Summary
Un profileur de microdialyse est décrit pour échantillonner les solutés d’eau interstitielle dissous à travers une interface sol-eau oxique-anoxique in situ avec un minimum de perturbation. Ce dispositif est conçu pour capturer les changements rapides dans les profils concentration-profondeur induits par les perturbations à l’interface sol-eau et au-delà.
Abstract
Les processus biogéochimiques se déplacent rapidement dans les dimensions spatiales (échelle millimétrique) et temporelles (échelle horaire à échelle journalière) à l’interface oxique-anoxique en réponse à des perturbations. Déchiffrer les changements biogéochimiques rapides nécessite des outils in situ, peu invasifs avec une résolution d’échantillonnage spatiale et temporelle élevée. Cependant, les dispositifs d’échantillonnage passif disponibles ne sont pas très utiles dans de nombreux cas, soit en raison de leur nature jetable, soit en raison de la complexité et de la charge de travail considérable pour la préparation des échantillons.
Pour résoudre ce problème, un profileur de microdialyse avec 33 tubes individuels de nanomembrane de polyéthersulfone (semi-perméables, taille des pores de <20 nm) intégrés dans le squelette unidimensionnel (60 mm) a été établi pour échantillonner de manière itérative les composés dissous dans l’eau interstitielle à travers l’interface sol-eau à une haute résolution de 1,8 mm (diamètre extérieur plus un espacement, c’est-à-dire 0,1 mm entre les sondes). Le mécanisme d’échantillonnage est basé sur le principe de diffusion du gradient de concentration. Le chargement automatique de l’eau dégazée permet de perturber le moins possible les espèces chimiques à travers l’interface oxique-anoxique.
Ce document décrit quotidiennement les procédures de configuration des dispositifs et d’échantillonnage continu des eaux interstitielles à travers l’interface sol-eau. Les profils concentration-profondeur ont été mesurés sélectivement avant (le jour 6) et après (le jour 7) les perturbations induites par l’irrigation. Les résultats ont montré que les profils concentration-profondeur subissaient des changements rapides, en particulier pour les éléments sensibles au redox (c.-à-d. le fer et l’arsenic). Ces protocoles peuvent aider à étudier les réponses biogéochimiques à travers l’interface sol-eau sous diverses perturbations causées par des facteurs physiques, chimiques et biologiques. Le document examine en détail les avantages et les inconvénients de cette méthode pour une utilisation potentielle dans les sciences de l’environnement.
Introduction
Une interface oxique-anoxique est une caractéristique générale de la biosphère qui est vitale pour le cycle biogéochimique1. Cette interface est très hétérogène, la portée spatiale s’étendant du millimètre dansl’interface sédiment/sol-eau 1,2 à des milliers de mètres dans la zone anoxique océanique 3,4. Cette interface est un habitat idéal pour étudier la complexité de la biogéochimie élémentaire.
Les interfaces sol-eau ont une caractéristique typique de gradient oxique-anoxique de quelques centimètres et sont faciles à établir dans les expériences de mésocosme. À partir de la consommation d’oxygène moléculaire provenant des eaux de surface, les communautés microbiennes fonctionnelles stratifiées entraînent le développement de divers gradients, tels que les gradientsO2, pH et Eh, à l’échelle millimétrique1. Le cycle biogéochimique à l’interface oxique-anoxique est sensible à diverses perturbations dans la nature 5,6. Dans le cas des sédiments et des rizières, l’apport de matière organique fraîche comme la litière et la paille, les inondations et le drainage périodiques, les fluctuations et les extrêmes de température et la bioturbation peuvent entraîner des changements dans le cycle biogéochimique à l’interface oxique-anoxique, entraînant probablement des impacts durables, tels que les émissions de gaz à effet de serre, l’eutrophisation et la contamination à un endroit donné. Par conséquent, le gradient oxique-anoxique à l’interface sol-eau fournit une fenêtre pour l’étude des cycles biogéochimiques globaux à grande échelle. L’échantillonnage spatio-temporel et l’analyse des substances dissoutes le long de l’interface sol-eau à haute résolution ont toujours été intéressants; toutefois, peu de progrès ont été réalisés en ce qui concerne la méthodologie.
