Summary
O presente protocolo descreve um procedimento de radiologia intervencionista estabelecido para injeção intratímica em camundongos para evitar o risco de cirurgia aberta e melhorar a precisão das injeções percutâneas cegas.
Abstract
A injeção intratímica em modelos de camundongos é uma técnica importante para o estudo da função tímica e imunológica, incluindo distúrbios genéticos e de células T adquiridas. Isso requer métodos para a deposição direta de reagentes e/ou células no timo de camundongos vivos. Os métodos tradicionais de injeção intratímica incluem cirurgia torácica ou injeções cegas percutâneas minimamente invasivas, ambas com limitações significativas. Os dispositivos de imagem de ultra-alta frequência tornaram possíveis injeções percutâneas guiadas por imagem em camundongos, melhorando muito a precisão da injeção da abordagem de injeção percutânea e permitindo a injeção de alvos menores. No entanto, as injeções guiadas por imagem dependem da utilização de um sistema ferroviário integrado, tornando este um procedimento rígido e demorado. Um método único, seguro e eficiente para injeções intratímicas percutâneas em camundongos é apresentado aqui, eliminando a dependência do sistema ferroviário para injeções. A técnica baseia-se no uso de uma unidade de micro-ultra-som de alta resolução para visualizar o timo do rato de forma não invasiva. Usando uma técnica de mão livre, um radiologista pode colocar uma ponta de agulha diretamente no timo do rato sob orientação ultrassonográfica. Os ratos são limpos e anestesiados antes da imagem. Para um radiologista experiente adepto de procedimentos guiados por ultrassom, o período de aprendizado para a técnica declarada é bastante curto, normalmente dentro de uma sessão. O método tem uma baixa taxa de morbidade e mortalidade para os camundongos e é muito mais rápido do que as técnicas atuais de injeção percutânea assistida mecanicamente. Ele permite que o investigador realize eficientemente injeções percutâneas precisas e confiáveis de timos de qualquer tamanho (incluindo órgãos muito pequenos, como o timo de camundongos idosos ou imunodeficientes) com o mínimo de estresse sobre o animal. Este método permite a injeção de lobos individuais, se desejado, e facilita experimentos em larga escala devido à natureza de economia de tempo do procedimento.
Introduction
O timo tem um papel essencial no desenvolvimento e imunidade das células T. A deficiência de células T, que pode ser causada por involução tímica, distúrbios genéticos, infecções e tratamentos contra o câncer, entre outros fatores, leva a alta mortalidade e morbidade 1,2. Os modelos de camundongos são indispensáveis tanto na pesquisa em imunologia básica quanto translacional e têm sido utilizados há décadas para estudar a biologia tímica e o desenvolvimento de células T, bem como para desenvolver tratamentos para aqueles que sofrem de disfunção tímica e deficiência de células T 3,4,5.
Uma parte central das investigações tímicas tem sido a injeção intratímica de materiais biológicos, como células, genes ou proteínas, em modelos de camundongos 6,7,8,9,10,11,12. Os métodos convencionais de injeção intratímica usam toracotomia seguida de injeção intratímica sob visualização direta ou por injeção percutânea "cega" no mediastino. A abordagem cirúrgica aumenta significativamente o risco de pneumotórax, entre outros. Além disso, o estresse elevado durante essa cirurgia resulta em imunossupressão, comprometendo potencialmente os dados imunológicos13. Pesquisadores experientes, após alguma prática, podem realizar a técnica de injeção cega, mas essa abordagem é menos precisa e, portanto, limita os sujeitos experimentais a camundongos jovens com um grande timo.
