Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

En prosedyre for mus dorsal root ganglion kryoseksjonering

Published: June 9, 2023 doi: 10.3791/65232
Automatic Translation
*1,2, *1, 2,3, 2,4, 2, 1, 2
1Department of Pain Management, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, 2Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco, 3Department of Anesthesiology, Sun Yat-Sen University, 4University of Washington
* These authors contributed equally

Summary

Presentert her er utviklingen for konsekvent å anskaffe høykvalitets dorsalrot ganglion kryostatseksjoner.

Abstract

Høykvalitets mus dorsal root ganglion (DRG) kryostatseksjoner er avgjørende for riktig immunkjemifarging og RNAscope-studier i forskningen av inflammatorisk og nevropatisk smerte, kløe, så vel som andre perifere nevrologiske tilstander. Det er imidlertid fortsatt en utfordring å konsekvent oppnå høy kvalitet, intakte og flate kryostatseksjoner på glassglass på grunn av den lille prøvestørrelsen på DRG-vevet. Så langt er det ingen artikkel som beskriver en optimal protokoll for DRG-kryoseksjonering. Denne protokollen presenterer en trinnvis metode for å løse de ofte oppståtte vanskelighetene forbundet med DRG-kryoseksjonering. Den presenterte artikkelen forklarer hvordan du fjerner den omkringliggende væsken fra DRG-vevsprøvene, plasserer DRG-seksjonene på lysbildet mot samme retning og flater seksjonene på glasslysbildet uten å bøye seg. Selv om denne protokollen er utviklet for kryoseksjonering av DRG-prøvene, kan den brukes til kryoseksjonering av mange andre vev med liten prøvestørrelse.

Introduction

Dorsal root ganglion (DRG) inneholder de primære sensoriske nevronene, vevsmakrofagene og satellittcellene som omgir de primære sensoriske nevronene 1,2,3,4. Det er en viktig anatomisk struktur i behandling av uskyldige og skadelige signaler, og spiller kritiske roller i smerte, kløe og ulike perifere nervesykdommer 5,6,7,8,9,10,11,12,13. Selv om flere metoder har blitt utviklet for å dissekere DRG-vev fra musens ryggmarg14,15,16, er kryoseksjonering av DRG-vevet fortsatt utfordrende da DRG-vevet er ganske lite, og kryostatseksjoner av DRG-prøver har en tendens til å bøye seg i ruller, noe som gjør det vanskelig å overføre kryostatseksjonene på riktig måte på glassglass. Imidlertid er riktig kryoseksjonering av DRG-vevet avgjørende for immunhistokjemiske studier og strukturen til DRG sensoriske nevroner 17,18,19,20,21,22,23. Videre, ettersom enkeltcelle RNA-sekvenseringsresultater har avslørt den bemerkelsesverdige heterogeniteten til DRG-sensoriske nevroner hos både mennesker24 og mus25, er riktig kryoseksjonering av DRG-vev avgjørende for å undersøke den funksjonelle rollen til forskjellige DRG-celler i forskjellige fysiologiske og patologiske forhold.

Selv om vevsryddingsteknikken har blitt brukt til å undersøke 3D-rekonstruksjonen av DRG26 som en alternativ teknikk for kryoseksjonering av DRG, er vevsryddingsteknikken tid- og arbeidskrevende. Til sammenligning er kryoseksjonering av DRG rask og relativt enkel å utføre, og dermed gjenstår det å være en nøkkelteknikk for immunhistokjemi og strukturstudier av DRG og andre regioner i sentralnervesystemet. Imidlertid er det fortsatt en utfordring å oppnå høykvalitets, intakte og flate kryostatseksjoner på glassglass på nevrovitenskapelig forskning på grunn av den lille prøvestørrelsen på vev, som DRG og visse hjernegrupper, og det er ingen artikkel som beskriver den optimale protokollen på dette punktet for kryoseksjonering av små vevsprøver, for eksempel muse-DRG.

