Chirurgische Tipps und Tricks für die Durchführung einer Schweinepankreastransplantation

Summary

Der Videoartikel fasst die Technik der Pankreatektomie und Pankreas-Allotransplantation in einem 3-Tage-Überlebensmodell am Schwein zusammen, mit einer Schritt-für-Schritt-Beschreibung der Methode und Schwerpunkt auf den chirurgischen Tipps und Tricks zum Umgang mit der prekären und empfindlichen viszeralen Anatomie des Schweins.

Abstract

Trotz der vielversprechenden Ergebnisse der Bauchspeicheldrüsentransplantation bei Diabetes mellitus Typ 1 und metabolischem Syndrom bleibt die größte Sorge bei dieser hochmodernen Technik der Mangel an Organen, die für eine Transplantation geeignet sind. Ein hoher intravaskulärer Widerstand, ein empfindliches intraparenchymales Kapillargerüst und eine komplexe lobuläre Anatomie um das Mesenterialgefäßsystem machen dieses Organ im Vergleich zu Organen wie Leber und Niere anfälliger für Verletzungen und weniger tolerant gegenüber trivialen Traumata. Eine sorgfältige chirurgische Dissektion und eine umsichtige Gewebebehandlung bilden den Eckpfeiler der gesamten Übung der Bauchspeicheldrüsentransplantation. Aufgrund der morphologischen Ähnlichkeit zwischen der Anatomie der Schweinepankreas, den umgebenden mesenterialen Gefäßen und den Organen im Vergleich zur menschlichen Anatomie könnte die Demonstration der Technik im Schweinemodell dazu beitragen, dies am genauesten auf eine menschliche Umgebung zu extrapolieren. Der vorliegende Artikel zielt darauf ab, die wesentlichen chirurgischen Tipps und Tricks zu skizzieren, die befolgt werden müssen, um eine höhere Erfolgsrate bei der Transplantation dieses hochempfindlichen Organs in einem schweinlichen 3-Tage-Überlebensmodell zu gewährleisten.

Introduction

In den letzten Jahrzehnten gab es erhebliche Fortschritte bei perioperativen Behandlungsstrategien und Operationstechniken, die dazu geführt haben, dass sich die Pankreastransplantation zu einer der vielversprechendsten Strategien für die Behandlung von Diabetes mellitus mit terminaler Niereninsuffizienz entwickelt hat (in der Regel in Verbindung mit einer Nierentransplantation)¹ . Komplikationen wie Pankreatitis im Transplantat, Ischämie-Reperfusionsschäden und Gefäßthrombosen sind jedoch nach wie vor die größten Herausforderungen, die es zu bewältigen gilt, um erfolgreiche Ergebnisse zu erzielen, insbesondere bei den stärker geschädigten Transplantaten mit erweiterten Kriterien². Darüber hinaus sind Pankreastransplantate die am häufigsten verworfenen Transplantate bei der Beschaffung und weisen die niedrigsten Nutzungsraten (9 %) aller Organe auf³. Daher zielt die maschinelle Perfusion darauf ab, dem Pankreastransplantat ein optimales homöostatisches Milieu zur Verfügung zu stellen, mit dem Ziel, die Transplantatverwertungsrate zu erhöhen, ähnlich wie dies bei Leber-, Nieren- und Lungentransplantationen erreicht wurde⁴. Die Anatomie der Bauchspeicheldrüse des Schweins ist komplex in Bezug auf ihre lobuläre Architektur (bestehend aus drei Lappen), ihre Ausdehnungen rund um die mesenterial-portale Achse, ihre mesenterialen vaskulären Variationen (in 40%-50%) und ihre empfindlichen Gefäßkanäle entlang der C-Schleife des Zwölffingerdarms⁵. Diese anatomischen Eigenschaften tragen zu einer herausfordernden Dissektion sowohl bei der Entnahme des Pankreas-Duodenaltransplantats als auch bei der Pankreatektomie des Empfängers bei, um einen iatrogenen apankreatischen Diabeteszustand zu induzieren, d.h. einen chirurgisch induzierten Zustand des Diabetes mellitus mit einem Nüchternglukosespiegel über 8 mmol/l. Basierend auf diesen Merkmalen bietet die Schweinepankreatektomie mit Transplantation die nächstmögliche Replikation der Technik, die beim Menschen als definitive Behandlung gegen das Endstadium durchgeführt werden könnte Zuckerkrankheit. Der vorliegende Artikel zielt darauf ab, die folgenden Aspekte zu behandeln: (i) Überblick über die perioperative Versorgung des Schweins während der Pankreatektomie des Empfängers und der Implantation von Pankreastransplantaten; (ii) technische Schritt-für-Schritt-Details der Pankreatektomie des Empfängers und der Implantation des Pankreas-Duodenal-Transplantats und (iii) Tipps und Tricks für die Pankreasoperation von Spender und Empfänger in Schweinemodellen, um Transplantat- und Empfängerverletzungen zu minimieren.

