Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Myokardieinfarkt ved perkutan emboliseringsspole implementering i en svinemodel

Published: November 4, 2021 doi: 10.3791/63172
Automatic Translation
*1,2, *3, 3, 3, 1,3, 3,4, 3,4, 1,3,4
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III
* These authors contributed equally

ERRATUM NOTICE

Summary

Myokardieinfarkt (MI) dyremodeller, der efterligner sygdommens naturlige proces hos mennesker, er afgørende for at forstå patofysiologiske mekanismer og teste sikkerheden og effekten af nye nye nye terapier. Her beskriver vi en MI-svinemodel skabt ved at implementere en perkutan emboliseringsspole.

Abstract

Myokardieinfarkt (MI) er den førende årsag til dødelighed på verdensplan. På trods af brugen af evidensbaserede behandlinger, herunder koronar revaskularisering og kardiovaskulære lægemidler, udvikler en betydelig andel af patienterne patologisk venstre-ventrikulær ombygning og progressiv hjertesvigt efter MI. Derfor er der udviklet nye terapeutiske muligheder, såsom celle- og genterapier, blandt andet for at reparere og regenerere skadet myokardie. I denne sammenhæng er dyremodeller af MI afgørende for at undersøge sikkerheden og effekten af disse eksperimentelle terapier før klinisk oversættelse. Store dyremodeller som svin foretrækkes frem for mindre på grund af den høje lighed mellem svin og menneskelige hjerter med hensyn til koronararterieanatomi, hjertekinetik og post-MI-helingsprocessen. Her havde vi til formål at beskrive en MI-model i gris ved permanent spoleudrulning. Kort fortalt består den af en perkutan selektiv koronararterie kanylering gennem retrograd lårbensadgang. Efter koronar angiografi indsættes spolen ved målgrenen under fluoroskopisk vejledning. Endelig bekræftes fuldstændig okklusion ved gentagen koronar angiografi. Denne tilgang er gennemførlig, meget reproducerbar og efterligner patogenesen af human ikke-revaskulariseret MI, idet man undgår den traditionelle åbne brystkirurgi og den efterfølgende postoperative inflammation. Afhængigt af opfølgningstidspunktet er teknikken velegnet til akutte, subakute eller kroniske MI-modeller.

Introduction

Myokardieinfarkt (MI) er den mest udbredte årsag til dødelighed, sygelighed og handicap på verdensplan1. På trods af de nuværende terapeutiske fremskridt udvikler en betydelig andel af patienterne negativ ventrikulær ombygning og progressiv hjertesvigt efter MI, hvilket resulterer i dårlig prognose på grund af ventrikulær dysfunktion og pludselig død 2,3,4. Nye terapeutiske muligheder for at reparere og/eller regenerere skadet myokardie er således under kontrol, og translationelle MI-dyremodeller er afgørende for at teste deres sikkerhed og virkning. Selvom flere modeller er blevet brugt til kardiovaskulær forskning, herunder rotter 5,6, mus 7,8, hunde9 og får10, er svin et af de bedste valg til modellering af hjerteiskæmiundersøgelser på grund af deres høje lighed med mennesker med hensyn til hjertestørrelse, koronararterieanatomi, hjertekinetik, fysiologi, stofskifte og post-MI-helingsprocessen 11, 12,13,14,15.