Contournant les inconvénients de l’extraction destructive de l’eau interstitielle, l’échantillonnage passif non destructif est de plus en plus utilisé pour éviter les changements dans la chimie de l’eau interstitielle et remédier à la complexité de la préparation des échantillons7. Plusieurs appareils capables d’effectuer des échantillonnages in situ de haute précision (de l’échelle micrométrique à l’échelle centimétrique) ont été largement utilisés, notamment les échantillonneurs de dialyse in situ (appelés peepers)8, l’équilibration diffusive en couches minces (DET)9 et le gradient diffusif en couches minces (DGT)10. Les substances dissoutes sont échantillonnées passivement par le mécanisme des processus de diffusion et d’adsorption. Bien qu’ils se soient révélés utiles pour décrire les profils chimiques oxico-anoxiques, ils sont toujours à usage unique, ce qui limite leur application plus large.
Récemment, la technique de microdialyse est apparue comme un outil sensible qui peut être utilisé pour surveiller la dynamique des composés solubles dans le sol à des échelles temporelles de minutes à jours11,12,13,14. Pour un scénario typique utilisant la microdialyse en sciences médicales et environnementales, une sonde miniature de type concentrique constituée d’une membrane tubulaire semi-perméable (c.-à-d. un microdialyseur) est utilisée pour sonder le liquide interstitiel ou les solutions du sol afin de prévenir des perturbations importantes sur les processus métaboliques et la spéciation chimique15,16. L’un des plus grands avantages inhérents à la microdialyse est la capture in situ des changements de concentration en fonction du temps dans le sol ou les tissus biologiques15,16.
Sur la base du concept de microdialyse, nous avons développé un profileur de microdialyse plus facile à utiliser, précédemment appelé profileur intégré d’injection d’eau interstitielle (IPI), qui peut effectuer une dialyse d’équilibre continue des solutés d’eau interstitielle basée sur le principe de diffusion du gradient de concentration2. Le dispositif de microdialyse utilise des tubes à nanomembrane creuss pour la précharge active du perfusat et la diffusion passive des solutés dissous, ce qui est différent de la diffusion en vrac de l’eau interstitielle utilisée dans les peepers, les filtres à pression tels que l’échantillonneur Rhizon et le DGT basé sur l’accumulation. Le dispositif a été testé et validé dans l’échantillonnage temporel et spatial d’éléments cationiques et anioniques dans les sols montagneux et inondés (Figure 1A-1)13,15,16. La microdialyse simple à pompe minimise le nombre d’étapes de préparation des échantillons 2,15.
Nous avons fabriqué un profileur de microdialyse en intégrant un ensemble d’échantillonneurs sur un squelette de support unidimensionnel, et ce profileur a obtenu un échantillonnage à haute résolution à l’interface sol-eau et à la rhizosphère 2,15,17. Dans cette étude, des modifications considérables ont été apportées au dispositif d’échantillonnage et à la méthode d’échantillonnage pour permettre le prélèvement de 33 échantillons d’eau interstitielle à l’interface sol-eau (profondeur verticale de 60 mm) avec une perturbation minimale pour l’analyse élémentaire en aval. L’ensemble de la procédure d’échantillonnage prend ~15 min. Étant donné que le profileur de microdialyse est nouveau dans la communauté des sciences de l’environnement, nous présentons les détails des composants de l’appareil et des procédures d’échantillonnage pour indiquer le potentiel de la microdialyse dans la surveillance des changements dans les signaux chimiques à l’interface sol-eau.