Protocol

Das Protokoll wurde vom Animal Care Committee, dem allgemeinen Forschungsinstitut in Toronto, ethisch genehmigt. Die Tiere erhielten eine humane Versorgung in Übereinstimmung mit der National Society of Medical Research and Guide for the Care of Laboratory Animals, National Institute of Health (NIH), Ontario, Kanada. Für diese Studie wurden 15 Wochen alte, nicht verwandte männliche Yorkshire-Schweine mit einem Gewicht von 40-50 kg verwendet.

HINWEIS: Das gesamte Protokoll der Studie ist in die folgenden Hauptschritte unterteilt: (i) Organentnahme und Vorbereitung auf dem Rücktisch; (ii) Totale Pankreatektomie des Empfängers und (iii) Transplantatimplantation. Die gesamte Operation von Spender und Empfänger wird in 1 Tag durchgeführt.

1. Entnahme des Spenderorgans und Vorbereitung des Backtables

ANMERKUNG: Das Verfahren zur Organentnahme wurde in einem separaten Protokoll⁶ beschrieben. Das Protokoll wird hier jedoch in Kürze beschrieben, zusammen mit einigen zusätzlichen Punkten, die für die Operationstechnik spezifisch sind (chirurgische Tipps, die für die Spenderoperation relevant sind).

1. Kurz gesagt, betäuben Sie das Spenderschwein und sichern Sie die Atemwege und den zentralen Venenkatheter (siehe unten im Abschnitt Pankreatektomie des Empfängers). Schneiden Sie die Eingeweide ein und legen Sie sie frei. Führen Sie eine aortokavale Dissektion und Mobilisation bis zur Bifurkation in die Beckengefäße durch.
2. Umgang mit dem Darm: Der Dünndarm des Schweins ist lang und gewunden, und der Dickdarm ist meist aufgebläht. Achten Sie darauf, die Darmschlingen nach jedem Schritt der Spenderoperation wieder in ihre anatomische Position zu bringen, um eine ausreichende Durchblutung zu gewährleisten und die Möglichkeit einer Mesenterialtorsion zu vermeiden.
3. Hiläre Dissektion: Ligate und teilung der Arterienäste und des Gallengangs, um die Pfortader freizulegen. Präparieren Sie das Hilum (hepato-duodenales Ligament) so hoch/distal wie möglich, um das Risiko einer Verletzung der kleinen Gefäßkanäle zu vermeiden, die den oberen Aspekt der Pankreas-Duodenal-Region durchdringen. Beginnen Sie mit der Skelettierung der Gefäße in einer Reihenfolge von rechts nach links, bis die vordere Oberfläche der Pfortader freiliegt.
4. Aorto-caval-Dissektion: Freilegung des suprahepatischen infrazwerchragmatischen Teils der Aorta durch Teilung der Zwerchfellcrura. Vermeiden Sie eine Dissektion der unteren Hohlvene um den Pankreas-Zwölffingerdarmhain. Verwenden Sie die Nierenarterien auf beiden Seiten als markierte Obergrenze der Dissektion.
5. Entblößen Sie die Bauchspeicheldrüse, indem Sie den kleinen Sack öffnen. Ligatieren und teilen Sie die Nierenarterien. Kanülieren Sie die infrarenale Aorta und verbinden Sie sie mit der Lösung der University of Wisconsin (UW) zur Spülung.
6. Ligate die suprahepatische Aorta und klemmen. Spülen Sie mit 1,5 L-2 L UW-Lösung, um eine ausreichende Spülung von Darm und Bauchspeicheldrüse zu gewährleisten (erkennbar am visuellen Erscheinungsbild der Blässe). Während der In-situ-Spülung des Organs werden der Dünndarm und der Dickdarm nacheinander auf die Mittellinie verlagert, um sicherzustellen, dass sich das Mesenterium nicht verdreht. Dieser Schritt sorgt für eine gleichmäßige Spülung von Darm und Bauchspeicheldrüse mit der UW-Lösung (University of Wisconsin) und ist wichtig zu beachten.
7. Schneiden Sie die Pfortader und die infrahepatische Hohlvene gleichzeitig ein, nachdem Sie mit der Spülung begonnen haben, um den venösen Abfluss abzulassen. Decken Sie den Bauch mit Eis ab, um eine kalte Durchblutung zu gewährleisten. Präparieren Sie das Organ (Pankreasduodenaltransplantat mit Teilen des Retroperitoneums, des Psoas, der Milz und der Nebenniere) en masse.
8. Kaltdissektion: Beginnen Sie mit der Mobilisierung des Transplantats von lateraler nach medialer Richtung, vom Schwanz der Bauchspeicheldrüse bis zur Verbindung zwischen Kopf und Korpus, durch scharfe Dissektion der Faszie zwischen Pankreas und Dickdarm. Halten Sie dabei die Bauchspeicheldrüse mit einer Pinzette an ihrer retroperitonealen Abdeckung fest und bitten Sie den Assistenten, den Dickdarm in Richtung Fuß gegenzuziehen.
9. Mesenteriale Klemmung: Nachdem Sie das dünne Gewebe um den Korpus der Bauchspeicheldrüse, der Zwölffingerdarmschleife und des Dickdarms geteilt haben, bitten Sie den Assistenten, sich um den mesenterialen Pedikel zu wickeln und die Dickdarmschlinge kaudal zu ziehen. Dadurch wird eine Abgrenzung des Mesenteriums und eine sichere Platzierung der Klemme gewährleistet, um die großen Gefäße des Mesenteriums nacheinander zu teilen, ohne das Pankreasparenchym zu verletzen.
10. Vollständige extraperitoneale Dissektion des Transplantats: Beginnen Sie nach der Teilung der mesenterialen Gefäße mit der Entnahme des Transplantats durch Dissektion von medial nach lateral gegen den Uhrzeigersinn, wobei das extrapankreatische Gewebe, einschließlich der Nebennierenfaszie, der Nebenniere, der IVC-Manschette, des Psoasmuskels und der Zwerchfellkrusten, geteilt wird. Stellen Sie sicher, dass eine ausreichende Ebene von der Aorta entfernt ist, um Verletzungen der oberen Mesenterial- und Zöliakiearterien zu vermeiden.
11. Führen Sie die Vorbereitung des hinteren Tisches auf Eis durch. Bewahren Sie das Organ in einer Eisbox auf (kalte Ischämiezeit von 5 h).