I denne sammenhæng er der mange forskellige åbne kirurgiske og perkutane tilgange til rådighed for at udvikle MI-svinemodeller. Den åbne brysttilgang involverer en venstre lateral thoracotomiprocedure og er nyttig til udførelse af kirurgisk koronararterieligation16,17, myokardiekrøoskade, cauterization12 og koronararterieplacering af en hydraulisk okkluse18 eller en ameroid constrictor19, blandt andre. Kirurgisk koronar okklusion er blevet brugt i vid udstrækning til at teste nye terapeutiske muligheder såsom hjertevævsteknik og celleterapi, da det giver bred adgang og visuel vurdering af hjertet; I modsætning til human MI kan det imidlertid resultere i kirurgiske adhæsioner, tilstødende ardannelse og postoperativ betændelse17. Myokardiekrionskade og cauterization er let reproducerbare teknikker, men reproducerer ikke den patofysiologiske MI-progression, der observeres hos mennesker12. På den anden side er der udviklet flere perkutane teknikker til at producere midlertidig eller permanent koronar blokering. Disse omfatter transkoronær eller intrakorron ethanolablation 20,21, okklusion ved ballonangioplastik22 eller levering af trombogene materialer såsom agarosegelperler23, fibrinogenblandinger9 eller spoleembolisering 17,24. Mens ballonangioplastik er bedre egnet til iskæmi / reperfusionsundersøgelser, er koronar spoleudrulning et af de bedste valg til modellering af ikke-revaskulariseret MI. Denne perkutane tilgang er gennemførlig, konsekvent reproducerbar og undgår åben brystkirurgi. Det muliggør præcis kontrol af infarktets placering og resulterer i patofysiologi svarende til en menneskelig ikke-reperfuseret MI. Desuden er spoleembolisering velegnet til modellering af akut, subakut eller kronisk MI; kronisk kongestiv hjertesvigt; eller valvulær sygdom17.

Den nuværende protokol har til formål at beskrive, hvordan man udvikler en MI-svinemodel ved permanent spoleudrulning. Kort fortalt består den af en perkutan selektiv koronararterie kanylering gennem retrograd lårbensadgang. Efter koronar angiografi indsættes en spole ved målgrenarterien under fluoroskopisk vejledning. Endelig bekræftes fuldstændig okklusion ved gentagen koronar angiografi.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denne undersøgelse blev godkendt af Animal Experimentation Unit Ethical Committee of the Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP) og regeringsmyndighederne (Generalitat de Catalunya; Kode: 10558 og 11208) og overholder alle retningslinjer for anvendelse af dyr i forskning og undervisning som defineret i Vejledningen for Pasning og Anvendelse af Forsøgsdyr25.

1. Præprecedural forberedelse af dyr

  1. Brug krydsede Landrace X Store hvide grise (30-35 kg) af begge køn.
  2. Hold dyrene i fastende tilstand i 12 timer før proceduren.

2. Sedation, anæstesi og analgesi

  1. Sedater dyret med en intramuskulær (IM) injektion af ketamin (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) og dexmedetomidin (0,03 mg/kg). Vent ca. 10-15 min.
  2. Når grisen er bedøvet, skal du ventilere den med en ilt (90-100%)-isofluran (1-2%) blanding og en ansigtsmaske for at sikre optimal sedation.
  3. Placer dyrlæge salve på grisens øjne for at forhindre tørhed.
    BEMÆRK: Gentag hvert 20. minut.
  4. Anbring intravenøst (IV) et 20 G kateter i en lateral ørevene. Administrer propofol (1-2 mg/kg) for at fremkalde anæstesi.
  5. Når grisen ikke har nogen synkerefleks, intubere dyret ved hjælp af et endotrachealt rør (størrelse 6,5-7,0 til 30-35 kg).
    BEMÆRK: Juster størrelsen på det endotracheale rør i henhold til grisens størrelse. Intubation skal udføres hurtigt for at forhindre et dybere bedøvelsesplan og langvarig apnø.
  6. Administrere IV buprenorphin (0,01 mg/kg) til intrakirurgisk analgesi. Brug et transdermalt fentanylplaster (100 μg/t) til postoperativ analgesi.
    BEMÆRK: Fentanylplasteret påføres lyskehuden, og det er aktivt i 72 timer for at begrænse postoperativ smerte. Dens farmakologiske virkning starter ikke umiddelbart efter fødslen, og anvend den således, inden proceduren påbegyndes.
  7. Udfør ventilation af luftvejsmaskeposer (20 oppustninger/min)) under transporten af grisen til det vaskulære interventionsradiologiske rum (VIR).
  8. Tilslut det endotracheale rør til anæstesimaskinen udstyret med en luftvejssensor og capnografioptagelse.
  9. Start mekanisk ventilation med positivt tryk med FiO2 0,50 ved hjælp af et tidevandsvolumen på 10 ml/kg og en frekvens på 16-20 vejrtrækninger/min. Oprethold anæstesien med isofluran (1-3%).
    BEMÆRK: For at bekræfte det korrekte kirurgiske bedøvelsesplan bør dyret ikke respirere spontant eller have hornhinde eller pupillære lysreflekser.

3. Hæmodynamisk overvågning og forberedelse af det kirurgiske område

  1. Placer dyret på operationsbordet i liggende stilling og fastgør lemmerne til bordet med tape eller bandage.
  2. Placer elektrokardiogramprober (EKG) subkutant i dyrets ekstremiteter til registrering af ændringer i ST-segment, T-bølger og puls under forsøgsproceduren.
  3. Placer et pulsoximeter på tungen eller et hjørne af dyrets læbe og den ikke-invasive trykmanchet på forbenet.
  4. Mål rektal / esophageal temperatur med en sonde.
  5. Rengør det højre lårbensområde med kirurgisk sæbe efterfulgt af skiftevis antiseptisk povidon-jodopløsning og alkohol 3 gange under sterile forhold.
  6. Sørg for, at kirurgen udfører kirurgisk håndvask og bærer en steril kjole og sterile handsker.
  7. Dæk dyret med en steril kirurgisk drapering.
  8. Forbered og skyl med hepariniseret saltopløsning nålen, en 6F vaskulær kappe, en 0,035-tommer J-tippet ledning, en 6F JR4 90 cm styrekateter, en 0,014-tommer 200 cm guidewire, en 150 cm længde / 0,017-tommer mikrokateter med indre diameter og kontrastmediumindsprøjtningsmanifoldsættet.

4. Vaskulær adgang

  1. Punktering af højre lårbensarterie via en perkutan tilgang med ultralydstyret punktering. Find bifurcationen mellem den overfladiske lårbensarterie og den dybe lårbensarterie.
  2. Placer transduceren 2-3 cm proksimal til bifurkationen i den fælles lårbensarterie, og juster transducerens centrum med den fælles lårbensarterie.
  3. Placer nålen i midten af transduceren og punktere arterien ved en vinkling på ca. 45 °. Indsæt derefter en 6F vaskulær kappe ved hjælp af den modificerede Seldinger-teknik26.
    BEMÆRK: I tilfælde af signifikant spasme eller hæmatom, crossover til den kontralaterale lårbensarterie.
  4. Skyl katetrene med hepariniseret saltopløsning. (5000 IE ufraktioneret heparin/1000 ml 0,9 % NaCL).
  5. Administrer heparin gennem kappen (300 IE / kg).

5. Koronar angiografi

  1. Indsæt J-tiptråden i JR4-styrekateteret, og før ledningen gennem kappen ind i den stigende aorta, og læg derefter kateteret op over valvulær overflade.
  2. Fjern ledningen, og tilslut kateteret til injektionsmanifoldsystemet. Rens hele systemet.
  3. Under fluoroskopi skal kateteret indlemmes i venstre hovedkransarterie og injicere 10 ml ioderet kontrastmedium for at visualisere det venstre koronarsystem (figur 1A, C).
    BEMÆRK: Det er vigtigt at sikre, at den arterielle trykbølgeform ikke dæmpes inden injektion for at undgå risikoen for koronar dissektion.
  4. Udfør angiogrammer i to ortogonale visninger: venstre forreste skrå 40 ° og højre forreste skrå 30 ° fremspring.
  5. Fremryk en 0,014-tommer guidewire, der er formonteret på mikrokateteret til midten til venstre forreste nedadgående (LAD) eller distal venstre circumflex (LCX) koronararterie under fluoroskopisk vejledning.