Description du profileur de microdialyse
Le dispositif de profilage de microdialyse, avec les modifications appropriées de la conception précédente2, est illustré à la figure 1. La taille effective des pores de la nanomembrane (Figure 1C-1) est estimée à seulement quelques nanomètres pour empêcher la diffusion de grosses molécules et de cellules microbiennes. Un essai antérieur a suggéré qu’une incubation inondée de 6 mois n’avait entraîné aucun dépôt de fer à l’intérieur ou à l’extérieur de la surface du tube15. Un squelette incurvé et creux a été conçu (Figure 1C-2) et imprimé en 3D à l’aide d’un matériau en nylon stable. Au total, 33 tubes nanomembranaires (polyéthersulfone; taille des pores de surface: 0-20 nm; diamètre intérieur x diamètre extérieur x longueur effective d’échantillonnage: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; volume théorique: 42,4 μL) reliés à des tuyaux en polytétrafluoroéthylène (PTFE) adaptés (longueur: 18 cm x 2 cm de diamètre figure 1C-1) ont été installés sur le squelette et sur un côté d’un contenant en PVC (figure 1B). Pour ce dispositif, l’élément de prélèvement (figure 1B-1) se trouve à 2 cm de la paroi latérale du récipient en PVC. Pour le côté injection (figure 1B-4), tous les tubes ont été reliés à un connecteur un-à-plusieurs, qui a été fixé dans un récipient tampon de manière étanche à l’air (figure 1B-7). Une poche de perfusion médicale (figure 1B-11) a été utilisée pour se connecter au récipient tampon par une valve à trois voies. L’étanchéité à l’air du système a été soigneusement examinée dans l’eau avant d’autres opérations expérimentales. L’eau préchargée (18,2 MΩ, 500 mL) dans la poche de perfusion médicale est toujours exempte d’oxygène (figure 1C-8). La configuration détaillée de l’appareil et l’échantillonnage de l’eau interstitielle sont décrits ci-dessous.
Protocol
1. Préparation individuelle de l’échantillonneur de microdialyse
- Découpez avec précision des tubes à nanomembrane vierges (diamètre intérieur x diamètre extérieur x longueur : 1,0 mm x 1,7 mm) en un total de 33 tubes courts (58 mm de longueur).
- Coupez avec précision le tuyau en PTFE en 66 tuyaux (180 mm de longueur) avec un couteau en céramique.
REMARQUE: N’utilisez pas de couteaux à base de métal pour éviter toute contamination. - Mélangez complètement l’adhésif époxy en deux parties (AB) sur n’importe quelle plaque de plastique propre et laissez-la reposer pendant 30 minutes jusqu’à ce qu’elle devienne collante. Appliquez l’adhésif époxy AB avec précaution sur la surface extérieure du haut du tuyau en PTFE. Assurez-vous que l’adhésif époxy AB ne couvre que la longueur de 4 mm du tube et qu’il n’y a pas de tubes de blocage d’adhésif supplémentaires.
- Connectez les deux tuyaux en PTFE préparés aux étapes 1.2 à 1.4 avec chaque tube à nanomembrane préparé à l’étape 1.1 en vissant doucement les tuyaux en PTFE dans le tube à nanomembrane.
REMARQUE: Ne laissez pas l’excès d’adhésif s’accumuler sur le joint. Assurez-vous qu’aucun adhésif ne contamine le tube à nanomembrane. - Répétez l’étape 1.4 pour assembler complètement les 33 échantillonneurs de microdialyse vierges.
- Laissez reposer les échantillonneurs assemblés à l’étape 1.6 pendant la nuit pour assurer le durcissement complet et la stabilisation de l’adhésif.
- Améliorer l’hydrophilie et nettoyer les échantillonneurs de microdialyse en les faisant tremper dans de l’éthanol (pureté à 99,5%) pendant 1 h, suivi d’un nettoyage par ultrasons (température ambiante) avec du HNO3 dilué à 2% et de l’eau ultrapure pendant 15 minutes chacun.
- Vérifiez la perméabilité et l’étanchéité à l’air de l’échantillonneur de microdialyse en faisant bouillonner dans l’eau à l’aide d’une seringue de 5 mL.
2. Assemblage du profileur de microdialyse
- Utilisez le fichier CAO joint (fichier supplémentaire 1) pour imprimer le squelette préconçu à l’aide d’un matériau en nylon (Figure 1C-2).
- Creuser un récipient en PVC (lavé à l’acide) avec deux fentes parallèles (intervalle de 5 cm) pour correspondre à la taille du squelette. Utilisez le module de gravure de l’imprimante 3D pour le fendage.
- Construire un connecteur un-à-plusieurs en stabilisant l’adhésif époxy sous la forme du capuchon d’un tube centrifuge de 50 mL. Insérez 33 bouchons de silicium (1 cm de longueur) dans l’adhésif époxy avant de durcir et laissez reposer toute la nuit.
- Retirez le connecteur un-à-plusieurs du capuchon du tube.
- Utilisez un couteau en céramique pour couper l’adhésif époxy durci afin que toutes les extrémités du capuchon en silicone ne soient pas obstruées.
- Rincez soigneusement le connecteur un-à-plusieurs avec du HNO3 dilué à 2 % et de l’eau ultrapure pendant 15 min chacun. Séchez le connecteur un-à-plusieurs dans des conditions ambiantes.
- Connectez une vanne à trois voies au fond du tube pour servir de récipient tampon.
- Assemblez le contenant tampon en installant un connecteur un-à-plusieurs sur un tube centrifuge de 50 ml à l’aide d’un adhésif époxy AB.
- Assembler les échantillonneurs de microdialyse individuels préparés dans la section 1 sur le squelette (étape 2.1). Dans cette étape, utilisez un adhésif thermofusible pour faciliter la fixation afin que chaque échantillonneur soit parallèle au bord supérieur / inférieur du squelette.
- Répétez l’étape 2.9 jusqu’à ce que tous les échantillonneurs de microdialyse (n = 33) soient installés sur le squelette.
- Assurez-vous que les 33 échantillonneurs des deux côtés du squelette passent à travers les fentes en PVC. Scellez les espaces au niveau des articulations du squelette et des fentes avec un adhésif époxy AB.
- Connecter les 33 échantillonneurs d’un côté du squelette à un récipient tampon de manière étanche à l’air via une vanne de raccordement un-à-plusieurs préinstallée dans un tube centrifuge de 50 ml (étape 2.8)
- Connectez une poche de perfusion médicale préremplie d’eau (18,3 MΩ) au récipient tampon par la valve à trois voies.
- Utilisez des bouchons en silicone pour fermer les 33 échantillonneurs du côté de l’échantillonnage. Vérifiez la perméabilité et l’étanchéité à l’air de chaque échantillonneur de microdialyse en tournant la valve à trois voies, permettant à l’eau de s’écouler de la poche de perfusion médicale vers l’échantillonneur. Après avoir terminé toutes les vérifications, fermez et éteignez tous les échantillonneurs et la vanne du récipient tampon.
3. Incubation du sol
- Avant l’incubation du sol inondé, dégazez l’eau dans la poche de perfusion médicale pour éliminer l’oxygène. Faire passer de l’azote gazeux gazeux pendant une nuit dans la voie de la conduite d’azote gazeux de haute pureté jusqu’à la poche de perfusion médicale (figure 1-C8).
- Utilisez une vanne à trois voies pour fermer la connexion entre le profileur et le sac dégazé.
- Ajouter délicatement 450 g de terre tamisée séchée à l’air (granulométrie < 2 mm) dans un récipient en PVC, en permettant à cinq échantillonneurs de microdialyse de rester au-dessus de la surface du sol.
- Utilisez un mouchoir pour couvrir la surface du sol, puis versez de l’eau ultrapure (18,3 MΩ) sur le sol pour l’inonder. Enlevez le tissu lorsque le sol est complètement inondé de 5 cm au-dessus de la surface du sol.
- Purgez le système avec la solution préchargée immédiatement une fois l’incubation du sol commencée. Activez la connexion entre le sac anaérobie et l’échantillonneur de dialyse pour rincer le système d’échantillonnage. Utilisez 10 fois le volume total de l’échantillonneur lors de la purge de chaque échantillonneur avec de l’eau.
- Lorsque vous terminez la purge d’un échantillonneur, coiffez-le à l’aide d’un capuchon en silicone propre.
- Répétez l’étape 3.6 jusqu’à ce que tous les échantillonneurs aient été purgés. À l’heure actuelle, un système d’incubation et d’échantillonnage du sol inondé est établi.
- Ajustez le sac anaérobie à la hauteur de la surface de l’eau.
- Assurez-vous que tous les tubes sont remplis d’eau. Sinon, retirez le capuchon et abaissez le dessus du tube, permettant à l’eau de s’écouler du sac anaérobie.
