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Summary
인간에서 질병의 자연 과정을 모방하는 심근 경색 (MI) 동물 모델은 병리 생리학 적 메커니즘을 이해하고 새로운 응급 요법의 안전성과 효능을 테스트하는 데 중요합니다. 여기에서는 경피 색전술 코일을 배치하여 만든 MI 돼지 모델에 대해 설명합니다.
Abstract
심근 경색 (MI)은 전 세계적으로 사망의 주요 원인입니다. 관상 동맥 혈관 재혈관 및 심혈관 약물을 포함한 증거 기반 치료법의 사용에도 불구하고 상당수의 환자가 MI 후 병리학 적 좌심실 리모델링 및 진행성 심부전을 앓고 있습니다. 따라서 세포 및 유전자 요법과 같은 새로운 치료 옵션이 손상된 심근을 복구하고 재생하기 위해 개발되었습니다. 이러한 맥락에서, MI의 동물 모델은 임상 번역 전에 이러한 실험 요법의 안전성 및 효능을 탐구하는데 결정적이다. 돼지와 같은 대형 동물 모델은 관상 동맥 해부학, 심장 동역학 및 MI 후 치유 과정의 측면에서 돼지 및 인간 심장의 높은 유사성으로 인해 작은 동물보다 선호됩니다. 여기에서, 우리는 영구적 인 코일 배치에 의한 돼지의 MI 모델을 설명하는 것을 목표로했습니다. 간략하게, 역행 대퇴골 접근을 통한 경피적 선택적 관상동맥 캐뉼레이션을 포함한다. 관상 동맥 혈관 조영술에 따라, 코일은 형광 경시적 지침에 따라 표적 지점에 배치됩니다. 마지막으로, 완전한 폐색은 반복적 인 관상 동맥 혈관 조영술에 의해 확인됩니다. 이러한 접근법은 실현 가능하고, 재현성이 높으며, 인간 비혈관화 MI의 발병기전을 모방하여, 전통적인 개복 흉부 수술 및 후속 수술 후 염증을 피한다. 추적 관찰 시간에 따라이 기술은 급성, 아급성, 또는 만성 MI 모델에 적합합니다.
Introduction
심근 경색 (MI)은 전 세계적으로 사망률, 이환률 및 장애의 가장 보편적 인 원인입니다1. 현재의 치료 발전에도 불구하고, 환자의 상당 부분이 MI 후 불리한 심실 리모델링 및 진행성 심부전을 일으켜 심실 기능 장애 및 갑작스런 사망으로 인한 예후가 좋지 않습니다 2,3,4. 따라서 손상된 심근을 복구 및 / 또는 재생하기위한 새로운 치료 옵션이 면밀히 조사되고 있으며 번역 MI 동물 모델은 안전성과 효능을 테스트하는 데 중요합니다. 쥐 5,6, 생쥐7,8, 개9 및 양 10을 포함한 여러 모델이 심혈관 연구에 사용되었지만 돼지는 심장 크기, 관상 동맥 해부학, 심장 동역학, 생리학, 신진 대사 및 MI 후 치유 과정 11 측면에서 인간과 높은 유사성으로 인해 심장 허혈 연구를 모델링하기위한 최상의 선택 중 하나입니다. 12,13,14,15.
이러한 맥락에서, MI 돼지 모델을 개발하기 위해 많은 상이한 개방 외과 및 경피 접근법이 이용가능하다. 흉부 개방 접근법은 좌측 흉부 절제술 절차를 포함하며 외과적 관상동맥 결찰 16,17, 심근 냉동 손상, 소작술(12) 및 유압 폐색체(18) 또는 아메로이드 수축기(19)의 관상동맥 배치를 수행하는 데 유용하다. 외과 적 관상 동맥 폐색은 심장의 광범위한 접근과 시각적 평가를 허용하기 때문에 심장 조직 공학 및 세포 치료와 같은 새로운 치료 옵션을 테스트하는 데 광범위하게 사용되었습니다. 그러나, 인간 MI와는 대조적으로, 외과적 유착, 인접한 흉터, 및 수술 후 염증(17)을 초래할 수 있다. 심근 냉동-손상 및 소작술은 쉽게 재현할 수 있는 기술이지만, 인간(12)에서 관찰된 병리생리학적 MI 진행을 재현하지는 않는다. 한편, 일시적 또는 영구적 관상 동맥 차단을 일으키기 위해 여러 경피 기술이 개발되었습니다. 이들은 트랜스메coronary 또는 관상동맥내 에탄올 절제20,21, 풍선 혈관성형술(22)에 의한 폐색, 또는 혈전형성 물질의 전달, 예컨대 아가로스 겔 비드(23), 피브리노겐 혼합물(9), 또는 코일 색전술17,24를 포함한다. 풍선 혈관성형술은 허혈/재관류 연구에 더 적합하지만, 관상동맥 코일 배치는 비혈관성 MI를 모델링하기 위한 최선의 선택 중 하나입니다. 이 경피 접근법은 실현 가능하고 일관되게 재현 가능하며 흉부 개방 수술을 피합니다. 그것은 경색 위치의 정확한 제어를 허용하고 인간 비 재관류 MI의 그것과 유사한 병리 생리학을 초래한다. 더욱이, 코일 색전술은 급성, 서브-급성, 또는 만성 MI를 모델링하는데 적합하다; 만성 울혈성 심부전; 또는 판막 질환17.
본 프로토콜은 영구적인 코일 배치에 의해 MI 돼지 모델을 개발하는 방법을 기술하는 것을 목표로 한다. 간략하게, 역행 대퇴골 접근을 통한 경피적 선택적 관상동맥 캐뉼레이션을 포함한다. 관상 동맥 조영술 후, 코일은 형광 경시적 지침에 따라 표적 분지 동맥에 배치됩니다. 마지막으로, 완전한 폐색은 반복적 인 관상 동맥 혈관 조영술에 의해 확인됩니다.
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Protocol
이 연구는 독일 Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP)와 정부 당국 (Generalitat de Catalunya; 코드: 10558 및 11208), 실험실 동물의 관리 및 사용 가이드25에 정의된 연구 및 교육에서 동물 사용에 관한 모든 지침을 준수합니다.
1. 동물의 사전 절차 적 준비
- 양쪽 성별의 교차 사육 된 Landrace X Large White 돼지 (30-35kg)를 사용하십시오.
- 시술 전에 동물을 12 시간 동안 금식 상태로 유지하십시오.
2. 진정, 마취, 진통
- 케타민 (3 mg / kg), 미다 졸람 (0.3 mg / kg) 및 덱스 메데토미딘 (0.03 mg / kg)의 근육 내 (IM) 주사로 동물을 진정시킵니다. 약 10-15분 정도 기다립니다.
- 돼지가 진정되면 산소 (90-100 %)-이소 플루란 (1-2 %) 혼합물과 얼굴 마스크로 환기시켜 최적의 진정을 보장하십시오.
- 건조를 방지하기 위해 수의사 연고를 돼지의 눈에 올려 놓으십시오.
참고: 20분마다 반복하십시오. - 정맥내 (IV) 20 G 카테터를 옆 귀 정맥에 두십시오. 마취를 유도하기 위해 프로포폴 (1-2 mg / kg)을 투여하십시오.
- 돼지가 삼키는 반사가 없으면 기관내 튜브 (30-35kg의 경우 크기 6.5-7.0)를 사용하여 동물을 삽관하십시오.
참고 : 돼지의 크기에 따라 기관 내 튜브의 크기를 조정하십시오. 삽관은 더 깊은 마취 평면과 장기간의 무호흡을 방지하기 위해 신속하게 수행되어야합니다. - 외과 내 진통제를 위해 IV 부프레노르핀 (0.01 mg / kg)을 투여하십시오. 수술 후 진통제를 위해 펜타닐 경피 패치 (100 μg / h)를 사용하십시오.