2. Pankreatektomie des Empfängers

1. Präoperative Vorbereitung
   1. Fasten Sie das Tier mindestens 6 h vor der vorgeschriebenen Einführungszeit. Verabreichen Sie eine Injektion mit Midazolam (0,15 mg/kg), Atropin (0,04 mg/kg) und Ketamin (25 mg/kg) subkutan (subkutan), 15 Minuten vor dem Transport des Tieres in den OP. Verabreichen Sie Buprenorphin 0,3 mg Retardinjektion subkutan 15 Minuten vor dem Transport in den OP.
   2. Positionierung: Legen Sie das Tier in Rückenlage auf den Operationstisch und spannen Sie die Vordergliedmaßen an, um eine stabile Position während der Operation zu gewährleisten.
   3. Atemwege und Induktion: Belüften Sie das Tier mit einem Beutel und einer Maske mit 3%-5% Isofluran und 2-3 L Sauerstoff pro Minute, während Sie die Pulsoximetersonde anschließen und die Herzfrequenz und O2-Sättigung überwachen.
   4. Nach einer ausreichenden Entspannung, die durch eine Entspannung der Kiefer und eine stabile Sauerstoffsättigung und Herzfrequenz bestätigt wird, bitten Sie den Assistenten, das Maul mit ausreichender Traktion auf den entspannten Ober- und Unterkiefer des Tieres offen zu halten und die Stimmbänder mit dem Laryngoskop zu visualisieren. Sprühen Sie 2% Lidocain, um die Stimmbänder zu entspannen und Krämpfe zu vermeiden, die durch Intubation verursacht werden (die Stimmbänder des Schweins sind stark vaskulär und zerbrechlich!).
   5. Intubieren Sie mit einem 7 mm Endotrachealtubus und blasen Sie die Manschette mit 3-5 ml Luft auf. Stellen Sie die Position des Schlauchs mit der endtidalen CO 2 -Sonde (ETCO₂) sicher und schließen Sie den Schlauch mit 14-16 Atemzügen pro Minute an das Beatmungsgerät an, um ein Tidalvolumen von 10-15 ml/kg zu erreichen. Senken Sie das Isofluran auf 2,5 % als Erhaltungsdosis der Inhalationsanästhesie.
   6. Intravenöser Zugang: Bereiten Sie die Operationsstelle aseptisch mit Betadin vor und legen Sie ein steriles Tuch an. Identifizieren Sie dann den Orientierungspunkt, an dem der zentrale Venenkatheter platziert werden soll, der der Schwerpunkt des Dreiecks ist, das zwischen dem Processus mastoideus, dem Processus acromion und dem Kopf des Schlüsselbeins gebildet wird. Verwenden Sie eine 16-G-Nadel, um die Vene zu punktieren. Nachdem Sie den freien Fluss des venösen Blutes sichergestellt haben, der sich an der Farbe und der fehlenden Pulsatilität ergibt, führen Sie einen Führungsdraht mit der Seldinger-Technik ein.
   7. Erweitern Sie den Trakt mit dem mitgelieferten Dilatator. Ersetzen Sie den Führungsdraht und den Dilatator durch einen 8,5 x 10 Fr-Katheter und befestigen Sie ihn durch Nähen mit einer 0-0-Seidennaht-Schneidnadel. Schließen Sie den IV-Zugang an die intravenösen Antibiotika an, die Cefazolin (1 g) und Metronidazol (500 mg) enthalten, gefolgt von einer intravenösen Anästhesie, die durch Propofol-Infusion mit einer Rate von 10 ml/h durchgeführt wird.
   8. Invasive Blutdruckmessung: Nach der aseptischen Vorbereitung des Operationsfeldes mit Betadine legen Sie ein steriles Abdecktuch an und machen einen Schnitt parallel zur Luftröhre 2 cm von der Mittellinie entfernt. Präparieren Sie die Fasern des M. sternomastoideus und der paratrachealen Faszie durch stumpfe Dissektion mit der rechtwinkligen Pinzette und der hämostatischen Pinzette nach Lahey.
   9. Identifizieren Sie die Halsvene lateral der Fasern der Gurtmuskeln und dispräparieren Sie sie entlang des Muskels, der sie medial von der Halsschlagader abschottet, indem Sie eine stumpfe Dissektion wie oben beschrieben verwenden. Identifizieren Sie die Arterie anhand ihrer Pulsation, Textur (schnurförmig) und ihres perivaskulären Plexus. Mobilisieren Sie das Gefäß und schleudern Sie es mit zwei 2-0-Seidenbändern.
   10. Punktieren Sie das Gefäß mit einem 16-G-Angiokatheter mit einer abgeschrägten Spitze, die nach oben zeigt, und ziehen Sie das innere Mandrin im Inneren des Gefäßes zurück. Schieben Sie die äußere Katheterhülle mit der Seldinger-Technik und verbinden Sie den Ausgang mit dem arteriellen Blutdruckmesssystem. Bevor Sie das invasive Blutdruckmessgerät anschließen, kalibrieren Sie den Messwert auf Null, um eine genaue Aufzeichnung zu gewährleisten, und sichern Sie den Katheter mit den Seidenbändern an Ort und Stelle.
   11. Temperaturüberwachung und Erwärmung: Setzen Sie den Temperaturfühler oral ein. Decken Sie das Tier mit der Bair-hugger Heizdecke ab und sorgen Sie für eine Temperatur von 37-38 °C. Befeuchten Sie die Augen mit einem neutralen Augengleitgel. Streichen und drapieren Sie das Operationsfeld
2. Chirurgischer Eingriff
   HINWEIS: Die Haut wird aseptisch auf alle chirurgischen Eingriffe vorbereitet, indem Betadin-Peelings verwendet werden, gefolgt von der Platzierung steriler Abdecktücher.
   1. Inzision und Freilegung: Machen Sie einen Schnitt in der Mittellinie vom Xiphisternum bis zur Symphyse Schambein, indem Sie den reinen Schneidemodus der Bovie-Elektrokauterisation verwenden. Achten Sie darauf, seitlich zur Harnröhre im unteren Teil des Schnitts hinter dem Phallus zu bleiben, um Verletzungen zu vermeiden. Platzieren Sie den selbsthaltenden Bauchwandretraktor und achten Sie darauf, Milz und Leber nicht zu verletzen, um die Freilegung des Operationsfeldes zu optimieren.
   2. Mobilisation des Pankreaskopfes: Während der Assistent eine Gegentraktion zum Pankreas-Duodenalhain bereitstellt, beginnen Sie mit der Präparierung entlang der avaskulären Faszienebene zwischen dem Pankreasparenchym (Duodenallappen) und dem infrahepatischen IVC.
   3. Pankreasringmobilisation: Die pankine Bauchspeicheldrüse des Schweins bildet einen Ring um die mesenterikoportale Achse (Verbindungslappen). Präparieren Sie entlang der Faszie auf beiden Seiten der Pfortader (PV), um eine vollständige Mobilisierung des Verbindungslappens von der darüber liegenden PV zu gewährleisten. Am sichersten ist es, die Dissektion auf beiden Seiten der Pfortader zu beginnen und das Gewebe umlaufend im oder gegen den Uhrzeigersinn zu trennen.
   4. Mobilisierung des Pankreasschwanzes: Identifizieren Sie als Nächstes die Verbindung zwischen dem Pankreas- und dem Nebennierengewebe (als weiße Linie zu sehen) und beginnen Sie, den Schwanz von der darunter liegenden Milzvene zu präparieren, wobei Sie in der Nähe des Parenchyms bleiben. Ligieren und teilen Sie die kleinen venösen Nebenflüsse zum Parenchym und achten Sie darauf, die Milzvene nicht mit Seidenbändern 3/0 zu verletzen.
   5. Mobilisierung des Pankreaskorpus: Entlang der dünnen Gewebeschicht, die das Parenchym vom Dickdarm und dem Magen trennt, wird präpariert, wobei darauf zu achten ist, dass die dünne Gefäßarkade entlang der infrapylorischen Region erhalten bleibt.
   6. Pankreas-Duodenal-Mobilisation: Als nächstes trennen Sie das Parenchym von der C-Schleife des Zwölffingerdarms durch scharfe Dissektion im Pankreas-Zwölffingerdarmhain durch Zug-Gegen-Zug, wobei darauf zu achten ist, dass die dünne Gefäßarkade entlang der C-Schlinge des Zwölffingerdarms erhalten bleibt.
   7. Teilung des Pankreasgangs: Identifizieren Sie den Pankreasgang, ligatieren Sie mit Seidenbändern 2-0 und teilen Sie ihn unter Beibehaltung eines etwa 3-5 mm dicken Stumpfes des Ductus auf der Duodenal-C-Schlaufe und halten Sie sich von der duodenalen Gefäßarkade fern (in enger Beziehung zum Gang).
   8. Entnahme der Probe: Schließen Sie den letzten Teil der Mobilisation ab, indem Sie das Parenchym von der Verbindungsstelle zwischen Verbindungslappen, Zwölffingerdarm und Dickdarm auf beiden Seiten der Pfortader präparieren. Extrahieren Sie die Probe en masse (Abbildung 1), indem Sie die Verbindungskeule auf der vorderen Seite des PV teilen. Die Teilung des Parenchyms ist erforderlich, um die Probe zu entnehmen, da sie sich umlaufend um das PV befindet.