- Fermez tous les bouchons et les vannes.
- Coupez la connexion entre le sac anaérobie et l’échantillonneur de dialyse pendant l’incubation pendant 7 jours.
4. Échantillonnage du profileur de microdialyse
- Avant l’échantillonnage, ajuster les niveaux d’eau dans le récipient de terre, les sommets d’échantillonnage et le sac anaérobie à une hauteur similaire pour éviter des potentiels d’eau nettement différents. Maintenez toujours cette pratique pendant la période d’incubation du sol.
- Activez la connexion entre le sac anaérobie et le conteneur tampon.
- Retirez le capuchon du premier échantillonneur de haut en bas.
- Utiliser une pipette pour aspirer avec précision 133 μL de l’échantillonneur vers un flacon (0,6 mL) préchargé avec 133 μL de HNO3 à 2 % pour la conservation.
- Pendant le processus d’échantillonnage, observer un écoulement lent mais uniforme de gouttelettes d’eau vers l’échantillonneur de microdialyse dans la chambre d’observation (figure 1A-9) du sac anaérobie.
- Fermez le dessus du tube avec un capuchon en silicone. Passez au tube d’échantillonnage suivant.
NOTE: Pour l’analyse des éléments sensibles à l’oxydoréduction tels que le Fe ferreux, une méthode de conservation différente telle qu’une solution dégazée (10 mM) d’EDTA doit être utilisée, et l’échantillonnage doit être effectué dans des conditions de purge d’azote. - Répétez l’étape 4.6 jusqu’à ce que les 33 échantillons aient été prélevés. Désactivez la connexion entre le sac anaérobie et le conteneur tampon.
NOTE: L’échantillonnage peut généralement être terminé en 15 minutes. Avec la conception actuelle, l’échantillonnage est effectué quotidiennement pour éviter la contamination croisée entre les tubes. Bien que la diffusion du soluté le long du tube soit lente, il diffuserait dans le récipient tampon et contaminerait d’autres tubes. - Immédiatement après l’échantillonnage du jour 6, reconstituez l’eau inondée, ce qui perturbera la surface du sol.
- Calculer le volume de récupération de l’échantillon en pesant le flacon d’échantillon avant et après le transfert de l’échantillon d’eau interstitielle.
- Utiliser la spectrométrie de masse avec plasma à couplage inductif (ICP-MS) pour mesurer les concentrations totales dissoutes d’éléments dans l’eau interstitielle.
NOTA: Une courbe étalon externe a été utilisée pour la quantification de la concentration, tandis que l’étalon interne Rh a été utilisé pour surveiller la stabilité opérationnelle du PIC-SM.
Representative Results
À la suite de ce protocole, un système de profilage de microdialyse a été établi, tel que décrit à la figure 1. L’incubation du sol a été réalisée dans des conditions d’inondation (24 °C, à découvert de la lumière). Les échantillons des jours 6 et 7 ont été mesurés sélectivement pour indiquer une perturbation potentielle à la surface du sol en raison de la pratique de reconstitution de l’eau inondée.
Au cours de chaque échantillonnage, un nombre constant de gouttelettes d’eau dans la chambre d’observation s’écoulant vers l’échantillonneur de microdialyse a été observé, ce qui indique que la solution d’échantillon transférée était continuellement reconstituée par la solution dans le sac anaérobie. Comme le montre la figure 2, le pourcentage de récupération du volume de l’échantillon était en moyenne de 101,4 % ± 0,9 % et variait de 100,2 % à 103,6 %. Une récupération légèrement plus élevée du volume de l’échantillon pourrait indiquer qu’il y avait une différence de niveau d’eau entre le sac anaérobie et le haut du tube d’échantillonnage.