A utilização da orientação ultrassonográfica tem sido introduzida como uma alternativa precisa e minimamente invasiva às abordagens tradicionais de injeção intratímica14. No entanto, este procedimento é muito demorado ao usar o sistema ferroviário integrado em vez da técnica de mão livre. A realização de injeções com o suporte de injeção requer otimização de imagem cuidadosa e posicionamento do transdutor com a ajuda dos vários acessórios, como o suporte e a montagem do transdutor, o sistema de posicionamento X, Y e Z, bem como a operação proficiente dos controles de micromanipulação e extensões do sistema ferroviário. Uma técnica alternativa simples, a injeção tímica guiada por ultrassom, é apresentada aqui por um radiologista usando uma abordagem à mão livre15, que é uma alternativa minimamente invasiva rápida e precisa aos métodos descritos acima. É importante ressaltar que a abordagem atual pode ser realizada com qualquer sistema de imagem de ultrassom de alta resolução sem a necessidade de um suporte de injeção e um sistema de trilho integrado. É especialmente útil para estudos que requerem a injeção de um grande número de camundongos11, para experimentos envolvendo a injeção de ambos os lobos tímicos, ou para a injeção precisa de pequenos timos em camundongos idosos, irradiados ou imunocomprometidos12.
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Protocol
Todos os procedimentos foram realizados de acordo com as diretrizes de cuidados com os animais no Center for Discovery and Innovation (protocolo IACUC 290). Para o presente estudo, camundongos C57BL/6 (fêmea, 4-6 semanas de idade), C57BL/6 camundongos (fêmea, 6 meses de idade), camundongos fêmeas J:NU, camundongos fêmeas NOD scid gamma (NSG) e B6; Camundongos CAG-luc, -GFP foram usados como modelo de camundongo jovem, modelo de camundongo envelhecido, modelo de nudez atímica, modelo imunodeficiente e fonte de células de bioluminescência, respectivamente. Os camundongos foram obtidos de uma fonte comercial (ver Tabela de Materiais). Este procedimento normalmente exigirá duas pessoas (uma para permanecer estéril durante a realização das injeções e outra para lidar com os ratos).
1. Preparação animal
- Induzir anestesia nos ratos usando gás isoflurano a 3% a 4% e manter a anestesia usando gás isoflurano a 1% a 3% administrado por meio de um cone nasal e vaporizador calibrado com precisão (ver Tabela de Materiais).
- Confirme a profundidade/inconsciência anestésica apropriada por falta de resposta ao aperto da pata traseira.
- Remova a pele da área anterior do tórax dos ratos aplicando uma fina camada de creme depilatório por menos de 1 min. Use uma toalha de papel molhada para remover o creme completamente junto com a pele solta.
NOTA: A aplicação de muito creme resultará na inflamação da pele da área do peito. - Colocar um rato de cada vez, em decúbito dorsal, na plataforma aquecida da estação de ultrassom de pequenos animais (ver Tabela de Materiais) com o cone nasal no lugar (Figura 1).
- Prenda o mouse ao palco com fita adesiva médica nos membros posteriores e anteriores (Figura 1).
- Aplique pomada oftálmica em ambos os olhos para evitar a secagem da córnea.
- Desinfete a pele do tórax superior sem pelos usando um aplicador de gluconato de clorexidina (ver Tabela de Materiais).
2. Preparação da máquina de ultrassom e campo estéril
- Ative a sonda linear de maior frequência disponível, normalmente a sonda com a maior resolução espacial para o tamanho do animal que está sendo fotografado. Ative a sonda tocando no botão correspondente após a tela de inicialização.
NOTA: Para esta aplicação com camundongos, a sonda usada é projetada especificamente para uso com camundongos e ratos pequenos (consulte Tabela de Materiais). - Otimize as configurações de ultrassom para imagem e injeção seguindo as etapas abaixo.
- Ajuste a profundidade do campo de visão para um tamanho apropriado para o animal alvo ajustando os controles deslizantes orientados verticalmente no lado direito da tela (Figura 2). A configuração de profundidade máxima normalmente será de cerca de 6-8 mm para ratos jovens.
- Ajuste o ganho em escala de cinza deslizando o botão ao longo da barra horizontal na parte inferior da tela (Figura 2). O objetivo é começar com uma imagem que é apenas um pouco mais escura do que uma aparência "cinza" típica.
