com/hematoxylin-and-eosin-stain-kit.html |
| Kent Scientific Rat Surgical Kit | fisher scientific | 13-005-205 | https://www.fishersci.com/shop/products/rat-surgical-kit/13005205#?keyword=mouse%20surgery%20kit |
| KETAMINE HYDROCHLORIDE INJECTION | Vedco | NDC 50989-996-06 - 10 mL - vial. | KetaVed has been clinically studied in subhuman primates in addition to those species listed under Administration and Dosage. |
| Leica SP5 upright Confocal, multi-photon | Leica | SP5 | |
| Luer connector (Three-way stopcock with SPIN-LOCK®) | bbraun | D300 | https://www.bbraunusa.com/en/products/b0/three-way-stopcockwithspin-lock.html |
| Picrosirius Red Stain Kit | Polysciences, Inc. | 24901 | https://www.polysciences.com/default/picrosirius-red-stain-kit-40771 |
| Rayon tipped applicator | puritan | 25-806 1PR | |
| Sodium deoxycholate | sigmaaldrich | D6750-100G | |
| Syrup | www.target.com | 24 fl oz | https://www.target.com/p/pancake-syrup-24-fl-oz-market-pantry-8482/-/A-13007801 |
| Variable Speed Peristaltic Pump | INTLLAB | BT100 | https://www.amazon.com/gp/product/B082K97W5W/ref=ox_sc_saved_title_2?smid=A12NUUP87ZRRAR&psc=1 |
| VECTASHIELD Antifade Mounting Medium | vectorlabs | H-1000-10 | https://vectorlabs.com/vectashield-mounting-medium.html |
References
- Friedman, S. L., Pinzani, M. Hepatic fibrosis: 2022 unmet needs and a blueprint for the future. Hepatology. 75 (2), 473-488 (2021).
- Ye, Q., et al. Global prevalence, incidence, and outcomes of non-obese or lean non-alcoholic fatty liver disease: A systematic review and meta-analysis. The Lancet Gastroenterology and Hepatology. 5 (8), 739-752 (2020).
- Schwabe, R. F., Tabas, I., Pajvani, U. B. Mechanisms of fibrosis development in non-alcoholic steatohepatitis. Gastroenterology. 158 (7), 1913-1928 (2020).
- Arteel, G. E., Naba, A. The liver matrisome - looking beyond collagens. JHEP Reports. 2 (4), 100115 (2020).
- Jiang, J. X., et al. Nonphagocytic activation of NOX2 is implicated in progressive non-alcoholic steatohepatitis during aging. Hepatology. 72 (4), 1204-1218 (2020).
- Dehnad, A., et al. AGER1 downregulation associates with fibrosis in non-alcoholic steatohepatitis and type 2 diabetes. Journal of Clinical Investigation. 130 (8), 4320-4330 (2020).
- Mayorca-Guiliani, A. E., et al. Decellularization and antibody staining of mouse tissues to map native extracellular matrix structures in 3D. Nature Protocols. 14 (12), 3395-3425 (2019).
- Mazza, G., et al. Cirrhotic human liver extracellular matrix 3D scaffolds promote smad-dependent tgf-beta1 epithelial mesenchymal transition. Cells. 9 (1), 83 (2019).
- Klaas, M., et al. The alterations in the extracellular matrix composition guide the repair of damaged liver tissue. Scientific Reports. 6, 27398 (2016).
- Mattei, G., et al. Mechanostructure and composition of highly reproducible decellularized liver matrices. Acta Biomaterialia. 10 (2), 875-882 (2014).
- Ren, H., et al. Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold. Liver International. 33 (3), 448-458 (2013).
- Piersma, B., Hayward, M. K., Weaver, V. M. Fibrosis and cancer: A strained relationship. Biochimica et Biophysica Acta - Reviews on Cancer. 1873 (2), 188356 (2020).
- Cox, T. R.
- Mirdamadi, E. S., Kalhori, D., Zakeri, N., Azarpira, N., Solati-Hashjin, M. Liver tissue engineering as an emerging alternative for liver disease treatment. Tissue Engineering Part B: Reviews. 26 (2), 145-163 (2020).
- Mazza, G., et al. Decellularized human liver as a natural 3D-scaffold for liver bioengineering and transplantation. Scientific Reports. 5, 13079 (2015).
- Jia, Z., et al. 3D culture system for liver tissue mimicking hepatic plates for improvement of human hepatocyte (C3A) function and polarity. BioMed Research International. 2020, 6354183 (2020).
- Shimoda, H., et al. Decellularized liver scaffolds promote liver regeneration after partial hepatectomy. Scientific Reports. 9 (1), 12543 (2019).