À l’aide des échantillons prélevés à l’interface sol-eau le jour 6 et le jour 7, les concentrations totales dissoutes de fer (Fe), de manganèse (Mn), d’arsenic (As), de cadmium (Cd), de cuivre (Cu), de plomb (Pb), de nickel (Ni) et de zinc (Zn) dans l’eau interstitielle ont été déterminées (figure 3). Les profils concentration-profondeur variaient considérablement selon le type élémentaire et avant et après la pratique de reconstitution de l’eau inondée. Bien que nous n’ayons pas effectué de réplications ici puisque cette étude utilisait un plan expérimental basé sur le gradient, notre étude précédente a démontré de bonnes réplications des changements dans les signaux chimiques dépendants de la profondeur18.
Au jour 6, les concentrations dissoutes de Mn, Fe et As ont augmenté avec la profondeur du sol, tandis que celles de Cu et Pb ont diminué avec l’augmentation de la profondeur du sol. Les résultats sont cohérents avec les principes généraux et les observations dans les interfaces sol-eau; plus précisément, un environnement plus réduit dans un sol plus profond entraînerait une libération réductrice accrue de Mn15, Fe et As tout en inhibant la libération de métaux cationiques en raison de la formation de minéraux moins solubles. Cependant, pour le Cd, le Ni et le Zn, les profils concentration-profondeur indiquaient une tendance différente, puisque les concentrations dissoutes avaient une tendance à la hausse d’une profondeur d’environ −20 mm vers des endroits plus profonds.
Par rapport aux profils concentration-profondeur de Fe (4,95 mg· L−1) et As (3,3 μg· L−1) à une profondeur de −12 mm le jour 6, les concentrations de Fe (1,46 mg· L−1) et As (0,8 μg· L-1) étaient significativement plus faibles au jour 7 ; cependant, les concentrations de Fe et d’As étaient significativement plus élevées (pente dépendante de la profondeur, p < 0,001) des profondeurs de −18 mm à −50 mm. Pour la plupart des éléments déterminés, à l’exception du Mn, les concentrations dissoutes dans les eaux de surface et le sol de surface uniforme à une profondeur de −15 mm étaient significativement plus faibles, à des degrés divers, après la reconstitution de l’eau aérobie. Il a été noté qu’il y avait un pic de concentration de Pb à une profondeur d’environ −10 mm le jour 7, montrant une tendance contrastée à celle observée le jour 6. Ces résultats incohérents sont probablement causés par la perturbation de la reconstitution de l’eau et l’évolution temporelle de la biogéochimie à travers l’interface sol-eau. Dans les deux cas, le profileur de microdialyse a indiqué son grand potentiel pour surveiller les changements temporospatiaux des profils chimiques à travers l’interface sol-eau.
Figure 1 : Configuration du profileur de microdialyse pour la surveillance de la dynamique chimique aux interfaces sol-eau avec une profondeur de 50 mm dans le sol. (A) Pour un profileur utilisé à 50 mm de profondeur, voir également la figure supplémentaire S1. Les principaux composants comprennent (B1,C1) 33 échantillonneurs de microdialyse (B2,C2) installés sur un squelette imprimé en 3D, qui est ensuite installé sur un récipient d’incubation (B3) (un tube à échantillon de 50 mL), (B4,B7,C4) un récipient tampon un-à-plusieurs, (B9-B12) une poche de perfusion médicale utilisée comme fournisseur d’eau dégazée, et un (C5) pipette d’échantillonnage hors ligne. (B5) Les emplacements d’échantillonnage des 33 échantillonneurs sont alignés à la même hauteur avec (B6) une bande de plastique. L’eau désoxygénée est préparée par barbotage d’azote (C8) dans le sens inverse de l’alimentation en eau. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Récupération du volume d’échantillonnage en utilisantH2Ocomme perfusat. Les barres d’erreur indiquent l’écart-type de deux échantillonnages de profileurs indépendants. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Profils concentration-profondeur. (A) manganèse, (B) fer, (C) arsenic, (D) cadmium, (E) cuivre, (F) plomb, (G) nickel et (H) zinc mesurés aux jours 6 et 7. Les étiquettes négatives sur l’axe des Y indiquent les profondeurs sous la limite eau-sol. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Cas de défaillance de fuite entraînant une précipitation du fer à l’intérieur des échantillonneurs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Fichier supplémentaire 1 : Fichier de conception assistée par ordinateur pour une impression du squelette préconçu. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Figure supplémentaire S1 : Le profileur utilisé. (A) Sur sol inondé. (B-E) Les photos des vues de dessus et de côté et les détails de connexion sont présentés séparément. (E) Des valves à trois voies sont utilisées pour connecter le récipient tampon et la poche de perfusion médicale. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
Discussion
D’après les expériences et les pratiques antérieures2, certaines considérations nécessitent une attention particulière lors de l’assemblage du profileur de microdialyse et de l’échantillonnage des eaux interstitielles. Tout d’abord, le tube à nanomembrane et le tube de connexion doivent être soigneusement connectés pour éviter les blocages ou les fuites au niveau de la connexion. Lorsque le sol est incubé dans des conditions inondées, l’introduction d’oxygène s’oxyde rapidement et précipite le fer ferreux dans la tubulure de dialyse (figure 4). Pour cette raison, avant d’assembler le profileur de microdialyse, chaque tube de microdialyse doit être vérifié pour l’intégrité (aucun dommage), l’étanchéité à l’air des connexions et la perméabilité de la tubulure. De même, la connexion du cadre de support à la paroi latérale du conteneur d’incubation doit être effectuée avec soin pour éviter les fuites. Avant les expériences formelles, les contrôles d’étanchéité aux différents emplacements de connexion sont toujours une priorité. Deuxièmement, le perfusat dans le sac anaérobie doit être désoxygéné de manière adéquate. Sinon, le fer ferreux dans l’eau interstitielle réagira avec l’oxygène du perfusat pour former des précipités insolubles (Figure 4). Cela modifiera gravement la spéciation et la concentration du soluté et les processus de diffusion vers les tubes à nanomembrane. Troisièmement, une faible fréquence d’échantillonnage (jours et semaines) entraînera la diffusion du soluté dans la région tampon. Cela peut contaminer l’ensemble de l’échantillon de profil. Pour résoudre ce problème, trois solutions possibles peuvent être envisagées : (1) l’échantillonnage à une fréquence élevée, par exemple une fois par jour (cependant, cela peut entraîner une déplétion du soluté près de l’échantillonneur de dialyse lorsque plusieurs prélèvements sont effectués); 2° prolonger la longueur du tuyau de raccordement dans la zone d’injection au besoin; (3) la refonte du pipeline d’échantillonnage afin d’obtenir un contrôle unique d’un seul pipeline. Ce sont également des directions pour l’amélioration de l’appareil à l’avenir. Quatrièmement, pendant le processus d’échantillonnage, il faut s’assurer que le niveau de la surface de l’eau dans le sac anaérobie, le sol inondé et le tuyau d’échantillonnage sont approximativement à la même hauteur pour équilibrer la pression de l’eau. Sinon, une différence de potentiel d’eau à l’intérieur et à l’extérieur du tube à membrane entraînera une diminution ou une augmentation de la diffusion du soluté.
Limitations
Premièrement, étant donné que le profileur de microdialyse n’est pas disponible dans le commerce, la méthode reste chronophage en termes de préparation de l’appareil. Il a fallu des jours pour préparer un seul tube de dialyse, y compris l’impression du squelette de support, l’assemblage de l’appareil et le nettoyage. Mais les fonctionnalités réutilisables ultérieures comblent complètement cette lacune. Deuxièmement, il existe certaines limites dans l’application de l’appareil à des scénarios de sol non inondé, qui peuvent être utilisés pour18. En raison de la différence importante de potentiel hydrique entre l’intérieur et l’extérieur du tube à membrane dans un sol sec, la solution préchargée subit une perte de diffusion; En effet, diverses récupérations de volume d’échantillonnage de l’ordre de 10 % à 36 % ont été observées lors de l’essai préliminaire (données détaillées non présentées), ce qui crée une incertitude quant aux résultats.
Comparaison de la méthode avec des méthodes existantes ou alternatives
La méthode tient compte en partie du fait que les échantillonneurs passifs existants ne peuvent pas échantillonner à plusieurs reprises et minimise la charge de travail liée à la préparation des échantillons, en particulier pour l’échantillonnage et la conservation des eaux interstitielles anoxiques2. Les changements instantanés de concentration et de spéciation des solutés dialysés peuvent refléter de manière sensible la réponse de l’interface oxique-anoxique à toute perturbation de l’environnement. Théoriquement, l’échantillonnage à une fréquence de minutes, d’heures ou de jours permet de capturer les processus qui changent rapidement à l’interface. Pour les échantillonneurs passifs qui doivent être en déploiement pendant des jours, certains moments chauds et points chauds peuvent être manqués 6,19.
Importance et applications potentielles dans les sciences de l’environnement
Cette approche pourrait faire progresser les études biogéochimiques aux interfaces oxique-anoxique, par exemple, pour trouver des moments chauds et des points chauds des processus biogéochimiques dans des conditions spécifiques Eh-pH. Le processus redox est le processus de base des activités de la vie1. Les micro-organismes, en particulier, nécessitent des conditions de vie optimales et sont très sensibles aux perturbations environnementales1. Il en résulte un développement très dynamique des communautés microbiennes et des processus biogéochimiques dans des environnements hétérogènes20. L’échantillonnage direct, sans tenir compte de la grande hétérogénéité, tend à obtenir un échantillon mixte à partir de diverses conditions environnementales. Cela provoque des incohérences entre les informations chimiques mesurées et les micro-organismes clés20. À quelques centimètres de la couche superficielle de sol ou de sédiments dans une rizière inondée typique, il existe des gradients redox, ainsi que divers gradients physiques, chimiques21 et biologiques1. La technologie doit être capable de capter des signaux biogéochimiques à l’échelle millimétrique; Sinon, les données qui ne correspondent pas à l’échelle réelle peuvent conduire à des conclusions ambiguës. Le profileur de microdialyse est capable de surveiller les signaux biochimiques à l’échelle millimétrique à l’interface sol-eau en quelques jours ou heures avec un minimum de perturbations. Dans cette étude, la dynamique spatio-temporelle de différents éléments sur une période de 48 h a été observée, peut-être liée à la perturbation de la reconstitution de l’eau. Par conséquent, une application plus large du profileur de microdialyse peut aider à comprendre comment les perturbations affectent les processus biogéochimiques clés dans un monde en évolution.
Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Ce travail est financé par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (41977320, 41571305) et le Fonds spécial du programme clé de XJTLU (KSF-A-20).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Snapmaker, United States | Snapmaker 2.0 | Model: A250 |
| 3M DP190 Scotch-Weld Gray | 3M United States | 489-483 | Gray |
| Centrifuge tube | Titan, China | SWLX-JZ050-ZX | 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free |
| Ceramic knife | R felngli, China | N.A. | General |
| EDTA FREE ACID | Sigma-Aldrich | CAS 60-00-4 | Sigma-Aldrich#EDS-1KG |
| Ethanol | Adamas | CAS 64-17-5 | Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal |
| Hot melt adhesive | Magic Dragon, China | N.A. | JTWJRRJB001 |
| Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry | PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA | N.A. | Model: NexION 350X |
| Medical Infusion Bag | Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd | N.A. | 250 Ml, Sterlized |
| Milli-Q water system | Mingche, Inc., China | N.A. | 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV |
| Nanomembrane Tube (polyethersulfone) | Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China | N.A. | Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%) |
| Nitrogen gas | Suzhou Gas, Chuina | N.A. | High puriety |
| Nitrotic acid (Concentrated) | Adamas | CAS 7697-37-2 | 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle |
| Nylon Fiber | Soumiety | 10052076600273 | For 3D-printing |
| Pipette | Bond A3 Pipette | N.A. | 200 μL |
| Pipette Tip | Titan | T2-H-T0200 | 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan |
| Polytetrafluoroethylene Tube | ROHS, China | CJ-TTL | Out diameter 1 mm |
| Sample vial | Titan, China | EP0060-B-N | 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free |
| Silicon cap | Fuchenxiangsu, China | N.A. | Inner diameter 1 mm, length 1 cm |
| Sonicator | Elma | N.A. | model:E120H |
| Square PVC water pipe | Taobao.com | N.A. | hight x width, 12 cm x 15 cm |
| Three-way valve for infusion | OEM, China | N.A. | Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material |
References
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