Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

Tuina-manipulatie om ontsteking en kraakbeenverlies bij knieartroseratten te verminderen

Published: June 30, 2023 doi: 10.3791/65451
Automatic Translation
*1, *1, 1, 1, 1, 1
1Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine
* These authors contributed equally

Summary

We presenteren een protocol voor Tuina-manipulatie uitgevoerd op gips-geïmmobiliseerde geïnduceerde knieartroseratten. Op basis van de voorlopige resultaten suggereerde het dat de werkzaamheid van de methode afhankelijk was van de vermindering van ontsteking en kraakbeenverlies.

Abstract

Klinische studies suggereren dat Tuina-manipulatie effectief is bij de behandeling van knieartrose (KOA), terwijl verdere studies nodig zijn om het mechanisme ervan te ontdekken. Daarom is de manipulatie van diermodellen van knieartrose van cruciaal belang. Dit protocol biedt een standaardproces voor Tuina-manipulatie op KOA-ratten en een voorlopige verkenning van het mechanisme van Tuina voor KOA. De pers- en kneedmanipulatiemethode (een soort Tuina-manipulatie die verwijst naar het persen en kneden van het specifieke gebied van het lichaamsoppervlak) wordt toegepast op 5 acupunten rond het kniegewricht van ratten. De kracht en frequentie van de manipulatie werden gestandaardiseerd door vingerdrukregistraties en de positie van de rat tijdens manipulatie wordt in detail beschreven in het protocol. Het effect van manipulatie kan worden gemeten door pijngedragstests en microscopische bevindingen in synoviaal en kraakbeen. KOA-ratten vertoonden een significante verbetering van het pijngedrag. De synoviale weefselinfiltratie was verminderd in de Tuina-groep en de expressie van tumornecrosefactor (TNF)-α was significant lager. In vergelijking met de controlegroep was chondrocytenapoptose minder in de Tuina-groep. Deze studie biedt een gestandaardiseerd protocol voor Tuina-manipulatie op KOA-ratten en voorlopig bewijs dat de therapeutische effecten van Tuina verband kunnen houden met het verminderen van synoviale ontsteking en vertraagde chondrocytenapoptose.

Introduction

Knieartrose (KOA) is een degeneratieve ziekte die zich voornamelijk manifesteert in gewrichtspijn. Fibrose, kraken, ulceratie en verlies van gewrichtskraakbeen zijn de belangrijkste oorzaken van deze ziekte1. KOA heeft een hoge prevalentie en kan resulteren in een diepgaande impact op het dagelijks leven van patiënten, waardoor in ernstige gevallen invaliditeit ontstaat. Onder mensen van 45-84 jaar neemt de prevalentie van KOA toe met de leeftijd en de prevalentie onder mensen van 85 jaar en ouder is 15%, met een overwicht bij vrouwen 2,3. Bovendien kan KOA een ernstige economische last met zich meebrengen voor zowel het individu als de samenleving. Een enquête toonde aan dat de directe kosten van de gezondheidszorg op KOA per hoofd van de bevolking opliepen tot $ 8.858 ± $ 5.120 per jaar4. Met de vergrijzing van de samenleving is KOA een wereldwijd gezondheidsprobleem en een groot maatschappelijk probleem geworden, evenals een actueel onderwerp voor wetenschappelijk onderzoek.

Evidence-based studies hebben de effectiviteit van Tuina-manipulatie bij de behandeling van KOA5 aangetoond. Tuina-manipulatie kan pijn verlichten en disfunctie verbeteren bij KOA-patiënten, waarvan het mechanisme verband houdt met ontstekingsremmende effecten 6,7. Geleerden ontdekten dat Tuina-manipulatie effectief de expressie van ontstekingsfactoren interleukine (IL) -β en 5-hydroxytryptamine remde en de degeneratie van gewrichtskraakbeen in een konijn KOA model8 vertraagde. Het suggereerde dat Tuina de bloedcirculatie en het metabolisme op de laesieplaats kon bevorderen, wat hielp bij het verwijderen van ontstekingsfactoren zoals IL-1, IL-6 en tumornecrosefactor (TNF) -α, waardoor de klinische symptomen van KOA9 werden verlicht. Bovendien kan de passieve beweging van het gewricht door Tuina-manipulatie de penetratie en diffusie van synoviale vloeistof in het gewrichtskraakbeen bevorderen en het metabolisme van weefselvoedingsstoffen verbeteren10. Andere studies suggereerden dat Tuina-manipulatie de biomechanische indexen bij KOA-patiënten effectief kan verbeteren11. Manipulaties toegepast op zachte weefsels kunnen de stressverdeling over ledematen verbeteren en de balansfunctie verbeteren12,13. Tegelijkertijd kan met sommige gewrichtsaanpassingsmanipulaties ook de uitlijning van de onderste ledematen worden aangepast om abnormale gangen te corrigeren14,15.

Het werkingsmechanisme van Tuina-manipulatie bij de behandeling van KOA moet nog worden onderzocht en daarom is een experimentele studie noodzakelijk. De sleutel tot de toepassing van Tuina bij proefdieren is de standaardisatie van modellerings-, dierfixatie- en interventiemethoden16. De modelleringsmethode bepaalt of het proefdier de kenmerken van de ziekte kan vertonen. Ondertussen kunnen geschikte fixatiemethoden de interventie van de Tuina-manipulatie vergemakkelijken en het effect van Tuina beter weerspiegelen. De standaardisatie van interventiemethoden is het moeilijkste deel van Tuina-manipulatie. In 2010 vermeldde het basissysteem van Chinese acupunctuurstandaarden de acupunctuurpuntnormen voor proefdieren, die de mogelijkheid bieden voor acupunctuur en Tuina-operaties in dierproeven17. Er zijn echter nog steeds problemen bij het standaardiseren van Tuina-manipulatie. Er zijn meerdere soorten Tuina-manipulatie18. De keuze van de specifieke manipulatie hangt voornamelijk af van de te behandelen ziekte en de therapeutische theorieën die de uitvoerder verkiest. In de studie van Tuina voor KOA is meer aandacht besteed aan de puntdrukkende manipulatie (het indrukken van de specifieke acupunten met de duim of elleboog), Yizhichan duwende manipulatie (een duwende manipulatie door met de duim te wiebelen) en pers- en kneedmanipulatie (wat verwijst naar het drukken en kneden van het specifieke gebied van het lichaamsoppervlak met de vinger of handpalm)19. Pers- en kneedmanipulatie is een van de meest gebruikte Tuina-manipulaties, die persen en kneden combineert om het onderhuidse weefsel te verplaatsen20. Pers- en kneedmanipulatie toegepast op acupunten kan de bloedcirculatie bevorderen en pijn verlichten en vertegenwoordigt het therapeutische effect van Tuina op KOA19.

In dit protocol zal de werking van pers- en kneedmanipulatie op KOA-ratten in detail worden beschreven, inclusief geselecteerde acupunten, intensiteit en frequentie van de manipulatie en de lichaamspositie van de rat, om een referentie te bieden voor toekomstig onderzoek.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Deze studie is geslaagd voor de dierethische beoordeling uitgevoerd door de experimentele dierethische commissie van het Yueyang-ziekenhuis van geïntegreerde traditionele Chinese en westerse geneeskunde verbonden aan de Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (YYLAC-2022-166).

1. Voorbereiding en groepering van proefdieren

  1. Voorbereiding van dieren
    1. Grootbrengen in totaal 10 gezonde SPF SD vrouwelijke ratten van 200-220 g bij kamertemperatuur (18-21 °C), vochtigheid 40% -50%, 12 uur: 12 uur circadiane ritmewisselingen. Pijngerelateerde dierproeven uitvoeren in strikte overeenstemming met de relevante bepalingen van dierethische richtlijnen en richtlijnen.
  2. Groepering van dieren
    1. Verdeel de ratten willekeurig in de Tuina-groep en de controlegroep. Behandel ratten van de Tuina-groep met pers- en kneedmanipulatie gedurende 21 dagen na het modelleren. Zet ratten van de controlegroep in dezelfde Tuina-kamer en plaats ze tegelijkertijd in een zwarte stoffen zak terwijl de Tuina-groep een behandeling ondergaat.

2. Modellering van dieren

  1. Het dier verdoven
    1. Gebruik isofluraan voor gasanesthesie. Plaats de rat in de inductiebox met een inductieconcentratie van 3%. Wiebel de doos na het neerleggen van de rat en bevestig de verdoving wanneer de rat omrolt zonder te proberen terug te keren naar de buikligging.
    2. Verwijder de rat uit de inductiedoos en bevestig zijn neus in het verdovingsmasker. Stel de isofluraanconcentratie in op 2% om de anesthesie te behouden. Bevestig de verdoving wanneer de rat niet reageert bij het knijpen van zijn poten. Breng oogzalf aan op de ratten om uitdroging te voorkomen wanneer ratten worden verdoofd, omdat de oogleden niet kunnen worden gesloten.
  2. Modelleringsmethode21
    1. Gebruik een scheermachine om het haar van de rechterachterpoot te verwijderen. Plaats een medisch wattenschijfje tussen de rechterenkel en het heupgewricht van de rat. Bevestig het rechter kniegewricht op 180° extensie met 5-6 lagen nat gipsverband gelijkmatig. Spiraalwikkel het gipsverband vanaf de enkel en bedek 1/3 van het vorige. Gebruik een föhn om de pleister te drogen en uit te harden.
    2. Externe wikkel de pleister met basismateriaal van de kunstgebit nadat het gipsverband droogt en uithardt om de pleister te fixeren en te voorkomen dat deze knaagt.
    3. Meng de basismaterialen van het kunstgebit om het plakkerig te maken en hecht het mengsel aan de buitenkant van de pleister (het mengsel mag de rand van het verband niet overschrijden, figuur 1). Nadat het mengsel hard is geworden, schakelt u het anesthesieapparaat uit en wacht u tot het dier op natuurlijke wijze wakker wordt. Houd toezicht op de ratten om anesthesie-ongelukken te voorkomen voordat de ratten wakker worden.
    4. Bevestig de pleister op de juiste achterpoot van de rat, omdat een strakke fixatie de bloedcirculatie beperkt, terwijl een losse fixatie de neiging heeft om af te vallen. Observeer de bloedcirculatie in de terminale ledemaat. Als zwelling van de terminale extremiteit of een paarse teint wordt gedetecteerd, snijd dan onmiddellijk een deel van de pleister af om de bloedsomloop te helpen herstellen. Maak de pleister opnieuw als deze is gebroken en de extensie van de onderste ledematen niet kan behouden.
    5. Verwijder de pleister na 3 weken continue immobilisatie. Gebruik een chirurgische schaar om het basismateriaal van de prothese buiten en het gipsverband af te knippen. Spoel de onderste ledemaat van de rat af met zoutoplossing en droog deze af met gaas. Als er lokale huidlaesies zijn, steriliseer dan met jodophor.
  3. Modelverificatie22
    1. Verificatie op basis van röntgenstraling
      1. Voer 1 dag na het einde van de modellering een röntgenonderzoek van de rechterknie uit. Maak anteroposterieure röntgenfoto's in rugligging met heupflexie bij 30°, knie-extensie bij 0° en heupabductie bij 15°. Houd de patella direct voor de knie en plaats de radiatorbuis op 110 mm van het kniegewricht.
      2. Maak laterale röntgenfoto's in de rechter laterale decubituspositie met rechterheupflexie bij 30° en rechterknie-extensie bij 0°. Maak de heupflexie van de linkerledemaat op 70° en knieflexie op 45° en plaats de radiatorbuis op 110 mm afstand van het kniegewricht. Stel de detectieparameters in als blootstellingsspanning 50 kV, stroom 250 mA, blootstellingsdosis 32 mAs en blootstellingstijd 128 ms.
      3. Vergelijk met de röntgenfoto van normale ratten, controleer of de gemodelleerde röntgenfoto van de knie smallere gewrichtsruimte laat zien met osteofytenhyperplasie aan de rand.
    2. Osteoarthritis Research Society International (OARSI) score23
      1. Plaats de rat in de euthanasiebox en perfuseer CO2 met een snelheid van 30% -70% kooivolume per minuut. Stop met het perfuseren van CO2 nadat is vastgesteld dat de rat onbeweeglijk is, niet ademt en dat de pupil verwijd is. Observeer nog eens 2 minuten om de dood te bevestigen.
        OPMERKING: Cervicale dislocatie kan worden uitgevoerd na op CO2 gebaseerde euthanasie als een secundaire vorm om de dood te bevestigen. Bevestig de rat op de tafel en pak zijn staart met één hand vast. Druk met de duim en wijsvinger van de andere hand op de kop van de rat. Bevestig de dood bij het horen van het geluid van een barst en de rat verliest tegelijkertijd beweging en hartslag.
      2. Bevestig de rat in rugligging met een spuitnaald op een schuimplaat met de rechter achterpoot gebogen in abductie en externe rotatie. Knijp de huid rond het kniegewricht dicht met een chirurgische schaar. Stel de spieren rond het kniegewricht bloot door de huid te snijden en vervolgens de onderhuidse fascia te snijden.
      3. Knip de dijbeen- en scheenbeendiafyse af met een botschaar en verwijder het rechter kniegewricht. Verwijder voorzichtig de extra zachte weefsels, zoals spieren en ligamenten, buiten het gewricht.
      4. Bevestig de verbinding in 4% paraformaldehyde gedurende 24-48 uur bij 4 °C. Ontkalk het gewricht gedurende 3 dagen in 10% mierenzuuroplossing totdat het botweefsel gemakkelijk met een naald kan worden geprikt.
      5. Plaats en trim het ontkalkte weefsel in de zuurkast en breng het over naar een uitdrogingsbox in de uitdrogingsmachine. Voeg 75% ethanol toe gedurende 4 uur, dan 90% ethanol gedurende 2 uur, gevolgd door 95% ethanol gedurende 1 uur, absolute ethanol gedurende 30 minuten, nog een ronde verse absolute ethanol gedurende 30 minuten, alcoholbenzeen gedurende 5-10 minuten, xyleen gedurende 5-10 minuten, nog een ronde verse xyleen gedurende 5-10 minuten, was gedurende 1 uur, nog een ronde verse was gedurende 1 uur, en laatste ronde verse was gedurende 1 uur voor uitdroging en transparante wasonderdompeling.
      6. Plaats vervolgens het weefsel in de machine voor inbedding. Snijd het wasblok in plakjes was van 4 μm nadat de paraffine is uitgehard en druk het plakje plat in warm water. Leg de plak op een glazen glaasje en droog. Bewaar het bij kamertemperatuur.
      7. Observeer het kraakbeenmonster en scoor het volgens de beoordeling van de artrose kraakbeenhistopathologiegraad (tabel 1)23. Als de score van ratten na modellering significant hoger is dan die van de normale ratten, was modellering succesvol.

Tabel 1. OA kraakbeen histopathologie graad beoordeling. Graad is diepteprogressie in kraakbeen. Totaalscore = Grade x Staging. 0 voor normale gewrichten, 24 voor ernstige artritis. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Figure 1
Figuur 1. Ratten geïmmobiliseerd in gips. Nadat de ratten waren verdoofd, werden hun rechter onderste ledematen omwikkeld met gipsverbanden, gefixeerd in de hyperextended positie en bedekt met een laag kunstgebitbasismaterialen buiten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

3. Tuina manipulatie

  1. Toepassingsgebied
    1. Selecteer in totaal 5 acupunten op de rechterachterpoot van ratten, waaronder ST34, ST35, SP10, EX-LE4 en BL40 (figuur 2). Lokaliseer de acupunten volgens de principes van acupuntpositionering in 24.
  2. Positie voor toepassing
    1. Knip een zwarte doek in een zak van 9 cm x 15 cm met één zijopening en span de opening aan met een touw. Voor de Tuina-manipulatie trek je voorzichtig aan de staart van de rat om hem in de zak te laten graven en zijn achterpoten buiten de zak bloot te leggen.
    2. Gebruik één hand om de rat in buikligging te houden, waarbij hij zijn staart en achterpoot vasthoudt, terwijl de andere hand druk- en kneedmanipulatie toepast op een specifiek acupunt (figuur 3).
  3. Tuina manipulatie
    1. Bedien pers- en kneedmanipulatie op de 5 acupunten op de rechterachterpoot gedurende elk 2 minuten. Plaats de duim van de performer op het geselecteerde acupunctuurpunt om ritmisch te drukken en te kneden, waarbij de huid en het onderhuidse weefsel in een cirkelvormige beweging samen worden gedreven.
    2. Gebruik vingerdrukregistraties (eenheden in Newton) om een consistente intensiteit en frequentie van de manipulatie te garanderen. Houd de intensiteit tussen 3-5 N en de frequentie op 2 Hz (figuur 4). Breng de manipulatie eenmaal per dag gedurende 21 dagen aan.

Figure 2
Figuur 2. Acupunten positie. SP10 bevindt zich 5 mm boven het binnenste kniegewricht bij ratten. ST34 bevindt zich 5 mm boven het buitenste kniegewricht bij ratten. EX-LE4 bevindt zich in de mediale zijde van het knieband, bij ratten. ST35 bevindt zich in de laterale kant van het knieband, bij ratten. BL40 bevindt zich in het midden van de dwarse popliteale streep. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3. Tuina manipulatie toegepast op ratten. De ratten werden in een zwarte zak gehouden met hun achterpoten bloot. De performer hield de staart van de rat vast met de linkerhand terwijl de rechterhand de manipulatie uitvoerde. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 4
Figuur 4. Vingerdruk opnames. Een apparaat dat de kracht en frequentie van vingerdruk registreert, wordt gebruikt voor realtime feedback over de intensiteit en frequentie in het proces van Tuina-manipulatie. (A) Druksensor en transmissieapparatuur. (B) Opname van vingerdruk. (C) De kracht die wordt geregistreerd tijdens Tuina-manipulatie. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

4. Pijngedragstests

  1. Test pijngedrag voor en na het modelleren, en op 1 dag na (D1), 7 dagen na (D7), 14 dagen na (D14) en 21 dagen na (D21) de Tuina-manipulatie, inclusief mechanische ontwenningsdrempel en pootontwenningslatentietests.
  2. Mechanische opnamedrempel (MWT)
    1. Plaats de ratten in een transparante cabine van 20 cm x 10 cm x 20 cm van gehard glas op een 40 cm hoog podium dat bestaat uit een draadrooster met een opening van 10 mm x 10 mm. Houd de kamertemperatuur op 23 °C ± 2 °C.
    2. Plaats de ratten ten minste 2 uur per dag in het gedragslaboratorium tijdens de gedragstestfase om interferentie met de testresultaten te voorkomen als gevolg van het gebrek aan aanpassing van de dieren aan de omgeving aan het begin van de formele test. Plaats de ratten 30 minuten voor aanvang van de formele test in het gedragslaboratorium om hun aanpassing aan de omgeving te vergemakkelijken en afleidende factoren te verminderen.
    3. Gebruik elektronische Von Frey-vezels om de MWT te meten. Stimuleer de rat met de vezel in het midden van zijn voet en trek de vezel terug wanneer de rat duidelijke bewegingen vertoont, zoals het optillen van het been en vermijden. De machine kan op dit moment automatisch de maximale drukwaarde (N) registreren.
    4. Start de volgende stimulatie bij dezelfde rat minstens 15 s na de huidige stimulatie. Niet meer dan 5 s tijdens elke stimulatie om sensibilisatie voor tactiele stimuli in de poten van ratten te voorkomen. Herhaal de test 5x totdat het verschil tussen de drie opeenvolgende metingen onbeduidend is (binnen 10 N).
    5. Verwijder de waarden met grote verschillen (de maximum- en de minimumwaarden) en neem het gemiddelde van de resterende drie waarden als de mechanische opnamedrempel.
  3. Paw withdrawal latency (PWL)
    1. Plaats de ratten in een klein compartiment van transparant gehard glas met een afmeting van 20 cm x 10 cm x 20 cm. Bedek de bovenkant van het compartiment met een transparante glazen afdekking met ventilatiegaten. Houd de temperatuur van de transparante glasplaat op 28-30 °C, waarop het compartiment wordt geplaatst.
    2. Laat de ratten minstens 30 minuten in deze omgeving rusten om te acclimatiseren voor het begin van elke formele test. Als ratten in het compartiment plassen of poepen, reinig het dan op tijd met absorberend papier om te voorkomen dat de daaropvolgende warmteoverdracht van lichtstraling wordt beïnvloed.
    3. Richt de schijnwerper op het midden van de voet van de rat en druk op de Start-knop . Druk op de stopknop wanneer de rat duidelijk gedrag vertoont, zoals het terugtrekken van de voet of het likken van de poot en noteer de tijd op dit punt. De bestralingstijd van de spot mag niet langer zijn dan 20 s om schade aan de huid van de rat te voorkomen.
    4. Voer de volgende bestraling uit op dezelfde rat na ten minste 10 minuten om sensibilisatie te voorkomen. Meet 5x op elke rat.
    5. Verwijder de waarden met grote verschillen (de maximale en de minimale waarde). Neem het gemiddelde van de resterende waarden als de PWL.

5. Monstervoorbereiding

  1. Voer euthanasie uit op de muis zoals beschreven in 2.3.2.1.
  2. Synoviaal membraanpreparaat
    1. Bevestig de rat in rugligging met een spuitnaald op een schuimplaat met de rechter achterpoot gebogen in de abductie en externe rotatie. Knijp de huid rond het kniegewricht met een chirurgische schaar en leg de spieren rond het kniegewricht van ratten bloot door de huid te knippen en vervolgens de onderhuidse fascia te knippen.
    2. Neem het patella-ligament als oriëntatiepunt om de spiergroepen boven het patella-ligament te strippen. Snijd het uiteinde van het patella-ligament (bij de tibiale tuberositeit) zorgvuldig in en vind het synoviale membraan wanneer het ligament van onderaf naar boven wordt geknepen.
    3. Knip het synoviale weefsel voorzichtig af met een oogheelkundige schaar en was het bloed en de synoviale vloeistof af met een voorgekoelde zoutoplossing. Bevestig het synoviale membraan in 4% paraformaldehyde gedurende ten minste 48 uur na het absorberen van water van het weefseloppervlak met schoon gaas.
    4. Bereid het monster voor zoals in de stappen 2.3.2.5- 2.3.2.6. Voer scores uit zoals in stap 2.3.2.7.
  3. Hematoxyline en eosine kleuring uitvoeren
    1. Dewax tot water met xyleen gedurende 20 minuten, vervang door een andere ronde vers xyleen gedurende 20 minuten, gevolgd door behandeling met watervrije ethanol gedurende 5 minuten, vervang door een andere ronde verse watervrije ethanol gedurende 5 minuten, voeg vervolgens 90% ethanol per volume toe gedurende 5 min, 80% ethanol per volume gedurende 5 min, 70% ethanol per volume gedurende 5 minuten, en ten slotte gedestilleerd water gedurende 5 minuten.
    2. Dompel de dia gedurende 3-8 minuten onder in hematoxyline-kleuringsoplossing. Verwijder de dia en spoel de vlek af met gedestilleerd water. Verplaats het gedurende bijna 30 s in de differentiatievloeistof (1% zoutzuuralcohol), zodat de dia vervaagt tot lichtblauw. Spoel het af met gedestilleerd water en plaats het gedurende 1-3 minuten in een eosinekleuringsoplossing.
    3. Droog de dia gedurende 5 minuten uit met 95% ethanolvolumefractie, vervang deze gedurende 5 minuten door nog een ronde verse 95% ethanol, gevolgd door watervrije ethanol gedurende 5 minuten, vervang deze gedurende 5 minuten door een nieuwe ronde verse watervrije ethanol.
    4. Maak de dia transparant door 5 minuten xyleen toe te voegen, vervang deze gedurende 5 minuten door een ander rondje vers xyleen en sluit het vervolgens af met neutrale hars.
  4. Terminal-deoxynucleotidyltransferase-gemedieerde nick end labeling (TUNEL) op kraakbeen
    1. Droog het kraakbeenmonster uit in watervrije ethanol, 90% ethanol, 85% ethanol en 75% ethanol totdat de hydratatie van de was is voltooid. Laat 5 minuten weken in PBS. Voeg 3% H2 O2 druppelsgewijs toe gedurende 10 min.
    2. Voeg druppelsgewijs proteïnase K-werkoplossing toe en verteer gedurende 10 minuten bij 37 °C. Voeg 20 μL etiketteringsbuffer per plak toe om het vochtig te houden en schud overtollige vloeistof af na het bereiden van de werkoplossing. Voeg 20 μL werkoplossing toe aan elke dia en incubeer gedurende 2 uur bij 37 °C in een natte doos.
    3. Voeg druppelsgewijs 50 μL van de sluitingsoplossing toe en sluit gedurende 30 minuten. Voeg vervolgens druppelsgewijs 50 μL verdund gebiotinyleerd anti-digoxineantilichaam (1:100 verdunning) toe en incubeer bij 37 °C gedurende 2 uur in een natte doos. Voeg druppelsgewijs 10 μL SABC-antilichaamverdunningsmiddel (1:100 verdunning) toe en incubeer bij 37 °C gedurende 2 uur in een natte doos.
    4. Voeg DAB-kleurontwikkelingsoplossing (50 μL elk van reagentia A, B en C in 1000 μL gedestilleerd water) druppelsgewijs gedurende 10-15 minuten toe. De kleurontwikkeling wordt voltooid wanneer deze bruingeel korrelig is.
    5. Opnieuw beitsen met hematoxyline gedurende 3 s. Na gradiëntuitdroging en transparante behandeling, droog bij kamertemperatuur en sluit de glijbaan zorgvuldig af met neutrale gom. Let op om te voorkomen dat er bubbels en overlopende lijm achterblijven.
  5. Immunohistochemische analyse van IL-1β en TNF-α
    1. Dewax de glaasjes routinematig in xyleen en hydrateer ze in gradiëntalcohol. Inactiveer het endogene peroxidase in de secties met 3% H2 O2. Plaats de schuifhouder in een citraatbuffer van 95 °C (pH 6,0) en incubeer gedurende meer dan 20 minuten in een waterbad boven 95 °C. Haal de incubatiebox eruit en laat deze minstens 20 minuten op kamertemperatuur staan.
    2. Incubeer 5% normaal geitenserum met PBS gedurende 10 minuten bij 37 °C en schud overtollig vocht af. Voeg druppelsgewijs 150 μL antilichaam I toe en laat 1 uur bij 37 °C staan en bewaar het vervolgens een nacht bij 4 °C. De volgende dag opnieuw opwarmen bij 37 °C gedurende 45 min.
    3. Was 3x met PBS gedurende 5 min elk. Bedek het weefsel op de dia met 3% BSA en sluit het gedurende 30 minuten af bij 37 °C. Voeg druppelsgewijs 150 μL antilichaam II toe en laat 1 uur op kamertemperatuur staan. Was 3x met PBS gedurende 5 minuten elk en voeg 150 ml DAB-kleurontwikkelingsvloeistof druppelsgewijs toe. Observeer de mate van kleuring onder de microscoop totdat het monster bruingeel wordt, zelfs met het blote oog.
    4. Spoel onmiddellijk af met PBS gedurende 10 minuten. Beits opnieuw met hematoxyline, droog uit in gradiëntalcohol, maak dia's transparant in xyleen en sluit af met neutrale gom.
  6. Statistische analyse
    1. Immunohistochemisch gekleurde secties met positieve expressie van het geassocieerde eiwit zijn geel of bruingeel. Scoor de intensiteit van positieve expressie door Image J-software voor elke groep immunohistochemische secties en gebruik de evaluatiecriteria van gemiddelde optische dichtheid (AOD), berekend door IOD gedeeld door gebied.
    2. Gebruik analysesoftware voor statistische analyse. Gebruik t-test als de gegevens overeenkwamen met de normale verdeling en chi-kwadraat en gebruik een niet-parametrische test als ze niet overeenkwamen met de normale verdeling. Analyseer herhaalde meetgegevens door gegeneraliseerde schattingsvergelijkingen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Pijngedragstesten
De MWT-resultaten toonden aan dat de MWT van de rechter achterpoot na modellering significant lager was dan voorheen (p<0,05). Vergeleken met de controlegroep was de MWT van ratten significant verhoogd na Tuina (p<0,05; Figuur 5 en tabel 2).