Denne protokollen gir en enkel, trinnvis teknikk for kryostatseksjonering av musens DRG for pålitelig å oppnå så mange høykvalitets DRG-seksjoner på lysbildene for påfølgende DRG-studier. Mens den er spesielt utviklet for kryoseksjonering av DRG-prøver, kan denne teknikken potensielt brukes til kryoseksjonering av forskjellige andre vev med liten prøvestørrelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

For denne studien ble dyreforsøkene godkjent av UCSF Institutional Animal Care and Use Committee og ble utført i samsvar med NIH Guide for Care and Use of Laboratory animals. Voksne, 8-12 uker gamle C57BL/6 hann- og hunnmus (internavlet) ble brukt her.

1. Forberedelse av DRG-prøve

  1. Bedøv musene med 2,5% Avertin (se materialfortegnelse). Sørg for tilstrekkelig anestesi ved mangel på respons på smertefull stimulering. Perfus dyrene transkardialt med 1x fosfatbufret saltvann (PBS) etterfulgt av 4% formaldehyd, som tidligere beskrevet14,15,16.
  2. Dissekere DRG-vev fra ryggmargen, som tidligere beskrevet14,15,16.
  3. Etterfiks dissekerte DRG i 4% formaldehyd i 3 timer ved romtemperatur.
  4. Sett DRG i 30% sukrose i PBS ved 4 ° C over natten.
  5. Klargjøre basen optimal skjæretemperatur (OCT)
    1. Tilsett OCT-forbindelsen (se Materialfortegnelse) for å dekke den øverste overflaten av aluminiumsblokken og frys ved -20 °C i 5-10 minutter (figur 1A).
    2. Klipp av toppen av OCT ved hjelp av kryostat (se materialtabell) ved 30 μm tykkelse til overflaten er flat som base OCT (figur 1B).
    3. Lag et merke nederst (klokken seks) av basen OCT for å markere retningen, før du tar aluminiumsblokken av kryostaten, (figur 1C).
    4. I de følgende trinnene, hold merket på klokken seks for å opprettholde samme retning, noe som kan føre til å skaffe flere deler av DRG-prøven.
      MERK: Hvis orienteringen går tapt og DRG-prøven kuttes i en annen vinkel, kan DRG-prøven ikke kuttes helt fra topp til bunn, noe som vil etterlate noen prøver utelatt på basen OCT og bortkastet, da basen OCT vil bli oppdaget mens du prøver å kutte DRG-prøven (figur 1C).
  6. Utføre OCT-innebygging av DRG-er
    1. Tørk DRG-vevet før du legger det på OCT.
      1. Før du legger DRG på blokken, må du sørge for å fjerne 30% sukrose / PBS-løsningen rundt prøven.
      2. Tørk DRG-prøven ved å legge den på en tørr petriskål (figur 2A) og flytte den fra ett sted til et annet to eller tre ganger med tørr pinsett (figur 2B).
      3. Tørk pinsetten med lofritt vev før du flytter en ny DRG-prøve (figur 2C).
    2. Sett den tørre DRG på basen OCT.
      1. Med tørr pinsett, plasser den tørre DRG på basen OCT klokken 12 (figur 1D).
      2. Hold minst 5 mm mellom den øvre kanten av DRG og den øvre kanten av basen OCT.
      3. Sett den dorsale delen av DRG i klokken 12 og den ventrale delen i klokken seks (figur 1D).
    3. Bygg inn DRG-vevet med OCT.
      1. Legg til mer OCT for å dekke hele DRG-prøven i en rund eller oval form, med DRG i midten (figur 1E).
      2. Forsikre deg om at den øvre kanten av OCT dekker DRG i den øvre kanten av basis-OCT (figur 1F), da dette gjør det lettere å overføre seksjonen til glassglasset (figur 3A).
        MERK: Hvis dekselet OCT er midt i basen OCT, vil den øvre kanten av basen OCT blokkere glasslysbildet for å samle seksjonen (figur 3B).
      3. Frys OCT- og DRG-prøven ved -20 °C i ytterligere 5 minutter (figur 1G). Ikke trim OCT rundt DRG-prøven.
      4. Klipp av toppen av dekselet OCT på en 30 μm tykkelse til DRG er synlig.

2. Kryoseksjonering av DRG

  1. Endre tykkelsen på kryostatseksjonen til 12 μm for å kutte DRG-seksjoner på lysbildet (figur 1H).
  2. Hold OCT-delen nederst med en liten pensel avkjølt til -20 °C.
    MERK: Det er viktig å ikke kutte hele seksjonen helt, men å la 1-3 mm være uklippet (figur 1I).
  3. Bruk enden av en pinsett i romtemperatur til å berøre bunnen (klokken seks) av seksjonen forsiktig, slik at den fester seg til plattformoverflaten (figur 1J). Dette forhindrer at seksjonen bøyer seg tilbake i en rull, noe som gjør det vanskelig å samle delen på lysbildet.
    MERK: Når bunnen av seksjonen fester seg til plattformoverflaten, og toppen av seksjonen fortsatt kobles til dekselet OCT, er seksjonen i en flat form (figur 1K), noe som gjør det mye enklere å samle delen på lysbildet.
  4. Ta et ladet glassglass (se Materialfortegnelse) og plasser lysbildet sakte over seksjonen. Så snart seksjonen begynner å feste seg til lysbildet, trekker du lysbildet forsiktig bakover (figur 1L).
  5. Følg samme prosess for å få flere DRG-seksjoner på lysbildet uten å overlappe seksjonene (figur 1M). Forsikre deg om at en ny DRG-seksjon ikke plasseres over OCT i en annen DRG-seksjon (figur 4), da en slik seksjon ikke kan holde seg godt på lysbildet og kan vaskes bort under immunkjemifargeprosessen.

3. Nissl-farging av DRG-delen på glassglasset

  1. Vask seksjonene i 10 min i PBS pluss 0,1% Triton X-10. Vask deretter seksjonene to ganger med PBS.
  2. Påfør en 1:300 Nissl-flekk (se materialfortegnelse) på lysbildet og rug i 20 minutter ved romtemperatur.
  3. Vask seksjonen med PBS pluss 0,1% Triton X-100. Vask deretter seksjonene to ganger med PBS i 5 minutter, og deretter i 2 timer ved romtemperatur.
  4. Påfør 4',6-diamidino-2-fenylindol (DAPI) fluoromount-G (se materialfortegnelse) for å dekke seksjonene med et deksel.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Den nåværende studien samlet omtrent 16 kontinuerlige DRG-seksjoner av høy kvalitet fra en mus L4 DRG. De oppnådde seksjonene var uten forvrengning. Figur 1 viser trinnvis fremgangsmåte for kryoseksjonering. Fjerning av ekstra væske fra vevssnittene er vist i figur 2. Prosessen med OCT-innebygging av vevet er fremhevet i figur 3. Figur 4 viser riktig plassering av DRG-seksjonene på glasslysbildene. Figur 5 viser konfokalfluorescensmikroskopibildet av den fysiologiske strukturen til muse-DRG-snitt. Nissl-farging viser de forskjellige størrelsene DRG sensoriske nevroner, og DAPI-farging viser cellene som omgir nevronene. Dette bildet demonstrerer kvaliteten på DRG-seksjonene oppnådd med denne protokollen. Ulike antistoffer kan brukes i immunhistokjemistudiene av DRG, inkludert studier av forskjellige nevrontyper i DRG.

Figure 1
Figur 1: Trinnvis prosedyre for kryoseksjonering av DRG for mus . (A) OCT er frosset på den øverste overflaten av aluminiumsblokken. (B) Toppen av OCT er avskåret flatt. (C) Et merke er laget nederst (klokken seks) av basen OCT. (D) DRG settes på basen OCT, med den ventrale delen mot merket. (E) Mer OCT er lagt til for å dekke hele DRG-prøven. (F) Den øvre kanten av OCT som dekker DRG må være i den øvre kanten av basen OCT. (G) Dekselet OCT og DRG-prøven er frosset. (H) Toppen av dekselet OCT kuttes av til DRG-vevet er synlig (merket med den røde pilen). (I) OCT-delen holdes nederst med en forkjølt pensel. (J) Bunnen av seksjonen sitter fast på plattformoverflaten ved hjelp av enden av pinsetten i romtemperatur. (K) En annen visning av (J) viser at bunnen av seksjonen fester seg til plattformoverflaten og toppen fortsatt forbinder med dekselet OCT. (L) Seksjonen sitter fast i et glassglass. (M) Den samme prosessen gjentas for å få flere DRG-seksjoner på lysbildet uten overlappende seksjoner. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Teknikk for å fjerne ekstra væske fra DRG-vevet. (A) DRG-vevet er plassert på en tørr petriskål direkte fra en 30% sukroseløsning, som har mye omgivende væske. (B) DRG-vevet flyttes til et nærliggende sted på petriskallen ved hjelp av tørr pinsett for å fjerne den ekstra omgivende væsken. (C) Pinsetten tørkes med en lofri våtserviett hver gang etter at DRG-vevet er flyttet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Viktigheten av å plassere dekselet riktig OCT på basen OCT. (A) Det ideelle stedet for dekselet OCT: (A-1) Den øvre kanten av OCT-dekkende DRG-vev skal være i øvre kant av basen OCT. (A-2) Seksjonen skal ikke kuttes helt, med en liten del koblet til den øvre kanten av dekselet OCT. (A-3) Seksjonen overføres jevnt over på glasslysbildet. (A-4) Tegningen viser at når det gjelder seksjonen i øvre kant, er det enkelt å overføre seksjonen til glasslysbildet. Den svarte buede linjen indikerer delen som er kuttet. (B) Feil plassering av dekselet OCT. (B-1) OCT-dekkende DRG-vev er plassert i midten av basen OCT. (B-2) Seksjonen er ikke helt kuttet, med en liten del koblet til den øvre kanten av dekselet OCT. (B-3) Den øvre kanten av aluminiumsblokken forhindrer at glassglidet berører seksjonen. De røde pilene indikerer avstanden mellom glassglasset og kuttseksjonen. (B-4) Tegningen viser at glasssklien er blokkert før den berører seksjonen. Den svarte buede linjen indikerer delen som er kuttet. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 4
Figur 4: Riktig plassering av DRG-seksjoner på glassglasset. (A) Den riktige metoden for å plassere DRG-seksjonene ved siden av hverandre uten å overlappe DRG-seksjonen og OCT for andre DRG-seksjoner. (B) Feil metode for å plassere DRG-seksjonene på OCT i en annen DRG-seksjon. Fordi den andre DRG-delen ikke fester seg direkte på glassglasset, kan den lett vaskes bort under de påfølgende prosessene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 5
Figur 5: Nissl-farging av mus L4 DRG. Et eksempel på et 20x konfokalt bilde av en mus L4 DRG-seksjon. Grønt indikerer Nissl (nevron), og rødt indikerer DAPI (kjerne). Skalastangen representerer 50 mm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Denne protokollen gir en enkel trinnvis prosedyre for kryostatseksjonering av musens DRG for å oppnå DRG-seksjoner av høy kvalitet på lysbilder pålitelig. Det er fire kritiske trinn i denne protokollen. Først må DRG-prøven og pinsetten være tørr før du legger DRG-prøven på basen OCT. Enhver væske som omgir DRG-prøven vil danne et isskall rundt den, noe som resulterer i DRG-seksjoner som skiller seg fra OCT og bøyer seg. For det andre, hvis aluminiumsblokken ikke har et merke, eller hvis basen OCT dekker merket, er det viktig å lage et merke nederst (klokka seks) av basen OCT og å holde dette merket klokken seks gjennom hele prosessen. Å holde en konstant orientering bidrar til å få flere DRG-seksjoner, ellers kan DRG ikke kuttes helt fra topp til bunn, og noen DRG-prøver vil bli utelatt og bortkastet. For det tredje må de øvre kantene på både basen OCT og dekselet OCT være ved aluminiumsblokkens øvre kant. På denne måten vil den øvre kanten av aluminiumsblokken ikke blokkere glassglasset fra å ta DRG-seksjonene. For det fjerde er det viktig å unngå å sette DRG-delen innenfor OCT av nærliggende DRG-seksjoner, fordi den andre DRG-delen ikke vil feste seg direkte på glassglasset, og dermed lett kan vaskes bort i den etterfølgende prosessen.

