Summary
Nous présentons une méthode de montage d’une valve aortique porcine sur un duplicateur d’impulsions afin de tester ses propriétés hydrodynamiques. Cette méthode peut être utilisée pour déterminer le changement de l’hydrodynamique après l’application d’une procédure expérimentale ou d’un nouveau dispositif médical avant son utilisation dans un modèle animal de grande taille.
Abstract
Les options pour tester de nouvelles procédures cardiaques et de nouveaux dispositifs médicaux d’investigation avant leur utilisation dans un modèle animal sont limitées. Dans cette étude, nous présentons une méthode de montage d’une valve aortique porcine dans un duplicateur d’impulsions afin d’évaluer ses propriétés hydrodynamiques. Ces propriétés peuvent ensuite être évaluées avant et après l’exécution de la procédure à l’étude et/ou l’application du dispositif médical d’investigation. La fixation du segment d’entrée présente une certaine difficulté en raison de l’absence de myocarde circonférentiel dans la voie d’écoulement ventriculaire gauche. Cette méthode résout ce problème en fixant le segment d’entrée à l’aide du feuillet antérieur de la valve mitrale, puis en suturant la paroi libre ventriculaire gauche autour de l’appareil d’entrée. Le segment d’écoulement est sécurisé simplement en insérant le dispositif dans une incision dans la face supérieure de l’arc aortique. Nous avons constaté que les spécimens avaient des propriétés hydrodynamiques significativement différentes avant et après la fixation tissulaire. Cette découverte nous a incités à utiliser des échantillons frais dans nos tests et devrait être prise en compte lors de l’utilisation de cette méthode. Dans notre travail, nous avons utilisé cette méthode pour tester de nouveaux matériaux de patchs intracardiaques à utiliser en position valvulaire en effectuant une procédure de néocuspidisation de la valve aortique (procédure d’Ozaki) sur les valves aortiques porcines montées. Ces vannes ont été testées avant et après la procédure afin d’évaluer le changement des propriétés hydrodynamiques par rapport à la vanne native. Nous présentons ici une plate-forme d’essais hydrodynamiques de procédures expérimentales de valve aortique qui permet la comparaison avec la valve native et entre différents dispositifs et techniques utilisés pour la procédure à l’étude.
Introduction
La valvulopathie aortique représente un fardeau important pour la santé publique, en particulier la sténose aortique, qui touche 9 millions de personnes dans le monde1. Les stratégies pour traiter cette maladie sont en cours d’évolution et comprennent la réparation de la valve aortique et le remplacement de la valve aortique. Dans la population pédiatrique en particulier, il existe une incitation importante à réparer plutôt qu’à remplacer la valve, car les prothèses actuellement disponibles sont sujettes à la dégénérescence valvulaire structurelle (SVD) et ne sont pas tolérantes à la croissance, nécessitant une réintervention pour un remplacement au fur et à mesure que le patient grandit. Même la procédure de Ross, qui consiste à remplacer la valve aortique (AV) malade par la valve pulmonaire native (PV), nécessite une prothèse ou un greffon en position pulmonaire qui est également sujet à la SVD et à une tolérance de croissance souvent limitée2. De nouvelles approches de la valvulopathie aortique sont en cours de développement, et il est nécessaire de les tester dans un contexte biologiquement pertinent avant de les appliquer dans un grand modèle animal.
Nous avons mis au point une méthode de test d’un VA porcin qui peut fournir des informations sur la fonction de la valve avant et après une procédure expérimentale ou l’application d’un nouveau dispositif médical. En montant l’AV porcin sur une machine à duplication d’impulsions disponible dans le commerce, nous sommes en mesure de comparer les caractéristiques hydrodynamiques couramment utilisées dans l’étude et, finalement, l’approbation des prothèses valvulaires, y compris la fraction de régurgitation (RF), la surface effective de l’orifice (EOA) et la différence de pression positive moyenne (PPD)3,4. L’intervention peut ensuite être affinée dans un contexte biologiquement pertinent avant d’être utilisée dans un grand modèle animal, limitant ainsi le nombre d’animaux nécessaires à la production d’une procédure ou d’une prothèse pouvant être utilisée chez l’homme. Les cœurs utilisés pour cette expérience peuvent être obtenus à partir de l’abattoir local ou de déchets de tissus provenant d’autres expériences, il n’est donc pas nécessaire de sacrifier un animal uniquement pour les besoins de cette expérience.
Dans le cadre de notre travail, nous avons utilisé cette méthode pour développer un nouveau matériau de patch pour la réparation et le remplacement des valves. Nous avons testé la fonction hydrodynamique d’une variété de matériaux de patch en effectuant une procédure de néocuspidisation de la valve aortique (procédure d’Ozaki 5,6,7) sur des AV porcins et en les testant dans le duplicateur d’impulsions avant et après la procédure. Cela nous a permis d’affiner le matériau en fonction de ses performances hydrodynamiques. Ainsi, cette méthode fournit une plate-forme pour les essais hydrodynamiques de procédures expérimentales et de nouveaux dispositifs médicaux destinés à être utilisés sur l’AV avant d’être appliqués dans un modèle animal de grande taille.