참고 : 펜타닐 패치는 사타구니 피부에 적용되며 수술 후 통증을 제한하기 위해 72 시간 동안 활성화됩니다. 약리학 적 효과는 배달 직후에 시작되지 않으므로 절차를 시작하기 전에 적용하십시오. - 돼지를 혈관 중재 방사선학 (VIR) 방으로 운반하는 동안기도 마스크 백 장치 환기 (20 인플레이션 / 분)를 수행하십시오.
- 기관내 튜브를 기도 센서 및 캡노그래피 기록이 장착된 마취 기계에 연결합니다.
- FiO2 0.50으로 기계적 양압 환기를 시작하여 10 mL / kg의 갯벌 부피와 16-20 호흡 / 분의 빈도를 사용하십시오. 이소플루란으로 마취를 유지하십시오 (1-3 %).
참고 : 올바른 외과 마취 평면을 확인하기 위해 동물은 자발적으로 호흡하거나 각막 또는 동공 빛 반사 신경을 가져서는 안됩니다.
3. 수술 부위의 혈역학적 모니터링 및 준비
- 동물을 수핀 위치의 수술대에 놓고 테이프 또는 붕대로 팔다리를 테이블에 고정시킵니다.
- 심전도(ECG) 프로브를 동물의 사지에 피하에 배치하여 실험 과정 중 ST-세그먼트, T-파 및 심박수의 변화를 기록합니다.
- 동물의 혀 또는 입술 구석에 맥박 산소 포화도 측정기를 놓고 앞다리에 비 침습적 인 압력 커프를 놓습니다.
- 프로브로 직장 / 식도 온도를 측정하십시오.
- 외과 용 비누로 오른쪽 대퇴골 부위를 닦은 다음 멸균 상태에서 소독제 포비돈 - 요오드 용액과 알코올을 3 번 번갈아 가며 닦으십시오.
- 외과 의사가 외과 적 손 씻기를 수행하고 멸균 가운과 멸균 장갑을 착용했는지 확인하십시오.
- 멸균 수술 커튼으로 동물을 덮으십시오.
- 헤파린화 식염수 주사액을 바늘, 6F 혈관 외피, 0.035인치 J-팁 와이어, 6F JR4 90-cm 가이드 카테터, 0.014인치 200-cm 가이드 와이어, 150cm 길이/0.017인치 내경 마이크로카테터 및 콘트라스트 매질 주사 매니폴드 키트로 준비하고 플러시합니다.
4. 혈관 접근
- 초음파 유도 펑크로 경피 적 접근법을 통해 올바른 대퇴 동맥에 구멍을 뚫습니다. 피상적 인 대퇴 동맥과 깊은 대퇴 동맥 사이의 분기를 찾으십시오.
- 트랜스듀서를 일반적인 대퇴골 동맥의 분기에 2-3cm 근위에 놓고 트랜스듀서의 중심을 일반적인 대퇴 동맥에 맞춥니다.
- 바늘을 트랜스듀서의 중앙에 놓고 약 45°의 협심으로 동맥에 구멍을 뚫습니다. 이어서, 변형된 셀딩거 기술(26)을 사용하여6F 혈관 시스를 삽입한다.
참고 : 심각한 경련이나 혈종의 경우, 대퇴 대퇴 동맥으로 교차. - 카테터를 헤파린화 식염수로 세척하십시오. (5000 IU 분별되지 않은 헤파린/0.9% NaCL의 1000 mL).
- 칼집을 통해 헤파린을 투여하십시오 (300 IU / kg).
5. 관상 동맥 혈관 조영술
- J-팁 와이어를 JR4 가이드 카테터에 삽입하고 칼집을 통해 오름차순 대동맥으로 와이어를 전진시킨 다음 카테터를 판막 표면 위로 올려 놓습니다.
- 와이어를 제거하고 카테터를 주입 매니폴드 시스템에 연결하십시오. 전체 시스템을 지웁니다.
- 형광 내시경 검사에서 카테터를 왼쪽 주 관상 동맥에 결합시키고 요오드화 된 조영제 10 mL를 주입하여 왼쪽 관상 동맥 시스템을 시각화합니다 (그림 1A, C).
참고: 관상동맥 해부의 위험을 피하기 위해 주사하기 전에 동맥압 파형이 감쇠되지 않도록 하는 것이 중요합니다. - 두 개의 직교 뷰에서 혈관 조영술을 수행하십시오 : 왼쪽 전방 경사 40 ° 및 오른쪽 전방 비스듬한 30 ° 투영.
- 마이크로카테터에 미리 조립된 0.014인치 가이드와이어를 형광 안내 하에 중간 왼쪽 전방 하강(LAD) 또는 원위 왼쪽 둘레(LCX) 관상동맥으로 전진시킵니다.
6. 코일 이식
- 형광 경 지침에 따라 와이어를 통해 미세 카테터를 코일 임플란트를 배치해야하는 원하는 위치로 진행하십시오. LAD 폐색의 경우, 코일을 첫 번째 대각선 브랜치에 원위적으로 배치하고, LCX의 경우 코일 원위를 첫 번째 한계 브랜치에 배치합니다.
참고 : 근위 접근법 (첫 번째 대각선 또는 첫 번째 한계 분기 이전)은 생존율이 매우 낮습니다. - 와이어를 제거하고 코일을 선택하십시오.
참고: 최적의 코일 크기와 길이를 선택하는 것이 중요합니다. 작거나 짧은 코일은 용기 루멘에 잘 위치하지 않을 수 있으며 조영 주입 또는 자발적 인 주사로 인해 원위 이동의 위험이 매우 높기 때문에 경색 크기가 작아집니다. 크거나 긴 코일은 혈관에 근접하여 탈출하여 원하는 것보다 더 큰 경색을 생성 할 수 있습니다. 올바른 코일의 선택은 제거 할 수 없으므로 감지 할 수없는 코일을 사용하는 경우 특히 중요합니다. 최적의 크기는 색전술 할 용기의 내강보다 1-2mm 더 크며 20-60mm 사이의 길이는 일반적으로 30-40kg 돼지에게 적합합니다. - 마이크로 카테터를 통해 코일을 전달하고 형광 검사하에 요오드화 된 조영제 5 mL를 천천히 주입하여 코일의 올바른 위치를 시각화하십시오.
- 가이드 카테터 내부의 미세 카테터를 제거하고 측면 가지에 가이드를 배치하여 제어 주입을 수행하고 두 번째 코일을 이식해야하는 경우 동맥에 대한 접근을 보장합니다.
- 코일이 트롬보스가 될 때까지 기다렸다가 동맥을 가리킨다.
참고 : 동맥이 가려지면 심전도의 변화가 관찰 될 수 있습니다. 완전한 동맥 폐색을 확인하는 또 다른 방법은 매 10분마다 요오드화 조영제의 느린 주사를 수행하는 것이다(도 1B, D). 동맥이 20-30 분 이내에 폐색되지 않으면 다른 코일 임플란트가 필요할 수 있습니다.
7. 절차 종료
- 동맥이 폐색되면 부정맥 에피소드를 예방하기 위해 적어도 1 시간 동안 리도카인 (50-100 μg / kg / min)의 연속 IV 주입을 투여하십시오.
- 폐색에 원위 흐름이 없는지 확인하기 위해 혈관 조영술을 수행하십시오.
- 와이어, 마이크로 카테터 및 가이드 카테터를 제거하십시오.
- 칼집을 제거하고 20 분 동안 수동 압축을 수행하십시오.
8. 수술 후 절차 및 동물 회수
- ECG, 직장 온도, 맥박 산소 측정 및 캡 노그래피를 사용하여 완전히 회복 될 때까지 동물을 모니터링하십시오.