DRG-kryoseksjonering er en svært viktig teknologi for å undersøke DRG i mekanismene for smerte og kløe 1,2. På grunn av det svært lille volumet av muse-DRG-er, er det imidlertid ofte utfordrende å samle riktige kryostatseksjoner av DRG-prøver fra mus. Et stort problem er at de DRG-holdige OCT-seksjonene har en tendens til å kurve seg til en rull, noe som gjør det vanskelig å sette seksjonene på glasslysbildene. Et annet problem er at fordi musens DRG-prøve er veldig tynn, er det vanskelig å oppnå tilstrekkelige DRG-seksjoner fra en DRG-prøve hvis kryoseksjoneringsinnstillingene ikke er optimalisert. Her presenterte vi en trinnvis protokoll for DRG-kryoseksjonering av mus, noe som gjør det enkelt og praktisk å samle DRG-seksjoner av høy kvalitet. Med denne protokollen kan vi samle inn omtrent 16 kontinuerlige DRG-seksjoner av høy kvalitet fra en mus L4 DRG.

En begrensning ved denne protokollen er at den ikke kan gi direkte 3D-rekonstruksjon som vevsryddingsteknikk26. Likevel, ettersom vi kan oppnå kontinuerlige seksjoner av høy kvalitet med denne metoden, kan vi ta bilder fra disse kontinuerlige seksjonene for å rekonstruere 3D-bilder.

Selv om protokollen for kryoseksjonering av DRG er utviklet fra unge voksne mus i alderen 8-12 uker, kan denne protokollen brukes til kryoseksjonering av humane DRG og DRG fra mus i yngre eller eldre alder. Faktisk bør denne protokollen kunne brukes til kryoseksjonering av eventuelle volumprøver.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Ingen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Avertin Sigma-Aldrich T48402-25G Anesthetize animal
Epredia Cryotome Cryostat Cryocassettes, 25 mm dia. Crosshatched Fisherbrand 1910 Hold the OCT section at the bottom 
Ergo Tweezers Fisherbrand S95310 Using the end of a tweezer to gently touch the bottom (6 o’clock) of the section so that it sticks to the platform surface to prevent the section from curving back in a roll 
Fisherbrand Superfrost Plus Microscope Slides Fisherbrand 1255015 To collect the DRG section 
Marking pens Fisherbrand 133794  Mark the orientation of base OCT
Scigen Tissue-Plus O.C.T. Compound Fisherbrand  23730571 Embedding medium for frozen tissue specimens to ensure optimal cutting temperature (O.C.T.).

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Guan, Z., et al. Injured sensory neuron-derived CSF1 induces microglial proliferation and DAP12-dependent pain. Nature Neuroscience. 19 (1), 94-101 (2016).
  2. Yu, X., et al. Dorsal root ganglion macrophages contribute to both the initiation and persistence of neuropathic pain. Nature Communications. 11 (1), 264 (2020).
  3. Costa, F. A. L., Moreira Neto, F. L. Satellite glial cells in sensory ganglia: its role in pain. Brazilian Journal of Anesthesiology. 65 (1), 73-81 (2015).
  4. Noguri, T., Hatakeyama, D., Kitahashi, T., Oka, K., Ito, E. Profile of dorsal root ganglion neurons: study of oxytocin expression. Molecular Brain. 15 (1), 44 (2022).
  5. Su, P. P., Zhang, L., He, L., Zhao, N., Guan, Z. The role of neuro-immune interactions in chronic pain: implications for clinical practice. Journal of Pain Research. 15, 2223-2248 (2022).
  6. Esposito, M. F., Malayil, R., Hanes, M., Deer, T. Unique characteristics of the dorsal root ganglion as a target for neuromodulation. Pain Medicine. 20, S23-S30 (2019).
  7. Chen, X. J., Sun, Y. G. Central circuit mechanisms of itch. Nature Communications. 11 (1), 3052 (2020).
  8. Guan, Z., Hellman, J., Schumacher, M. Contemporary views on inflammatory pain mechanisms: TRPing over innate and microglial pathways. F1000Research. , (2016).
  9. Boadas-Vaello, P., et al. Neuroplasticity of ascending and descending pathways after somatosensory system injury: reviewing knowledge to identify neuropathic pain therapeutic targets. Spinal Cord. 54 (5), 330-340 (2016).
  10. Guha, D., Shamji, M. F. The dorsal root ganglion in the pathogenesis of chronic neuropathic pain. Neurosurgery. 63, 118-126 (2016).
  11. Shorrock, H. K., et al. UBA1/GARS-dependent pathways drive sensory-motor connectivity defects in spinal muscular atrophy. Brain. 141 (10), 2878-2894 (2018).
  12. Sleigh, J. N., et al. Trk receptor signaling and sensory neuron fate are perturbed in human neuropathy caused by Gars mutations. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (16), E3324-E3333 (2017).
  13. Rubio, M. A., Herrando-Grabulosa, M., Gaja-Capdevila, N., Vilches, J. J., Navarro, X. Characterization of somatosensory neuron involvement in the SOD1(G93A) mouse model. Scientific Reports. 12 (1), 7600 (2022).
  14. Sleigh, J. N., West, S. J., Schiavo, G. A video protocol for rapid dissection of mouse dorsal root ganglia from defined spinal levels. BMC Research Notes. 13 (1), 302 (2020).
  15. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9, 82 (2016).
  16. Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2 (1), 100333 (2021).
  17. Haberberger, R. V., Barry, C., Matusica, D. Immortalized dorsal root ganglion neuron cell lines. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 184 (2020).
  18. Pokhilko, A., Nash, A., Cader, M. Z. Common transcriptional signatures of neuropathic pain. Pain. 161 (7), 1542-1554 (2020).
  19. Martin, S. L., Reid, A. J., Verkhratsky, A., Magnaghi, V., Faroni, A. Gene expression changes in dorsal root ganglia following peripheral nerve injury: roles in inflammation, cell death and nociception. Neural Regeneration Research. 14 (6), 939-947 (2019).
  20. Miller, R. J., Jung, H., Bhangoo, S. K., White, F. A. Cytokine and chemokine regulation of sensory neuron function. Handbook of Experimental Pharmacology. (194), 417-449 (2009).
  21. Neto, E., et al. Axonal outgrowth, neuropeptides expression and receptors tyrosine kinase phosphorylation in 3D organotypic cultures of adult dorsal root ganglia. PLoS One. 12 (7), e0181612 (2017).
  22. Nascimento, A. I., Mar, F. M., Sousa, M. M. The intriguing nature of dorsal root ganglion neurons: Linking structure with polarity and function. Progress in Neurobiolology. 168, 86-103 (2018).
  23. Middleton, S. J., Perez-Sanchez, J., Dawes, J. M. The structure of sensory afferent compartments in health and disease. Journal of Anatomy. 241 (5), 1186-1210 (2022).
  24. Nguyen, M. Q., von Buchholtz, L. J., Reker, A. N., Ryba, N. J., Davidson, S. Single-nucleus transcriptomic analysis of human dorsal root ganglion neurons. eLife. 10, e71752 (2021).
  25. Usoskin, D., et al. Unbiased classification of sensory neuron types by large-scale single-cell RNA sequencing. Nature Neuroscience. 18 (1), 145-153 (2015).
  26. Hunt, M. A., et al. DRGquant: A new modular AI-based pipeline for 3D analysis of the DRG. Journal of Neuroscience Methods. 371, 109497 (2022).

Tags

Nevrovitenskap utgave 196 immunkjemifarging RNAscope-studier inflammatorisk smerte nevropatisk smerte kløe perifere nevrologiske tilstander glasslysbilder prøvestørrelse protokoll vanskeligheter væskefjerning orientering flattningsseksjoner kryoseksjonering av andre vev
En prosedyre for mus dorsal root ganglion kryoseksjonering
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, … More

He, L., Zhao, W., Zhang, L., Ilango, M., Zhao, N., Yang, L., Guan, Z. A Procedure for Mouse Dorsal Root Ganglion Cryosectioning. J. Vis. Exp. (196), e65232, doi:10.3791/65232 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter