Summary
Aquí, describimos en detalle el protocolo para cuantificar la longitud de los telómeros utilizando la detección quimioluminiscente no radiactiva, con un enfoque en la optimización de varios parámetros de rendimiento del kit de ensayo de longitud de telómeros TAGGG, como cantidades de tampón y concentraciones de sonda.
Abstract
Los telómeros son secuencias repetitivas que están presentes en los extremos cromosómicos; Su acortamiento es un rasgo característico de las células somáticas humanas. El acortamiento se produce debido a un problema con la replicación final y la ausencia de la enzima telomerasa, que es responsable de mantener la longitud de los telómeros. Curiosamente, los telómeros también se acortan en respuesta a diversos procesos fisiológicos internos, como el estrés oxidativo y la inflamación, que pueden verse afectados debido a agentes extracelulares como contaminantes, agentes infecciosos, nutrientes o radiación. Por lo tanto, la longitud de los telómeros sirve como un excelente biomarcador del envejecimiento y varios parámetros fisiológicos de salud. El kit de ensayo de longitud de telómeros TAGGG se utiliza para cuantificar longitudes promedio de telómeros utilizando el ensayo de fragmento de restricción de telómeros (TRF) y es altamente reproducible. Sin embargo, es un método costoso, y debido a esto, no se emplea rutinariamente para grandes números de muestra. Aquí, describimos un protocolo detallado para una medición optimizada y rentable de la longitud de los telómeros utilizando Southern blots o análisis TRF y detección basada en quimioluminiscencia no radiactiva.
Introduction
Los telómeros son las secuencias repetitivas de ADN presentes al final de los cromosomas. Tienen repeticiones en tándem de TTAGGG y mantienen la integridad del genoma protegiendo el cromosoma tanto del deshilachado como del problema de replicación final, lo que significa que parte del voladizo 3' no puede ser replicado por la ADN polimerasa 1,2. Los telómeros cortos conducen a anomalías cromosómicas en las células, debido a lo cual las células se detienen permanentemente en una etapa llamada senescencia replicativa3. Los telómeros cortos también causan una serie de otros problemas, como la disfunción mitocondrial 4,5 y la disfunción celular.
Las repeticiones teloméricas de ADN se pierden a medida que la célula se divide, con una pérdida promedio de 25 a 200 pb por año 6, lo que resulta en senescencia celular después de un cierto número de divisiones6. El envejecimiento se asocia con una mayor frecuencia de comorbilidades, que se caracteriza por un acortamiento en la longitud de los telómeros7. El análisis de fragmentos de restricción de telómeros (TRF), descrito por Mender, es un método muy costoso8. Debido a esto, no se implementa al cuantificar la longitud de los telómeros en la mayoría de los estudios.
Actualmente, la mayoría de los estudios epidemiológicos emplean mediciones cuantitativas basadas en la reacción en cadena de la polimerasa (qPCR) de la longitud de los telómeros. Sin embargo, el método basado en qPCR es un método de medición relativa, ya que mide la relación entre los telómeros y los productos de amplificación génica de copia única, y no la longitud absoluta de los telómeros. La medición de la longitud de los telómeros utilizando el protocolo TRF es el método estándar de oro, ya que puede medir la distribución de la longitud de los telómeros en la muestra y las mediciones se pueden expresar en valores absolutos en kilobases (kb). Sin embargo, su uso es limitado porque es engorroso, requiere mucha mano de obra y es costoso. Aquí, presentamos un protocolo optimizado para la medición de la longitud de los telómeros utilizando TRF basados en quimioluminiscencia.
El análisis TRF incluye siete pasos principales: 1) cultivo de células para la extracción de ADN genómico, 2) extracción de ADN genómico utilizando el método fenol: cloroformo: alcohol isoamílico (P: C: I), 3) digestión de restricción de ADN genómico, 4) electroforesis en gel de agarosa, 5) transferencia sur del fragmento de ADN de digestión de restricción, 6) hibridación y detección a través de quimioluminiscencia: la sonda de telómeros inmovilizados se visualiza mediante un sustrato quimioluminiscente altamente sensible para fosfatasa alcalina, análisis disódico de 2-cloro-5-(4-metoxiespiro[1,2-dioxetano-3,2′-(5-clorotriciclo[3.3.1.13.7]decan])-4-il]-1-fenil fosfato (CDP-Star)-y 7) para obtener información media sobre la longitud y el rango de los telómeros de estos frotis teloméricos.