참고 : 심실 부정맥의 경우 리도카인 (1.5-3.5 mg / kg)의 볼루스를 투여하십시오. - 예방 적 수술 후 항생제 요법으로 툴라 트로 마이신 (2.5 mg / kg)의 IM 주사를 투여하십시오. 수술 후 진통제의 경우, 경피 펜타닐 패치가 수술 절차 전에 투여된다(단계 2.6).
- 이소플루란을 끄고 동물이 자발적으로 호흡하기 시작할 때까지 기계적 환기를 유지하십시오.
- 돼지가 삼키는 반사를 회복하면 기관내 튜브를 제거하십시오. 참고 : 동물이 삽관 전후에 좋은 SpO2 (95 % 이상)를 가지고 있는지 확인하십시오.
- 동물을 개별 케이지로 운송하십시오. 동물을 뜨거운 물 담요 위에 놓고 수술 후 저체온증을 피하기 위해 열 커튼으로 덮으십시오.
참고 : 돼지가 완전히 회복 될 때까지 돼지를 다른 동물의 회사로 돌려 보내지 마십시오. - 흉골 잔해를 유지하기에 충분한 의식을 회복 할 때까지 동물을 모니터링하십시오.
9. 수술 후 통증 평가 및 모니터링
- 수술 후 후속 조치 중에 호흡률, 음식 및 물 섭취량, 다른 개체와의 활동 및 상호 작용, 피부의 출현 및 착색, 수술 상처의 진화를 포함한 동물의 일반적인 상태를 모니터링하십시오.
- 다음 점수 기준에 따라 일일 감독 프로토콜을 적용하십시오 : - 무게 :
0: 보통
1: <10% 중량 감소
2: 10-20% 체중 감소
3:> 20% 체중 감소
- 신체 상태 :
0: 좋음: 눈에 띄지 않는 척추, 골반 또는 척추뼈
2 : 규칙 : 척추 분열의 증거, 만질 수있는 골반 뼈
3 : Emaciation : 극도로 표시된 해골, 덮을 고기가 거의 없거나 전혀 없습니다.
- 행동 :
0: 정상: 사용자 환경에서 활성 및 대화형
1 : 활동이 약간 감소하고 대화 형이 적습니다.
2 : 비정상 : 활동의 뚜렷한 감소, 고립
3 : 비정상: 움직이지 않거나 과잉 행동, 자해 가능성
- 물리적 외관 :
0 : 정상 : 피부 / 머리카락이 반짝이고 눈이 밝습니다.
1 : 방부, 광택이없는 피부 / 머리카락이 사라집니다.
2: 불쌍한 피부/비강 분비물
3: 피부가 좋지 않거나, 비정상적이거나 구부러진 자세
- 행동 장애 :
0: 없음
1 : 정상적으로 움직일 수 없음
2 : 다른 동물과 격리 된 음식 / 음료에 도달 할 수 없습니다.
3 : 숨기려는 의도 / 구석, 자극에 반응하지 않음 (죽어가는 것)
- 임상 징후 :
0: 없음
1: 저체온증, 발열, 경미한 호흡부전
2 : 수술 상처의 감염, 점액 피 묻은 분비물이있는 중등도의 호흡 부전
3 : 심부전, 심한 호흡 부전 (청색증, 입 열림)
점수:
- 1-5 : 하루에 한 번 동물을 감독하십시오.
- 6-12 : 필요한 경우 지원 요법을 제공하십시오.
- 위의 매개 변수 중 하나에서 점수가 3이거나 총 점수가 >12 인 동물은 안락사됩니다.
참고 : 동물은 동물 관리 직원이 매일 모니터링하고 연구 및 수의학 팀이 일주일에 두 번 모니터링해야합니다. - 시술로 인해 통증과 고통이 기대되지는 않지만 통증의 징후가있는 동물이 있으면 진통 요법 (트라마돌, 구강, 2-4 mg / kg, 매일)을하십시오. 어떤 동물이 진통제에 반응하지 않고 만성 통증의 징후 (매우 낮은 확률)를 보이는 경우, 마취제 과다 복용 (티오펜탈 나트륨, IV, 200 mg / kg)으로 동물을 안락사시킵니다.
- 수술 상처가 항생제 요법을 시행 했음에도 불구하고 감염 징후 (낮은 확률)를 보이면 매일 상처를 치료하고 새로운 항생제 요법 (cefquinome sulphate, IM, 2 mg / kg, 매일)을 시작하십시오.
10. 안락사 방법
- 이전의 진정 및 마취하에, 앞서 설명한 바와 같이, IV 나트륨 티오펜탈 과다 복용 (200 mg / kg)을 투여하십시오.
- 활력 징후 (심전도, 혈압, 캡슐 촬영)를 모니터링하여 심장 호흡 정지 및 사망을 확인합니다.
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Representative Results
MI 생존율 및 위치
오십일곱 마리의 돼지는 관상동맥의 LCX 변두리 가지(n=25; 암컷 12마리와 수컷 13마리) 또는 관상동맥의 첫 번째와 두 번째 대각선 가지(n=32; 암컷 16마리와 수컷 16마리) 사이의 LAD에서 관상동맥 코일 이식을 받고 30일 동안 추적하였다. LCX 한계 지점에서 MI에 제출된 동물의 생존율은 80%였다(n=20). 세 마리의 돼지는 코일 배치 전에 방실 (AV) 블록 및 수축기와 관련된 치명적인 합병증의 결과로 사망했으며 2 마리의 돼지는 코일 배치 후 경벽 MI와 관련된 심실 세동 (VF) 후 사망했습니다. LAD에서 MI에 제출된 동물의 생존율은 72%(n=23)였다: 코일 전개 후 AV 블록 및 수축기로 인해 돼지 1마리가 사망하였고, VF 후 8마리의 동물(코일 배치 후 5마리, MI 후 12-48시간에서 2마리, MI 후 26일)이었다. 생존율은 LCX 한계 분기 (직경 2-2.5 mm)와 중간 LAD (직경 2.5-3 mm) MI간에 달랐으며, 아마도 LAD 모델에서 더 큰 경색 확장으로 인한 것일 수 있습니다.
자기공명영상(MRI) 분석은 MI 후 30일간 모든 동물에서 수행하였다. 그림 2는 LCX 한계 지점(그림 2A,C) 및 원위 LAD(그림 2B,D) 경색 모델의 후기 가돌리늄 강화 MRI 이미지를 보여 줍니다. 도시된 바와 같이, LCX 한계 관상동맥에서의 코일 배치는 LV 측벽에 영향을 미치는 반면, 심실 중격은 원위 LAD 배치에서 가장 영향을 받는 부위이다. 이러한 결과는 또한 심장 절편화 후에 확인되었다 (도 2E, F).
그림 1: 관상동맥 혈관조영술, 전후부 투영술. LCX 한계 분지 및 원위 LAD 관상동맥에서의 전(A,B) 및 후코일(백색 화살표) 전개(C,D)의 대표적인 이미지. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: 자기 공명 영상 및 심장 조직 절편. 대표적인 T1 3-챔버(A,B) 및 단축(C,D)은 LCX 한계 및 원위 LAD 경색에 대한 향상된 이미지를 지연시켰다. 이미지는 건강한 (검은 색)과 경색 된 (흰색) 심근을 나타냅니다. LCX 한계 (E) 및 원위 LAD MI (F) 이후의 심장 절편의 사진. 화살표는 경색 영역의 위치와 확장을 나타냅니다. 배율 막대 = 1cm 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
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Discussion
관상 동맥에 배치 된 코일은 새로운 심혈관 치료 전략을 개발하고 테스트하는 데 사용할 수있는 돼지에서 재현 가능하고 일관된 전임상 비 재관류 MI 모델을 제공합니다.
우리 손에서, 후속 조치에서의 사망률은 MI의 합병증과 관련된 19 %였으며, 대부분 절차의 처음 24 시간 내에 있습니다. 이러한 모든 사망은 재관류되지 않은 MI의 자연사와 관련이 있으며 연구의 주요 결과였습니다. 이 프로토콜에서 가장 중요한 단계 중 하나는 미세 카테터가 관상 동맥으로 들어가는 것에 달려 있습니다. 어떤 경우에는 미세 카테터 진행으로 인해 미주 반응이 발생하여 심한 저혈압, AV 차단 및 마지막으로 수축기로 이어졌습니다. 그럼에도 불구하고, 이것은 미세 카테터를 진행하기 전에 아드레날린 (0.001 mg / kg)의 IV 볼루스를 투여함으로써 피할 수 있습니다. 또 다른 합병증은 VF로 이어질 수있는 악성 부정맥의 발생입니다. 이러한 에피소드는 일반적으로 MI instauration 후 30 분 후에 발생합니다. 심실 부정맥의 위험을 줄이기 위해 리도카인 연속 주입 속도 (50-100 μg / kg / min)를 적어도 1 시간 동안 사용하는 것이 좋습니다. 대안으로, amiodarone (50-80 μg / kg / min)의 연속 주입을 투여 할 수 있습니다. 그러나 심실 부정맥 사건이 발생하면 리도카인 (1.5-3.5 mg / kg)의 볼루스를 제공하는 것이 좋습니다. 심한 서맥의 경우, 경증 또는 중등도 저혈압의 경우 아트로핀 볼루스 (0.01 mg / kg), 노르 아드레날린 관류 (0.05-3 μg / kg / 분), 심한 저혈압, 전기 기계 해리, AV 블록 또는 수축기의 경우 아드레날린 (0.03 mg / kg)을 투여하는 것이 좋습니다. 그러나 VF가 발생하면 단식 심장 제세동기로 320J 심실 제세동을 적용하고 동물이 심장 리듬을 회복 할 때까지 반복해야합니다. 여러 심실 제세동이 필요하거나 수축기가 발생하면 수동 가슴 압박 (80-90 압축 / 분)을 수행하고 흉곽을 4 인치 누르고 동물을 100 %O2 미만의 기계 인공 호흡기에 연결하십시오.
중재 절차가 한 시간 이상 연장되면 활성화 된 응고 시간 검사로 항응고 수준을 모니터링하여 300 초 이상인지 확인하는 것이 유용합니다. 그것이 더 짧다면, 헤파린의 추가 복용량을 투여해야합니다.
관상동맥 코일 배치 후 폐색 혈전이 형성되지 않는 경우, 다른 코일을 배치하는 것이 좋습니다. 또 다른 옵션은 혈전 형성을 촉진하기 위해 프로타민 (UFH의 1mg / 100IU)을 투여하는 것일 수 있지만 유도 카테터의 혈전 형성 및 제어 주사 중 후속 색전술의 위험이 있습니다.
많은 다른 폐색 모델은 동맥 결찰, 아메로이드 수축기, 또는 풍선 팽창에 의한 관상동맥 유동의 중단에 기초한 MI를 시뮬레이션하기 위해 기술되었다. 그러나, 전개된 코일은 관상동맥을 폐색하는 혈전 형성으로 응고 캐스케이드를 개시한다. 이 메커니즘은 풍선 폐색과 같은 다른 비 침습적 기술과 비교하여 인간 MI의 병리 생리학을 가능한 한 가깝게 시뮬레이션합니다. 비-재관류 MI가 허혈-재관류 모델(27)보다 더 광범위한 흉터, 덜 생존가능한 심근, 및 심장 기능의 측면에서 더 큰 감소를 초래한다는 사실에도 불구하고, 심혈관 질환(28)의 치료를 위한 항염증 요법, 역심장 리모델링, 및 유전자 또는 줄기 세포 요법을 스크리닝하는데 더 적합하다.
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Disclosures
저자는 공개 할 것이 없습니다.
Acknowledgments
우리는 카탈로니아 비교 의학 및 생물 이미징 센터 (CMCiB)와 동물 모델 실행에 기여한 직원들에게 감사를 표합니다. 이 작업은 Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología 및 Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]의 지원을 받았습니다. 이 작품은 또한 Plan Nacional de I + D + I의 일환으로 Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] 및 CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] 프로젝트의 자금을 지원했으며 ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER)이 공동 자금을 지원했습니다. Fadeuilhe 박사는 스페인 심장학 협회 (스페인 마드리드)의 보조금으로 지원되었습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 6-F JR4 0-71"guiding catheter | Medtronic | LA6JR40 | 6F JR4 90 cm Guiding catheter |
| Adrenaline 1 mg/mL | B.Braun | National Code (NC). 602486 | Adrenaline |
| Atropine 1 mg/mL | B.Braun | NC. 635649 | Atropine |
| Betadine | Mylan | NC. 694109-1 | Povidone iodine solution |
| Bupaq 0.3 mg/mL | Richter Pharma AG | NC. 578816.6 | Buprenorphine |
| Dexdomitor 0.5 mg/mL | Orion Pharma | NC. 576303.3 | Dexmedetomidine |
| Draxxin | Zoetis | NC. 576313.2 | Tulathromycin |
| EMERALD Guidewire | Cordis | 502-585 | 0.035-inch J-tipped wire |
| External defibrillator | DigiCare | CS81XVET | Manual external defibrillator |
| Fendivia 100 µg/h | Takeda | NC. 658524.5 | Fentanyl transdermal patch |
| Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm | Argon | GWI1802 | Introducer needle |
| Heparine 1% | ROVI | NC. 641647.1 | Heparin |
| Hi-Torque VersaTurn F | Abbott | 1013317J | 0.014-inch 200 cm Guidewire |
| IsoFlo | Zoetis | 50019100 | Isoflurane |
| Ketamidor | Richter Pharma AG, | NC. 580393.7 | Ketamine |
| Lidocaine 50 mg/mL | B.Braun | NC. 645572.2 | Lidocaine |
| MD8000vet | Meditech Equipment | MD8000vet | Multi-parameter monitor |
| Midazolam | Laboratorios Normon | NC. 624437.1 | Midazolam |
| Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 | Merit | PSI-6F-11-035 | 6F Vascular sheath |
| Propovet Multidosis 10 mg/mL | Zoetis | NC. 579742.7 | Propofol |
| RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO | Boston Scientific | M001181370 | 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter |
| Ruschelit | Teleflex | 112482 | Endotracheal tube with balloon (#6.5) |
| SPUR II | Ambu | 325 012 000 | Airway mask bag unit-ventilation (AMBU) |
| Vasofix 20 G | B.Braun | 4269098 | 20 G Cannula |
| Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL | General Electrics | 1177612 | Iodinated contrast medium |
| VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm | Boston Scientific | M0013822030 | Coil |
| WATO EX-35 | Mindray | WATO EX-35Vet | Anesthesia machine |
References
- Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
- Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
- Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
- Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
- Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
- Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K.
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
- Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
- Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
- Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
- Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
- Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
- Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
- Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
- Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
- Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
- Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
- Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
- Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
- Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
- Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
- Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
- Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
- Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
- National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
- Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R.
- Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
- Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).
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의학 문제 177 심근 경색 돼지 코일 배치 전임상 모델.Erratum
Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022.
Citeable Link.
An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.
Step 3.5 was updated from:
Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions
to:
Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.
Section 9 was updated from:
9. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
to:
9. Postoperative pain assessment and monitoring
- During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
- Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
- Weight:
0: Normal
1: <10% weight loss
2: 10-20% weight loss
3:> 20% weight loss
- Body condition:
0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover
- Behavior:
0: Normal: Active and interactive in your environment
1: Slight decline in activity and less interactive
2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm
- Physical appearance:
0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
1: Disappears embalming, skin/hair without shine
2: Poor skin/nasal secretions
3: Poor skin, abnormal or hunched posture
- Behavioral disorders:
0: None
1: Inability to move normally
2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)
- Clinical signs:
0: None
1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)
Score:
- 1-5: Supervise the animals once a day.
- 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
- Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team. - Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
- If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).
10. Euthanasia method
- Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
- Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