6. Spoleimplantation

  1. Under fluoroskopisk vejledning skal du fremme mikrokateteret gennem ledningen til det ønskede sted, hvor spoleimplantatet skal indsættes. I tilfælde af LAD-okklusion skal du placere spolen distal til den første diagonale gren, og for LCX skal du placere spolen distal til den første marginale gren.
    BEMÆRK: Proksimale tilgange (før de første diagonale eller første marginale grene) har meget lave overlevelsesrater.
  2. Fjern ledningen, og vælg spolen.
    BEMÆRK: Det er vigtigt at vælge den optimale spolestørrelse og længde. En lille eller kort spole placerer sig muligvis ikke godt i karrets lumen og har en meget høj risiko for distal migration på grund af kontrastinjektioner eller spontan, hvilket resulterer i mindre infarktstørrelse. En stor eller lang spole kan prolaps proksimalt til beholderen og producere et større infarkt end ønsket. Valget af den korrekte spole er især vigtigt, hvis der anvendes ikke-detekterbare spoler, da de ikke kan fjernes. Den optimale størrelse er 1-2 mm større end lumen på fartøjet, der skal emboliseres, og længden mellem 20-60 mm er normalt tilstrækkelig til 30-40 kg svin.
  3. Lever spolen via mikrokateter og injicer langsomt 5 ml iodineret kontrastmedium under fluoroskopi for at visualisere den korrekte position af spolen.
  4. Fjern mikrokateteret inde i styrekateteret, og anbring styret i en sidegren for at udføre kontrolinjektioner og for at sikre adgang til arterien, hvis en anden spole skal implanteres.
  5. Vent på, at spolen trombose og okkluderer arterien.
    BEMÆRK: Når arterien er okkluderet, kan ændringer i elektrokardiogrammet observeres. En anden måde at kontrollere fuldstændig arteriel okklusion på er at udføre langsomme injektioner af ioderet kontrast hvert 10. minut (figur 1B, D). Hvis arterien ikke okkluderer inden for 20-30 minutter, kan det være nødvendigt med et andet spoleimplantat.

7. Procedurens afslutning

  1. Når arterien er okkluderet, skal du administrere en kontinuerlig IV-infusion af lidokain (50-100 μg/kg/min) i mindst 1 time for at forhindre arytmiske episoder.
  2. Udfør et angiogram for at sikre, at der ikke er nogen strømningsdystal til okklusionen.
  3. Fjern ledningen, mikrokateteret og styrekateteret.
  4. Fjern kappen og udfør manuel kompression i 20 minutter.

8. Postoperativt indgreb og genopretning af dyr

  1. Overvåg dyret, indtil det er fuldt genoprettet, ved hjælp af EKG, rektal temperatur, pulsoximetri og capnografi.
    BEMÆRK: I tilfælde af ventrikulære arytmier, administreres en bolus af lidokain (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Administrere en IM-injektion af tulathromycin (2,5 mg/kg) som profylaktisk postoperativ antibiotikabehandling. Til postkirurgisk analgesi administreres et transdermalt fentanylplaster før den kirurgiske procedure (trin 2.6).
  3. Sluk for isofluranen og oprethold mekanisk ventilation, indtil dyret begynder at trække vejret spontant.
  4. Når grisen genvinder synkerefleksen, skal du fjerne det endotracheale rør. BEMÆRK: Kontroller, om dyret har en god SpO2 (mere end 95%) før og efter ekstubation.
  5. Transporter dyret til et individuelt bur. Placer dyret over et varmtvandstæppe og dæk det med en termisk drapering for at undgå postkirurgisk hypotermi.
    BEMÆRK: Returner ikke grisen til selskab med andre dyr, før den er helt genoprettet.
  6. Overvåg dyret, indtil det har genvundet tilstrækkelig bevidsthed til at opretholde streng liggende.

9. Postoperativ smertevurdering og overvågning

  1. Under den postkirurgiske opfølgning skal du overvåge dyrenes generelle tilstand, herunder åndedrætsfrekvensen, føde- og vandindtag, aktivitet og interaktion med de andre individer, udseende og farve af huden og udviklingen af det kirurgiske sår.
  2. Anvend en daglig tilsynsprotokol i henhold til følgende scoringskriterier: - Vægt:
    0: Normal
    1: <10% vægttab
    2: 10-20% vægttab
    3:> 20% vægttab

    - Kropstilstand:
    0: God: ikke-fremtrædende hvirvler, bækken eller rygmarvsknogler
    2: Regelmæssig: bevis for rygmarvssegmentering, håndgribelige bækkenben
    3: Afmagring: ekstremt markeret skelet, lidt eller intet kød at dække

    - Adfærd:
    0: Normal: Aktiv og interaktiv i dit miljø
    1: Let fald i aktivitet og mindre interaktiv
    2: Unormal: udtalt fald i aktivitet, isoleret
    3: Unormal: Immobil eller hyperaktivitet, mulig selvskade

    - Fysisk udseende:
    0: Normal: hud/hår skinnende og øjne lyse
    1: Forsvinder balsamering, hud/hår uden glans
    2: Dårlig hud/næsesekret
    3: Dårlig hud, unormal eller bøjet kropsholdning

    - Adfærdsforstyrrelser:
    0: Ingen
    1: Manglende evne til at bevæge sig normalt
    2: Kan ikke nå mad/drikke, isoleret fra andre dyr
    3: Intention om at gemme sig/hjørne, reagerer ikke på stimuli (døende)

    - Kliniske tegn:
    0: Ingen
    1: Hypotermi, feber, mild respirationssvigt
    2: Infektion i det kirurgiske sår, moderat respirationssvigt med slimhinde-blodige sekreter
    3: Hjertesvigt, svær respirationssvigt (cyanose, åben mund)

    Score:
    - 1-5: Overvåg dyrene en gang om dagen.
    - 6-12: Giv støttende terapi, hvis det er nødvendigt.
    - Ethvert dyr med en score på 3 i et af ovenstående parametre eller med en samlet score >12 vil blive aflivet.

    BEMÆRK: Dyrene skal overvåges dagligt af dyreplejepersonalet og to gange om ugen af forsknings- og veterinærteamet.
  3. Selvom der ikke forventes smerte og nød fra proceduren, hvis et dyr viser tegn på smerte, skal du give smertestillende behandling (tramadol, oral, 2-4 mg / kg, dagligt). Hvis et dyr ikke reagerer på smertestillende medicin og viser tegn på kronisk smerte (meget lav sandsynlighed), aflives dyret med en bedøvelsesoverdosis (natriumthiopental, IV, 200 mg / kg).
  4. Hvis operationssåret viser tegn på infektion (lav sandsynlighed) på trods af den administrerede antibiotikabehandling, skal du behandle såret dagligt og påbegynde et nyt antibiotikaregime (cefquinomsulfat, IM, 2 mg/kg, dagligt).

10. Eutanasi metode

  1. Under tidligere sedation og anæstesi, som tidligere beskrevet, administrere en IV natriumthiopental overdosis (200 mg / kg).
  2. Bekræft kardiorespiratorisk anholdelse og død ved at overvåge vitale tegn (elektrokardiogram, blodtryk, capnografi).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

MI overlevelsesrater og placering
Syvoghalvtreds grise gennemgik koronar spoleimplantation i LCX marginalgrenen (n = 25; 12 hunner og 13 hanner) eller i LAD mellem den første og den anden diagonale gren (n = 32; 16 hunner og 16 hanner) af koronararterien og blev fulgt op i 30 dage. Overlevelsesraten for dyr, der blev indsendt til en MI ved LCX-marginalgrenen, var 80% (n = 20). Tre grise døde som følge af dødelige komplikationer relateret til atrioventrikulær (AV) blok og asystol før spoleudrulning, og 2 grise døde efter ventrikulær fibrillation (VF) relateret til transmural MI efter spoleplacering. Overlevelsesraten for dyr, der blev indsendt til MI ved LAD, var 72% (n = 23): 1 gris døde på grund af en AV-blok og asystol efter spoleudrulning og 8 dyr efter VF (5 efter spoleudrulning, 2 ved 12-48 timer efter MI og en 26 dage efter MI). Overlevelsesraterne varierede mellem LCX marginalgrenen (2-2,5 mm i diameter) og den midterste LAD (2,5-3 mm i diameter) MI, sandsynligvis på grund af den større infarktforlængelse i LAD-modellen.