   9. Stellen Sie die Hämostase entlang der Dissektionsbereiche sicher und untersuchen Sie den Zwölffingerdarm auf Verletzungen und Gefäßstauungen (Abbildung 2).
3. Implantation des Pankreas-Duodenal-Transplantats
   1. Vorbereitung des Transplantats: Bereiten Sie die PV des Transplantats und das proximale Aortenende vor, indem Sie die Ränder für die Anastomose kürzen. Legen Sie das vorbereitete Transplantat in den Organbeutel mit der UW-Lösung in ein Eisbad. Entnehmen Sie Stanznadelbiopsien aus dem Pankreasschwanz, speichern Sie sie in Formalin, frieren Sie sie ein und extrahieren Sie die RNA zu einem späteren Zeitpunkt. Nähen Sie die Biopsiestelle mit Prolene 6-0 in einer 8er-Form.
   2. Aorto-caval-Dissektion: Beginnen Sie mit der Identifizierung des rechten Harnleiters und präparieren Sie entlang der Faszie, die den Harnleiter von der retroperitonealen Abdeckung über der unteren Hohlvene trennt. Sezieren Sie entlang des lateralen Randes der Aorta, um sie vom darunter liegenden Psoasmuskel freizulegen. Als nächstes wird entlang des interaortokavalen Hains präpariert, um die Aorta vom IVC zu trennen.
   3. Clamp-Test: Stellen Sie eine ausreichende Mobilisierung der Aorta und des IVC sicher, indem Sie die Platzierung der Satinsky-Gefäßklemme testen. Wechseln Sie mit dem ersten Assistenten die Position und bereiten Sie das Operationsfeld vor, indem Sie die Darmschlingen auf der linken Seite zurückziehen, um die großen Gefäße für die Anastomose freizulegen. Platzieren Sie die Probeklemmen auf IVC und Aorta, um eine angemessene Mobilisierung beider Gefäße für die Anastomose neu zu beurteilen.
   4. Venöse Anastomose: Nach dem Einsetzen der vaskulären Side-Biting-Klemme in die IVC wird eine kleine Öffnung in die Vorderwand des Gefäßes gemacht und diese mit der Pott-Schere kranial und kaudal auf eine ausreichende Größe (abgestimmt auf das Transplantatgefäß) erweitert. Spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung über die flexible Hülle einer Infusionskanüle.
   5. Machen Sie mit der Doppelnadel Prolene 6-0 Ecknähte am IVC (von innen nach außen) und transplantieren Sie die Pfortader (von innen nach außen). Befestigen Sie die kaudale Ecknaht und führen Sie eine der Nadeln kontinuierlich an der Hinterwand des Transplantats und der Empfängervene entlang. Befestigen Sie die Vorderwand auf ähnliche Weise (von außen nach innen kontinuierlich) und befestigen Sie den Knoten in der Mitte der Vorderwand, nachdem Sie das Lumen der Anastomose mit heparinisierter Kochsalzlösung gespült haben.
   6. Abklemmen der Vene: Platzieren Sie die Gefäßklemme einer Bulldogge auf der Pfortadervene des Transplantats, weg von der Anastomose, und lösen Sie langsam die seitliche Klemme aus dem IVC des Empfängers. Prüfen Sie, ob sich die Venen wieder auffüllen und ob die Anastomose stärker blutet.
   7. Arterielle Anastomose: Setzen Sie die Seitenbissklemme auf die Aorta und achten Sie darauf, die Lendenzweige entlang der posteromedialen Gefäßwand nicht zu verletzen. Weisen Sie den Anästhesisten an, Heparin (100 U/kg KG) und Methylprednisolon (500 mg) durch den zentralen Venenkatheter zu injizieren.
   8. Machen Sie eine Öffnung an der Vorderwand des Gefäßes und dehnen Sie sie kranial und kaudal aus, wobei Sie darauf achten, dass sie nicht entlang der Gefäßwand präpariert wird. Spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung und vernähen Sie mit der Prolene 6-0-Doppelnadel das proximale Ende der Aorta des Transplantats kontinuierlich mit der Fallschirmtechnik an der Aortenöffnung des Empfängers. Spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Kochsalzlösung, bevor Sie den letzten Knoten an der Vorderwand des Gefäßes binden.
   9. Reperfusion: Achten Sie bei der Durchführung dieses Schritts auf die folgenden zwei Aspekte. Erstens, die hämodynamischen Veränderungen, bei denen ein drastischer Abfall des mittleren Blutdrucks auftritt. Überwachen Sie den invasiven Blutdruck von Minute zu Minute und führen Sie eine Dosistitration des Vasopressors (Noradrenalininfusion) und eine Flüssigkeitsvorspannung durch, um den mittleren Blutdruck zwischen 45 und 50 mmHg zu halten.
   10. Zweitens, halten Sie die Hämostase aufrecht. Nachdem Sie die Bulldoggenklemme aus der Vene entfernt haben, ist zu beurteilen, ob eine stärkere Blutung aus dem Parenchym, der paraaortalen Region und dem periportalen Bereich vorliegt. Lösen Sie dann die Aortenklemme und prüfen Sie, ob die arterielle Anastomosenstelle blutet. Sichern Sie die Blutungsstellen mit Ligaturen und hämostatischem Nahtmaterial. Bitten Sie den Anästhesisten, eine Durchstechflasche mit Tranexamsäure durch den zentralen Venenkatheter zu injizieren.
       HINWEIS: Eine wichtige Regel ist, den aggressiven Umgang mit der Bauchspeicheldrüse während dieser Phase der Reperfusion zu minimieren (um Transplantatödeme und Hämatome zu vermeiden).
   11. Darmanastomose: Nachdem sichergestellt wurde, dass keine mesenteriale Torsion vorliegt, isolieren Sie eine Jejunumschleife, die 40-50 cm vom Duodenojeunalübergang entfernt ist, und bringen Sie sie in die Nähe des Transplantats. Anastomosieren Sie das Duodenum des Transplantats mit Polydioxanon 4-0 kontinuierlich von Seite zu Seite zum Jejunum des Empfängers, wobei auf einen ausreichenden luminalen Durchmesser von 1,5-2 cm zu achten ist.
   12. Hämostase und Post-Reperfusionsbiopsie: Stellen Sie sicher, dass die Hämostase um das Transplantat herum und an den Stellen der Anastomose erfolgt. Entnahme von drei Stanznadelbiopsien aus dem Pankreasschwanz1 h nach der Reperfusion in Formalin, Snap Freeze und Extraktion der RNA zu einem späteren Zeitpunkt. Nähen Sie die Biopsiestelle mit Prolene 6-0 in einer 8er-Form.
   13. Verschluss der Bauchdecke: Nachdem Sie festgestellt haben, ob Mopps zurückgehalten wurden, und die Hämostase gesichert ist, nähen Sie den geraden Bauchmuskel kontinuierlich mit der Nadel Polydioxanon 0 und achten Sie dabei darauf, dass die untere Mittellinie von der Harnröhre ferngehalten wird. Schließen Sie die Haut mit einer Seidennaht von Seide 0 in einer kontinuierlichen Weise.
       HINWEIS: Idealerweise werden monofile Nähte (Nylon) empfohlen; Da es sich jedoch um ein 3-Tage-Überlebensmodell handelt, ist Seide in diesen experimentellen Modellen akzeptabel.
   14. Befestigen des zentralen Venenkatheters: Legen Sie einen subkutanen Tunnel am Hals an und befestigen Sie den zentralen Venenkatheter, indem Sie ihn unter dem Tunnel vergraben und die darüber liegende Haut mit einer 0-0-Schneidnadel aus Seide vernähen.
   15. Entfernung des arteriellen Katheters: Nachdem ein stabiler mittlerer Blutdruck (40-50 mmHg) und ein sich verbessernder Trend des pH- und Laktatwerts bei der Blutgasanalyse sichergestellt wurden, entfernen Sie den arteriellen Katheter und ligieren Sie das Gefäß, um die Hämostase im Hals zu sichern. Verschließen Sie die darüber liegende Haut kontinuierlich mit einer Seidennaht 0.
   16. Positionieren Sie das Tier und extubieren Sie: Drehen Sie das Tier unter allen notwendigen Vorsichtsmaßnahmen sternal auf einen Transportwagen. Achten Sie auf die O2-Sättigung und die Umkehrung der Anästhesie (Bewegung der Gliedmaßen, spontane Atemanstrengungen,_{SpO 2} >95 % Rabatt auf_O2 und Beatmungsunterstützung) und extubieren Sie das Tier. Transport in den Stall und Positionierung des Tieres sternal und Überwachung des hämodynamischen Status, bis es stabil ist.

Abbildung 1: Massen resezierte Pankreatektomie-Probe. Man beachte den Ring aus Pankreasgewebe, der die Pfortader in vivo umgibt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 2: Aufnahme des Zwölffingerdarms. Die C-Schlinge des Zwölffingerdarms mit erhaltener Gefäßarkade (Pfeilspitze) im Vergleich zur umgebenden Jejunalschleife und auf Stauung untersucht. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Representative Results

Die peri- und postoperativen, bis zu 3-tägigen, biochemischen Parameter aus den fünf Überlebensmodellen für Pankreastransplantationen sind im Folgenden zusammengefasst (in der Chronologie als PTX 1 bis 5 nummeriert). Von den insgesamt fünf Pankreastransplantationen schnitten alle während der 3-tägigen Überlebenszeit gut ab, was sich in ihrem allgemeinen Wohlbefinden und den Tests zur Verletzung der Bauchspeicheldrüse und der endokrinen Funktion zeigt. Die unten dargestellten Ergebnisse sind repräsentativ für die Erfahrungen eines 3-Tage-Überlebensmodells der Empfängerpankreatektomie mit anschließender Pankreas-Allotransplantation nach statischer Kühllagerung des Transplantats.

Die durchschnittliche Operationszeit für die Pankreatektomie betrug 52 min (45-64 min). Da es sich um ein hirntotes Herzschlagmodell handelte, gab es beim Spender keine asystolische warme Ischämiephase. Die durchschnittliche Warm-Ischämie-Zeit des Empfängers von der Anwendung der seitlich beißenden Cava-Klammer bis zur Reperfusion des Transplantats betrug 49,5 min (40-55 min). Alle fünf Transplantate hatten eine kalte Ischämiezeit von 5 Stunden (300 Minuten) gemäß dem Studienprotokoll. Alle Tiere erhielten zweimal täglich eine Immunsuppression in Form von 300 mg Syp-Ciclosporin.

Perioperative klinische und biochemische Parameter
Die mittlere Herzfrequenz 1 h nach Reperfusion betrug 135 Schläge/min (120-170 Schläge/min). Der mittlere Blutdruck betrug 37 mmHg (30-55 mmHg) und wurde in der Regel unter dem Deckmantel einer hohen Dosis einer Noradrenalininfusion aufrechterhalten. In allen fünf Fällen konnte das Noradrenalin ausgeschleust und abgesetzt werden, bevor das Tier wieder in seinen Stall gebracht wurde. Die Laktatwerte wurden im Operationssaal für 3 h nach der Reperfusion kontrolliert. Der Trend ist in Abbildung 3 dargestellt.

Abbildung 3: Serumlaktatspiegel nach Reperfusion des Transplantats. Der Trend wurde für die ersten 3 Stunden der Reperfusion gemessen. Die Y-Achse stellt die Laktatwerte (in mmol/L) dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Postoperative klinische und pankreasschädigende biochemische Parameter
Alle fünf Tiere waren innerhalb von 5-6 Stunden nach der Reperfusion klinisch wach, was sich durch aktive Bewegungen der Gliedmaßen und Atemmuster zeigte. Alle waren aktiv, nahmen orale Nahrung und Medikamente an und schieden am Morgen des postoperativen Tages 1 Urin und Stuhl aus.

Die postoperativen Amylasespiegel der ersten 3 Tage sind in Abbildung 4 zusammengefasst.

Abbildung 4: Serum-Amylase-Spiegel nach Reperfusion des Transplantats. Der Trend wurde für die ersten 3 Tage nach der Transplantation gemessen. Die Y-Achse stellt den Amylasespiegel (U/L) dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Die postoperativen Serumlipase-Spiegel der ersten 3 Tage sind in Abbildung 5 zusammengefasst.

Abbildung 5: Serumlipasespiegel nach Reperfusion des Transplantats. Der Trend wurde für die ersten 3 Tage nach der Transplantation gemessen. Die Y-Achse stellt die Lipasespiegel (U/L) dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Die postoperativen Laktatdehydrogenase-Spiegel (LDH) im Serum sind in Abbildung 6 zusammengefasst.

Abbildung 6: LDH-Spiegel im Serum nach Reperfusion des Transplantats. Der Trend wurde für die ersten 3 Tage nach der Transplantation gemessen. Die Y-Achse stellt die LDH-Werte (U/L) dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Postoperativer Glukosetoleranztest
Am dritten postoperativen Tag wurde ein 120-minütiger intravenöser Glukosetoleranztest durchgeführt. Eine Dosis von 50 ml, die 50 % Dextrose enthielt, wurde durch den zentralen Venenkatheter injiziert und die Zeit wurde mit 0 min aufgezeichnet. Die Blutproben wurden anschließend nach 2 min, 5 min, 10 min, 20 min, 30 min, 60 min, 90 min und 120 min entnommen und auf Glukosespiegel untersucht. Der Rest der Probe wurde bei 8.000 x g für 10 min zentrifugiert und der Überstand wurde in drei Mikrozentrifugenröhrchen bei -80 °C gelagert. Abbildung 7 zeigt den Trend des Glukosetoleranztests für die fünf Fälle (PTX 1-5).

Abbildung 7: Serumglukosespiegel, gemessen durch den intravenösen Glukosetoleranztest. Die Serumglukosespiegel wurden 0-120 min mit dem intravenösen Glukosetoleranztest bestimmt und zwischen PTX 1-5 verglichen. Die Y-Achse stellt den Glukosespiegel (mmol/L) dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Discussion

Das aktuelle Protokoll wurde durchgeführt, um die Technik und die Durchführbarkeit der Pankreatektomie und Pankreas-Allotransplantation in Schweinemodellen zu demonstrieren. Die Tiere wurden über einen Zeitraum von 3 Tagen nach der Transplantation beobachtet, um die Zuverlässigkeit der Technik der Pankreatektomie und der Allotransplantation zu demonstrieren. Alle Tiere wurden 3 Tage lang nach der Operation überwacht und aufgepäppelt, wobei ein standardisiertes Tierpflegeprotokoll mit Antibiotika, Flüssigkeiten, Analgetika, Zusatznahrung und Immunsuppressiva (z. B. Ciclosporin) angewendet wurde. Sie wurden am dritten postoperativen Tag (nach 72 Stunden oder früher, wenn es eine klinische Verschlechterung erforderte) durch eine ethisch anerkannte humane Technik geopfert. Biopsien wurden aus dem Schwanz, dem Korpus, dem Kopf und dem Zwölffingerdarm entnommen und zur histopathologischen Analyse geschickt, und die verbleibenden Abschnitte wurden in RNA-Isolationspuffer gelagert und für die spätere Verwendung schockgefroren (- 80 °C).

Einer der frühesten Versuche, die Induktion von iatrogenem Diabetes mellitus im Schweinemodell durch Pankreatektomie erfolgreich nachzuweisen, wurde 2011 von Chaiba et al. in einer Kohorte von 10 weißen männlichen Schweinen mit einem Gewicht von 27-33 kg veröffentlicht⁷. Die Gruppe demonstrierte die anatomischen Ebenen und Orientierungspunkte und erstellte eine Roadmap für eine erfolgreiche Pankreatektomie in Schweinemodellen. Prudhomme et al. zeigten im Jahr 2020 die Machbarkeit der Diabetes-Induktion und der Pankreas-Allotransplantation in ihrer Kohorte von drei männlichen Susscrofa-Schweinen⁸. Die Induktion des Diabetes wurde anhand der C-Peptid-Spiegel 3 h nach totaler Pankreatektomie beurteilt. Die medizinische Induktion von Diabetes mellitus bei Yorkshire-Schweinen wurde 1993 von Grussner et al. mit einer Mortalitätsrate von 0% in einer Kohorte von 67 Yorkshire-Landrassenschweinen erfolgreich nachgewiesen⁹. Die erfolgreiche Induktion von Diabetes durch Pankreatektomie wurde von unserer Gruppe (Mazilescu et al.) im Jahr 2022 anhand des Serumglukosespiegels bewertet, der sich am klinischen Wohlbefinden des Tieres orientiert¹⁰. Nach der Etablierung der erfolgreichen Induktion fuhr unsere Gruppe in der anschließenden Phase des Protokolls mit der Pankreas-Allotransplantation nach Pankreatektomie fort.

Eine wichtige Einschränkung der Studie ist die Sicherstellung einer einheitlichen Replizierbarkeit in allen Kohorten der Tiere. Dies liegt vor allem an der Anfälligkeit des Schweinemodells in Bezug auf die Anfälligkeit für saisonale Grippe, Zoonose usw. Diese Faktoren können dazu beitragen, die Ergebnisse unabhängig von der für die Operation verwendeten Technik negativ zu verzerren.

Zu den Faktoren, die das Ergebnis einer Pankreastransplantation beeinflussen, gehören präoperative Bedingungen wie allgemeines Wohlbefinden, kardiopulmonaler Status, saisonale Infektionen und perioperative Bedingungen wie der Status des Transplantats am Ende der maschinellen Perfusion, die Handhabung des Transplantats während der Operation, hämodynamische Veränderungen bei der Reperfusion¹¹. Aus chirurgischer Sicht spielt die Minimierung des Transplantathandlings in vivo und ex situ eine wichtige Rolle, um die Implantation eines minimal beschädigten Transplantats in diesem hochgradig prekären Transplantationsmodell sicherzustellen¹². Veränderungen in der Zusammensetzung der Perfusionslösung, der Dialysierungslösung und physiologischen Parametern während der maschinellen Perfusion könnten ebenfalls das Ergebnis der Transplantation bestimmen und werden derzeit von der Gruppe untersucht. Die Etablierung eines erfolgreichen Allotransplantationsmodells in maschinell perfundierten Transplantaten könnte in Zukunft den Weg für Transplantate mit erweiterten Kriterien wie die Spende nach Herztod (DCD) und die erweiterte Kühllagerung (ECS) der Bauchspeicheldrüse ebnen.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
Belzer UW Cold storage solution	Bridge to life Ltd (Columbia, SC, USA)	4055
Calcium gluconate (10%)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C360019
Composelect (blood collection bags)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	PQ31555
Heparin (10000 IU/10 ml)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C504710
Lactated Ringer's	Baxter (Mississauga, ON, Canada)	JB2324
Percutaneous Sheath Introducer Set with Integral Hemostasis Valve/side Port for use with 7-7.5 Fr Catheters	Arrow International LLC	SI-09880
Sodium bicarbonate (8.4%)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C908950
Solu-Medrol	Pfizer Canada Inc.	52246-14-2
Surgical retreival and transplant instrument set