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Protocol
Toutes les recherches ont été effectuées conformément aux directives institutionnelles pour les soins aux animaux.
1. Considérations et préparatifs de l’expérience
- Utilisez un duplicateur d’impulsions () approprié pour la simulation du débit cardiaque via l’AV. Le DP devra être en mesure d’accueillir du matériel biologique et d’être nettoyé.
- Utilisez les paramètres de DP appropriés pour tester l’AV : volume de déplacement de 70 mL et 70 battements par minute (débit cardiaque de 5 L/min), 35 % du cycle cardiaque en systole, gradient de pression transvalvulaire moyen de 100 mmHg, gradient de pression maximale de 120 et gradient de pression minimale de 80.
- Utilisez une solution saline normale à température ambiante (0,9 % de NaCl) comme milieu fluide.
- Localisez ou créez (à l’aide de l’impression 3D ou d’une méthode similaire) des dispositifs appropriés pour le montage de l’AV porcin pour les tests sur le.
- Utilisez des appareils calqués sur les appareils fournis avec le duplicateur d’impulsions avec les spécifications suivantes : assurez-vous que le diamètre intérieur de l’appareil est similaire au diamètre de l’AV étudié, que la longueur de l’accessoire est d’au moins 2 cm et que la largeur d’accessoire utilisable est d’au moins 4 cm (Figure 1).
- Utilisez des joints toriques en caoutchouc comme joints aux extrémités des luminaires.
- Prélever un échantillon de cœur après une cardiectomie (Figure 2A).
- Utilisez des échantillons cardiaques porcins provenant de l’abattoir ou des déchets de tissus provenant d’animaux qui sont par ailleurs en bonne santé et qui n’ont fait l’objet d’aucun protocole expérimental susceptible d’affecter leur cœur.
- Prélever un échantillon après une cardectomie ou effectuer une cardiectomie post-mortem, y compris la section de la veine cave supérieure, de la veine cave inférieure, de l’artère pulmonaire principale (AP), de toutes les veines pulmonaires et de l’aorte à la face distale de l’arc aortique.
REMARQUE : Des échantillons frais, moins de 6 h post-mortem ou conservés dans une solution saline stérile avec une solution antibiotique à 1 % (pénicilline et streptomycine) dans un réfrigérateur à 4 °C pendant un maximum de 7 jours, doivent être utilisés pour cette expérience. Les tissus fixés dans le formol ou le glutaraldéhyde produiront des résultats hydrodynamiques altérés en raison d’une rigidité accrue.
Figure 1 : Fixations personnalisées imprimées en 3D pour le montage des valves aortiques porcines sur le duplicateur d’impulsions. Comme indiqué dans le protocole, la longueur de l’accessoire doit être d’au moins 2 cm et la largeur utile de l’accessoire doit être d’au moins 4 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
2. Résection des structures du côté droit
- Disséquer l’AP de l’aorte à l’aide de ciseaux de Metzenbaum jusqu’à ce que le tissu ventriculaire soit visible (Figure 2B).
- Disséquer et ligaturer avec de la soie lie les deux artères coronaires à leur origine à partir des sinus aortiques, en prenant soin de ne pas rétrécir les sinus.
- Transectez les artères coronaires distales aux liens de soie.
- Inciser le ventricule droit (RV) entre l’aorte et l’AP à la base de la valve pulmonaire à l’aide de ciseaux de Metzenbaum (Figure 2C).
- En commençant par l’avant, continuez l’incision sur le pourtour le long du septum interventriculaire pour enlever la paroi libre du RV (Figure 2D, E).
- Continuez l’incision vers l’arrière à travers l’anneau de la valve tricuspide le long du septum interauriculaire pour enlever tout le tissu auriculaire droit (Figure 2F).
Figure 2 : Échantillon de cardectomie et résection des structures du côté droit. (A) Échantillon de cardectomie. (B) Artère pulmonaire principale disséquée de l’aorte jusqu’à ce que le tissu ventriculaire soit visible. (C) Inciser le ventricule droit (RV) à la base de la valve pulmonaire. (D) Continuer l’incision le long du septum interventriculaire vers l’avant. (E) Enlever la paroi libre de RV en continuant l’incision sur le pourtour le long du septum interventriculaire. (F) Spécimen dont les structures du côté droit ont été enlevées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
3. Préparation de la voie d’écoulement ventriculaire gauche (LVOT) pour la canulation avec le dispositif
- Inciser l’oreillette gauche (LA) à travers l’ostium de la veine pulmonaire droite parallèle à l’aorte à l’aide de ciseaux de Metzenbaum (Figure 3A).
REMARQUE : Bien qu’il existe une variabilité limitée, l’anatomie de la veine pulmonaire porcine se termine généralement par deux ostia de la veine pulmonaire entrant dans le LA8. - Continuez l’incision vers la commissure antérolatérale de la valve mitrale (MV), en laissant une manchette d’au moins 3 mm de tissu auriculaire du côté de l’aorte.
- Couper l’excès de tissu LA en maintenant la coiffe de 3 mm de tissu auriculaire sur l’aorte et l’anneau MV sur le pourtour (Figure 3B).
- Prolongez l’incision sur le ventricule gauche (VG) à travers la commissure antérolatérale de la MV, en prenant soin de préserver le muscle papillaire antérolatéral (Figure 3C).
- Diviser les cordes tendineuses du muscle papillaire antérolatéral vers le feuillet postérieur MV, en préservant les attaches au feuillet antérieur MV.
- Continuez l’incision jusqu’à l’apex du cœur.
- Coupez l’excès de tissu VG sous les muscles papillaires, en préservant les deux muscles papillaires (Figure 3D).
Figure 3 : Préparation de la voie d’écoulement ventriculaire gauche pour la canulation à l’aide du duplicateur d’impulsions. (A) Inciser l’oreillette gauche (LA) à travers l’ostium de la veine pulmonaire droite. (B) Excès de tissu LA coupé, en maintenant une coiffe d’au moins 3 mm de tissu auriculaire sur l’aorte et en maintenant l’anneau de la valve mitrale sur la circonférence. (C) Extension de l’incision sur le ventricule gauche (VG) à travers la commissure antérolatérale de la valve mitrale. (D) Enlever l’excès de tissu VG sous les muscles papillaires. Les ciseaux sont visibles dans le coin supérieur droit de l’image. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
4. Préparation de l’aorte pour la canulation avec le dispositif
- Retirez tout excès de tissu lymphatique, conjonctif ou pulmonaire de l’aorte (Figure 4A).
- Inciser la face supérieure de l’arc aortique de l’aorte descendante à l’artère sous-clavière gauche à l’aide de ciseaux de Metzenbaum (Figure 4B).
- Poursuivre l’incision sur la face supérieure de l’arc aortique de l’artère sous-clavière gauche jusqu’au tronc brachiocéphale (Figure 4C, D).
REMARQUE : Les branches de l’arc aortique porcin de distal à proximal comprennent l’artère sous-clavière gauche et le tronc brachiocéphale, qui donne naissance à l’artère sous-clavière droite, à l’artère carotide droite et à l’artère carotide gauche9.
Figure 4 : Préparation de l’aorte pour la canulation à l’aide du duplicateur d’impulsions. (A) Arc aortique avec l’excès de tissu enlevé. Remarquez les deux vaisseaux de l’arc dans l’arc aortique porcin, le tronc brachiocéphale et l’artère sous-clavière gauche. (B) Début de l’incision le long de la face supérieure de l’arc aortique de l’aorte descendante à l’artère sous-clavière gauche. (C) Continuer l’incision le long de la face supérieure de l’arc aortique de l’artère sous-clavière gauche jusqu’au tronc brachiocéphale. (D) Incision de l’arc aortique terminée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
5. Canulation du LVOT avec le luminaire
- Testez le positionnement de l’appareil dans le LVOT et coupez l’excès de tissu VG.
- Insérez le luminaire dans le LVOT sous le feuillet antérieur du MV.
- Enroulez le mur sans BT autour du luminaire.
- Coupez l’excès de tissu LV pour maintenir un enveloppement serré autour du luminaire.
- Enlever la moitié de l’épaisseur de la paroi libre du VG en commençant par le septum interventriculaire, en maintenant au moins 1 cm d’épicarde au bord libre pour maintenir l’intégrité de la ligne de suture (Figure 5A).
- Coupez 1 cm de tissu dans le coin supérieur de l’enveloppe murale sans LV (Figure 5A).
- Positionnez le luminaire dans le LVOT avec le trou de fixation de la tige de support à 1 cm derrière l’incision LV (Figure 5B).
- Veillez à ne pas insérer le luminaire trop loin dans le LVOT afin qu’il dilate l’anneau AV.
- Fixez le feuillet antérieur du MV au luminaire à l’aide d’un ou deux colliers de serrage de 6 pouces positionnés entre les cordes tendineuses du feuillet (figure 5C).
- Suturez la paroi libre BT autour de l’appareil (Figure 5D).
- Commencez par suturer la manchette du tissu LA de l’aorte à l’anneau MV à l’aide d’une simple suture courante avec une aiguille à pointe conique.
- Continuer la maille courante sur le LV sans déchirer le tissu LV.
Figure 5 : Canulation de la voie d’écoulement ventriculaire gauche à l’aide du duplicateur d’impulsions. (A) Réduction de la moitié de l’épaisseur de la paroi libre du VG avec 1 cm d’épicarde maintenu au bord libre. La ligne pointillée indique la zone de 1 cm à enlever de l’angle supérieur de l’enveloppe murale sans BT. (B) Trou de fixation de la tige de support positionné à 1 cm derrière l’incision de paroi libre BT. (C) Attache zippée fixant le feuillet antérieur du MV à la fixation proximale. (D) Mur sans BT suturé autour de l’appareil. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
6. Canulation de l’aorte avec fixation et préparation finale pour le test
- Mesurez le diamètre de l’AV à l’aide de dilatateurs Hegar pour faciliter l’interprétation des résultats des tests de DP.
- Identifiez la position neutre de l’aorte en soulevant l’échantillon de la table en saisissant l’aorte (Figure 6A).
- Insérez le luminaire dans l’aorte, en prenant soin d’aligner les trous de fixation de la tige en position neutre de l’aorte.
- Vérifiez la longueur de l’éprouvette en insérant les tiges de support.
- Fixez le dispositif à l’aorte à l’aide d’un ou deux colliers de serrage de 6 pouces (Figure 6B).
- Fixez le LVOT autour du luminaire à l’aide d’un ou deux colliers de serrage de 8 pouces.
- Fixez les tiges de support en place à l’aide des vis fournies avec le jeu.
- Placez l’échantillon dans et commencez le test (Figure 6C, vidéo 1 et vidéo 2).
- Suturez les fuites au besoin.
Figure 6 : Canulation de l’aorte et test dans le duplicateur d’impulsions. (A) Soulever l’échantillon de la table par l’aorte pour identifier la position neutre de l’aorte. (B) Fixation distale fixée dans l’aorte à l’aide de colliers de serrage. (C) Éprouvette montée dans le duplicateur d’impulsions pour les essais hydrodynamiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
7. Effectuer une procédure expérimentale
REMARQUE : Effectuez des procédures expérimentales telles que la procédure d’Ozaki décrite précédemment 5,6,7 et répétez les tests de DP.
- Si le tissu s’est desséché pendant l’intervention, serrez les colliers de serrage et renforcez la ligne de suture au besoin.
8. Entreposage à long terme de l’échantillon (si désiré)
- Placer l’échantillon dans le formol à 10 % pendant 168 h (1 semaine)10,11.
- Après la fixation des tissus, lavez l’échantillon avec de l’eau déminéralisée et placez-le dans de l’éthanol à 70 % pour un stockage à long terme.
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Representative Results
Les données représentatives recueillies à partir du duplicateur d’impulsions comprennent la fraction de régurgitation (RF), la surface effective de l’orifice (EOA) et la différence de pression positive moyenne (PPD). Les RF et EOA, en particulier, sont utilisés dans les normes ISO pour les valves prothétiques (ISO 5840) et seront importants à collecter si des produits valvulaires prothétiques sont à l’étude. Le PPD offre des informations sur la pression nécessaire pour ouvrir la valve et est couramment référencé lorsqu’il s’agit de discuter du remplacement de la valve prothétique 3,4. Le duplicateur d’impulsions HDTi-6000 (BDC Laboratories, Wheat Ridge, CO) utilisé dans cette expérience peut collecter d’autres valeurs si vous le souhaitez, y compris le volume de fermeture, le volume de fuite, le volume total de régurgitant, le volume total d’écoulement direct, la durée systolique, la différence de pression positive maximale et le débit direct moyen.
Les valeurs des essais hydrodynamiques (RF, EOA et PPD) de la valve aortique native (n = 20) dans une expérience correctement réalisée sont indiquées dans le tableau 1. Les valeurs obtenues se situent dans la plage normale pour les mesures valvulaires aortiques, y compris une RF moyenne de 5,74 %12 et un indice valvulaire aortique moyen prédit de 1,08 cm2/m2 (calculé en prédisant la surface corporelle en fonction du diamètre aortique moyen et en divisant la zone d’occurrence moyenne par cette valeur)13,14.
Lorsque l’échantillon est fixé dans du formol à 10 % ou du glutaraldéhyde à 0,6 %, les tissus entourant la valve deviennent rigides et il est difficile de redresser adéquatement l’échantillon pour l’analyse. Toute courbe ou courbure est accentuée et l’anneau de la valve peut être déformé de sorte que le RF est faussement élevé en raison d’une mauvaise coaptation des feuillets. Par exemple, les valeurs RF pour deux échantillons fixes qui présentaient des courbures irréductibles qui déformaient l’anneau étaient de 27,73 % et 67,30 %. Même lorsque l’échantillon est suffisamment droit pour être testé, la rigidité du tissu entourant la valve produit une PPD faussement élevée, une diminution des RF et une diminution de l’EOA. Il n’y a pas de différence significative entre la fixation dans le formol ou le glutaraldéhyde. Ces problèmes doivent être pris en compte si l’on utilise des tissus fixes avec ce modèle expérimental, et suggèrent que les échantillons frais sont plus représentatifs de la fonction valvulaire in vivo . Le tableau 2 présente des valeurs représentatives avant et après fixation tissulaire dans des échantillons fixes qui pourraient être montés de manière non pliée.
Le RF peut être faussement élevé par une fuite de l’échantillon, en particulier une fuite proximale de la valve. Il faut s’attendre à des fuites et, en règle générale, toute fuite qui se présente avec un flux continu (par opposition à un égouttement) est importante sur le plan hydrodynamique. Les fuites de la ligne de suture peuvent être traitées à l’aide d’une suture de renforcement (une autre suture courante ou un point en huit). En général, lors de l’utilisation de ce modèle, les aiguilles de coupe ne doivent pas être utilisées car il y aura des fuites des trous de suture. Les fuites des sites d’insertion des luminaires peuvent être résolues en serrant les colliers de serrage existants ou en en ajoutant d’autres. Dans un cas représentatif, le serrage d’un collier de serrage pour remédier aux fuites a entraîné une diminution des RF de 13,7 % à 9,5 %. Il faut veiller à ne pas trop serrer les colliers de serrage du côté de l’entrée, car cela peut entraîner une diminution injustifiée de l’EOA et une PPD faussement élevée. Dans un cas représentatif, le desserrage d’un collier de serrage trop serré a entraîné une augmentation de l’EOA de 0,98 cm2 à 1,08 cm2 et une diminution de la PPD de 20,2 mmHg à 18,0 mmHg. Les colliers de serrage doivent être suffisamment lâches pour que le tissu ventriculaire à proximité de la valve reste souple, et les fuites n’ont pas nécessairement besoin d’être complètement éliminées, mais simplement ralenties jusqu’à un état d’égouttement auquel elles n’affecteront pas les mesures hydrodynamiques.
Une fois que la vanne native a été testée, la procédure à l’étude peut alors être effectuée pour déterminer le changement de la fonction hydrodynamique. Dans notre travail, nous avons étudié l’effet de l’utilisation de différents matériaux de patch en position valvulaire en remplaçant les feuillets par la procédure d’Ozaki 5,6,7. En remplaçant les notices par différents matériaux expérimentaux, nous avons pu évaluer la fonction de divers matériaux pour la réparation et le remplacement des valves aortiques. Les valeurs obtenues après la procédure d’Ozaki à l’aide du matériau du patch témoin (péricarde autologue fixé dans du glutaraldéhyde 0,6 %) ont produit un changement par rapport à la valve de base qui est compatible avec le remplacement valvulaire à l’aide d’une prothèse valvulaire de taille appropriée (RF < 10 %, PPD < 20 mmHg, variation de l’EOA < diminution de 0,3 cm2 par rapport à la ligne de base)4. Les valeurs représentatives obtenues après avoir effectué la procédure d’Ozaki avec le matériau du patch témoin sont données dans le tableau 3.
Vidéo 1 : Fonctionnement de la valve aortique enregistré à l’aide de la caméra interne sur le duplicateur d’impulsions. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
Vidéo 2 : Vue latérale de la valve aortique testée sur le duplicateur d’impulsions. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.
| Échantillon | Diamètre (mm) | RF (%) | EOA (cm 2) | PPD (mmHg) |
| P1 (en anglais seulement) | 20 | 4.90 | 1.20 | 7.50 |
| P2 (en anglais seulement) | 18 | 6.50 | 1.08 | 8.00 |
| P3 (en anglais seulement) | 17 | 3.40 | 1.25 | 13.80 |
| P4 (en anglais seulement) | 21 | 8.87 | 1.55 | 13.60 |
| P5 (en anglais seulement) | 19 | 5.93 | 1.46 | 14.73 |
| P6 (en anglais seulement) | 19 | 4.30 | 1.47 | 14.53 |
| P7 (en anglais seulement) | 17 | 3.33 | 1.30 | 16.53 |
| P8 (en anglais seulement) | 18 | 5.47 | 1.23 | 15.50 |
| P10 (en anglais seulement) | 18 | 3.17 | 1.28 | 13.43 |
| P11 (en anglais seulement) | 16 | 4.03 | 1.04 | 16.70 |
| P12 (en anglais seulement) | 17 | 4.17 | 1.33 | 11.33 |
| P13 (en anglais seulement) | 17 | 6.90 | 1.37 | 9.97 |
| P14 (en anglais seulement) | 15 | 5.67 | 1.22 | 11.57 |
| P15 (en anglais seulement) | 14 | 8.33 | 1.23 | 11.80 |
| P16 (en anglais seulement) | 16 | 6.10 | 1.29 | 10.33 |
| P17 (en anglais seulement) | 17 | 5.80 | 1.40 | 8.03 |
| P18 (en anglais seulement) | 16 | 3.77 | 1.29 | 9.73 |
| P19 (en anglais seulement) | 15 | 4.53 | 1.17 | 11.40 |
| P21 (en anglais seulement) | 22 | 11.73 | 1.26 | 8.30 |
| P22 (en anglais seulement) | 17 | 7.83 | 1.17 | 9.27 |
| Méchant | 17.45 | 5.74 | 1.28 | 11.80 |
| Écart type | 2.01 | 2.18 | 0.13 | 2.92 |
Tableau 1 : Valeurs représentatives obtenues par essais hydrodynamiques dans le cadre d’une expérience correctement réalisée. Les échantillons P9 et P20 n’ont pas été inclus parce que les valves natives étaient anormales. Valeurs obtenues à partir d’un logiciel de duplication d’impulsions. RF, fraction de régurgitation ; EOA, zone efficace de l’orifice ; PPD, différence de pression positive.
| Natif (n = 6) | Fixe (n = 6) | Valeur de p | |
| RF (%) | 5,81 ± 3,10 | 2,36 ± 1,20 | 0.01 |
| EOA (cm 2) | 1,21 ± 0,08 | 0,77 ± 0,35 | 0.04 |
| PPD (mmHg) | 9,17 ± 2,42 | 23,50 ± 10,69 | 0.02 |
| Glutaraldéhyde fixe (n = 2) | Formol fixe (n = 4) | Valeur de p | |
| RF (%) | 2,52 ± 1,86 | 2,28 ± 1,11 | 0.89 |
| EOA (cm 2) | 0,81 ± 0,34 | 0,76 ± 0,40 | 0.89 |
| PPD (mmHg) | 19,33 ± 2,31 | 25,58 ± 13,09 | 0.42 |
Tableau 2 : Valeurs représentatives obtenues par essais hydrodynamiques avant et après fixation tissulaire avec du formol à 10 % ou du glutaraldéhyde à 0,6 %. Les données sont présentées sous forme de moyenne ±écart-type. Les valeurs P ont été calculées à l’aide du test t apparié (natif vs fixe) ou du test t non apparié (glutaraldéhyde vs formol). Valeurs obtenues à partir d’un logiciel de duplication d’impulsions. RF, fraction de régurgitation ; EOA, zone efficace de l’orifice ; PPD, différence de pression positive.
| Natif (n = 6) | Post-Ozaki (n = 6) | Valeur de p | |
| RF (%) | 4,51 ± 1,43 | 8,57 ± 3,25 | <0,01 |
| EOA (cm 2) | 1,26 ± 0,12 | 1,07 ± 0,05 | <0,01 |
| PPD (mmHg) | 13,91 ± 2,81 | 16,77 ± 2,31 | <0,01 |
Tableau 3 : Valeurs représentatives obtenues par essais hydrodynamiques avant et après l’exécution de la procédure d’Ozaki avec péricarde autologue fixé au glutaraldéhyde. Les données sont présentées sous forme de moyenne ±écart-type. Les valeurs P ont été calculées à l’aide du test t apparié. Valeurs obtenues à partir d’un logiciel de duplication d’impulsions. RF, fraction de régurgitation ; EOA, zone efficace de l’orifice ; PPD, différence de pression positive.
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Discussion
La méthode présentée ici fournit une plate-forme pour les essais hydrodynamiques de l’AV afin d’examiner l’effet d’une procédure expérimentale ou d’un nouveau dispositif médical. En montant la valve aortique native sur une machine à duplication d’impulsions, nous sommes en mesure de déterminer l’effet de la procédure expérimentale sur tous les paramètres hydrodynamiques utilisés dans la recherche et l’approbation de nouvelles prothèses valvulaires (ISO 5840). Cela permet d’affiner les procédures et les prothèses avant de les utiliser dans un grand modèle animal.
La fixation du segment d’entrée présente une certaine difficulté en raison de l’absence de myocarde circonférentiel dans la voie d’écoulement ventriculaire gauche. Cette méthode résout ce problème en fixant le segment d’entrée à l’aide du feuillet antérieur de la valve mitrale, puis en suturant la paroi libre ventriculaire gauche autour de l’appareil d’entrée et en appliquant des attaches zippées supplémentaires sur le brassard ventriculaire. D’autres méthodes similaires ont consisté à suturer un tube en polyéthylène téréphtalate (Dacron) au LVOT15,16 ou à fixer le dispositif d’entrée à proximité de l’anneau AV17,18. Ces méthodes courent le risque d’élever artificiellement l’EOA aux dépens de la RF en fixant l’anneau à un dispositif d’entrée relativement rigide qui est plus grand que son diamètre d’origine. De même, il est possible de réduire le diamètre par fixation à un support rigide plus petit que son diamètre natif et ainsi diminuer artificiellement le RF au détriment de l’EOA. Par conséquent, de nombreuses méthodes similaires ne rapportent pas à la fois RF et EOA 15,16,18. L’un des avantages de cette méthode est que nous sommes en mesure d’évaluer simultanément les paramètres d’ouverture et de fermeture des vannes.
Bien qu’il soit tentant d’effectuer cette expérience en utilisant des échantillons fixes pour un timing plus flexible de l’expérience, les propriétés hydrodynamiques de la vanne changent considérablement après la fixation, et le processus de montage devient beaucoup plus difficile. Le tissu entourant la valve devient très rigide lorsqu’il est fixé dans du formol à 10 % ou du glutaraldéhyde à 0,6 %, et le RF est artificiellement diminué tandis que le PPD est artificiellement augmenté et l’EOA est artificiellement diminué. La courbure naturelle de l’aorte devient également très difficile à redresser pour les tests, ce qui peut entraîner une déformation de l’anneau de sorte que, dans certains cas, la valve ne peut plus être testée. Pour cette raison, nous avons utilisé des tissus frais dans nos expériences, soit testés dans les 6 heures, soit réfrigérés à 4 °C dans une solution saline stérile et une solution antibiotique à 1 % (pénicilline et streptomycine) jusqu’à 7 jours.
Une fois que la valve native a été testée, la procédure à l’étude peut être effectuée. Dans notre travail, nous avons effectué une procédure d’Ozaki en utilisant une variété de matériaux de patch afin d’évaluer les propriétés hydrodynamiques de chacun de ces matériaux lorsqu’ils sont utilisés dans la réparation ou le remplacement de la valve aortique. Les matériaux de patch existants sont sujets à la dégénérescence avec le temps, et il existe un besoin important d’un matériau de patch durable qui peut être utilisé pour ces applications19. À titre d’exemple du type de procédure qui peut être étudié à l’aide de cette méthode, nous avons évalué l’effet hydrodynamique de la réalisation de la procédure d’Ozaki à l’aide du matériau témoin, le péricarde autologue fixé au glutaraldéhyde, et avons constaté que le changement de propriétés hydrodynamiques qui en résulte était cohérent avec le changement associé à l’implantation d’une prothèse AV de bonne taille4.
Les principales limites de cette méthode sont, comme détaillé ci-dessus, liées aux difficultés inhérentes à la sécurisation du segment d’entrée sans myocarde circonférentiel. Cette partie de la procédure doit être effectuée avec soin conformément aux spécifications de la section des résultats représentatifs ci-dessus. Comme pour toute technique d’essai hydrodynamique ex vivo de la valve aortique, les valeurs peuvent être modifiées par le processus de montage, et le résultat le plus instructif est la comparaison des caractéristiques hydrodynamiques d’une vanne avant et après l’exécution d’une procédure expérimentale. De plus, l’incapacité de tester de manière fiable les échantillons qui ont subi une fixation tissulaire limite le délai dans lequel l’expérience doit être réalisée et l’étendue de l’application possible. Les différences d’anatomie entre l’AV porcin et l’AV humain sont limitées, consistant principalement en une étagère musculaire sous la cuspide coronaire droite dans l’AV porcin, mais doivent être prises en considération dans la généralisation de ces résultats à l’anatomie humaine20,21.
Cette méthode de test de l’AV porcin sur une machine de DP peut être appliquée dans l’essai d’autres procédures d’investigation et de prothèses destinées à être utilisées sur l’AV. Les nouvelles prothèses valvulaires aortiques et les techniques de remplacement de la racine aortique, en particulier, sont adaptées. Cette méthode fournit une plate-forme sur laquelle tester et quantifier les changements hydrodynamiques induits par ces procédures et prothèses. Ainsi, il offre l’occasion de comparer et d’affiner les matériaux et les procédures dans un cadre biologiquement pertinent avant de les utiliser dans un modèle animal de grande taille.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts financier pertinent à divulguer.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier le laboratoire de la Dre Gordana Vunjak-Novakovic, y compris Julie Van Hassel, Mohamed Diane et Panpan Chen, de nous avoir permis d’utiliser les déchets de tissus cardiaques issus de leurs expériences. Ce travail a été soutenu par la Congenital Heart Defect Coalition à Butler, NJ, et les National Institutes of Health à Bethesda, MD (5T32HL007854-27).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Ultimaker | Ultimaker S5 | Used for printing custom fixtures for hydrodynamic testing |
| Crile-Wood Needle Driver | Emerald Instruments | 2.0638.15 | Used for suturing ventricle |
| Debakey Forceps | Jarit | 320-110 | Used for dissection and sample preparation (can use multiple if working with an assistant) |
| Ethanol 200 proof | Decon Labs Inc. | DSP-MD.43 | Used for fixed tissue storage |
| Formalin 10% | Epredia | 5701 | Used for tissue fixation |
| Gerald Forceps | Jarit | 285-126 | Used for dissection and sample preparation |
| Glass jars | QAPPDA | B07QCP54Z3 | Used for tissue storage |
| Glutaraldehyde 25% | Electron Microscopy Sciences | 16400 | Used for tissue fixation |
| HEPES 1 M buffer solution | Fisher | BP299-100 | Used to make glutaraldehyde 0.6% |
| Mayo Scissors | Jarit | 099-200 | Used for cutting suture |
| Metzenbaum Scissors | Jarit | 099-262 | Used for dissection and sample preparation |
| O-ring | Sterling Seal & Supply Inc. | AS568-117 | Used as a gasket on the end of the 3D printed fixtures |
| Polylactic acid resin | Ultimaker | 1609 | Used for 3D printing fixtures |
| Polyproplene suture | Covidien | VP-762-X | Used for suturing ventricle, tapered needle |
| Pulse Duplicator | BDC Laboratories | HDTi-6000 | Used for hydrodynamic testing |
| Silk ties | Covidien | S-193 | Used for ligating coronary arteries |
| Tonsil Clamp | Aesculap | BH957R | Used for coronary artery dissection |
| Zip ties (6 inch) | Advanced Cable Ties, Inc. | AL-06-18-9-C | Used for securing sample to fixtures, 157.14 mm long (6 inches), 2.5 mm wide |
| Zip ties (8 inch) | GTSE | GTSE-20025B.1000 | Used for securing sample to fixtures, 203 mm long (8 inches), 2.5 mm wide |
References
- Aluru, J. S., Barsouk, A., Saginala, K., Rawla, P., Barsouk, A.
- Herrmann, J. L., Brown, J. W. Seven decades of valved right ventricular outflow tract reconstruction: The most common heart procedure in children. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (5), 1284-1288 (2020).
- Rotman, O. M., Bianchi, M., Ghosh, R. P., Kovarovic, B., Bluestein, D. Principles of TAVR valve design, modelling, and testing. Expert Review of Medical Devices. 15 (11), 771-791 (2018).
- Pibarot, P., et al. Imaging for predicting and assessing prosthesis-patient mismatch after aortic valve replacement. JACC Cardiovascular Imaging. 12 (1), 149-162 (2019).
- Ozaki, S., et al. Aortic valve reconstruction using self-developed aortic valve plasty system in aortic valve disease. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 12 (4), 550-553 (2011).
- Krane, M., Amabile, A., Ziegelmüller, J. A., Geirsson, A., Lange, R. Aortic valve neocuspidization (the Ozaki procedure). Multimedia Manual of Cardiothoracic Surgery. , (2021).
- Ozaki, S., et al. A total of 404 cases of aortic valve reconstruction with glutaraldehyde-treated autologous pericardium. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 147 (1), 301-306 (2014).
- Vandecasteele, T., et al. The pulmonary veins of the pig as an anatomical model for the development of a new treatment for atrial fibrillation. Anatomia Histollogia Embryologia. 44 (1), 1-12 (2015).
- Góes, A. M. O., et al. Comparative angiotomographic study of swine vascular anatomy: contributions to research and training models in vascular and endovascular surgery. Journal Vascular Brasilerio. 20, 20200086 (2021).
- Hołda, M. K., Klimek-Piotrowska, W., Koziej, M., Piątek, K., Hołda, J. Influence of different fixation protocols on the preservation and dimensions of cardiac tissue. Journal of Anatomy. 229 (2), 334-340 (2016).
- Hołda, M. K., Klimek-Piotrowska, W., Koziej, M., Tyrak, K., Hołda, J. Penetration of formaldehyde based fixatives into heart. Folia Medica Cracoviensia. 57 (4), 63-70 (2017).
- Spampinato, R. A., et al. Grading of aortic regurgitation by cardiovascular magnetic resonance and pulsed Doppler of the left subclavian artery: harmonizing grading scales between imaging modalities. International Journal of Cardiovascular Imaging. 36 (8), 1517-1526 (2020).
- Capps, S. B., Elkins, R. C., Fronk, D. M. Body surface area as a predictor of aortic and pulmonary valve diameter. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 119 (5), 975-982 (2000).
- Baumgartner, H., et al. Recommendations on the echocardiographic assessment of aortic valve stenosis: a focused update from the European Association of Cardiovascular Imaging and the American Society of Echocardiography. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 18 (3), 254-275 (2017).
- Saisho, H., et al. An ex vivo evaluation of two different suture techniques for the Ozaki aortic neocuspidization procedure. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 33 (4), 518-524 (2021).
- Saisho, H., et al. Ex vivo evaluation of the Ozaki procedure in comparison with the native aortic valve and prosthetic valves. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 35 (3), (2022).
- Paulsen, M. J., et al. Comprehensive ex vivo comparison of 5 clinically used conduit configurations for valve-sparing aortic root replacement using a 3-dimensional-printed heart simulator. Circulation. 142 (14), 1361-1373 (2020).
- Al-Atassi, T., et al. Impact of aortic annular geometry on aortic valve insufficiency: Insights from a preclinical, ex vivo, porcine model. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 150 (3), 656-664 (2015).
- Sun, M., et al. A biomimetic multilayered polymeric material designed for heart valve repair and replacement. Biomaterials. 288, 121756 (2022).
- Waller, B. F., McKay, C., Van Tassel, J., Allen, M. Catheter balloon valvuloplasty of stenotic porcine bioprosthetic valves: Part I: Anatomic considerations. Clinical Cardiology. 14 (8), 686-691 (1991).
- Crick, S. J., Sheppard, M. N., Ho, S. Y., Gebstein, L., Anderson, R. H. Anatomy of the pig heart: comparisons with normal human cardiac structure. Journal of Anatomy. 193, 105-119 (1998).