Magnetisk resonansbilleddannelse (MRI) analyse blev udført i alle dyr 30 dage efter MI. Figur 2 illustrerer sen gadoliniumforstærkede MR-billeder af LCX-marginalgrenen (figur 2A,C) og distale LAD(figur 2B,D) infarktmodeller. Som afbildet påvirker spoleudrulning i LCX marginal koronararterie LV-sidevæggen, mens det interventrikulære septum er det mest berørte område i distal LAD-placering. Disse resultater blev også bekræftet efter hjertesektionering (figur 2E,F).

Figure 1
Figur 1: Koronar angiografi, anteroposterior projektion. Repræsentative billeder af præ- (A,B) og post-coil (hvide pile) implementering (C,D) i LCX marginal gren og distal LAD koronararterie. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Magnetisk resonansbilleddannelse og hjertevævssektioner. Repræsentative T1 3-kammer (A,B) og kortaksede (C,D) forsinkede forbedringsbilleder til LCX marginal og distalt LAD-infarkt. Billeder afslører sundt (sort) og infarkt (hvidt) myokdium. Fotografier af hjertesektioner efter LCX marginal (E) og distal LAD MI (F). Pile angiver placeringen og udvidelsen af det infarkterede område. Skalabjælke = 1 cm Klik her for at se en større version af denne figur.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

En spole indsat i en koronararterie giver en reproducerbar og konsistent præklinisk ikke-reperfuseret MI-model i svin, der kan bruges til at udvikle og teste nye kardiovaskulære terapeutiske strategier.

I vores hænder var dødeligheden ved opfølgning 19% relateret til komplikationer af MI, hovedsagelig inden for de første 24 timer af proceduren. Alle disse dødsfald er relateret til den naturlige historie af den ikke-reperfused MI og var de primære resultater af undersøgelsen. Et af de mest kritiske trin i denne protokol er afhængig af mikrokateterens indtræden i koronararterierne. I nogle tilfælde forårsagede mikrokateterfremskridt en vagal reaktion, der førte til alvorlig hypotension, AV-blok og endelig asystol. Ikke desto mindre kan dette undgås ved at administrere en IV bolus adrenalin (0,001 mg / kg), før mikrokateteret fremmes. En anden komplikation er forekomsten af ondartede arytmier, der kan føre til VF. Disse episoder forekommer normalt 30 minutter efter MI-instauration. Vi anbefaler at bruge en lidokain kontinuerlig infusionshastighed (50-100 μg/kg/min) i mindst 1 time for at reducere risikoen for ventrikulære arytmier. Som et alternativ kan en kontinuerlig infusion af amiodaron (50-80 μg/kg/min) administreres. Men hvis ventrikulære arytmiske hændelser opstår, anbefaler vi at levere en bolus af lidokain (1,5-3,5 mg/kg). I tilfælde af svær bradykardi anbefaler vi administration af atropinbolus (0,01 mg/kg), noradrenalinperfusion (0,05-3 μg/kg/min) til mild eller moderat hypotension og adrenalin (0,03 mg/kg) til svær hypotension, elektromekanisk dissociation, AV-blok eller asystol. Men når en VF opstår, skal en 320J ventrikulær defibrillering påføres med en monofasisk hjertedefibrillator og gentages, indtil dyret genvinder sin hjerterytme. Når der er behov for flere ventrikulære defibrilleringer, eller asystol opstår, skal du udføre manuelle brystkompressioner (80-90 kompressioner / min), deprimere brystkassen 4 tommer og forbinde dyret til den mekaniske ventilator under 100%O2.

Hvis interventionsproceduren forlænges i mere end en time, er det nyttigt at overvåge antikoagulationsniveauet med den aktiverede koagulationstidstest for at sikre, at den er større end 300 sekunder. Hvis det er kortere, skal en ekstra dosis heparin administreres.

Hvis en okklusiv trombose ikke dannes efter koronararteriespoleudrulning, anbefaler vi placering af en anden spole. En anden mulighed kunne være at administrere protamin (1 mg / 100 IE af UFH) for at lette dannelsen af blodpropper, selv om der er risiko for dannelse af trombose i styrekateteret og efterfølgende embolisering under kontrolinjektion.