- Ajuste a zona focal (seta azul à direita da tela, Figura 2) ao nível previsto do timo. Para ratos jovens, isso será em torno de uma profundidade de 4 mm.
- Se a captura de imagem for desejada, teste a funcionalidade da imagem de armazenamento e os botões de clipe de armazenamento para garantir que as imagens possam ser salvas adequadamente durante todo o procedimento. Execute isso tocando no botão Save Clip no canto inferior direito da tela ou tocando no botão Freeze e, em seguida, tocando em Save Image (Figura 2).
- Aplique uma pequena quantidade (~1 mL) de gel de ultrassom na superfície do transdutor (consulte Tabela de Materiais) enquanto estiver na vertical, descansando no suporte da máquina de ultrassom ou nas mãos de um assistente.
- Prepare um pequeno campo estéril ao lado da plataforma aquecida. O posicionamento ideal para isso é geralmente entre a plataforma e a máquina de ultrassom.
- Esvazie esses itens no campo estéril: uma tampa de sonda estéril, elástico, luvas estéreis e gel de ultrassom estéril (consulte Tabela de materiais).
- Com o campo estéril configurado e os itens no lugar, coloque as luvas estéreis.
- Coloque cuidadosamente a tampa da sonda estéril sobre o transdutor de ultrassom (bem como sobre o gel que foi inicialmente colocado na sonda). Mantenha a esterilidade e toque apenas na tampa estéril, nada mais. Deslize o elástico estéril sobre a tampa da sonda estéril para mantê-lo no lugar.
NOTA: Os focos aéreos, independentemente do tamanho, podem interferir na ultrassonografia. Por isso, é essencial aplicar o gel de ultrassom entre o transdutor e a tampa da sonda estéril e, em cima da tampa da sonda, para garantir uma interface livre de ar entre a sonda de ultrassom e o animal. - Coloque uma quantidade moderada (2-3 mL) de gel de ultrassom estéril no transdutor.
Observação : O usuário agora está pronto para criar a imagem de um mouse anestesiado.
3. Obtenção de imagens e localização do timo
- Mantendo a esterilidade, coloque a sonda com tampo de gel de ultrassom verticalmente na porção desinfetada da parede torácica anterior do camundongo para a imagem inicial.
- Reserve um momento para olhar para a imagem de ultrassom e otimizá-la ainda mais. Volte para a etapa 2.2 e ajuste para obter uma aparência semelhante à da Figura 3.
- Escaneie o tórax anterior do rato num plano transversal. Execute isso segurando o transdutor verticalmente e movendo-o para cima e para baixo do pescoço até o abdômen em um movimento semelhante a um pincel ou "varrendo".
NOTA: O coração será a estrutura mais reconhecível no peito devido ao seu movimento rápido e aparência "com câmara". Uma vez que o coração está localizado, isso pode ser usado como um ponto de referência para adquirir uma imagem do timo. - Com o coração centrado no campo de visão, varra o transdutor ligeiramente em direção ao pescoço. Apenas superior ao coração, o timo é geralmente encontrado.
- Visualize o timo como uma estrutura bilobada, piramidal, hipoecóica ("escura" ou "preta" aparecendo na tela) centrada na linha média, anterior à aorta e posterior ao esterno (Figura 3A).
- Anote as duas estruturas pretas emparelhadas redondas (ou seja, "hipoecóicas") em ambos os lados da parte superior do tórax.
NOTA: Estas são as veias cavas bilaterais. A aorta é uma estrutura hipoecóica curvilínea semelhante na linha média entre as duas veias cavas. Estes são facilmente reconhecíveis pelo seu movimento pulsátil.
4. Injeção do timo
- Se necessário, aplique mais (2-3 mL) de gel de ultrassom estéril no transdutor.
NOTA: Uma quantidade relativamente grande de gel estéril no transdutor (em comparação com o tamanho do tórax do rato) atuará como uma "almofada de gel" em torno da parede torácica do rato. Isso reduzirá o número de artefatos de ultrassom feitos pelo ar dentro do campo de visão. - Usando a sonda de ultrassom, localize a porção mais larga do timo, que geralmente é o local alvo ideal para a injeção. Antecipe uma trajetória horizontal da agulha no local escolhido.
- Observe onde os principais vasos sanguíneos (SVCs e aorta) estão localizados neste local. Evite-os durante a injeção.
- Os vasos sanguíneos serão hipoecóicos, estruturas pulsáteis, conforme descrito na etapa 3.7. Se não tiver certeza, use o modo Doppler colorido para verificar o fluxo dentro dos recipientes (Figura 4A). Ative o modo Doppler colorido tocando no botão Cor na tela.
- Se um dos principais vasos sanguíneos (ou o coração) for antecipado para estar ao longo da trajetória esperada da agulha, escolha uma nova área-alvo ou encontre uma abordagem / trajetória diferente.
- Segure o transdutor com uma mão e uma agulha de insulina 30 G (ver Tabela de Materiais) com 10 μL de injeção na outra.
NOTA: O injectado irá variar com base no desenho experimental. O presente estudo utilizou solução salina tamponada com fosfato, azul de tripano ou D-luciferina (0,1 μg/10 μL). - Para iniciar o processo de injeção, mova o transdutor lateralmente para que o timo fique fora do centro no campo de visão do ultrassom. Certifique-se de que o outro lado do campo de visão consiste principalmente em gel de ultrassom e nada mais.
- Coloque a ponta da agulha no gel sob o transdutor e mova lentamente a agulha até que ela seja visualizada adjacente à superfície da pele (Figura 4B).
- Ao fotografar continuamente a agulha sob ultrassom, insira a agulha na glândula timo com uma trajetória percutânea, longe dos vasos sanguíneos.
- Use uma trajetória horizontal "timo cruzado" para colocar a ponta da agulha no lobo tímico contralateral ao local de entrada. Isso explica o potencial vazamento ao longo do trato da agulha (Figura 5A).
- Uma vez que a ponta da agulha esteja dentro da porção desejada do timo, injete rapidamente o conteúdo (como 10 μL de azul de tripano ou D-luciferina, 0,1 μg/10 μL) da seringa de 30 G enquanto usa a visualização ultrassonográfica.
- Para estabilizar a seringa durante a inserção e injeção da agulha, segure a seringa entre o polegar e o terceiro dedo e controle o êmbolo da seringa com o dedo indicador.
- Remova a agulha depois de todo o conteúdo ter sido depositado.
5. Monitorização pós-injecção dos animais
- Transfira o animal para uma gaiola vazia e observe até que ele recupere a consciência suficiente para manter a retração esternal.
NOTA: Espera-se que a recuperação completa da anestesia ocorra dentro de 2 minutos. - Monitore o animal por mais 10 minutos em busca de sinais de angústia, respiração difícil ou sangramento.
NOTA: A dor pós-injeção não é esperada, e normalmente não há necessidade de analgesia pós-injeção. - Uma vez totalmente recuperado e após um período de observação pós-injeção sem intercorrências, devolva o animal injetado à companhia de outros animais.
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Representative Results
A implementação bem-sucedida dessa técnica depende de algumas etapas importantes a serem seguidas. Primeiro, a identificação confiável da própria glândula timo deve ser assegurada. Em camundongos jovens, isso é simples devido ao grande tamanho da glândula (Figura 3A). Em ratos mais velhos ou imunodeficientes, pode ser mais desafiador; no entanto, ainda é muito viável com equipamentos de ultrassom modernos (Figura 3B,C). Em segundo lugar, é extremamente importante definir a trajetória da agulha para que ela seja visualizada continuamente durante o avanço da ponta da agulha através das camadas da parede torácica e no timo. Uma injeção bem-sucedida terá a agulha visualizada inteiramente enquanto estiver sendo avançada. Isso garante ao operador que a agulha não atravessou uma estrutura crítica, como o coração, a aorta ou uma das veias cavas inferiores (Figura 4). Isso também se aplica à injeção em si. A ponta da agulha deve ser sempre visualizada em sua localização alvo durante a injeção para que a deposição intratímica seja confirmada (Figura 5).
Existem algumas armadilhas menores que, se reconhecidas, podem ser mitigadas com relativa facilidade. Ao prender o mouse ao palco e ao cone do nariz, o tórax do mouse precisa ser o mais neutro possível (ou seja, sem rotação significativa para a esquerda ou para a direita). Se houver muita rotação do tórax, o "ângulo de aproximação" correto da agulha pode não ser facilmente alcançável. Além disso, se o mouse não estiver preso no lugar com força suficiente, ele pode se mover ou deslizar ao tentar avançar a agulha, distorcendo a anatomia e dificultando a visualização. No entanto, com técnica e preparação adequadas, uma injeção intratímica bem-sucedida pode ser alcançada com consistência, confiabilidade e reprodutibilidade.
Uma vez que a injeção esteja completa, existem várias maneiras de confirmar a localização intratímica da injeção. O presente estudo utilizou a luciferina como injetado em camundongos transgênicos com luciferase. Estes podem então ser avaliados imediatamente após a injeção com imagens de bioluminescência, confirmando a localização correta da injeção sem sacrificar o animal (Figura 6A). Esta técnica tem a vantagem adicional de que as células injetadas marcadas com luciferina podem ser fotografadas em vários pontos de tempo, garantindo a persistência da atividade no timo. Alternativamente, o azul de tripano pode ser injetado como um marcador visual do local da injeção, e a precisão da injeção pode então ser confirmada ex vivo com a necropsia16 (Figura 6B).
Figura 1: Rato anestesiado posicionado no estádio de imagem para ultrassonografia do timo. Uma rata C57BL/6 fêmea de 6 semanas de idade com tórax depilada foi anestesiada e transferida para a estação de imagem. O rato está em posição supina, com as pernas estendidas presas por fita adesiva. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Configurações da máquina de ultrassom. Imagem do painel de controle da máquina de ultrassom (tela sensível ao toque). Os principais ajustes das configurações para otimizar a imagem serão ajustar a profundidade (seta vermelha), a zona focal (circulada em amarelo) e os ganhos (asterisco vermelho). Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Ultrassonografia do timo em camundongos jovens e idosos imunocompetentes e imunodeficientes. (A) Rato jovem imunocompetente (C57BL/6, fêmea, 4 semanas de idade, n = 5). A ultrassonografia transversal mostra os lobos direito e esquerdo do timo (asteriscos). (B) Rato idoso imunocompetente (C57BL/6, fêmea, 6 meses de idade, n = 5). O timo (asterisco) é menor, mas mantém sua localização típica e forma piramidal. (C) Rato jovem imunodeficiente (NOD scid gamma, fêmea, 4 semanas de idade, n = 5). Observe o tamanho muito menor do timo (asterisco) em comparação com o rato jovem normal. (D) Rato nu atímico (fêmea, 8 semanas de idade, n = 1). Há uma completa ausência de tecido tímico. Digno de nota, a linha vertical escura (hipoecóica) no meio da imagem (asterisco) é um artefato de sombreamento do esterno, sem tecido tímico verdadeiro. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Preparação para a injeção . (A) A imagem com Doppler colorido do tórax anterior demonstra a relação do timo com os vasos mediastinais. O centro inferior é o arco aórtico (seta vermelha), e os vasos arredondados de ambos os lados são as veias cavas superiores direita e esquerda (pontas de seta amarelas). O sangue que flui em direção à sonda de imagem é codificado em vermelho, e o sangue que flui para longe do transdutor é codificado em azul. (B) Colocação da agulha antes do avanço no peito a partir de uma abordagem do lado esquerdo. A ponta da agulha (seta amarela) deve estar alinhada com o transdutor de ultrassom e o nível da ponta com a porção média do timo. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Técnica de injeção . (A) Colocação de agulha para injeção do lobo tímico direito de um rato jovem imunocompetente. A ponta da agulha (seta amarela) está na porção central do lobo direito. (B) Imagem pós-injeção do lobo direito mostrando uma coleção de fluido escuro (hipoecóico) e pequenas bolhas de ar brilhantes (ecogênicas) no local da injeção (linha vermelha tracejada). A seta amarela indica a ponta da agulha. (C) Colocação da agulha (seta amarela na ponta da agulha) para injeção do lobo tímico esquerdo de um rato jovem imunocompetente. (D) Colocação de agulha (seta amarela) para injeção do lobo direito de um rato jovem imunocompetente. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Verificação in vivo e ex vivo da precisão. (A) Injeção de D-luciferina (0,1 μg/10 μL) no timo de um rato transgénico com luciferase com 8 semanas de idade, seguida de 1 s de imagens de bioluminescência in vivo utilizando um sistema de imagiologia in vivo de bioluminescência (n = 3). O código de cores mostra a radiância total da bioluminescência (fótons·s−1·cm−2·steradiano−1) conforme indicado pela barra de cores à direita. (B) O timo de dois camundongos C57BL/6 de 5 semanas de idade foi injetado com azul de tripano, e a precisão da injeção foi demonstrada por necropsia (n = 3). Painel superior: Superfície dorsal de um timo injetado corado com Trypan Blue in situ. Painel inferior: Superfície ventral de um timo corado com azul de tripano ex situ após injeção do lobo esquerdo. Reproduzido com permissão de Tuckett et al.1. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Uma injeção à mão livre guiada por ultrassom é uma técnica altamente precisa para fornecer materiais de estudo ao timo de forma eficiente e asséptica. Após a esterilização inicial da pele no local da injeção, a esterilidade é mantida durante o procedimento devido ao uso de luvas estéreis, tampas estéreis de sonda de ultrassom e gel de ultrassom estéril. Em contraste com a abordagem percutânea cega10,17 ou contando com incisões cirúrgicas para visualização direta do timo18,19, que são os métodos comumente utilizados para injeções intratímicas em camundongos, a utilização da orientação ultrassonográfica à mão livre combina um alto grau de segurança e rapidez com tremenda precisão do procedimento. A realização de injeções guiadas por ultrassom usando a plataforma ferroviária14 oferece um nível semelhante de segurança e precisão, mas essa abordagem incômoda normalmente leva pelo menos 5 minutos por injeção a partir do momento em que o mouse foi anestesiado e posicionado na plataforma de imagem, em comparação com a técnica de mão livre que possibilita que um especialista complete injeções em cerca de 20-30 s por rato15.
Experiência e treinamento significativos são pré-requisitos para alcançar um alto nível de proficiência em todos os vários métodos de injeção intratímica, incluindo a técnica de injeção à mão livre guiada por ultrassom. No entanto, um radiologista com experiência clínica em procedimentos guiados por ultrassom pode se tornar proficiente na injeção intratímica de camundongos dentro de uma sessão de prática de 1 hora.
A flexibilidade do método de injeção à mão livre permite que o investigador injete um lobo tímico, ambos os lobos tímicos em uma passagem de injeção, ou ambos os lobos tímicos em duas injeções separadas, dependendo das necessidades experimentais específicas do estudo. É importante notar que a injeção de lobos tímicos individuais com placebo versus material de estudo pode ser usada como uma estratégia para reduzir o número de indivíduos do estudo necessários usando o lobo injetado com placebo como controle interno. Por outro lado, a configuração rígida do sistema ferroviário integrado permite a injeção em um lobo tímico por período de injeção. A injeção de um segundo lóbulo exigiria a desmontagem do acessório do suporte da seringa, a sua instalação no verso do rato e o ajuste cuidadoso dos controlos de micromanipulação até que a trajetória da agulha esteja correta antes de a próxima injeção poder prosseguir. Essas questões aumentam substancialmente a exposição à anestesia e o tempo necessário para concluir o experimento.
Uma vantagem única do método intratímico de ultrassom à mão livre quando comparado ao procedimento de injeção intratímica cega é a relativa facilidade de injetar com precisão pequenos tímus, como os tímus de camundongos mais velhos (6 meses ou mais), que são muito menores em tamanho do que aqueles em camundongos mais jovens (4-10 semanas de idade). Essa vantagem, combinada com a facilidade de expansão, permite que os imunologistas realizem estudos baseados em injeção intratímica em uma ampla gama de modelos pré-clínicos de camundongos.
Em conclusão, as observações fornecem amplas evidências que apoiam a técnica de mão livre para injeções seguras, rápidas e precisas visando lobos tímicos individuais. Este método minimamente invasivo, portanto, representa uma opção altamente eficiente e precisa para a pesquisa do timo, facilitando investigações pré-clínicas em larga escala em camundongos com timos variando de grandes a extremamente pequenos.
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Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Gostaríamos de agradecer a Raymond H. Thornton por seu trabalho inicial perspicaz e abrangente sobre essa técnica. Este estudo foi financiado pelo apoio financeiro do Instituto Nacional do Câncer (NCI 1R37CA250661-01A1), da Children's Leukemia Research Association, da Hackensack Meridian School of Medicine e da HUMC Foundation / Tackle Kids Cancer.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aquasonic 100 Ultrasound Gel | Parker Laboratories (Fairfield, NJ, USA) | 01-01 | Sterile Ultrasound Transmission Gel |
| B6;CAG-luc, -GFP mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 025854 | Bioluminescence cell source |
| BD Insulin Syringes with needle | Becton Dickinson (Franklin Lakes, NJ, USA) | 328431 | Ultra-fine needle - 12.7 mm, 30 G |
| C57BL/6 mouse - aged | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 6 months old; aged model |
| C57BL/6 mouse - young | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 000664 | age 4-6 weeks; young model |
| Chloraprep One-step 0.67 mL | CareFusion (El Paso, TX, USA) | 260449 | chlorhexidine gluconate applicator |
| Curity Cotton Tipped Applicator | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | A5000-2 | Sterile, 6" |
| D-Luciferin | Gold Biotechnology (St Louis, MO, USA) | LUCK-1G | |
| Isoflurane | Henry Schein (Melville, NY, USA) | 1182097 | |
| IVIS Lumina X5 | PerkinElmer (Melville, NY, USA) | n/a | In vivo bioluminescence imaging system |
| J:NU mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 007850 | Athymic nude model |
| Kendall Hypoallergenic Paper Tape | Cardinal Health (Dublin, OH, USA) | 1914C | |
| Kimtech Surgical Nitrile Gloves | Kimberly-Clark Professional (Irving, TX, USA) | 56892 | Sterile Gloves |
| Nair Hair Remover Lotion | Church and Dwight (Trenton, NJ, USA) | n/a | Depilatory agent |
| NOD scid gamma (NSG) mouse | The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA) | 005557 | Immunodeficient model |
| Phosphate-Buffered Saline (PBS), 1x | Corning (Corning, NY, USA) | 21-040-CV | |
| Puralube Vet Ointment | Med Vet International | PH-PURALUBE-VET | Eye ointment |
| Sheathes | Sheathing Technologies (Morgan Hill, CA, USA) | 10040 | Sterile Ultrasound Probe Covers |
| Sure-Seal Induction Chamber | Braintree Scientific (Braintree, MA, USA) | EZ-17 85 | Anesthesia induction chamber |
| Transducer MX550D | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Vevo 3100 imaging probe (25-55 MHz, Centre Transmit: 40 MHz) |
| Trypan Blue, 0.4% solution in PBS | MP Biomedicals (Solon, OH, USA) | 91691049 | |
| Vevo 3100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Ultrasound imaging system |
| Vevo 3100 Lab Software | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Version 3.2.7 for imaging and analysis |
| Vevo Compact Dual Anesthesia System | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Tabletop isoflurane-based anesthesia unit |
| Vevo Imaging Station | FUJIFILM VisualSonics (Toronto, ON, Canada) | n/a | Procedural platform |
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