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Protocol
NOTA: Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre todos los reactivos utilizados en el protocolo a continuación. La Tabla 1 incluye reactivos hechos en laboratorio junto con volúmenes optimizados y la Tabla 2 muestra concentraciones de trabajo de reactivos disponibles comercialmente.
1. Cultivo celular
- Mantener las células cuya longitud de telómero se debe medir (aquí se usaron células A2780, que es una línea celular de adenocarcinoma de ovario) en el medio completo de águila modificada (DMEM) de Dulbecco suplementado con 10% de suero bovino fetal (FBS), estreptomicina, penicilina y anfotericina B en una placa de Petri de 6 cm. Incubar a 37 °C en un ambiente humidificado y controlado que contenga 5% de dióxido de carbono hasta que las células sean 80% -100% confluentes.
- Retire el medio y lávese con 5 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS).
- Tratar las células con 1 ml de ácido tripsina-etilendiaminotetraacético (EDTA) para desprender las células incubando a 37 °C durante 3-5 min.
- Agregue 2 ml de medios completos DMEM para inactivar la tripsina y recoger las células en un tubo de centrifugación.
- Granular las células a 2.348 × g durante 5 min.
- Lavar el pellet con 1x PBS y centrifugar a 2.348 × g durante 5 min.
- Conservar el pellet a -80 °C hasta su uso posterior.
NOTA: El recuento de células puede variar dependiendo de la línea celular. Obtuvimos aproximadamente 2,5 × 106 células en el caso de la línea celular A2780, que se utiliza en pasos posteriores.
2. Aislamiento genómico del ADN
- Añadir 500 μL de tampón de lisis (10 mM tris-Cl, pH 8,0; 25 mM EDTA, pH 8,0; 100 mM NaCl; 0,5% p/v dodecil sulfato de sodio) al pellet celular y mezclar suavemente con una punta cortada (con un diámetro de apertura mínimo de 2 mm). Añadir 20 μg/ml de RNasa A recién preparada y mezclar suavemente por inversión.
- Incubar a 37 °C durante 30 min y ocasionalmente invertir el tubo durante la incubación.
- Añadir proteinasa K a una concentración final de 100 μg/ml y mezclar suavemente por inversión 10 veces. Incubar a 55 °C durante 2 h. Invierta el tubo a intervalos regulares (cada 10 minutos) durante la incubación.
- Añadir 500 μL de fenol:cloroformo:reactivo de alcohol isoamílico (25:24:1) y mezclar suavemente por inversión 20 veces. Centrifugar a 9.391 × g durante 15 min a temperatura ambiente (alrededor de 25 °C).
NOTA: La Figura 1A muestra las tres capas obtenidas después de la centrifugación. - Retire la capa acuosa superior viscosa de las tres capas visibles, colóquela en un tubo nuevo con una punta cortada y agregue una cantidad igual de cloroformo. Mezclar por inversión suave 20 veces.
- Centrifugar los tubos a 9.391 × g durante 15 min a temperatura ambiente.
- Recoger la capa acuosa y añadir una cantidad adecuada de 5 M de NaCl para que la concentración final de NaCl sea de 0,2 M.
- Agregue dos volúmenes de etanol 100%. Mezclar por inversión suave 20-25 veces. Centrifugar a 15.871 × g durante 5 min a temperatura ambiente.
- Retire el sobrenadante y agregue 500 μL de etanol al 70% para lavar el pellet. Centrifugar a 15.871 × g durante 5 min a temperatura ambiente.
- Retire el sobrenadante, seque al aire el pellet durante unos minutos y agregue 50 μL de agua estéril libre de nucleasas. Permita que el ADN se rehidrate durante 1-2 días a temperatura ambiente. Mezclar por pipeteo, utilizando la punta cortada.
- Mida la concentración de ADN utilizando espectrofotometría ultravioleta (UV). Rediluir las muestras, si es necesario, utilizando agua estéril libre de nucleasas para obtener una concentración mínima de 300-500 ng/μL.
- Verifique la integridad del ADN ejecutándolo en un gel de agarosa al 1% (Figura 1B).