Figure 5
Figuur 5. Resultaten van de mechanische onttrekkingsdrempeltest (Equation 1, Newton). Er waren elk 5 ratten in de Tuina-groep en de controlegroep. De MWT van de ratten op verschillende tijdstippen is weergegeven in de figuur. Na de modellering nam de MWT van de ratten aanzienlijk af, wat suggereert dat de pijn van de ratten verergerde en het KOA-model met succes werd voorbereid. Vervolgens verbeterde de MWT geleidelijk, wat pijnverlichting suggereert. De gegeneraliseerde schattingsvergelijking werd gebruikt voor statistische berekening. Het verschil in MWT tussen de Tuina-groep en de controlegroep was statistisch significant op dag 21 in vergelijking met dat na modellering. De vergelijking tussen de twee groepen was statistisch significant bij D7, D14 en D21, *p<0,05. Bovendien hebben ratten in de Tuina-groep een hogere MWT dan die in de controlegroep. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 2. Mechanische ontwenningsdrempel ( Equation 1, N). Vergelijking voor en na het modelleren, #p<0.05. Vergelijking tussen Tuina-groep en controlegroep, *p<0,05. Klik hier om deze tabel te downloaden.

De PWL-resultaten toonden aan dat de PWL van de rechter achterpoot na modellering significant korter was dan voorheen (p<0,05). Vergeleken met de controlegroep was de MWT van ratten significant verlengd na Tuina (p<0,001; Figuur 6 en tabel 3).

Figure 6
Figuur 6. Resultaten van de paw withdrawal latency test (Equation 1, second). Er waren elk 5 ratten in de Tuina-groep en de controlegroep. De PWL van de ratten op verschillende tijdstippen wordt weergegeven in de figuur. Na de modellering nam de PWL van de ratten aanzienlijk af, wat suggereert dat de pijn van de ratten verergerde en het KOA-model met succes werd voorbereid. Aanvankelijk was de verbetering van PWT in de Tuina-groep langzamer dan die in de controlegroep. Na D7 verbeterden ratten in de Tuina-groep snel en overtroffen ze de controlegroep bij D21. De gegeneraliseerde schattingsvergelijking werd gebruikt voor statistische berekening. Het verschil in MWT tussen de Tuina-groep en de controlegroep was statistisch significant op dag 21 in vergelijking met dat na modellering. De vergelijking tussen de twee groepen was statistisch significant bij D7, D14 en D21, ***p<0,001. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Tabel 3. Paw Withdrawal Latency (Equation 1, s). Vergelijking voor en na het modelleren, #p<0.05. Vergelijking tussen de Tuina-groep en de controlegroep, ***p<0,001. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Histomorfologische assay
Bij analyse van het synoviale membraan in de controlegroep werden infiltratie van ontstekingscellen en fibreuze weefselhyperplasie gezien in synoviaal weefsel. De synoviale cellen waren ongeorganiseerd en er werd een kleine hoeveelheid capillaire hyperplasie gezien rond het synoviale weefsel (figuur 7).

Figure 7
Figuur 7. Microscopische observatie van het synoviale weefsel. (A) Synoviaal weefsel in de controlegroep. De ongeorganiseerde rangschikking van synoviale cellen is te zien in de figuur. De prolifererende vaten zijn gemarkeerd met rode pijlen en ontstekingscellen zijn gemarkeerd met zwarte pijlen. (B) Synoviaal weefsel in Tuina-groep. Synoviale cellen waren netjes gerangschikt. Ontstekingscellen worden voornamelijk aan de randen verdeeld in plaats van naar binnen te infiltreren. De prolifererende vaten zijn gemarkeerd met rode pijlen en ontstekingscellen zijn gemarkeerd met zwarte pijlen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

In de Tuina-groep waren synoviale cellen netjes gerangschikt, met een kleine hoeveelheid inflammatoire celinfiltratie, vezelige weefselhyperplasie en een kleine hoeveelheid capillaire hyperplasie zichtbaar aan de weefselranden.

Bij analyse van het kraakbeen werd gezien dat het TUNEL-kleuringspositieve gebied in de Tuina-groep significant kleiner was dan dat in de controlegroep, wat aangeeft dat er minder apoptotische chondrocyten in de Tuina-groep waren (figuur 8).

Figure 8
Figuur 8. TUNEL kleuring van het kraakbeen. A) Kraakbeen in de controlegroep. Het rode deel van de figuur is het positieve gebied van TUNEL-kleuring. (B) Kraakbeen in de Tuina-groep. Het rode deel van de figuur is het positieve gebied van TUNEL-kleuring. Het positieve gebied in de Tuina-groep is significant kleiner dan dat in de controlegroep. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Immunohistochemie
Voor TNF-α was er een significant verschil in synoviale TNF-α-expressie tussen de twee groepen, en de expressie in de Tuina-groep was significant lager dan die in de controlegroep (tabel 4).

Tabel 4. TNF-α expressie in synovium (Equation 1, *10-2). Twee onafhankelijke steekproef t-test werd gebruikt voor statistische analyse, * p < 0,05. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Voor IL-1β was er geen significant verschil in de hoeveelheid synoviale IL-1β-expressie tussen de twee groepen, zoals gemeten door de statistieken van afbeelding J. De gemiddelde waarde van de Tuina-groep was echter subtiel lager, wat wijst op minder expressie (tabel 5).

Tabel 5. IL-β expressie in Synovium (Equation 1, *10-2). Twee onafhankelijke steekproef t-test werd gebruikt voor statistische analyse. Klik hier om deze tabel te downloaden.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Deze studie biedt een protocol voor Tuina-manipulatie op KOA-ratten. Door middel van pijngedragstests en histomorfologische bevindingen suggereerde het dat een dergelijke reeks Tuina-manipulatie toegepast op KOA-ratten synoviale ontsteking en kraakbeenapoptose zou kunnen verminderen, wat een referentie zou kunnen zijn van Tuina-manipulatie op diermodellen van KOA.

Er zijn verschillende kritieke procedures tijdens het protocol. Ten eerste is het belangrijk om een geschikte methode te kiezen voor het induceren van het KOA-model. Er zijn verschillende methoden om het KOA-model te induceren, waaronder gewrichtsholte-injectie25, intra-articulaire chirurgie 26,27, gewrichtsremmethode28,29, enz. Omdat KOA-modellen geïnduceerd door invasieve methoden wonden in de buurt van de gewrichten zouden achterlaten, wat het effect van Tuina-manipulatie kan verstoren, kozen we voor de niet-invasieve methode van gewrichtsimmobilisatie. De gewrichtsimmobilisatiemethode kan worden onderverdeeld in hyperextensie en hyperflexiefixatie. Shang et al. vergeleken de effecten van deze twee fixatiemethoden en vonden dat er weinig verschil was in het effect van kraakbeenapoptose23. Hun proefpersonen waren echter konijnen, die groter zijn en relatief gemakkelijk te repareren in vergelijking met ratten. Vaste pleister in een flexiepositie heeft meer kans om af te vallen onder knagende ratten. Daarom kozen we voor de immobilisatiemethode van hyperextensiefixatie om KOA te induceren. We verwezen naar He et al. en gebruikten het gipsverband met een tongdepressor als fixatiemiddel30. Het knaagvermogen van ratten was echter sterker dan verwacht en het apparaat kon niet als fixatie dienen. Later vonden we een soort basismateriaal voor een kunstgebit, dat een vormbare maar harde schaal aan de buitenkant van het gips kan vormen en de slijtage van het fixatieapparaat door ratten die knagen effectief kan verminderen. Een strakke fixatie zou de bloedcirculatie van de onderste ledematen beïnvloeden, terwijl een te losse fixatie gemakkelijk zou kunnen afvallen. Daarom moet de circulatie van de onderste ledematen van de ratten dagelijks worden waargenomen tijdens de 3 weken van modellering. De fixatie moet worden vrijgegeven wanneer de onderste ledematen gezwollen en paarsachtig worden. Installeer de fixatie opnieuw wanneer deze los zit en de ratten kunnen hun knieën buigen. Tijdens deze studie werden de ratten niet beperkt in het socialiseren tijdens het modelleren, maar het bleek dat ze elkaars fixatie kauwden om elkaar te helpen los te komen. Misschien had het isoleren van de ratten geresulteerd in een betere modellering. Isolatie kan echter bijdragen aan de depressie en het stereotiepe gedrag van de ratten.

Wij zijn van mening dat het belangrijkste punt van Tuina-manipulatie is om de consistentie van de intensiteit en frequentie te behouden. Eerder onderzoek concludeerde dat de optimale intensiteit voor dierlijke Tuina 80% van de maximaal toelaatbare intensiteit zou moeten zijn31. Op dit punt moeten de ratten tekenen vertonen van het ontvangen van mechanische stimulatie, maar zonder tekenen van pijn of terugtrekking van de poot. We hebben de maximaal toelaatbare intensiteit van ratten getest, die ongeveer 5-8 N is. Dus stellen we de duwintensiteit in op 3-5 N, wat kan leiden tot een betere werkzaamheid. De frequentie van de manipulatie is 2 Hz, volgens het leerboek van Tuina. Eerdere studies hebben geen standaardisatie voor Tuina-manipulatie vastgesteld en de intensiteit en frequentie kunnen variëren na het bedienen van verschillende acupunten en het veranderen van de linker- en rechterhand tijdens het experiment, wat de nauwkeurigheid van de resultaten kan beïnvloeden. De vingerdrukregistraties die in dit experiment worden gebruikt, bieden real-time observatie van de intensiteit en frequentie van de manipulatie tijdens het experiment, waardoor de consistentie van de manipulatie behouden blijft. Sommige geleerden gebruiken machines om Tuina-manipulatie te simuleren en toe te passen op dieren, wat het voordeel heeft van standaardisatie van de manipulatie32.

Voor de selectie van acupunten verwezen we naar de studie van Wang en Liu en kozen vijf acupunten rond het kniegewricht om manipulatie te vergemakkelijken33,34. We kozen voor de gips-geïmmobiliseerde methode om KOA te induceren, die meestal eindigt met spieratrofie en gewrichtsstijfheid35. ST34 en ST35 behoren tot de voet Yangming maagmeridiaan die van cruciaal belang is bij de behandeling van atrofie (meestal gemanifesteerd als zwakte en spieratrofie) in de traditionele Chinese geneeskunde theorie en heeft een goed aanpassingsvermogen voor KOA geïnduceerd door de gips-geïmmobiliseerde methode. EX-LE4 is een veel voorkomend acupunt voor de klinische behandeling van KOA, meestal gebruikt in combinatie met ST35. Tan et al. vonden dat acupunctuur en moxibustie op ST35, ST36 en EX-LE4 de expressie van ontstekingsfactoren in het synoviale membraankonden verminderen 36. SP10 en BL40 zijn de kernacupunten van de klinische Tuina-behandeling voor KOA 37,38 en SP10 wordt het meest gebruikt in Tuina-voorschriften voor KOA39.

Een moeilijk onderdeel van Tuina-manipulatie is de fixatie van ratten. Ratten kunnen worstelen of manipulatie vermijden, wat de moeilijkheid van het uitvoeren van het experiment verhoogt. Hoewel startonderbrekers ratten kunnen immobiliseren en hun achterpoten kunnen blootleggen, beperkt de ontwikkeling van KOA de flexie en extensie van de achterpoten. Daarom kan het bezinken van ratten met startonderbrekers leiden tot pijn en onvolledige blootstelling van de achterpoten, wat tuina-manipulatie kan beïnvloeden. We hebben een stoffen zak met één uitgang ontworpen op basis van de voorkeur van de rat voor donkere omgevingen en zijn neiging om te graven. Sluit de stoffen zak wanneer de rat binnenkomt, dat wil zeggen dat het hoofd en de voorpoten zich in de zak bevinden en de achterpoten buiten worden blootgesteld. Deze methode kan de strijd van ratten effectief verminderen en ze stil houden tijdens Tuina.

De resultaten van het pre-experiment suggereren dat Tuina-manipulatie de ontstekingsreactie van synoviaal weefsel kan verminderen en de apoptose van chondrocyten kan verminderen, waardoor het fungeert als een behandeling voor KOA. Er zijn echter meer studies nodig om dit te verifiëren.

Er zijn verschillende tekortkomingen van dit protocol. Ten eerste maakt de kleine omvang van ratten het moeilijk om de acupunten precies te lokaliseren. De vingers van de operator zijn te groot in vergelijking met de acupunten op ratten, wat het effect van Tuina-manipulatie kan beïnvloeden. We hadden overwogen om een rubberdeeltje van ongeveer 2 mm in diameter op de vingertop toe te voegen om de nauwkeurigheid van stimulerende acupunten te vergroten. Maar de deeltjes kunnen leiden tot een hogere drukintensiteit en de moeilijkheid om de consistentie te beheersen vergroten. Bovendien was de kans groter dat de vingerdrukopnamen werden beschadigd, dus we hebben niet voor deze methode gekozen. Ten tweede negeerde onze studie de verandering van ontstekingsfactoren in de synoviale vloeistof en chondrocytenapoptose, wat de geloofwaardigheid van de studie kan verzwakken. We zullen het onderzoek op dit gebied in de toekomst intensiveren. Ten derde is pers- en kneedmanipulatie een van de Tuina-manipulaties en kan het de effecten van Tuina bij de behandeling van KOA niet omvatten. Andere Tuina-manipulaties die bij dieren zijn geïmplementeerd, moeten verder worden onderzocht, waaronder manipulaties van gewrichtsbewegingen en wrijfmanipulatie. Bovendien zou positieve controle de effectiviteit van de manipulatie beter aantonen, maar het was niet ontworpen in deze studie, en we zullen dit toevoegen in een vervolgstudie.

Over het algemeen biedt deze studie een gestandaardiseerd protocol voor Tuina-manipulatie op KOA-ratten en de effectiviteit van de manipulatie is geverifieerd door pijngedragstests en microscopische bevindingen. Het voorlopige protocol bewijst dat de therapeutische effecten van Tuina verband kunnen houden met het verminderen van synoviale ontsteking en vertraagde chondrocytenapoptose. Meer onderzoek is nodig om het mechanisme van Tuina voor KOA te verkennen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs verklaren dat ze geen tegenstrijdige belangen hebben.

Acknowledgments

Dit werk werd ondersteund door Shanghai Critical Clinical Specialties Construction Project (Grant Number: Shslczdzk04001); het zeilprogramma van de Shanghai Science and Technology Commission (subsidienummer: 22YF1444300); Projecten binnen het budget van Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (Grant Number: 2021LK091).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
absolute ethanol Supelco PHR1070 For making specimen
ALMEMO admeasuring apparatus ahlborn 2450-1 For Mechanical Withdrawal Threshold test
Anti-Digoxin antibody Sigma-Aldrich SAB4200669 For HE stain IHC or TUNEL
Anti-IL-1 beta abcam ab283818 For HE stain IHC or TUNEL
DAB Substrate kit Solarbio DA1010 For HE stain IHC or TUNEL
Denture base materials Shanghai New Century 20000356 For model making
eosin bioswamp  PAB180016  For HE stain IHC or TUNEL
Finger pressure recordings Suzhou Changxian Optoelectronic Technology CX1003w For Tuina manipulation
formic acid solution Sigma-Aldrich 695076 For decalcification
H2O2 Sigma-Aldrich 386790-M For HE stain IHC or TUNEL
hematoxylin bioswamp  PAB180015 For HE stain IHC or TUNEL
Isoflurane Shanghai Yuyan Scientific Instrument Company S10010533 For gas anesthesia
neutral resins bioswamp  PAB180017 For HE stain IHC or TUNEL
Paraformaldehyde Fix Solution Sigma-Aldrich 100496 For histology
PBS Sigma-Aldrich P3813 For HE stain IHC or TUNEL
Plantar Test Apparatus IITC Life Science / For Paw Withdrawal Latency test
plaster of Paris bandage WANDE 20150023 For model making
Proteinase K Sigma-Aldrich 124568 For HE stain IHC or TUNEL
TNF Alpha Monoclonal antibody Proteintech 60291-1-Ig For HE stain IHC or TUNEL
TUNEL  Servicebio GDP1042 For HE stain IHC or TUNEL
Wax Sigma-Aldrich 327204 For making specimen
xylene Shanghai Sinopharm Group 100092 For making specimen

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Joint Surgery Group of Chinese Orthopaedic Association, Chinese Association of Orthopaedic Surgeons, National Clinical Research Center for Geriatric Diseases, Chinese Journal of Orthopaedics. Chinese Osteoarthritis Treatment Guidelines (2021 Edition). Chinese Journal of Orthopaedics. 41 (18), 24 (2021).
  2. David, S., et al. Epidemiology of knee osteoarthritis in general practice: a registry-based study. BMJ Open. 10 (1), 031734 (2020).
  3. Callahan, L. F., Cleveland, R. J., Allen, K. D., Golightly, Y. Racial/Ethnic, Socioeconomic, and Geographic Disparities in the Epidemiology of Knee and Hip Osteoarthritis. Rheumatic Disease Clinics of North America. 47 (1), 1-20 (2021).
  4. Wang, K., Dong, X., Lin, J. H. Investigation of Medical Costs of Disease In Patients With Osteoarthritis of the Knee Joint. National Medical Journal of China. 97 (1), 4 (2017).
  5. Perlman, A., et al. Efficacy and Safety of Massage for Osteoarthritis of the Knee: a Randomized Clinical Trial. Journal of General Internal Medicine. 34 (3), 379-386 (2019).
  6. Xing, H., et al. Therapeutic massage for knee osteoarthritis: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Acupuncture and Tuina Science. 19 (5), 354-363 (2021).
  7. Seo, B. R., et al. Skeletal muscle regeneration with robotic actuation-mediated clearance of neutrophils. Science translational medicine. 13 (614), (2021).
  8. Wu, J. H., Zhang, C., Dong, S. J., Yin, H. Effects of Massage with #34;Relaxing Tendons" Technique on the Interleukin-1B and 5-hydroxytryptamine Levels in the Joint Fluid of a Rabbit Knee Osteoarthritis Model. Chinese General Practice. 21 (6), 688-693 (2018).
  9. Luo, R. The effects of IL-1B,IL-6,IL-13,IL-26,TNF-a by patellar manipulations on rabbit knee osteoarthritis model. Guangxi University of Traditional Chinese Medicine. , (2017).
  10. Qiu, F., Li, C., Wu, X., Liu, Y., Zhang, X. Effect of Massage on the Function of Foot-Yangming Meridian-Muscle in Patients with Knee Osteoarthritis. Acta Chinese Medicine. 36 (3), 649-655 (2021).
  11. Yang, B., Li, S. Research Progress of Massage in Improving Biomechanical Indexes of Knee Osteoarthritis. Acta Chinese Medicine. 37 (12), 2571-2576 (2022).
  12. Li, C., Qiu, F., Ding, J., Hu, G., Zhang, X. Curative Observation of Retaining of Heated Needle at Trigger Points Combined with Manipulation for Muscles along Meridians in Treating Knee Osteoarthritis. Journal of Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine. 37 (11), 2157-2162 (2020).
  13. Ding, X., Zhang, X., Hou, Y., Zhao, Z., Ye, X. Effect of massage manipulation on joint stiffness of knee osteoarthritis patients based on "spine-pelvis-knee" holistic diagnosis and treatment pattern. Shanghai Journal of Traditional Chinese Medicine. 55 (08), 54-57 (2021).
  14. Fu, Y., Gong, L., Li, Y. The clinical studies of Rolling combined with Pulling Manipulation on Early and Middle-term. Jilin Journal of Chinese Medicine. 40 (07), 958-962 (2020).
  15. Jiang, J., Hu, X., Tang, R., Qiu, F., Huang, L. Change of lower limb force line in treating knee osteoarthritis with manipulation. Journal of Changchun University of Chinese Medicine. 34 (01), 129-132 (2018).
  16. Liang, Y., et al. Some issues on animal experiments standardization of acupuncture and moxibustion. Lishizhen Medicine and Materia Medica Research. 25 (09), 2299-2300 (2014).
  17. Guo, Y., Liu, Y., Liu, Q., Chen, Z., Zhao, X. Basic System of Chinese Acupuncture Standard. Chinese Acupuncture & Moxibustion. 31 (6), 549-550 (2011).
  18. YAN, X., Yan, J. Study on the Standardization of Classification of Tuina Manipulation. Acta Chinese Medicine. 32 (5), 875-878 (2017).
  19. Aikebaier, G., Lu, X., Liu, J., Liu, l, Wang, S. Analysis on Manipulation and Acupoint Selection Laws of Massage for Treatment of Knee Osteoarthritis Based on Data Mining Technology. Chinese Journal of Information on Traditional Chinese Medicine. 29 (5), 23-29 (2022).
  20. Gong, L., Wuquan, S., Zhang, H., Chen, Z. Research of Yan Juntao's Academic Experiences of Differential Treatment and Manipulation for Treating of Knee Osteoarthritis. Chinese Journal of Traditional Medical Traumatology & Orthopedics. 24 (7), 16-19 (2016).
  21. Qian, J., Xing, X., Liang, J. Two Methods to Establish Rat Model of Osteoarthritis of the Knee. Research and Exploration in Laboratory. 33 (11), 23-27 (2014).
  22. Liu, J., et al. Experimental study of a modified Videman method for replicating knee osteoarthritis on rabbit. Rehabilitation Medicine. 30 (03), 212-219 (2020).
  23. Moskowitz, R. W. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 1-2 (2005).
  24. Shen, M., Li, Z., Shen, J. Preliminary Exploration of Experiment Teaching on Experiment Acupuncture Science. Chinese Medicine Modern Distance Education of China. 7 (02), 130-131 (2009).
  25. Jeong, J., et al. Anti-osteoarthritic effects of ChondroT in a rat model of collagenase-induced osteoarthritis. BMC complementary and alternative medicine. 18 (1), 131 (2018).
  26. Hulth, A., Lindberg, L., Telhag, H. Experimental osteoarthritis in rabbits. Preliminary report. Acta orthopaedica Scandinavica. 41 (5), 522-530 (1970).
  27. Tawonsawatruk, T., Sriwatananukulkit, O., Himakhun, W., Hemstapat, W. Comparison of pain behaviour and osteoarthritis progression between anterior cruciate ligament transection and osteochondral injury in rat models. Bone & Joint Research. 7 (3), 244-251 (2018).
  28. Zhou, Q., et al. Cartilage matrix changes in contralateral mobile knees in a rabbit model of osteoarthritis induced by immobilization. BMC musculoskeletal disorders. 16, 224 (2015).
  29. Zeng, J., et al. Establishment and identification of experimental rabbit model of knee osteoarthritis. Chinese Journal of Clinical Research. 29 (5), 679-682 (2016).
  30. Shang, P., et al. Comparison with two kind osteoarthritis animal models reduced by plaster immobilization in extend excessive position and bend excessive position respectively. Orthopaedic Biomechanics Materials and Clinical Study. (1), 11-14 (2006).
  31. He, Y., et al. Evaluation of the effect of improved cast immobilization method on rabbit knee osteoarthritis model. Chinese Imaging Journal of Integrated Traditional and Western Medicine. 18 (2), 198-219 (2020).
  32. Pengfei, S., et al. Possible mechanism underlying analgesic effect of Tuina in rats may involve piezo mechanosensitive channels within dorsal root ganglia axon. Journal of Traditional Chinese Medicine. 38 (6), 834-841 (2018).
  33. Wang, Y. Mechanisms of Massage Mediating Chondrocyte Apoptosis in Knee Osteoarthritis Through Piezo 1/JAK2 Signaling Pathway. Shandong University of Traditional Chinese Medicine. , (2019).
  34. Liu, J. Effect of Massage on TLR4/MyD88 Signal Transduction Pathway in Rat Knee Osteoarthritis Model. Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine. , (2019).
  35. Yu, S., Zhou, J., Pang, X. Advances in induced animal models of knee osteoarthritis. Journal of Guangxi University of Chinese Medicine. 25 (5), 50-55 (2022).
  36. Tan, Q., et al. Acupuncture combined with moxibustion regulates the expression of circadian clock protein in the synovium of rats with osteoarthritis. Chinese Journal of Tissue Engineering Research. 26 (11), 1714-1719 (2022).
  37. Zhang, Z., et al. A Review of Massage Therapy for Knee Osteoarthritis. Henan Traditional Chinese Medicine. 39 (1), 146-149 (2019).
  38. Gong, L., Sun, W., Zhang, H., Chen, Z. Research of Yan Juntao's Academic Experiences of Differential Treatment and Manipulation for Treating of Knee Osteoarthritis. Chinese Journal of Traditional Medical Traumatology & Orthopedics. 24 (7), 16-19 (2016).
  39. Chen, C., Zhang, H. Research on the rules of acupoint selection for the treatment of knee osteoarthritis with massage based on data mining. Hainan Medical Journal. 29 (18), 2617-2619 (2018).

Tags

Geneeskunde Nummer 196
Tuina-manipulatie om ontsteking en kraakbeenverlies bij knieartroseratten te verminderen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Su, X., Song, P., Meng, F., Xu, W.,… More

Su, X., Song, P., Meng, F., Xu, W., Xing, H., Zhang, H. Tuina Manipulation to Reduce Inflammation and Cartilage Loss in Knee Osteoarthritis Rats. J. Vis. Exp. (196), e65451, doi:10.3791/65451 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter