Summary
El protocolo describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria, seguido de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante cardíaco y tiene el potencial de facilitar estudios y estrategias terapéuticas.
Abstract
El aumento en la demanda de trasplante cardíaco a lo largo de los años ha alimentado el interés en la donación después de la muerte circulatoria (DCD) para ampliar el grupo de donantes de órganos. Sin embargo, el proceso DCD se asocia con el riesgo de lesión del tejido cardíaco debido al inevitable período de isquemia caliente. La perfusión regional norterámica (NRP) permite una evaluación de órganos in situ , lo que permite la obtención de corazones que se determina que son viables. Aquí, describimos un modelo de animal grande clínicamente relevante de DCD seguido de NRP. La muerte circulatoria se establece en cerdos anestesiados al detener la ventilación mecánica. Después de un período de isquemia caliente preestablecido, se utiliza un oxigenador de membrana extracorpórea (OMEC) durante un período de PRN que dura al menos 30 minutos. Durante este período de reperfusión, el modelo permite la recolección de varias biopsias de miocardio y muestras de sangre para la evaluación cardíaca inicial. Una vez que se destete la NRP, se pueden realizar evaluaciones bioquímicas, hemodinámicas y ecocardiográficas de la función cardíaca y el metabolismo antes de la obtención de órganos. Este protocolo simula de cerca el escenario clínico descrito previamente para DCD y NRP en el trasplante de corazón y tiene el potencial de facilitar estudios dirigidos a disminuir la lesión por isquemia-reperfusión y mejorar la preservación y recuperación funcional cardíaca.
Introduction
Más de 300,000 personas mueren en América del Norte cada año de insuficiencia cardíaca (IC); El trasplante cardíaco sigue siendo la única opción de tratamiento para algunos de estos pacientes con enfermedad terminal1. Históricamente, la fuente exclusiva para el trasplante de corazón fueron los corazones de donantes obtenidos después de la determinación neurológica de muerte (NDD), pero incluso entonces, solo alrededor del 40% eran adecuados para el trasplante2. Entre el 15% y el 20% de los pacientes mueren mientras esperan una donación de corazón, siendo la escasez de corazones de donantes una de las razones que crea una discrepancia entre los corazones disponibles y los corazones necesarios2. Con el fin de aumentar el grupo de donantes de órganos, una consideración importante es el uso de corazones donados después de la muerte circulatoria (DCD)3. Hay renuencia a usar corazones DCD porque estos órganos están invariablemente sometidos a un período de isquemia sin protección (caliente) después del cese de la circulación sanguínea y pueden sufrir daños irreversibles. Aunque existen informes para el éxito del trasplante cardíaco con TDC con excelentes resultados tempranos 4,5, existe la necesidad de desarrollar un método de evaluación validado para determinar si estos corazones son utilizables y predecir potencialmente su rendimiento después del trasplante 6,7. Para limitar los períodos isquémicos de los corazones DCD y monitorearlos continuamente durante el almacenamiento y el transporte, se desarrollaron sistemas de perfusión cardíaca ex situ 8. Sin embargo, esta tecnología se basa en máquinas complejas con equipos de perfusión, y tiene un alto costo inicial sin ninguna garantía de que el órgano obtenido sea adecuado para el trasplante. Un nuevo protocolo para el trasplante cardíaco con TDC basado en la perfusión regional normotérmica (NRP) fue propuesto por Messer et al3. Esta técnica consiste en restaurar la perfusión miocárdica mientras el corazón todavía está en el donante y excluyendo la circulación cerebral. Permite una evaluación funcional in situ antes de la adquisición3.
Cuando se utilizan modelos de animales grandes, el corazón porcino es una de las plataformas preferidas para realizar investigaciones quirúrgicas cardíacas teniendo en cuenta su similitud anatómica con el corazón humano. Sin embargo, algunos factores importantes en los corazones porcinos deben considerarse al usar este modelo. Por ejemplo, el tejido cardíaco porcino es muy frágil y friable y es propenso a desgarros, especialmente en la arteria pulmonar y la aurícula derecha9. Otro factor importante a considerar es que el corazón porcino es muy sensible a la isquemia y propenso a las arritmias, por lo que los antiarrítmicos deben administrarse rutinariamente a todos los animales antes del experimento; Sin embargo, todavía se considera un modelo apropiado para el estudio de la isquemia aguda en el trasplante cardíaco9.
Este manuscrito describe un modelo de donación de animales grandes (porcinos) después de la muerte circulatoria seguida de perfusión regional normotérmica toracoabdominal que simula de cerca el escenario clínico en el trasplante de corazón y tiene el potencial de facilitar nuevos estudios terapéuticos y estrategias para la investigación traslacional.
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Protocol
El comité institucional de cuidado y uso de animales del Centre de Recherche du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM) aprobó todos los protocolos experimentales, y los animales fueron tratados de acuerdo con la Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Para este protocolo, se utilizaron cerdos machos o hembras grandes blancos de 3-4 meses de edad que pesan 50-60 kg. El tamaño del animal puede variar de acuerdo con los objetivos experimentales de los investigadores.
1. Preparación animal e inducción anestésica
- Premedicar al animal usando una inyección intramuscular de atropina (0,04 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) y ketamina (20 mg/kg). Administrar isoflurano a una concentración corriente final de 1%-3% en 3 L/minO2, utilizando una mascarilla facial para la inducción y mantenimiento de la anestesia.
- Confirme la anestesia adecuada probando un tono de mandíbula relajado y ausencia de dolor usando la respuesta de pellizco del dedo del pie. Asegúrese de que el animal se coloca en posición de decúbito dorsal y se mantiene en normotermia utilizando una manta de calentamiento.
- Después de confirmar la adecuación anestésica, realizar una intubación orotraqueal utilizando un tubo endotraqueal de 6,5-8 mm como se describe en 10.
- Coloque el monitor de saturación de oxígeno en la oreja o el labio inferior del animal para un monitoreo continuo. Ajustar la ventilación a una presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cm H2O, una presión inspiratoria máxima (PIP) de 15 cmH2O, una fracciónde oxígeno inspirado (FIO 2) de 0,5 y una frecuencia respiratoria (RR) de 15 respiraciones/min alcanzando un volumen corriente (TV) de 6-8 mL/kg, y una presión parcial normal deO2 y CO2. Ajuste el RR para mantener un nivel deCO2 al final de la marea de 35-45 mmHg.
- Obtenga un acceso intravenoso periférico a través de la vena del oído utilizando un catéter de 20 G. Iniciar una infusión de mantenimiento de solución salina normal (NaCl al 0,9%) y administrar 2 g de sulfato de magnesio (MgSO4) en bolo intravenoso para prevenir arritmias.
- Prepare los sitios quirúrgicos afeitando y frotando adecuadamente el tórax y las ingles. Desinfecte las ingles y el cuello con clorhexidina y cubra adecuadamente mientras proporciona acceso venoso y arterial.
- Coloque la almohadilla del electrodo de cauterio en la espalda del animal. Coloque al animal en posición de Trendelenburg para facilitar el acceso venoso central.
- Localice la vena yugular derecha mediante una ecografía. Una vez localizada, con una aguja, ingrese a la piel en un ángulo de 45 ° hasta que se vea sangre y la aguja se vea en la vena en la ecografía.
- Coloque el alambre guía en la aguja y luego inserte un introductor de vaina venosa central percutánea de 7 Fr sobre el alambre guía.
- Retire el alambre guía mientras mantiene el introductor de la vaina en su lugar, luego inserte un catéter Swans-Ganz para garantizar las mediciones del gasto cardíaco y el cateterismo cardíaco derecho.
NOTA: Se puede usar la vena yugular izquierda en lugar de la derecha. Si el acceso no es posible, inserte la vaina directamente en la vena yugular interna (izquierda o derecha) después de la esternotomía de la línea media. En ese caso, asegúrese de diseccionar la vena. - Usando la misma técnica, inserte un catéter venoso central (por ejemplo, doble lumen) en la vena yugular izquierda.
- Inserte otro introductor de vaina venosa central percutánea de 7 Fr en la vena femoral derecha utilizando la técnica de Seldinger como se describe en los pasos 1.7. a 1.10., para la introducción de un catéter de conductancia en el ventrículo derecho (VD). Esto se puede hacer por vía percutánea con ecoguía, o después de la esternotomía de la línea media.
- Permita un período de estabilidad durante 10 minutos después de la intubación y la manipulación, luego mida los parámetros biodinámicos y de función cardíaca basales, incluidas las presiones pulmonares y sistémicas, el gasto cardíaco, los bucles de presión-volumen del VD y el VI y la ecocardiografía transtorácica.
2. Establecimiento del acceso quirúrgico
- Usando una pluma de cauterio, realice una incisión en la línea media desde la región cervical media hasta la xifoidea. Después de eso, divida la grasa subcutánea, capa por capa, a lo largo de la línea media usando la electrocauterización para llegar al periesternón.
- Corte alrededor de la muesca esternal y use un dedo para retraer y barrer los tejidos blandos de debajo del esternón. Abra el esternón con una sierra para huesos y asegúrese de que el esternón esté completamente dividido mientras se tiene cuidado con la vena debajo de la parte superior del hueso esternal. Cauterizar el esternón y/o aplicar cera ósea para asegurar una hemostasia adecuada.
- Usando la electrocauterización, diseccionar y extraer el timo levantándolo del pericardio. Cauterizar los vasos que irrigan el timo de la aorta y la vena cava superior (VCS) para prevenir el sangrado.
- Corte cuidadosamente el pericardio abierto con la cauterización. Inserte los dedos debajo del pericardio mientras corta para evitar lesiones en el corazón.
- Administrar 300 unidades/kg de heparina IV para lograr la anticoagulación sistémica. Si la prueba está disponible, asegúrese de que se active el tiempo de coagulación (ACT) ˃ 300 s.
3. Retirada de las terapias de soporte vital y declaración de muerte
- Administrar un bolo de 3 mg/kg de propofol IV, y luego detener la ventilación mecánica y desconectar el tubo endotraqueal.
NOTA: Este paso corresponde a "Retiro del Soporte Vital" para lanzar la Perfusión Regional Normothermica. Para las condiciones de eutanasia, consultar la sección 8. - Controlar la presión arterial y la saturación periférica deO2 . Iniciar el tiempo de isquemia caliente funcional cuando la presión sistólica < 50 mmHg.
- Establecer paro circulatorio cuando hay asistolia (o fibrilación ventricular) y ausencia de pulsatilidad arterial. Iniciar una fase mínima de observación de 5 minutos después de que se establezca el paro circulatorio (período de separación) y posteriormente declarar la muerte del animal.
4. Colocación de perfusión regional normotérmica toracoabdominal
- Usando la cauterización, disecciona cuidadosamente el espacio aortopulmonar. Retraiga el tracto de salida del VD hacia abajo, la arteria pulmonar hacia la izquierda y la aorta hacia la derecha para evitar lesiones directas a esta última. Tome la ayuda de un asistente si es necesario durante este paso.
- Diseccionar y ligar los vasos supraaórticos para evitar y excluir la perfusión cerebral. Alternativamente, aplique una abrazadera cruzada grande sobre los vasos.
- Inserte dos catéteres 18 G en las carótidas bilateralmente distalmente a la oclusión para evaluar el flujo sanguíneo potencial al cerebro. Recolectar y medir sangre durante todo el experimento y reinfundir a través del circuito NRP.
- Usando el metzenbaum y las pinzas de ángulo recto, diseccionar delicadamente entre la VCS y la arteria innominada, y entre la VCI y el pericardio. Rodee la VCS y la VCI con una cinta umbilical o una simple sutura de seda 0 y asegúrelas con un torniquete.
- Usando una sutura 3-0, coloque dos suturas concéntricas de cuerda de bolso en la aorta adventicia ascendente distal; Evite las suturas de espesor total. Coloque una sutura de cuerda de bolso en la aurícula derecha (AR). Asegure todas las suturas con un torniquete.
- Configurar y preparar el sistema NRP de acuerdo con las necesidades experimentales y de los investigadores. Para este protocolo, utilice un circuito ECMO con una bomba centrífuga, cebado con 2 L de solución cristaloide que contiene 500 mg de solumedrol, 200 ml de bicarbonato de sodio (NaOH) al 8,4%, 300 unidades/kg de heparina y 2 g de MgSO4.
NOTA: La configuración utilizada aquí es similar a la utilizada por los perfusionistas de la institución en la división de cirugía cardíaca. - Usando una cánula arterial de 17 a 21 F, cannule la aorta y luego apriete el torniquete que sostiene la sutura de la cuerda del bolso para asegurar la cánula en su lugar.
NOTA: Alternativamente, inserte una cánula oxigenadora de membrana extracorpórea (ECMO) utilizando la técnica de Seldinger para minimizar la pérdida de sangre. Otro método consiste en utilizar una cánula arterial de derivación estándar. La cánula aórtica se conecta a la línea arterial del circuito NRP mediante un conector 3/8-3/8; Asegurar la desaireación completa para evitar la embolia de aire. - Cree una incisión de 5 mm en el centro de la cuerda del bolso en el RA, y luego dilate usando un instrumento de ángulo pequeño como un ángulo recto o un chasquido. Cubra la incisión con un dedo para evitar sangrado excesivo.
- Use una cánula venosa de doble etapa para canular la AR y luego apriete las suturas de la cuerda del bolso con un torniquete para asegurar la cánula en su lugar.
- Conecte las cánulas a la línea venosa del circuito NRP utilizando un conector 1/2-3/8 y asegure una desaireación completa para evitar una esclusa de aire en el sistema.
- Asegúrese de que haya pasado un mínimo de 15 minutos entre la declaración de muerte y el inicio de la PRN para abarcar el tiempo necesario en la preparación de la práctica clínica, el drapeado y el acceso al corazón.
- Iniciar NRP 15 min después del inicio del tiempo de isquemia caliente funcional. Mantener la normotermia durante todo el procedimiento. Ajustar los caudales progresivamente para alcanzar un índice de perfusión de 2,5 L/min/m2. Reiniciar la ventilación mecánica con un FIO2 del 50% y un televisor de 6 mL/kg.
NOTA: Modifique esta configuración según el diseño experimental. - Infundir continuamente 10 μg/kg/min de dopamina y 4 unidades/min de vasopresina IV. Use epinefrina y norepinefrina durante la perfusión inicial y luego valore según sea necesario para ayudar en la regulación de la presión mientras mantiene la presión arterial por encima de 50 mmHg.
5. Mantenimiento de la reperfusión y objetivos de destete
- Reperfundir el corazón durante 30 minutos antes de intentar destetar para NRP. Si el destete no tiene éxito, realice 15 minutos adicionales de reperfusión para apoyar con NRP antes de intentar destetar nuevamente para un tiempo máximo total de reperfusión de 180 min.
- Proceder a la evaluación cardíaca después del destete exitoso. Si el destete no se logra después de este tiempo, detenga el experimento e informe el problema.
NOTA: Esto debe adaptarse a los objetivos de cada investigador. - Evalúe los criterios de destete de NRP y asegúrese de que se cumplan todos los criterios como se detalla en la Tabla 1.
6. Evaluación de la recuperación cardíaca
- Generar análisis de asa presión-volumen (PV) para medir la contractilidad cardíaca. El catéter de conductancia permite mediciones continuas de las relaciones VI-PV.
- Obtenga registros en estado estacionario para generar parámetros dependientes del volumen, trabajo de carrera y presión desarrollada, y ocluya la VCI con una cinta umbilical para generar parámetros independientes del volumen a través de la oclusión, es decir, trabajo de carrera reclutable de precarga.
- Mida la presión venosa central, la presión de la arteria pulmonar, el gasto cardíaco, la presión del VD y la presión de la cuña capilar pulmonar utilizando el catéter Swans-Ganz introducido al comienzo del experimento.
- Analizar la función cardíaca a través de la ecocardiografía utilizando una sonda transesofágica estándar y una sonda transtorácica colocada directamente en el corazón.
- Realizar evaluaciones metabólicas mediante la recolección de muestras de sangre arterial y venosa para análisis. Extraer sangre directamente del seno coronario para evaluar específicamente la función metabólica del corazón. Analizar los niveles de gases en sangre y lactato.
- Además, recolecte biopsias de miocardio del RV y del VI si es necesario. Obtener muestras de otros órganos trasplantables de interés (p. ej., pulmones, hígado, riñones), según los objetivos del investigador.
7. Eliminación de NRP y evaluación cardíaca
- Cuando se cumplan los criterios de destete, detenga la NRP. Retire la cánula de la AR y apriete rápidamente la sutura de la cuerda del bolso para minimizar la pérdida de sangre. Asegure la sutura con nudos y siga el mismo procedimiento para extraer la cánula aórtica.
- Evaluar la función cardíaca cada 30 minutos durante 2 h después de que la NRP se haya detenido como se describe en los pasos 6.1. a 6.4.
8. Finalización del experimento
- Después de 2 h, coloque un catéter de cardioplejía de 16 G o 18 G en la aorta ascendente. Conecte la cánula al circuito NRP.
- Después de eso, descomprima las cavidades cardíacas derechas mediante la incisión de la VCI y las cavidades izquierdas mediante la incisión de la aurícula izquierda utilizando la cauterización.
- Pinzar la aorta ascendente después de la inserción de la cánula y administrar 1,5 L de solución de cardioplejía Del Nido a 4 °C al corazón. Asegúrese de que la presión de perfusión sea de 50 mmHg.
- Detenga la ventilación mecánica y coloque granizado de hielo (0,9% de NaCl) en la cavidad torácica después del inicio de la cardioplejía para enfriamiento. Proceda con la cardiectomía de manera tradicional una vez que se complete la infusión de cardioplejia.
- Use el corazón recolectado para obtener biopsias de miocardio extensas para su evaluación y evaluación. Realizar otras biopsias de otros órganos (p. ej., pulmones, hígado, riñones) según el diseño experimental y el objetivo de los investigadores
NOTA: La Figura 1 proporciona un resumen de los pasos del protocolo que se muestran y la Tabla 1 proporciona la definición de los parámetros y criterios utilizados en este estudio.
Figura 1: Resumen esquemático del protocolo experimental. Abreviaturas: NRP = Perfusión Regional Normothermica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Definición/Criterios | |
| Período de isquemia caliente funcional | Período que comienza cuando la presión sistólica < 50 mmHg y termina cuando se inicia la PNR. En este protocolo, este período es de 15 min |
| Paro circulatorio | Se establece cuando el corazón está en asistolia o en fibrilación ventricular |
| Período de separación | Periodo que inicia con la detención circulatoria y finaliza con la declaración de defunción. En este protocolo, este período es de 5 min |
| Destete exitoso de NRP | Uso mínimo de inotrópicos y vasopresores |
| IC > 2,2 L/min/m2 | |
| MAPA > 55 mmHg | |
| RAP < 15 mmHg | |
| PCWP < 15 mmHg | |
| Función normal de VI y RV |
Tabla 1: Definición representativa de los parámetros y criterios utilizados en este protocolo. Abreviaturas: IC = Índice Cardíaco; MAP = presión arterial media; NRP = Perfusión Regional Normothermémica; PCWP = presión capilar pulmonar en cuña; RAP = presión auricular derecha.
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Representative Results
Este modelo preclínico ha sido utilizado con éxito en nuestra institución para múltiples experimentos. Primero, demostramos que los corazones DCD, inicialmente reperfundidos con NRP, demostraron una recuperación funcional similar después del trasplante en comparación con la donación convencional de corazón latido preservada con almacenamiento en frío. Además, hemos utilizado este protocolo para mostrar que la evaluación funcional cardíaca después de la NRP fue predictiva de la recuperación posterior al trasplante. Finalmente, también hemos estudiado los efectos de la NRP sobre la perfusión cerebral y la preservación pulmonar después de un paro circulatorio.
La Figura 2 muestra resultados representativos de la función cardíaca al inicio y después de DCD y NRP medidos con un catéter de arteria pulmonar. Aquí, vemos que hay una disminución significativa en la función cardíaca después del DCD; Sin embargo, estos órganos demostraron una recuperación funcional similar después del trasplante en comparación con los corazones trasplantados convencionalmente (donación de corazón latiente seguida de almacenamiento en frío). La Figura 3 muestra las mediciones de la oximetría cerebral durante la NRP con los vasos supraaórticos pinzados; Las mediciones confirman la ausencia de perfusión cerebral adecuada. Finalmente, la Figura 4 muestra las mediciones de la distensibilidad pulmonar durante la PNR y después del destete del soporte. No mostró cambios significativos desde el inicio durante la PNR.
Figura 2: Cardíaco durante la NRP. El índice cardíaco (mediana ± rango intercuartílico) se midió al inicio del estudio, durante la PNR y después del trasplante con catéter de arteria pulmonar. Los corazones DCD (en solución de almacenamiento HTK) mostraron una recuperación funcional similar en comparación con los corazones control (donaciones estándar) después del trasplante (n = 5 / grupo). Abreviaturas: DCD = donación después de la muerte circulatoria; HTK = solución de almacenamiento de histidina-triptófano-cetoglutarato; NRP = Perfusión Regional Normothermémica; Tx = Tratamiento. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Medición de la oximetría cerebral. Las mediciones de oximetría cerebral a lo largo del experimento mostraron una disminución progresiva durante la retirada de las medidas de soporte vital y se mantuvieron en niveles mínimos durante la NRP. Abreviaturas: NRP = Perfusión Regional Normothermica; WLST = Retiro del tratamiento de soporte vital Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Medición de la distensibilidad pulmonar durante la PRN y después del destete. La distensibilidad pulmonar, medida por la relación entre el volumen corriente y la presión media observada en el respirador (mediana ± rango intercuartílico), no mostró cambios significativos desde el inicio durante la NRP (n = 5). La distensibilidad estática (estática) se mide durante una retención de las vías respiratorias finales. La distensibilidad dinámica (Dyn) se mide a lo largo del ciclo respiratorio. Abreviaturas: NRP = Perfusión Regional Normothermica. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Este manuscrito describe una donación de modelo de animales grandes después de la muerte circulatoria (DCD) seguida de perfusión regional normotérmica toracoabdominal. En este experimento, el corazón se reperfunde durante un mínimo de 30 minutos y un máximo de 3 h antes de que se retire del circuito ECMO. El corazón funciona por sí solo durante 2 horas, lo que permite una valiosa evaluación cardíaca a corto plazo. Por lo tanto, la principal limitación de este protocolo es el seguimiento a corto plazo; sin embargo, una evaluación a largo plazo requeriría muchos recursos y sería costosa. Este procedimiento se centra en la lesión aguda por isquemia-reperfusión, y puede ser un método confiable para evaluar la función cardíaca de un corazón donado dentro del donante y establecer si el órgano puede ser trasplantado. También puede ser un modelo preclínico adecuado que se puede utilizar para investigar nuevas intervenciones farmacológicas y no farmacológicas que podrían mejorar la recuperación funcional cardíaca y que han sido validadas previamente solo en modelos de animales pequeños 11,12,13,14,15,16 . Las modificaciones a este protocolo se pueden adaptar a los objetivos del investigador y en caso de resolución de problemas. Estas modificaciones pueden incluir, entre otras, la cardioplejia, las soluciones de cebado, los tiempos isquémicos y la adición de intervenciones farmacológicas para estudiar.
Cuando se utilizan modelos de animales grandes, el corazón porcino es una de las plataformas preferidas para realizar investigaciones quirúrgicas cardíacas teniendo en cuenta su similitud anatómica con el corazón humano. Sin embargo, algunos factores importantes en los corazones porcinos deben considerarse al usar este modelo. Por ejemplo, el tejido cardíaco porcino es muy frágil y friable y es propenso a desgarros, especialmente en la arteria pulmonar y la aurícula derecha9. La canulación y la manipulación del corazón deben hacerse con precaución. Otro factor importante a considerar es que el corazón porcino es muy sensible a la isquemia y propenso a las arritmias, por lo que los antiarrítmicos como el sulfato de magnesio utilizado en este protocolo experimental deben administrarse rutinariamente a todos los animales antes del experimento. Sin embargo, este modelo todavía se considera apropiado para el estudio de la isquemia aguda en el trasplante cardíaco9. Aunque este protocolo solo describe la NRP para la evaluación funcional cardíaca, el mismo procedimiento, cuando se optimiza, puede y debe usarse preferiblemente para evaluar otros órganos, maximizando así el potencial de información obtenida del animal experimental.
Este procedimiento experimental requiere al menos un cirujano capacitado, y para optimizar el protocolo dentro de cada grupo de investigación, se deben realizar alrededor de tres a cinco experimentos. Un miembro del equipo debe ser asignado para realizar la anestesia y el muestreo de sangre para el análisis, y otro miembro del equipo debe estar a cargo de la perfusión regional normotérmica toracoabdominal y el manejo del corazón para incluir la administración de antiarrítmicos, vasopresores y otros medicamentos si es necesario. Varios pasos en este protocolo son críticos para la continuación adecuada del experimento, como la inducción de anestesia e intubación, manipulación cardíaca, canulación y decanulación, y deben ser realizados preferiblemente por un cirujano experimentado. Es a través de la repetición y la consistencia que este modelo se puede optimizar y ser confiable para varios usos futuros.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Nos gustaría agradecer a Melanie Borie, Caroline Landry, Henry Aceros y Ahmed Menaouar por su valiosa ayuda y apoyo.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Amiodarone | As available in the institution | ||
| Angiocath 20G | BD | 381704 | |
| Atropine 0.4 mg/mL | As available in the institution | ||
| Biomedicus Centrifugal Pump | Medtronic | ||
| Cardioplegia Solution (Del Nido) | in-house made | Another solution can be used at the discretion of the researcher | |
| Cautery Pencil | Covidien | E2515H | |
| Central Venous Catheter double-lumen | Cook Medical | C-UDLM-501J-LSC | |
| Central Venous Sheath Introducer 7 Fr | |||
| Conductance Catheter | |||
| CPB pack | Medtronic | ||
| DLP Aortic Root Cannula | Medtronic | 12218 | |
| DLP double-stage venous cannula (29 or 37 F) | Medtronic | ||
| Dobutamine | As available in the institution | ||
| Dopamine | As available in the institution | ||
| Electrode Polyhesive | Covidien | E7507 | |
| EOPA Arterial Cannula (17 or 21 F) | |||
| Epinephrine | As available in the institution | ||
| O2 Face Mask | As available in the institution | ||
| Gloves, Nitrile, Medium | Fischer | 27-058-52 | |
| Heparin 1000 IU/mL | As available in the institution | ||
| Inhaled Isofurane | Provided by the institution's animal facility | ||
| Jelco 16 or 18 G catheter | |||
| Ketamine inj. 50 mL vial (100 mg/mL) | Health Canada | Health Canada approval is required | |
| Lidocaine/Xylocaine 1% | As available in the institution | ||
| Magnesium Sulfate 5 g/10 mL | As available in the institution | ||
| Midazolam inj. 10 mL vial (5 mg/mL) | Health Canada | Health Canada approval is required | |
| MPS Quest delivery disposable pack | Quest Medical | 5001102-AS | |
| Norepinephrine | As available in the institution | ||
| Normal Saline (NaCl 0.9%) 1L bag | Baxter | JB1324 | |
| Pipette Tips 1 mL | Fisherbrand | 02-707-405 | |
| Propofol 1 mg/mL | As available in the institution | ||
| Rocuronium | As available in the institution | ||
| Set Admin Prim NF PB W/ Checkvalve | Smith Medical | 21-0442-25 | |
| Sodium Bicarbonate (NaOH) 8.4% | As available in the institution | ||
| Sofsil 0 wax coated | Covidien | S316 | |
| Solumedrol 500 mg/5 mL | As available in the institution | ||
| Suction Tip | Covidien | 8888501023 | |
| Suction Tubing 1/4'' x 120'' | Med-Rx | 70-8120 | |
| Suture 3.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8523H | |
| Suture 5.0 Prolene BB | Ethicon | 8580H | |
| Suture Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 8521H | |
| Suture BB 4.0 Prolene | Ethicon | 8881H | |
| Tracheal Tube, 6.5 mm | Mallinckrodt | 86449 | |
| Vasopressin | As available in the institution |
References
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