Mange andre okklusionsmodeller er blevet beskrevet for at simulere MI baseret på ophør af koronar strøm ved arteriel ligering, en ameroid constrictor eller balloninflation. Imidlertid udløser en indsat spole koagulationskaskaden med trombosedannelse, der okkluderer koronararterien. Denne mekanisme simulerer så tæt som muligt patofysiologien af human MI sammenlignet med andre ikke-invasive teknikker som ballonokklusion. På trods af at ikke-reperfuseret MI resulterer i mere omfattende ardannelse, mindre levedygtigt myokardie og en større reduktion med hensyn til hjertefunktion end iskæmi-reperfusionsmodeller27, er det mere velegnet til screening af antiinflammatoriske terapier, omvendt hjerteombygning og gen- eller stamcelleterapi til behandling af hjerte-kar-sygdomme28.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre

Acknowledgments

Vi udtrykker vores taknemmelighed over for Center of Comparative Medicine and Bioimaging of Catalonia (CMCiB) og personalet for deres bidrag til udførelsen af dyremodellen. Dette arbejde blev støttet af Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), Sociedad Española de Cardiología og Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Dette arbejde blev også finansieret af projekterne Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] og CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403] som en del af Plan Nacional de I+D+I og medfinansieret af ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Dr. Fadeuilhe blev støttet af et tilskud fra det spanske kardiologiske selskab (Madrid, Spanien).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
6-F JR4 0-71"guiding catheter Medtronic LA6JR40 6F JR4 90 cm Guiding catheter
Adrenaline 1 mg/mL B.Braun National Code (NC). 602486 Adrenaline
Atropine 1 mg/mL B.Braun NC. 635649 Atropine
Betadine Mylan NC. 694109-1 Povidone iodine solution
Bupaq 0.3 mg/mL Richter Pharma AG NC. 578816.6 Buprenorphine
Dexdomitor 0.5 mg/mL Orion Pharma NC. 576303.3 Dexmedetomidine
Draxxin Zoetis NC. 576313.2 Tulathromycin
EMERALD Guidewire Cordis 502-585 0.035-inch J-tipped wire
External defibrillator DigiCare CS81XVET Manual external defibrillator
Fendivia 100 µg/h Takeda NC. 658524.5 Fentanyl transdermal patch
Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cm Argon GWI1802 Introducer needle
Heparine 1% ROVI NC. 641647.1 Heparin
Hi-Torque VersaTurn F Abbott 1013317J 0.014-inch 200 cm Guidewire
IsoFlo Zoetis 50019100 Isoflurane
Ketamidor Richter Pharma AG, NC. 580393.7 Ketamine
Lidocaine 50 mg/mL B.Braun NC. 645572.2 Lidocaine
MD8000vet Meditech Equipment MD8000vet Multi-parameter monitor
Midazolam Laboratorios Normon NC. 624437.1 Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7").Double Ended.Stainless Steel.6F.16 Merit PSI-6F-11-035 6F Vascular sheath
Propovet Multidosis 10 mg/mL Zoetis NC. 579742.7 Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1RO Boston Scientific M001181370 150 cm length with 0.017-inch inner diameter Microcatheter
Ruschelit Teleflex 112482 Endotracheal tube with balloon (#6.5)
SPUR II Ambu 325 012 000 Airway mask bag unit-ventilation (AMBU)
Vasofix 20 G B.Braun 4269098 20 G Cannula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mL General Electrics 1177612 Iodinated contrast medium
VortX-18 Diamond 3 mm/3.3 mm Boston Scientific M0013822030 Coil
WATO EX-35 Mindray WATO EX-35Vet Anesthesia machine

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349 (2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71 (2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30 (2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464 (2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417 (2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113 (2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137 (2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984 (2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269 (2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

Tags

Medicin udgave 177 myokardieinfarkt svin spoleudrulning præklinisk model.

Erratum

Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 05/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).
Myokardieinfarkt ved perkutan emboliseringsspole implementering i en svinemodel
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Martínez-Falguera, D.,… More

Martínez-Falguera, D., Fadeuilhe, E., Teis, A., Aranyo, J., Adeliño, R., Bisbal, F., Rodriguez-Leor, O., Gálvez-Montón, C. Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. J. Vis. Exp. (177), e63172, doi:10.3791/63172 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter