Summary
Het protocol vat de beste praktijken samen om microbiële bioburden in een cleanroomomgeving te minimaliseren en omvat strategieën zoals milieumonitoring, procesbewaking en productsteriliteitstests. Het is relevant voor productie- en testfaciliteiten die moeten voldoen aan de huidige normen voor goede weefselpraktijken en de huidige normen voor goede productiepraktijken.
Abstract
Een goed gevalideerd en holistisch programma dat robuuste toga's, reiniging, milieumonitoring en personeelsbewakingsmaatregelen omvat, is van cruciaal belang voor het minimaliseren van de microbiële bioburden in productiesuites voor cellulaire therapie en de bijbehorende testlaboratoria om ervoor te zorgen dat de faciliteiten in een staat van controle werken. Het waarborgen van productveiligheid door middel van kwaliteitscontrolemaatregelen, zoals steriliteitstests, is een wettelijke vereiste voor zowel minimaal gemanipuleerde (sectie 361) als meer dan minimaal gemanipuleerde (sectie 351) menselijke cellen, weefsels en cellulaire en op weefsel gebaseerde producten (HCT / Ps). In deze video bieden we een stapsgewijze handleiding voor het ontwikkelen en opnemen van de beste aseptische praktijken voor het werken in een cleanroomomgeving, waaronder jassen, reiniging, stadiëring van materialen, milieumonitoring, procesbewaking en productsteriliteitstests met behulp van directe inenting, geleverd door de United States Pharmacopeia (USP <71>) en de National Institutes of Health (NIH) Alternative Sterility Testing Method. Dit protocol is bedoeld als referentiegids voor instellingen die geacht worden te voldoen aan de huidige goede weefselpraktijken (cGTP) en de huidige goede fabricagepraktijken (cGMP).
Introduction
Het implementeren van een sterk microbieel monitoringprogramma door middel van omgevingsmonitoring (EM), procesmonitoring en productsteriliteitstests is een wettelijke vereiste voor de huidige goede weefselpraktijken (cGTP) en de huidige goede productiepraktijken (cGMP) in cellulaire therapielaboratoria1. Bovendien verwacht de Amerikaanse Food and Drug Administration (FDA) dat het laboratorium dat de kwaliteitscontrole (QC) -tests van het product uitvoert, ook faciliteiten en controles moet gebruiken die vergelijkbaar zijn met die welke worden gebruikt voor aseptische vulbewerkingen2.
Dit protocol heeft vier hoofdsecties: 1) Aseptische praktijken, waaronder het werven van personeel, het schoonmaken en ensceneren van materialen; 2) EM, met inbegrip van levensvatbare lucht- en oppervlakteculturen en niet-levensvatbare deeltjesluchtmonitoring; 3) procesbewaking, met inbegrip van bezinkplaten en gehandschoende vingertopbemonstering; en 4) steriliteitstests van producten via de compendial United States Pharmacopeia (USP) <71> methode3 of de NIH Alternative Sterility Testing Method4. Wanneer deze maatregelen samen worden gebruikt, kunnen ze een effectieve methode zijn om ervoor te zorgen dat een faciliteit in een staat van controle blijft.
De hier beschreven technieken zijn niet nieuw; De huidige normen van regelgevers en professionele organisaties missen echter details, wat heeft geleid tot een afwezigheid van microbiële monitoring of de implementatie van niet-gestandaardiseerde praktijken, met name in academische centra waar on-site productie en productsteriliteitstests in een snel tempo opkomen 1,5,6 . Dit protocol kan worden gebruikt als een gids voor het maken van een microbieel monitoring- en controleprogramma dat voldoet aan de wettelijke vereisten wanneer het wordt gebruikt in combinatie met validatie van eindgebruikers en risicobeoordelingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Aseptische praktijken
- Personeelsjas voor een cleanroomruimte
OPMERKING: Deze procedure is gebaseerd op de eerste toga in een niet-geclassificeerde ruimte, gevolgd door toegang tot een ISO 8-gebied (International Organization for Standardization) en vervolgens een ISO7-gebied. Deze procedure is relevant voor laboratoria die bestaande ruimte proberen om te zetten in een cleanroomfunctie. Idealiter zouden alle initiële toga's plaatsvinden in een ISO8-geclassificeerde ruimte (niet in een niet-geclassificeerde ruimte).- Zet los haar vast. Was de handen en verander in scrubs (scrubtops met lange mouwen en scrubbroeken over de hele lengte hebben de voorkeur). Verzamel en verander in cleanroomschoenen met schoenovertrekken aan.
- Ontsmet de handen eerst met een handdesinfecterend middel op alcoholbasis en vervolgens opnieuw tussen elk van de volgende stappen: niet-steriele handschoenen aantrekken en vervolgens een baardbedekking (voor elke hoeveelheid zichtbaar gezichtshaar), indien van toepassing. Trek een niet-steriel bouffant aan en bedek de onderarmen met niet-steriele mouwen als er geen scrubtops met lange mouwen zijn gebruikt.
- Verwijder de overschoenen en stap met elke voet op de plakkerige mat voor de ISO8-voorkamerdeur nadat de schoenovertrek is verwijderd. Zorg ervoor dat de hele voet contact maakt met de plakkerige mat voordat u binnenkomt. Gooi de overschoenen weg en ontsmet de handschoenen en deurklink met 70% steriele isopropylalcohol (sIPA). Betreed de ISO8-voorkamer.
- Verzamel een steriele capuchon, steriel gezichtsmasker, steriele overalls, steriele laarzenhoezen en een veiligheidsbril. Ontsmet de handschoenen met 70% sIPA. Zet een veiligheidsbril op en plaats de materialen op een schoon oppervlak, volgens stap 1.5.
- Trek een nieuw paar niet-steriele schoenovertrekken aan over de speciale cleanroomschoenen en stap op de plakkerige mat voor de secundaire voorkamer. Zorg ervoor dat elke voet in zijn geheel contact maakt met de plakkerige mat. Ontsmet de handschoenen met 70% sIPA. Verzamel de geënsceneerde toga-benodigdheden en betreed de secundaire ISO7-voorkamer en blijf aan de vuile kant van de demarcatielijn.
- Trek de steriele capuchon en de steriele overall aan, raak alleen de binnenkant van het jurkmateriaal aan en zorg ervoor dat de hals van de capuchon in de overall is weggestopt om een volledige afdichting te creëren. Trek de secundaire steriele laarzenhoezen aan. Ontsmet de handschoenen met 70% sIPA tussen elke aantrekstap.
- Controleer of de japon op de juiste manier is aangetrokken, ontsmet de handschoenen met 70% sIPA en betreed de ISO7-ruimte.
OPMERKING: Inspecteer het materiaal van de japon regelmatig op integriteit. Als u een compromis oploopt, verlaat u de cleanroom onmiddellijk en kleedt u zich opnieuw.
- Aantrekken voor een biologische veiligheidskast (BSC)
- Toga volgens stap 1.1 hierboven met deze aanvullende praktijken.
- Verzamel steriele handschoenen en steriele mouwen. Reinig de BSC volgens stap 1.4 en faseer de materialen volgens stap 1.5. Ontsmet de handschoenen met 70% sIPA.
- Trek aseptisch steriele mouwen over de overall aan, gebruik indien aanwezig duimlussen. Trek steriele handschoenen aan over bestaande handschoenen en zorg ervoor dat de manchet van de handschoen zich uitstrekt over de steriele mouw. Ontsmet de handschoenen met 70% sIPA tussen elke stap. Voer de BSC in.
OPMERKING: Inspecteer het materiaal van de japon regelmatig op integriteit. Als u een compromis oploopt, verlaat u de cleanroom onmiddellijk en kleedt u zich opnieuw.
- Doffing van de togamaterialen
- Verlaat de BSC en verwijder voorzichtig het bovenste paar handschoenen en steriele mouwen. Ontsmet de binnenhandschoenen met 70% sIPA.
- Betreed de secundaire en vervolgens primaire voorkamer en wacht tot de deur volledig sluit tussen elke stap. Verwijder de materialen in de volgende volgorde: buitenste steriele laarzenhoezen, overall, capuchon en gezichtsmasker.
- Verlaat de primaire voorkamer en verwijder de niet-steriele jassen.
OPMERKING: De volgorde van verwijdering in de niet-geclassificeerde ruimte is niet belangrijk; De niet-steriele overschoenen aan de binnenkant moeten echter op de cleanroomschoenen blijven zitten voor opslag in niet-geclassificeerde ruimtes. - Ontsmet de handen met behulp van een handdesinfecterend middel op alcoholbasis en keer terug naar straatkleding.
- Reinigen van de cleanroom oppervlakken en het BSC
- Monteer een handbediende reinigingsdweil of zorg voor een schoon pluisarm doekje. Als u een doekje met een laag pluisgehalte gebruikt, vouwt u het doekje in vieren en roteert u tussen elk oppervlak. Verzadig de dweilkop of het pluisarme doekje met een goedgekeurd ontsmettingsmiddel.
- Werk van achter naar voren (of van boven naar beneden) en reinig de BSC met overlappende doekjes in de volgende volgorde: het HEPA-diffuserrooster (de bovenkant van het BSC), de achterwand van het BSC, beide zijwanden van het BSC, de vleugel en het werkoppervlak. Veeg ten slotte de vleugel van de BSC schoon met 70% sIPA om eventuele resterende desinfectiemiddelen te verwijderen. Raadpleeg figuur 1 voor een typisch BSC-reinigingspatroon.
- Enscenering van materialen en apparatuur in geclassificeerde omgevingen
- Ontsmet (d.w.z. fase) alle materialen die moeten worden overgebracht van een niet-geclassificeerd of lager geclassificeerd gebied naar een hoger geclassificeerd gebied (bijvoorbeeld van een ISO8- naar ISO7-ruimte) om de overdracht van microben te minimaliseren. De overdracht van materialen tussen gebieden van hetzelfde ISO-classificatieniveau vereist geen fasering.
OPMERKING: Als de materialen terminaal zijn gesteriliseerd en zich in meerdere zakken bevinden, verwijdert u de buitenste zak / zakzak en verplaatst u het materiaal naar de geclassificeerde ruimte; Het afvegen van de interne zak/zakje is niet nodig. - Zorg voor een laag-pluis doekje en vouw het doekje in vieren om naar een schone kant te draaien als het doekje vuil wordt. Verzadig het doekje met 70% sIPA of een goedgekeurd ontsmettingsmiddel.
- Veeg de buitenkant van het materiaal/de apparatuur schoon met overlappende doekjes. Zorg ervoor dat alle delen van het item zijn afgeveegd, inclusief de binnenkant van de uit elkaar te halen verpakkingsafdichtingen en hoekjes/inkepingen op de apparatuur en andere onregelmatig gevormde benodigdheden. Voor apparatuur op wielen moet u ervoor zorgen dat het hele wiel is afgeveegd tijdens het ensceneringsproces (de apparatuur moet mogelijk voorzichtig worden gekanteld om de wielen te laten draaien).
- Ontsmet (d.w.z. fase) alle materialen die moeten worden overgebracht van een niet-geclassificeerd of lager geclassificeerd gebied naar een hoger geclassificeerd gebied (bijvoorbeeld van een ISO8- naar ISO7-ruimte) om de overdracht van microben te minimaliseren. De overdracht van materialen tussen gebieden van hetzelfde ISO-classificatieniveau vereist geen fasering.
Figuur 1: Voorbeeld van een BSC reinigingspatroon. Werk van achter naar voren (of van boven naar beneden) en reinig de BSC met overlappende doekjes in de volgende volgorde: het HEPA-diffuserrooster (de bovenkant van het BSC), de achterwand van het BSC, beide zijwanden van het BSC, de vleugel en het werkoppervlak. Veeg ten slotte de vleugel van de BSC schoon met 70% sIPA om eventuele resterende desinfectiemiddelen te verwijderen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
2. Milieumonitoring (EM)
- Levensvatbare oppervlaktebemonstering
- Breng de materialen die nodig zijn voor de bemonsteringssessie in scène volgens stap 1.5 en ga in de geclassificeerde ruimte volgens sectie 1.
OPMERKING: De oppervlaktebemonstering moet worden uitgevoerd voorafgaand aan de luchtbemonstering op een bepaalde locatie. Als u meerdere platen gebruikt om een gebied aan de oppervlakte te bemonsteren, bemonstert u niet exact dezelfde locatie. Gebruik contactplaten om alleen vlakke oppervlakken te bemonsteren om volledig contact te garanderen en mogelijke schade aan de agar te voorkomen. - Verzamel en label één tryptische soja-agar met lecithinase en tween (TSALT) plaat en één Sabouraud dextrose agar met lecithinase en tween (SABLT) plaat voor elke bemonsteringsplaats. Houd de onderkant van de plaat met één hand vast, verwijder aseptisch het deksel en zorg ervoor dat u het verhoogde agaroppervlak niet aanraakt.
- Raak de verhoogde agar aan op het oppervlak dat wordt bemonsterd, zorg ervoor dat het hele oppervlak in contact is en oefen stevige druk uit op de plaat. Laat de plaat minstens 5 s in contact met het oppervlak.
- KRITISCH: Beweeg de plaat niet zijdelings over het te bemonsteren oppervlak, omdat dit potentiële groei over het oppervlak kan verspreiden, waardoor de resolutie van individuele kolonies moeilijk wordt. Oefen tijdens het nemen van monsters geen overmatige kracht uit op de contactplaat, omdat het agaroppervlak kan barsten.
- Vervang aseptisch de hoes en zorg ervoor dat u het verhoogde agaroppervlak niet aanraakt. Vergrendel het deksel op zijn plaats als de contactplaat een vergrendelingssysteem heeft. Reinig het bemonsteringsgebied met 70% sIPA om eventueel restmedium van het oppervlak te verwijderen. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1. Een representatieve afbeelding van de groei van drie kolonievormende eenheden (CFU's) met twee verschillende koloniemorfologieën op een TSALT-oppervlaktebemonsteringsplaat wordt geïllustreerd in figuur 2. Figuur 3 toont verontreiniging van een TSALT-plaat met groei aan de rand van de plaat, toe te schrijven aan een slechte aseptische techniek tijdens het verzamelen van monsters.
- Breng de materialen die nodig zijn voor de bemonsteringssessie in scène volgens stap 1.5 en ga in de geclassificeerde ruimte volgens sectie 1.
- Levensvatbare luchtbemonstering
- Breng de materialen die nodig zijn voor de bemonsteringssessie in scène volgens stap 1.5 en ga in de geclassificeerde ruimte volgens sectie 1.
- Verzamel en etiketteer één tryptische soja-agar (TSA) plaat en één Sabouraud dextrose agar (SAB) plaat voor elke bemonsteringsplaats. Bereid de luchtmonsternemer voor door de bemonsteringskop aseptisch te verwijderen door alleen de buitenrand vast te pakken om verontreiniging van de kop te voorkomen.
- Houd de bemonsteringskop in één hand en plaats het medium aseptisch in de plaathouder op de monsternemer. Als er een pin is die langer is dan de andere, steek dan eerst het medium tegen de langere pin en duw de plaat vervolgens naar beneden in de resterende tanden om de plaat vast te zetten.
- Verwijder aseptisch het plaatdeksel en plaats het op een gereinigd oppervlak uit de weg totdat de bemonstering is voltooid. Vervang en bevestig de bemonsteringskop aseptisch, waarbij alleen de buitenrand wordt vastgepakt om verontreiniging van de kop te voorkomen. Herhaal stap 2.2.2-2.2.4 voor het resterende medium als u een meerkoppige luchtmonsternemer gebruikt.
- Plaats de luchtbemonsteraar op de bemonsteringslocatie met de bemonsteringskoppen in de overheersende richting van de luchtstroombeweging. Zorg ervoor dat het uitlaatgas van de niet-levensvatbare luchtbemonsteraar (indien gelijktijdig wordt bemonsterd) de levensvatbare monsternemer niet verstoort. Zorg ervoor dat de luchtbemonsteraar is ingesteld op de gevalideerde instellingen en start de bemonsteringscyclus.
- Wanneer de bemonsteringscyclus is voltooid, verwijdert u aseptisch de bemonsteringskop van de monsternemer door alleen de buitenrand vast te pakken om verontreiniging van de kop te voorkomen. Houd de bemonsteringskop in één hand en plaats aseptisch het deksel van de agarplaat terug. Verwijder de plaat uit de plaathouder. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1.
- Desinfecteer de bemonsteringskop en het gebied rond de plaathouder met 70% sIPA. Beveilig de bemonsteringskop aseptisch en grijp alleen de buitenrand vast. Herhaal stap 2.2.6 en stap 2.2.7 voor het resterende medium bij gebruik van een meerkoppige luchtmonsternemer.
OPMERKING: Figuur 4 toont een TSA-cultuur voor actieve luchtbemonstering met groei veroorzaakt door een verontreinigde bemonsteringskop. Omgekeerd geeft figuur 5 een TSA-actieve luchtbemonsteringscultuur weer zonder groei. Op de afbeelding zijn inkepingen van de bemonsteringskop te zien.
- Niet-levensvatbare steekproeven
- Voer een nulcontrole uit op de laserdeeltjesteller voorafgaand aan de bemonsteringsactiviteiten voor elke dag van gebruik. Bevestig de isokinetische kop rechtstreeks aan de bemonsteringspoort van de deeltjesteller of bevestig deze op een lengte van de slang die nodig is voor de bemonsteringslocatie.
- Als slangen worden toegepast, gebruik dan een korte lengte, omdat slangen >1 m lang problemen kunnen veroorzaken met het opsommen van deeltjes van ≥1 μm en ook kunnen leiden tot onnodige bochten in de buis. Zorg ervoor dat de deeltjesteller is ingesteld op de gevalideerde instellingen. Het wordt aanbevolen een vertraging van ongeveer 30 s in te stellen om het bemonsteringsgebied te kunnen verlaten om verstoring van de luchtstroom tijdens de bemonstering te voorkomen.
- Plaats de isokinetische kop van de laserdeeltjesteller op de bemonsteringslocatie met de isokinetische kop in de overheersende richting van de luchtstroombeweging. Zorg ervoor dat het uitlaatgas van de levensvatbare luchtbemonsteraar (indien gelijktijdig wordt bemonsterd) de niet-levensvatbare monsternemer niet verstoort. Voor gebieden waar de luchtstroom niet unidirectioneel is of het luchtstroompatroon onbekend is, moet u ervoor zorgen dat de isokinetische kop verticaal naar boven is gericht.
OPMERKING: Als roterend desinfectiemiddel of 70% sIPA in de buurt van de luchtbemonsteraar is verneveld, wacht dan ten minste 5 minuten voordat u de bemonsteringscyclus start. - Start de bemonsteringscyclus en verlaat langzaam het bemonsteringsgebied om te voorkomen dat de luchtstroom wordt verstoord.
KRITIEK: Vernevel geen vloeistoffen in de buurt van de luchtbemonsteraar tijdens een bemonsteringscyclus, omdat dit hoge niet-levensvatbare tellingen zal veroorzaken. - Wanneer de bemonstering is voltooid, haalt u de laserdeeltjesteller op. Noteer het gemiddelde aantal deeltjes voor 0,5 μm. Sommige faciliteiten kunnen ook 5,0 μm volgen en trenden.
- Herhaal de stappen 2.3.3-2.3.6 voor de volgende bemonsteringslocatie. Als u zich tussen kamers of BSC's verplaatst, veegt u de buitenkant van de niet-levensvatbare deeltjesbemonsteraar af met 70% sIPA of een goedgekeurd desinfectiemiddel. Vermijd desinfectiemiddel in de isokinetische kop, omdat dit kan leiden tot onnauwkeurige deeltjestellingen.
| Categorie | Media | Cultuurcondities | Cultuurobservatie | Resultaten | ||||||
| Milieumonitoring | TSA (levensvatbare lucht) | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 3 dagen | Einde van de incubatie | De QA-groep van elke faciliteit moet waarschuwings- en actielimieten vaststellen voor elk bemonsteringstype en elke locatie. Actielimieten voor levensvatbare monsters op basis van ISO-classificatie kunnen worden geleid met behulp van PIC/S 009-16 (bijlagen) 18 en ISO-14644-1 7. Actielimieten voor niet-levensvatbare luchtmonsters worden doorgaans ingesteld op een percentage van de ISO-limiet (bijv. 99%). Waarschuwingslimieten voor levensvatbare monsters worden meestal ingesteld op een percentage van de actielimiet of ISO-limiet (bijvoorbeeld 95%). Raadpleeg PDA TR-13 en USP<1116> voor meer informatie over het vaststellen van waarschuwings- en actieniveaus en het valideren van geselecteerde kweekcondities 8,9. | ||||||
| SAB (levensvatbare lucht) | 20 °C-25 °C, lucht, gedurende ten minste 7 dagen | |||||||||
| TSALT (levensvatbaar oppervlak) | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 3 dagen | Representatieve afbeeldingen van EM-platen zijn weergegeven in figuur 2, figuur 3, figuur 4 en figuur 5. | ||||||||
| SABLT (levensvatbaar oppervlak) | 20 °C-25 °C, lucht, gedurende ten minste 7 dagen | |||||||||
| Procesbewaking | TSA (bezinkplaat) | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 3 dagen | Alleen ter informatie. Biedt nuttige informatie in het geval van een OOS-onderzoek naar aanleiding van een mislukte productsteriliteitstest. | |||||||
| SAB (bezinkplaat) | 20 °C-25 °C, lucht, gedurende ten minste 7 dagen | Zie figuur 6 voor een voorbeeld van een positieve bezinkplaat. | ||||||||
| Gehandschoende vingertopbemonstering | TSALT | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 48 uur dagen gevolgd door 20 °C-25 °C gedurende ten minste 5 dagen 19. | De aanvaardbaarheidscriteria voor GFS zijn <1 CFU/plaat (d.w.z. geen groei) volgens PIC/S 009-16 (bijlagen) 18. Aanvaardbaarheidscriteria kunnen naar goeddunken van faciliteit QA worden gewijzigd. | |||||||
| Testen van de steriliteit van het product | TSB (USP<71>) | 20 °C-25 °C, lucht, gedurende ten minste 14 dagen | Periodiek gedurende de incubatietijd (dag 3, 5, 7 en 14) | Geen groei. | ||||||
| FTM (USP<71>) | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 14 dagen | |||||||||
| iFA+ (NIH-methode) | 30 °C-35 °C, lucht, gedurende ten minste 14 dagen | Automatische bewaking door het BacT/ALERT Dual-T instrument. Visuele controle van elke fles aan het einde van de incubatie voor schimmelballen wordt sterk aanbevolen. | Zie figuur 8 voor een voorbeeld van zichtbare schimmelballen die niet automatisch werden gedetecteerd door de BacT/ALERT. | |||||||
| iFN + (NIH-methode) | ||||||||||
| SAB (NIH-methode) | 20 °C-25 °C gedurende ten minste 14 dagen | Periodiek gedurende de incubatietijd (dag 3, 5, 7 en 14) | ||||||||
Tabel 1: Samenvatting van de aanbevolen kweekomstandigheden en verwachte resultaten. De hier beschreven kweekomstandigheden zijn aanbevelingen op basis van een gevalideerd programma dat bij de NIH wordt gebruikt. Elke eindgebruiker moet zijn eigen microbiologische testprogramma valideren. De microbiële controle- en teststrategieën kunnen verschillen tussen instituten, afhankelijk van variabelen, waaronder het ontwerp van de faciliteit, de flora van de faciliteit en de productrisicoclassificatie.
Figuur 2: Groei op de TSALT-plaat. De TSALT-oppervlaktebemonsteringsplaat toont drie CFU's van twee verschillende koloniemorfologieën. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Verontreiniging van de TSALT-plaat tijdens het verzamelen. De TSALT-oppervlaktecultuur toont een enkele kolonie aan de rand van de plaat, wat wijst op een slechte aseptische behandeling tijdens het bemonsteringsproces. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Cultuur verkregen met behulp van een bemonsteringskop voor verontreinigde lucht. Voorbeeld van een TSA actieve luchtbemonsteringscultuur met >100 kolonievormende eenheden (CFU) van gemengde morfologieën. Het groeipatroon duidt op verontreiniging van de bemonsteringskop. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Geen groei op een TSA actieve levensvatbare luchtplaat. TSA actieve levensvatbare luchtplaat die geen groei na incubatie illustreert. Inkepingen van de actieve luchtmonsterkop zijn te zien in de afbeelding. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
3. Procesbewaking
- Bezinkplaten (passieve luchtbewaking)
- Plaats gelabelde TSA- en SAB-platen in de buurt van het werkgebied, maar in een gebied dat het testen niet verstoort. Documenteer de starttijd van de bemonstering en open beide platen aseptisch, waarbij u de deksels op een schoon oppervlak in de BSC plaatst, weg van het werkgebied.
- De bezinkplaten mogen maximaal 4 uur open zijn om uitdroging van de agar te voorkomen. Sluit de deksels van de platen aan het einde van de verwerking. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1. Figuur 6 toont een enkele kolonieverontreiniging op een TSA-luchtbezinkingsplaat.
- Gehandschoende vingertopbemonstering (GFS)
- Verkrijg twee gelabelde TSALT-platen. Verwijder aseptisch het deksel van één plaat en plaats deze op een schoon werkoppervlak uit de buurt van het bemonsteringsgebied.
- Rol voorzichtig het kussen van elke vinger en duim van één hand op het oppervlak van de plaat (figuur 7). Bemonster het grootste oppervlak van elke vinger/duim in plaats van de punt. Gebruik voldoende kracht om lichte depressies op de agar te maken zonder het agaroppervlak te kraken.
- Plaats het deksel aseptisch terug op de plaat en herhaal stap 3.2.2 voor de andere hand. Ontsmet de handen met 70% sIPA aan het einde van de bemonstering. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1.
Figuur 6: Groei op een TSA luchtbezinkingsplaat. Een TSA-luchtbezinkplaat die een enkele kolonie van een verontreiniging illustreert die is gekweekt tijdens passieve luchtprocesbewaking in de BSC. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 7: Gehandschoende vingertopbemonstering. De juiste methode voor het verkrijgen van gehandschoende vingertopmonsters met behulp van het grootste oppervlak (of pad) van elke vinger / duim wordt aan de linkerkant weergegeven. Het onjuiste proces waarbij alleen de vingertop wordt bemonsterd, wordt aan de rechterkant weergegeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
4. Steriliteitstesten door directe inenting van het product
- Directe inenting volgens USP<71>
- Verkrijg één gelabelde tryptische sojabouillon (TSB) fles en één gelabelde vloeibare thioglycolaat medium (FTM) fles voor elk ingediend testartikel. Verkrijg voor de testsessie één TSALT en één SABLT voor levensvatbare oppervlaktebemonstering, één TSA- en één SAB-plaat voor bezinkplaten en twee TSALT-platen voor GFS.
- Japon voor werk in de BSC volgens stap 1.2. Reinig de BSC volgens stap 1.4. Plaats de materialen in de BSC volgens stap 1.5. Voer contactbemonstering uit van het kritieke werkgebied volgens stap 2.1, waarbij u het oppervlak na bemonstering met 70% sIPA afveegt. Bereid de TSA- en SAB-bezinkplaten voor in de buurt van het werkgebied volgens stap 3.1.
- Verkrijg het testartikel en de bijbehorende TSB- en FTM-flessen. Als de TSB- en FTM-flessen een septum hebben, verwijdert u de beschermende doppen van elke fles en veegt u het septum af met een steriel alcoholdoekje. Als de TSB- en FTM-flessen een schroefdeksel hebben, maakt u de dop van de flessen los (maar verwijder de dop niet).
- Vortex het testartikel om een homogene suspensie te garanderen. Ent de flessen met het gevalideerde volume van het testartikel (tot 10 ml/fles) met behulp van een steriele spuit en een injectienaald (voor septumdoppen) of een pipettor (voor schroefdoppen).
- Veeg na inenting het septum af met een steriel alcoholdoekje en plaats een steriele ontluchtingseenheid om luchtuitwisseling tijdens de incubatie mogelijk te maken. Voor flessen met schroefdop sluit u de fles, maar laat u de dop 1/4 tot 1/2 beurt los om luchtuitwisseling tijdens de incubatie mogelijk te maken. Herhaal stap 4.1.3-4.1.5 voor elk testartikel dat binnen die sessie moet worden getest.
- Sluit aseptisch de TSA- en SAB-bezinkingsplaten en documenteer de eindtijd van de bemonstering. Voer GFS uit volgens stap 3.2, veeg de handschoenen af met 70% sIPA na bemonstering. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1.
- Breng alle testmaterialen uit de BSC over en reinig de BSC volgens stap 1.4.
- Directe inenting volgens de NIH Alternative Sterility Testing Method
- Verkrijg één met het label i FA+, één met hetlabel iFN+ en één SAB-plaat voor elk testartikel. Verkrijg voor de testsessie één TSALT en één SABLT voor levensvatbare oppervlaktebemonstering, één TSA- en één SAB-plaat voor bezinkplaten en twee TSALT-platen voor GFS.
- Japon voor werk in de BSC volgens stap 1.2. Reinig de BSC volgens stap 1.4. Plaats de materialen in de BSC volgens stap 1.5. Voer contactbemonstering uit van het kritieke werkgebied volgens stap 2.1, waarbij u het oppervlak na bemonstering met 70% sIPA afveegt. Bereid de TSA- en SAB-bezinkplaten voor in de buurt van het werkgebied volgens stap 3.1.
- Verkrijg het testartikel en de bijbehorende iFA+, iFN+ en SAB-plaat. Verwijder de beschermdoppen van de iFA+ en iFN+ flessen en veeg het septum af met een steriel alcoholdoekje.
- Vortex het testartikel om een homogene suspensie te garanderen. Ent de flessen met het gevalideerde volume van het testartikel (tot 10 ml/fles) met behulp van een steriele spuit en een injectienaald. Veeg het septum na inenting af met een steriel alcoholdoekje. Incubeer de flessen op het BacT/ALERT Dual-T instrument zoals beschreven in tabel 1.
- Gebruik een pipettor, ent de SAB-plaat met de gevalideerde hoeveelheid van het testartikel (niet meer dan 500 μL/plaat) en streep voor isolatie met behulp van een steriele lus. Laat 10 minuten staan om ervoor te zorgen dat het monster niet op het plaatdeksel loopt wanneer het wordt omgekeerd voor incubatie. Plaats elke SAB-plaat die met het testvoorwerp is ingeënt in een plastic zak, bind los vast en incubeer zoals beschreven in tabel 1.
- Sluit aseptisch de TSA- en SAB-bezinkingsplaten en documenteer de eindtijd van de bemonstering. Voer GFS uit zoals beschreven in stap 3.2, veeg de handschoenen na bemonstering af met 70% sIPA. Verpak de borden losjes en incubeer de culturen zoals beschreven in tabel 1. Visuele inspectie van de BacT/ALERT-flessen aan het einde van de incubatietijd is essentieel voor het detecteren van schimmelballen die mogelijk onopgemerkt zijn gebleven door het instrument (figuur 8).
- Breng alle testmaterialen uit de BSC over en reinig de BSC volgens stap 1.4.
Figuur 8: Groei van schimmel die niet werd gedetecteerd door de BacT/ALERT. Voorbeeld van schimmelballen, zichtbaar voor het blote oog, die niet automatisch werden gedetecteerd door het BacT/ALERT-systeem. Op basis van deze bevindingen raden we terminale visuele inspectie van alle BacT / ALERT-flessen aan en de toevoeging van de SAB-plaat voor schimmelcultuur met behulp van de NIH Alternative Sterility Testing Method. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De verwachte resultaten zijn beschreven in tabel 1. De EM-gegevens moeten worden beoordeeld en gevolgd door een passend onderzoek en reactie op actie-, waarschuwings- of ISO-limietexcursies. Als er een excursie optreedt voor niet-levensvatbare deeltjes, moet men doorgaan volgens ISO 14644-Bijlage A, sec A.5.57. Indien de excursie kan worden toegeschreven aan een onmiddellijk identificeerbaar abnormaal voorval, moeten de oorspronkelijke bemonsteringsresultaten worden gedocumenteerd, moet een aantekening worden toegevoegd om de oorspronkelijke resultaten buiten beschouwing te laten en moet een gedetailleerde beschrijving van het abnormale voorval worden verstrekt. Op de betrokken plaats kan nog een monster worden genomen. Als de excursie niet kan worden toegeschreven aan een onmiddellijk identificeerbare abnormale gebeurtenis, documenteer dan het bemonsteringsresultaat. Neem een andere set niet-levensvatbare monsters op de betreffende locatie onmiddellijk na het identificeren van het resultaat van de out of specification (OOS). Dit kan worden gebruikt als onderdeel van het onderzoek. Volgens ISO 14644-Annex A, sectie A.5.6, onderzoek de OOS-bevinding en herstel de geïdentificeerde oorzaak.
Een mislukte productsteriliteitstest zal resulteren in troebelheid van de USP<71>-cultuur of groei in de BacT/ALERT-flessen en/of SAB-plaat (figuur 8). Het organisme moet tot op soortniveau worden geïdentificeerd en indien klinisch gerechtvaardigd moet passende gevoeligheidstests worden uitgevoerd. Het testlaboratorium moet een onderzoek voltooien om te bepalen of het OOS-resultaat geldig is of dat er een mogelijke laboratoriumfout was die mogelijk heeft bijgedragen aan de OOS. Het testen van het retentiemonster wordt sterk aanbevolen. De beslissing om het product voor infusie in te houden of vrij te geven, moet worden genomen door het klinische zorgteam van de patiënt en door het team voor productie, microbiologie, infectieziekten, kwaliteitsborging en regelgeving. Voor HCT/P's die mogelijk al zijn geïnfundeerd op basis van voorlopige in-process tests, moet de patiënt zorgvuldig worden gecontroleerd en moet een gebeurtenisrapport worden ingediend bij de juiste regelgevende instantie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Er zijn verschillende kritieke gebieden in dit protocol, waaronder het onderhoud van aseptische techniek en unidirectionele luchtstroom binnen cleanrooms en de BSC's. Best practices omvatten langzaam en opzettelijk bewegen om turbulentie te minimaliseren. Aseptische manipulaties moeten vanaf de zijkant van het product worden uitgevoerd, niet van bovenaf. Verwerking van gesloten systemen en het gebruik van terminaal gesteriliseerde grondstoffen worden aanbevolen. Spreken in kritieke gebieden en leunen tegen muren of apparatuur moet worden vermeden. Evenzo moet onnodig aanraken van niet-steriele items en het oppakken van gevallen items worden vermeden totdat de steriele verwerking is voltooid. De materialen in de BSC moeten zo worden geplaatst dat verstopping van de luchtstroom wordt voorkomen en dat de unidirectionele beweging van schoon naar vuil blijft. De bewegingen van de operator in en uit de BSC moeten tot een minimum worden beperkt. De documentatie van alle activiteiten, inclusief lotnummers, vervaldatums, kalibratiedata, start- / stoptijden en testpersoneel voor alle materialen, apparatuur en processen binnen een bemonsterings- of testsessie is ook van cruciaal belang.
De EM-procedure die hier wordt beschreven, is gebaseerd op handmatige incubatie en kolonietelling. Het ontwerp van een EM-programma is ter beoordeling van de eindgebruiker. De bemonsteringslocaties en testfrequentie moeten worden geleid door PDA Technical Report 13 8 en worden gerechtvaardigd door een risicobeoordeling die de laboratoriumworkflow, de nabijheid van het product, de kriticiteit van de locatie, de duur en het aantal personeelsleden voor elke workflowstap8 omvat. Een typisch EM-programma moet de totale luchtdeeltjes (0,5 μm niet-levensvatbare deeltjes), levensvatbare luchtbemonstering (1.000 L) en levensvatbare oppervlaktebemonstering verzameld onder dynamische omstandigheden omvatten met een frequentie die is gebaseerd op productrisico en historische trends. Wekelijkse bemonstering wordt over het algemeen aanbevolen voor nieuwe faciliteiten totdat voldoende gegevenstrends zijn vastgesteld. Algemene richtsnoeren voor EM en kweekcondities zijn te vinden in tabel 1 en in USP<1116>9; anderen hebben echter verschillende kweekomstandigheden geëvalueerd, zoals medium dat beperkt was tot alleen TSA / TSALT, en verschillende incubatietemperaturen, waaronder dubbele temperaturen10,11. Geautomatiseerde EM-instrumenten die incubatie combineren met het lezen van kolonietellingen worden vaak gebruikt in de farmaceutische markt als snelle methoden 8,12. Het gekozen EM-programma moet worden gevalideerd en is meestal afhankelijk van de flora, incubatorcapaciteit, testvolume en personeelscapaciteit. Bovendien moet een vastgesteld EM-programma een actieve levenscyclus hebben, met relevante aanpassingen aan de verzamellocaties, testfrequentie en/of waarschuwings-/actielimieten op basis van een jaarlijkse evaluatie en een gegevensgestuurde risicobeoordeling8. Grote veranderingen in EM-trends kunnen leiden tot de herevaluatie van het reinigingsprogramma. Desinfectiemiddelen moeten worden gevalideerd via een onderzoek naar de werkzaamheid van desinfecterende middelen met behulp van representatieve materiaaloppervlakken tegen de flora van de faciliteit gedurende de voorgeschreven contacttijd, zoals beschreven in USP<1072>13. Typische ontsmettingsmiddelen kunnen vesphene III (contacttijd: 10 min), LpH III (contacttijd: 10 min) en een sporicide middel zoals Peridox RTU (contacttijd: 5 min) zijn. Voor best practices moeten desinfectiemiddelen maandelijks worden gedraaid en moeten de uitlaten, mechanische verbindingen en werkoppervlakken die zich onder de apparatuur in de BSC bevinden, routinematig worden gereinigd.
Het minimale productvolume dat op steriliteit moet worden getest, is gedefinieerd in USP<71>3 en is gebaseerd op het totale eindproductvolume. Helaas is USP<71> oorspronkelijk ontworpen voor steriele geneesmiddelen en wordt erkend dat het niet geschikt is voor producten met een korte houdbaarheid vanwege de trage doorlooptijd en het hoge producttestvolume14. USP<1071> erkent dat alternatieve snelle microbiële methoden nuttig kunnen zijn en dat lagere producttestvolumes aanvaardbaar kunnen zijn wanneer een op risico's gebaseerde benadering is toegepast14. Gezien de beperkingen van USP<71> voor het steriliteitstesten van cellulaire therapieproducten, zijn alternatieve methoden zoals geautomatiseerde BacT / ALERT-ademhalingsmethoden gebruikt in industrie 1,4,6. Elk gebruik van een alternatieve testmethode vereist echter een rigoureuze validatie door de eindgebruiker om aan te tonen dat het niet inferieur is aan de compendiale USP<71>-methode voor dat product 5,15,16. Methodegeschiktheidstests voor elk nieuw product zijn ook vereist om ervoor te zorgen dat het product, bij het gekozen inentingsvolume en de testomstandigheden, de detectie van laagradioactieve verontreinigingen niet belemmert6. Daarom is het mogelijk dat het testvolume en het inentingsvolume van product tot product kunnen verschillen, afhankelijk van de uitkomst van de validatiestudies. Membraanfiltratie, een secundaire methode beschreven in USP<71>, kan worden gebruikt om een groter monstervolume in één test te bemonsteren. Validatie- en methodegeschiktheidstests moeten organismen omvatten die verder gaan dan de zes compendiale QC-isolaten. De nadruk moet worden gelegd op vaak teruggewonnen plantenflora en eerdere productverontreinigingen. Bijzondere aandacht moet worden besteed aan schimmels, aangezien alleen ademhalingsmethoden suboptimale prestaties hebben aangetoond 4,17, daarom omvat de NIH Alternative Sterility Testing Method een gepaarde schimmelcultuur op SAB en een terminale visuele inspectie van de BacT / ALERT-flessen.
Een belangrijke beperking voor elk microbieel controleprogramma is het retrospectieve karakter waarin resultaten beschikbaar zijn. Gold-standaardtests zijn gebaseerd op cultuur, wat traag is en kan leiden tot constante reactieve maatregelen voor corrigerende maatregelen. Snellere testmethoden vereisen rigoureuze validatie, maar deze bieden nog steeds geen realtime zekerheid van microbiële monitoring en controle. Bovendien vangen microbiologische culturen slechts een kleine deelverzameling van tijd op tijdens een productie- of testsessie. Daarom is het van cruciaal belang dat actieve microbiële monitoring plaatsvindt op een frequent risico-gerechtvaardigde basis om ervoor te zorgen dat de trendgegevens goed ingeburgerd zijn. Dit zal het gebruik van correct ingestelde waarschuwingslimieten mogelijk maken om potentiële afwijkingen van microbiële controle te voorspellen voordat ze zich voordoen.
Het opzetten van een robuust cGTP/cGMP-programma kost tijd en moeite en kan helaas niet zomaar van de ene faciliteit naar de andere worden overgebracht. De Amerikaanse Food and Drug Administration verwacht dat alle programma's validatietests voor eindgebruikers ondergaan, ondanks de potentiële beschikbaarheid van door derden gepubliceerde resultaten die hun werkzaamheid aantonen. Daarom kunnen microbiële controle- en teststrategieën verschillen tussen instituten, afhankelijk van variabelen, waaronder het ontwerp van de faciliteit, de flora van de faciliteit en de classificatie van productrisico's. De strategieën die in dit protocol worden beschreven, bieden een kader voor het opzetten van een robuust microbieel monitoring- en controleprogramma voor cGTP / cGMP-laboratoria.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs verklaren geen belangenverstrengeling te hebben.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door het intramurale onderzoeksprogramma van het National Institutes of Health Clinical Center. De inhoud is uitsluitend de verantwoordelijkheid van de auteurs en vertegenwoordigt niet de officiële standpunten van de National Institutes of Health.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 20-25°C Incubator | Lab preference | ||
| 30-35°C Incubator | Lab preference | ||
| Alcohol-based hand sanitizer | Lab preference | ||
| BacT/ALERT Dual-T instrument | BioMerieux Industry | ||
| Beard cover | Lab preference | ||
| Biosafety cabinet (BSC) | Lab preference | ||
| Cleanroom shoes | Lab preference | ||
| Fluidthioglycollate medium (FTM) | Hardy Diagnostics | U84 | USP |
| Handheld cleaning mop | Contec | 2665LF | |
| Hypodermic needle | Lab preference | ||
| iFA+ BacT/ALERT bottle | Biomerieux | 412990 | |
| iFN+ BacT/ALERT bottle | Biomerieux | 412991 | |
| Isokinetic head | Lab preference | ||
| Laser particle counter | TSI Incorporated | 9500-01 | |
| LpH III | Steris | 1S16CX | |
| Mirror | Lab preference | ||
| Non-sterile bouffant | Lab preference | ||
| Non-sterile gloves | Lab preference | ||
| Non-sterile shoe covers | Lab preference | ||
| Non-sterile sleeve covers | Lab preference | ||
| Parafilm | Lab preference | ||
| Peridox RTU | Contec | CR85335IR | |
| Plastic bag | Lab preference | ||
| Sabouraud Dextrose Agar with Lecithinase and Tween (SABLT) | Hardy Diagnostics | P595 | USP, irradiated |
| Sabouraurd Dextrose Agar (SAB) | Hardy Diagnostics | W565 | USP, irradiated |
| Safety glasses | Lab preference | ||
| Scrubs (top and bottom) | Lab preference | ||
| Spor-Klenx RTU | Steris | 6525M2 | |
| Sterile 70% isopropyl alcohol (IPA) | Decon CiDehol | 8316 | |
| Sterile alcohol wipe | Lab preference | ||
| Sterile boot covers | Kimberly Clark | Cat# varies based on size | |
| Sterile coveralls | Kimberly Clark | Cat# varies based on size | |
| Sterile face mask | Lab preference | ||
| Sterile gloves | Lab preference | ||
| Sterile hood | Kimberly Clark | Cat# varies based on size | |
| Sterile low-lint wipes | Texwipe | TX3210 | |
| Sterile mop cleaning pads | Contec | MEQT0002SZ | |
| Sterile sleeve covers | Kimberly Clark | 36077 | |
| Sterile spreading rod | Fisher Scientific | 14665231 | |
| Sterile syringe | Lab preference | ||
| Tacky mats | Lab preference | ||
| Tryptic Soy Agar (TSA) | Hardy Diagnostics | W570R | USP, irradiated |
| Tryptic Soy Agar with Lecithinase and Tween (TSALT) | Hardy Diagnostics | P520R | USP, irradiated |
| Tryptic Soy Broth (TSB) | Hardy Diagnostics | U46 | USP |
| Tubing | Lab preference | ||
| Vesphene III | Steris | 1S15CX | |
| Viable air sampler | Hardy Diagnostics | BAS22K | |
| Vortex | Lab preference |
References
- Cundell, T., Atkins, J. W., Lau, A. F. Sterility testing for hematopoietic stem cells. Journal of Clinical Microbiology. , 10.1128/jcm.01654-22 (2023).
- United States Food and Drug Administration. Guidance for Industry. Sterile Drug Products Produced by Aseptic Processing - Current Good Manufacturing Practice. United States Food and Drug Administration. , (2004).
- United States Pharmacopeia - National Formulary.
- England, M. R., Stock, F., Gebo, J. E. T., Frank, K. M., Lau, A. F. Comprehensive evaluation of compendial USP<71>, BacT/Alert Dual-T, and Bactec FX for detection of product sterility testing contaminants. Journal of Clinical Microbiology. 57 (2), 01548 (2019).
- Gebo, J. E. T., East, A. D., Lau, A. F. A side-by-side comparison of clinical versus current good manufacturing practices (cGMP) microbiology laboratory requirements for sterility testing of cellular and gene therapy products. Clinical Microbiology Newsletter. 43 (21), 181-191 (2021).
- Gebo, J. E. T., Lau, A. F. Sterility testing for cellular therapies: What is the role of the clinical microbiology laboratory. Journal of Clinical Microbiology. 58 (7), 01492 (2020).
- International Organization for Standardization. ISO 14644-1:2015 Cleanrooms and associated controlled environments - Part 1: Classification of air cleanliness by particle concentration. International Organization for Standardization. , (2015).
- Parenteral Drug Association. PDA Technical Report No. 13 Revised 2022 (TR 13) Fundamentals of an Environmental Monitoring Program. Parenteral Drug Association, Inc. , (2022).
- United States Pharmacopeia - National Formulary. USP<1116> Microbiological Evaluation of Cleanrooms and Other Controlled Environments in USP43-NF38 2S. United States Pharmacopeia - National Formulary. , (2020).
- Guinet, R., et al. Multicenter study on incubation conditions for environmental monitoring and aseptic process simulation. PDA journal of pharmaceutical science and technology. 71 (1), 43-49 (2017).
- Gordon, O., Berchtold, M., Staerk, A., Roesti, D. Comparison of different incubation conditions for microbiological environmental monitoring. PDA Journal of Pharmaceutical Science and Technology. 68 (5), 394-406 (2014).
- Anders, H. J., et al. Multisite qualification of an automated incubator and colony counter for environmental and bioburden applications in pharmaceutical microbiology. PDA Journal of Pharmaceutical Science and Technology. , (2022).
- United States Pharmacopeia - National Formulary.
- United States Pharmacopeia - National Formulary. USP<1071> Rapid Microbial Tests for Release of Sterile Short-Life Products: A Risk-Based Approach in USP43-NF38 2S. United States Pharmacopeia - National Formulary. , (2020).
- United States Pharmacopeia - National Formulary. PUSP<1223> Validation of Alternative Microbiological Methods in USP43-NF38 2S. United States Pharmacopeia - National Formulary. , (2020).
- Parenteral Drug Association. PDA Technical Report No. 33, Revised 2013 (TR 33) Evaluation, Validation and Implementation of Alternative and Rapid Microbiological Methods. Parenteral Drug Association, Inc. , (2013).
- Putnam, N. E., Lau, A. F. Comprehensive study identifies a sensitive, low-risk, closed-system model for detection of fungal contaminants in cell and gene therapy products. Journal of Clinical Microbiology. 59 (11), 0135721 (2021).
- Pharmaceutical Inspection Convention & Pharmaceutical Inspection Co-operation. Guide to Good Manufacturing Practice for Medicinal Products Annexes (PE 009-16 (Annexes)). Pharmaceutical Inspection Convention & Pharmaceutical Inspection Co-operation Scheme. , (2022).
- United States Pharmacopeia - National Formulary. USP<825> Radiopharmaceuticals - Preparation, Compounding, Dispensing, and Repackaging in USP43-NF38 2S. United States Pharmacopeia - National Formulary. , (2020).