- Conservar el ADN diluido a -20 °C hasta su uso posterior.
3. Digestión del ADN genómico
- Preparar una mezcla enzimática de Rsa1 (20 U) y Hinf1 (20 U) y añadir 2 μL de tampón de digestión de restricción por reacción.
- Tome un volumen apropiado de ADN genómico tal que la cantidad total de ADN sea de 1,5 μg. Enrasar el volumen con agua estéril libre de nucleasas, de modo que el volumen total después de la adición de la enzima sea de 20 μL.
- Mezclar bien tocando, seguido de un giro de pulso.
- Incubar la mezcla a 37 °C durante 2 h.
4. Electroforesis en gel de agarosa
- Prepare un gel de agarosa de 10 cm × 15 cm al 0,8% en 1x tampón EDTA (TAE) de acetato de tris utilizando agarosa de alto grado.
- Agregue 5 μL de colorante de carga a cada muestra de ADN genómico digerido, haciendo así que el volumen final sea de 25 μL, y cargue las muestras en el gel.
- Prepare una mezcla de marcadores moleculares utilizando 1 μL de marcador molecular (escalera), 3 μL de agua estéril libre de nucleasa y 1 μL de colorante de carga 5x.
- Cargue 5 μL de mezcla de marcadores moleculares en ambos lados de las muestras digeridas de ADN genómico si hay un mayor número de muestras (~ 10), o solo en un lado si hay menos o igual a cinco muestras.
- Hacer correr el gel a 5 V/cm durante 6 h. Una vez que se complete la carrera, haga una muesca en una esquina del gel para marcar el orden de carga.
- Sumergir el gel en HCl 0,25 M durante 10 min a temperatura ambiente con una agitación suave.
- Enjuague el gel dos veces con agua destilada.
- Desnaturalice el ADN sumergiendo el gel en una solución de NaOH 0,5 M y NaCl 1,5 M dos veces durante 15 minutos cada una a temperatura ambiente con agitación suave.
- Enjuague el gel dos veces con agua destilada.
- Neutralizar el ADN sumergiendo el gel en una solución de 0,5 M de tris-HCl y 3 M de NaCl (pH 7,5) dos veces durante 15 min a temperatura ambiente con una agitación suave.
5. Southern blot
- Corte una membrana de nylon de 10 cm × 12 cm de tamaño y haga una muesca en la misma posición que el gel.
- Active la membrana sumergiendo en agua destilada seguida de un tampón de citrato salino de sodio (SSC) 20x (ver Tabla 1).
- Configure la transferencia.
- Tome una bandeja de vidrio limpia y coloque otra bandeja en ella en posición invertida. Cree una mecha con papel de filtro normal de modo que los extremos toquen la base de la bandeja exterior.
- Coloque el gel encima del papel de filtro. Coloque suavemente la membrana de nylon activado sobre el gel, con las muescas superpuestas, y elimine cualquier burbuja de aire rodando sobre una varilla de vidrio.
- Coloque un montón de 2 cm de papel de filtro de celulosa de 9,5 cm × 11,5 cm, seguido de un montón de 6 cm de papel de filtro normal de las mismas dimensiones. Coloque un peso encima de esta configuración de tal manera que haya una distribución de peso igual debajo. Llene la bandeja exterior con un búfer SSC 20x (consulte la figura 2).
- Deje la configuración para la transferencia nocturna.
- Después de la transferencia hacia el sur, fije el ADN transferido en la membrana mediante reticulación UV en un transiluminador UV o reticulante UV. Utilice una lámpara de 302 nm 8 W durante 5 min, o una lámpara de 254 nm 8 W durante 2 min, lo que corresponde a aproximadamente 120 mJ. Asegúrese de que el lado de la membrana en el que se transfiere el ADN se enfrenta a la lámpara.
- Lave la membrana dos veces con 25 ml de tampón SSC 2x.
- Haga una pausa en el protocolo, si es necesario, secando completamente la secadora y almacenándola a 2-8 °C después de envolverla en papel de aluminio, hasta su posterior procesamiento.
6. Hibridación y detección de quimioluminiscencia
- Precaliente el tampón de prehibridación a 42 °C.
NOTA: Los siguientes pasos incluyen volúmenes de soluciones/tampones que se utilizarán por 100cm2 de blot. - Incubar la membrana en 10 ml de tampón de prehibridación durante 1 h a 42 °C con agitación suave para la prehibridación.
- Agregue 0.5 μL de sonda de telómeros por cada 5 ml de tampón de hibridación precalentada para producir la solución de hibridación.
- Incubar el blot en 10 ml de solución de hibridación a 42 °C durante 3 h con una agitación suave.
- Lave la secadora con tampón estricto 1 (Tabla 1) dos veces durante 10 minutos (25 ml cada una) a temperatura ambiente con una agitación suave.
- Precaliente el tampón estricto 2 (Tabla 1) durante 30 min a 50 °C.
- Lave la secadora con un tampón estricto 2 dos veces durante 15 minutos (25 ml cada una) a 50 °C con una agitación suave.
- Enjuagar con 15 ml de tampón de lavado durante 5 min con agitación suave a RT.
- Incubar la membrana en 10 ml de solución de bloqueo 1x recién preparada durante 30 min a temperatura ambiente con agitación suave.
- Incubar la membrana en 10 ml de antidigioxigenina conjugada con solución de trabajo de fosfatasa alcalina (ver Tabla 2) durante 30 min a RT con agitación suave.
- Lave la secadora dos veces con tampón de lavado a temperatura ambiente durante 15 minutos con una agitación suave.
- Incubar en 10 ml de tampón de detección durante 5 min a RT con agitación suave.
- Retire el tampón de detección de exceso y mantenga la membrana con el ADN hacia arriba en una bolsa de hibridación o una hoja de acetato. Agregue ~ 1-1.5 ml de solución de sustrato gota a gota sobre la membrana, coloque inmediatamente otra hoja sobre ella e incube durante 5 minutos a RT.
- Exprima el exceso de solución de sustrato para obtener imágenes.
- Imagen de la mancha durante aproximadamente 20 minutos en un sistema de imágenes de documentación en gel, recopilando múltiples imágenes en diferentes puntos de tiempo. Seleccione imágenes no saturadas para su posterior análisis.
NOTA: En caso de que la señal sea débil, las imágenes se pueden llevar a cabo durante un período de tiempo más largo.
7. Análisis
- Después de obtener los archivos de imagen, expórtelos para su publicación en formato .tif a la resolución más alta posible (600 dpi en este caso).
- Instale el software Telotool . Esto requiere una versión específica (R2012a) de MATLAB (disponible gratuitamente) para ejecutarse.
- Abra el software y haga clic en el botón Cargar archivo de imagen en la parte superior derecha.
- Una vez cargada la imagen, haga clic en Invertir imagen para que el fondo de la imagen sea negro y las manchas/bandas sean blancas.
- Recorte la imagen con las esquinas superiores a partir de los pozos. Después de realizar la selección de recorte, haga clic derecho dentro de él y seleccione Recortar imagen.
- Después de recortar la imagen, haga clic en Calcular carriles y permita que la detección de carriles se produzca automáticamente.
- Si los carriles no se han detectado correctamente, por ejemplo, si ciertos carriles no se han detectado en absoluto, o si se han detectado carriles adicionales o parciales, realice el ajuste de carril como se describe a continuación.
- Haga clic en Ajustar carriles y en la ventana emergente que se abre, agregue y / o ajuste carriles según sea necesario, y haga clic en Aplicar y cerrar.
- Después de ajustar los carriles, asegúrese de que se vea un punto rojo en cada uno de los carriles y ajuste las escaleras con el botón Ajuste de escalera , asegurándose de que el número de picos en ambos carriles de escalera esté en la misma posición. Elimine los picos superfluos con el botón Eliminar extremo .
- Después de ajustar las escaleras, seleccione Perfiles de carril, haga clic en Ajuste de escalera y seleccione Ajuste polinómico.
- Haga clic en Línea de tendencia, según lo recomendado por el software, y luego seleccione Corregido en la siguiente opción.
- Haga clic en Obtener resultados para mostrar los resultados como una tabla, en la que la fila TRF media es la medición de la longitud de los telómeros de las muestras de carril respectivas.
- Haga clic en Guardar todo para almacenar los resultados en forma de hoja de cálculo.
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Representative Results
El ADN genómico extraído (ADNg), que se ejecutó con un gel de agarosa al 1%, mostró una buena integridad, como se muestra en la Figura 1B, lo que indica que la muestra podría usarse para el procesamiento posterior de TRF. El ensayo TRF se llevó a cabo modificando los volúmenes de soluciones requeridas en cada paso (ver Tabla 1 y Tabla 2). La señal TRF era claramente visible (Figura 3). Por lo tanto, al modificar los volúmenes y concentraciones de la solución, se podrían procesar más muestras sin ningún efecto negativo en los resultados, y la longitud de los telómeros podría determinarse con éxito utilizando software disponible gratuitamente como Telotool10.
Figura 1: Aislamiento y control de calidad del ADN genómico. (A) Tres fases de separación distintas obtenidas por centrifugación después de agregar fenol: cloroformo: alcohol isoamílico. La capa acuosa superior contiene el ADNg, la interfase contiene las proteínas y la fase orgánica inferior contiene el ARN degradado, los restos celulares y los lípidos. (B) Una imagen de un gel de agarosa al 1% que muestra ADNg intacto no digerido. El carril 1 muestra una escalera de 1 kb y el carril 2 muestra el ADNg no digerido de la línea celular de cáncer A2780. Abreviatura: gDNA = ADN genómico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Ilustración de la configuración de la transferencia Southern blotting. Diagrama representativo que muestra el conjunto del sistema para la transferencia de frotis repetidos de telómeros del gel a la membrana de nylon por acción capilar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Detección de quimioluminiscencia de TRFs post-Southern blot e hibridación. Blot que muestra un rango de repeticiones teloméricas como un frotis en el carril 2. El carril 1 muestra un marcador molecular, con los pesos moleculares (kb) de las bandas indicadas en el lado izquierdo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Tabla 1: Lista de reactivos utilizados en este protocolo. La tabla contiene reactivos preparados en el laboratorio junto con sus detalles de almacenamiento, el uso recomendado de los reactivos del kit de ensayo de longitud de telómeros TAGGG y sus volúmenes de uso modificados, según la optimización en este protocolo. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Tabla 2: Lista de reactivos disponibles comercialmente con instrucciones de uso modificadas. La tabla contiene reactivos disponibles comercialmente junto con diferentes diluciones, sus detalles de almacenamiento y su uso recomendado por el kit de ensayo de longitud de telómeros TAGGG y volúmenes de uso modificados, según la optimización en este protocolo. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
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Discussion
Describimos un procedimiento detallado para un método no radiactivo basado en la quimioluminiscencia para la medición de la longitud de los telómeros mediante Southern blotting. El protocolo ha sido probado para permitir el uso juicioso de varios reactivos sin comprometer la calidad de los resultados. El tampón de prehibridación e hibridación se puede reutilizar hasta cinco veces. La concentración de enzimas puede variar entre 10-20 U por 1,5-2 μg de ADN genómico sin afectar los resultados. Varios otros componentes del kit, como el marcador de peso molecular marcado con DIG y la sonda de hibridación, se pueden usar en concentraciones más bajas que las recomendadas. Los volúmenes optimizados se indican en la Tabla 2. Los hemos probado a la mitad de los volúmenes/concentraciones recomendados y hemos encontrado un rendimiento óptimo. Seguir estos pasos reduce enormemente el costo por muestra, lo que permite a los investigadores medir la longitud de los telómeros utilizando este método a mayor escala.
Hay varios protocolos TRF publicados. Hemos optimizado el protocolo de kit disponible comercialmente para que sea rentable. Este protocolo es diferente de algunos de los protocolos publicados, ya que no utiliza radiactividad11,12. También es relativamente simple, ya que utiliza los componentes del kit en lugar de preparar reactivos internos, particularmente la sonda de telómeros13.
Si la imagen final es irregular, entonces la membrana se ha secado parcialmente durante la incubación. Para resolver esto, uno debe aumentar el volumen de la solución o agitar a una velocidad mayor. Si no hay frotis visibles en la mancha, entonces podría haber habido un problema durante la transferencia al sur. Además, podría haber habido un problema en la cantidad o calidad del ADN.
Hay algunas limitaciones para este método. En primer lugar, la extracción y cuantificación del ADN genómico tarda más de 4 días en función de la fuente del ADN14. El ADN de mayor peso molecular tarda más tiempo en rehidratarse y homogeneizarse, lo que dificulta la cuantificación y el pipeteo preciso. En segundo lugar, el protocolo TRF es largo (2 días mínimo) y requiere trabajadores de laboratorio calificados para implementarlo. También es un método costoso debido a los reactivos y las cantidades requeridas. El protocolo TRF también mide la longitud promedio de los telómeros en cada muestra, a diferencia de la longitud más corta de los telómeros que mide TESLA o la longitud de los telómeros por célula que proporcionan los métodos basados en citometría de flujo15. Otra limitación del análisis de TRF utilizando las enzimas utilizadas aquí es una sobreestimación de la longitud de los telómeros, ya que estas enzimas no tienen un sitio de restricción en las regiones subteloméricas15.
Sin embargo, a pesar de las limitaciones, hay razones por las que este método todavía se considera el estándar de oro de la medición de la longitud de los telómeros. Las longitudes de los telómeros se representan con precisión en valores absolutos, en pares de kilobases (kbp).
Este método se puede utilizar para medir la longitud media de los telómeros en una variedad de tipos de células, desde líneas celulares 16,17 hasta bolitas de capa leucocitaria 18,19. Esto lo convierte en un método robusto para usar en varios tipos de estudios de investigación. También se puede utilizar en estudios epidemiológicos a gran escala, así como en estudios en los que se están desarrollando terapias basadas en células.
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Disclosures
Los autores no tienen conflictos de intereses.
Acknowledgments
Nos gustaría agradecer a la Sra. Prachi Shah por ayudarnos inicialmente con la optimización del protocolo. Nos gustaría agradecer al Dr. Manoj Garg por proporcionar la línea celular de cáncer de ovario A2780. EK cuenta con el apoyo de una subvención de investigación del Departamento de Biotecnología (No. BT / RLF / Reingreso / 06/2015), el Departamento de Ciencia y Tecnología (ECR / 2018 / 002117) y la Subvención Semilla NMIMS (IO 401405).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Line | |||
| A2780 (Ovarian adenocarcinoma cell line) | Received as a gift | ||
| Equipment | |||
| ChemiDoc XRS+ (for imaging and UV cross linking) | Biorad | Universal hood II (721BR14277) | |
| Nanodrop (Epoch 2) | Biotek | EPOCH2 | |
| Software | |||
| TeloTool | Version 1.3 | ||
| Materials | |||
| Acetic Acid | Molychem | 64-19-7 | |
| Agarose | MP | 180720 | |
| Amphotericin B | Gibco, ThermoFisher Scientific, USA | 15240062 | |
| DMEM | HyClone, Cytiva, USA | SH30243.01 | |
| Ethylenediamine tetraacetic acid | Molychem | 6381-92-6 | |
| HI FBS | Gibco, ThermoFisher Scientific, USA | 10270106 | |
| HCl | Molychem | 76-47-01-0 | |
| NaCl | Molychem | 7647-14-5 | |
| NaOH | Molychem | 1310-73-2 | |
| Nylon membrane | Sigma | 11209299001 | |
| Penicillin | Gibco, ThermoFisher Scientific, USA | 15240062 | |
| Sodium dodecyl sulfate | Affymetrix | 151-21-3 | |
| Streptomycin | Gibco, ThermoFisher Scientific, USA | 15240062 | |
| Tris | BIORAD | 77-86-1 | |
| Tris HCl | Sigma Aldrich | 1185-53-1 | |
| Whatman paper | GE healthcare lifesciences | 1001-917 | |
| Reagents | |||
| 1 kb ladder | NEB | N3232S | |
| 20x SSC | Invitrogen | 15557-036 | |
| Anti DIG AP | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Blocking solution 10x | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Cutsmart Buffer | NEB | B6004 | |
| Detection buffer 10x | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Dig easy hyb | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Digestion Buffer | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Hinf 1 | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Hinf 1 (alternative to kit) | NEB | R0155T | |
| Loading Dye | BIOLABS | N3231S | |
| Maleic acid buffer 10x | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Molecular marker | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Probe | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Rsa 1 | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Rsa 1 (alternative to kit) | NEB | R0167L | |
| Substrate | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 | |
| Wash buffer | Telo TAGGG Telomere Length Assay kit | 12209136001 |
References
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