Imaging van HIV-1 Envelope-geïnduceerde Virologische Synapse en signalering op synthetische lipidendubbellagen

Prins, K. C., Vasiliver-Shamis, G., Cammer, M., Depoil, D., Dustin, M. L., Hioe, C. E. Imaging of HIV-1 Envelope-induced Virological Synapse and Signaling on Synthetic Lipid Bilayers. J. Vis. Exp. (61), e3757, doi:10.3791/3757 (2012).

Human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) infectie komt het meest efficiënt via cel naar cel transmissie ^2,10,11. Deze cel tot cel overdracht tussen CD4 ⁺ T-cellen omvat de vorming van een virologische synaps (VS), een F-actine-cel-cel afhankelijke splitsing gevormd bij de inschakeling van HIV-1 envelop gp120 de geïnfecteerde cel en CD4 de chemokine-receptor (CKR) CCR5 of CXCR4 op de doelcel ^8. Naast gp120 en receptoren andere eiwitten, met name het adhesiemolecuul LFA-1 en de liganden ICAM familie, spelen een belangrijke rol in VS vorming en virusoverbrenging ze aanwezig zijn op het oppervlak van virus-geïnfecteerde cellen donor en doelcellen, alsmede op de envelop van HIV-1 virions ^{1,4,5,6,7,13.} VS vorming ook gepaard met intracellulaire gebeurtenissen die signalen worden getransduceerd als gevolg van gp120 aangrijping van de receptoren. Inderdaad, we hebben onlangs aangetoond dat CD4 <sup> + T-cel interactie met gp120 werving en fosforylering van signaalmoleculen in verband met de TCR signalosome waaronder Lck, CD3ζ, ZAP70, LAT, SLP-76, itk, en PLCγ ¹⁵ induceert.

In dit artikel presenteren we een methode om supramoleculaire arrangement en membraan-proximale signalering evenementen die plaatsvinden gedurende VS vorming te visualiseren. We maken van het glas ondersteunde vlakke bi-lagen-systeem een ​​model reductionistische het oppervlak van HIV-geïnfecteerde cellen die de virale enveloppe gp120 en cellulaire adhesie ICAM-1 zijn. Het protocol beschrijft algemene procedures voor de controle van HIV-1 gp120-geïnduceerde VS montage en signaal activering gebeurtenissen die i) bi-laag voorbereiding en montage in een flow cel omvatten, ii) de injectie van cellen en immunofluorescentiekleuring om intracellulaire signaalmoleculen te detecteren op cellen interactie met HIV-1 gp120 en ICAM-1 op bi-lagen, iii) beeld overname door TIRF microscopie, eennd iv) data-analyse. Dit systeem genereert hoge-resolutie afbeeldingen van de VS-interface verder dan dat van de conventionele cel-cel-systeem zoals het maakt de ontdekking van verschillende clusters van individuele moleculaire componenten van de VS, samen met specifieke signaalmoleculen aangeworven om deze sub-domeinen.

1. Labeling gp120

Fluorescente kleurstoffen die in dit protocol zijn effectief voor het binden aan eiwitten, voldoende foto-stabiel voor microscopie beeldvorming, en overeenkomen met de excitatie golflengtes van de lasers beschikbaar met onze microscoop. Deze drie criteria moet worden voldaan bij het selecteren van fluorescerende moleculen voor tagging eiwitten.

1. Exchange Zijn _6-gelabeld gp120 DH12 (een gift van Dr Michael Cho, Iowa State University) proteïne buffer om steriele PBS met behulp van een centrifugaal filter (30 kDa MWCO). Zorg ervoor dat gp120 concentratie niet meer dan 1 mg / ml. Let op: Zijn _6-gelabeld gp120 eiwitten van andere X4 of R5 tropische stammen zijn ook getest en zijn nu in de handel verkrijgbaar bij Immune Technologies.
2. Voeg natriumbicarbonaat pH van 9,0 naar uw eiwitoplossing tot 50 mm uiteindelijke concentratie van natriumbicarbonaat met ~ pH 8,5 te verkrijgen.
3. Voeg amine reactieve Alexa Fluor 488 (AF488) fluorescente kleurstof, die dissolved in water bij een 10-voudige molaire overmaat. Incubeer dit mengsel gedurende 1-2 uur bij kamertemperatuur in het donker.
4. Om de overtollige kleurstof te verwijderen, gebruikt u de centrifugale filterunit als voorheen en voeg verse steriel PBS tot de kolom. Herhaal stap totdat alle vrije kleurstof wordt verwijderd (3-4 wassen met 4 ml PBS). Spin totdat gp120 geconcentreerd tot ongeveer 1 mg / ml. Opmerking: Het verwijderen vrije kleurstof door dialyse of centrifugale filter werkt alleen als de kleurstof in water oplosbare, of anders gelfiltratie worden gebruikt.
5. Om de fluorescentie intensiteit per molecuul eiwit (F / P) van de gemerkte eiwitten meten wordt de concentratie (in uM) van de fluorescente kleurstof op de juiste golflengte (bijvoorbeeld bij 488 nm voor AlexaFluor 488) en eiwitten (we een NanoDrop spectrofotometer met behulp van de 'eiwitten en labels' instelling) en vervolgens delen deze twee getallen geven u de F / P ratio. Dezelfde procedure wordt gebruikt voor andere eiwitten en kleurstoffen zoals ICAM-1 en Cy5. Opmerking: Andere vormen van spectrophotometers kan worden gebruikt om de proteïneconcentratie en fluorescerende kleurstof concentratie die de F / P verhouding te verkrijgen als een NanoDrop niet beschikbaar.

2. Flow Cell Montage en dubbellaag Voorbereiding

De algemene procedure voor doorstroomcel en dubbellaag preparaat is eerder in detail beschreven ^14. Hier schetsen we specifiek het protocol bij dubbellagen met zijn _6-gelabeld gp120 DH12 op een Bioptech flow cel voor te bereiden. Voor studies met besmettelijke virussen of geïnfecteerde cellen en bij kleine volumes nodig zijn vanwege de beperkte reagentia, een wegwerp Ibidi flow kamer (sticky Slide I ^0,2 Luer) kunnen worden gebruikt en gevolgd met hetzelfde bi-laag voorbereidingsprocedure in de stappen 2.4-2.9. Informatie voor Ibidi stromingskamers kan worden verkregen bij de website van het bedrijf, http://www.ibidi.com/service/display_material/CA_8p_EN_150dpi.pdf

1. Bereid Pirhana oplossing (45 ml zwavelzuur (Trace metalen Grade 98%) en 15 ml 30% waterstofperoxide) ^14. Met kunststof klemmen, dompel dekglaasjes in de Pirhana oplossing gedurende 15 minuten.
2. Overdracht dekglaasjes in een bekerglas gevuld met pica-gezuiverd water en een ieder onder stromend water gedurende 2 minuten (een minuut aan elke kant) te wassen. Plaats op rek te drogen.
3. Monteer Bioptechs FCSII kamers zoals eerder beschreven ^14.
4. Een liposoom mengsel dat 12,5% Ni ^{2 +} chelaatvormende lipiden wordt gebruikt voor het vastleggen en presenteren van zijn _6-gp120 op de bilaag oppervlak ^16. Voeg 1 ul druppels liposoom mengsel op de microaqueduct dia zonder het aanraken van de tip om het glas. Om het maximum van 5 dubbellagen per flow cel voor te bereiden, tot herhalen tot 4 keer, zodat er vijf 1 pi stippen zoals eerder ¹⁴ aangegeven.
5. Plaats dekglas op de top van lipiden. Bedek de witte borgring met een roestvrij stalen clamp basisstation, moet u het hele apparaat om en af ​​te dichten. Markeer locatie van dubbellagen met een marker. Incubeer 10 minuten bij kamertemperatuur.
6. Sluit buis met twee wegkraan links perfusie buis, zoals getoond in video. Een positief meniscus eind van de buis met de 3-wegkraan op (slang eerder is gevuld met HEPES gebufferde zoutoplossing (GB) humaan serumalbumine (HSA) (GB / HSA 50 ml HBS 10x [10x gebufferde zoutoplossing HEPES 200 mM HEPES, pH 7,2, 1,37 M NaCl, 50 mM KCl, 7 mM Na ₂ HPO _4, 60 mM D-glucose] 20 ml 25x HSA werd 500 ul 1 M _CaCl2, 1 ml 1 M _MgCI2 en dH ₂ 0 tot een totaal volume tot 500 ml en filter met 0.22μm filter) te brengen en is verstoken van bubbels. Sluit de leidingen naar rechts perfusie buis en voorzichtig buffer door te drukken doorstroming cel.
7. Blokkeer dubbellaag met ~ 300 ul van caseïne met 100 uM _NiCl2 door het invullen van 1 ml spuit en verbonden aan het open deel van de 3-weg kraan. Gentgevoerd duwen buffer door en sluit beide kranen voor het ontkoppelen van de spuit. Gedurende 30 minuten bij kamertemperatuur.
8. Voeg zijn _6-tag AF488-gelabeld gp120 (de concentratie wordt bepaald als eerder beschreven in ^16). We maken gebruik van ~ 250 moleculen van gp120/μm ² tot en met de lokale dichtheid van Env clusters gevonden op HIV-1 virionoppervlak ¹⁷ na te bootsen. Ook we ~ 250 moleculen / um ² van ICAM-1 de bilaag zoals eerder vermeld ^14. Laad in flow cel als gedaan met caseïne. Gedurende 30 min in donker (bedekken met folie) bij kamertemperatuur. Dezelfde procedure wordt gebruikt om andere proteïnen zoals zijn ₁₂ gelabeld Cy5-gelabelde ICAM-1 op de bilaag nemen.
9. Was dubbellagen met 5 ml buffer.

3. Kwaliteitscontrole van dubbellagen via FRAP

Eiwitten in dubbellagen moet zijdelings diffundeerbare. Voor het toevoegen cellen op dubbellagen is het belangrijk om te waarborgen datmobiliteit van eiwitten in het bereide bilaag. Hier beschrijven we een TL-Herstel Na Photobleaching (FRAP) methode ³ die handmatig kan worden uitgevoerd op een zo objectief verlicht TIRF, breed epifluorescentie, of laser scanning confocale microscopen. Het doel is om de afbeelding volledig uniform gebied van de fluorescentie in de lipide dubbellaag, bleek een plek, en de terugkeer van gedoofde moleculen aan het gebleekte gebied te controleren. Een herstel van 50% in 2 minuten aanvaardbaar zijn. Alle grote microscoop fabrikanten (Leica, Nikon, Olympus, Zeiss) te verkopen objectieve verlichte TIRF systemen die goed werken voor deze toepassing. Terwijl elk bedrijf levert varianten van TIRF verlichting en andere operationele kenmerken, de beeldkwaliteit is in wezen hetzelfde.

1. Gebruik een laag excitatie-intensiteit te minimaliseren bleken. Gebruik een hoge numerieke apertuur doel zoals NA 1,3 tot 1,45 40x, 60x of 100x. Bij gebruik van een standaard TL-of TIRF microscoop, om het licht intens te verminderenheid, zet grijsfilters in het excitatie licht pad. De meeste laser-systemen kan worden ingesteld voor een slechte verlichting door het instellen van een acusto optische afstembare filter (AOTF) of acusto optische beam splitter (AOBS) met een lage spanning.
2. Neem een ​​"pre-bleekwater" beeld. Bij gebruik van een gekoelde CCD-camera, om te compenseren voor omstandigheden met weinig licht binning kan worden ingesteld op 2x2 of 4x4, kan de versterking worden ingesteld hoge en lange belichtingstijden (bijvoorbeeld in de orde van seconden) kan worden gebruikt. Bij gebruik van een confocale, kan de pinhole opening geopend worden, de winst hoog, en langzame scannen of gemiddeld gebruikt.
3. Bleach een plek. Bij gebruik van een fluorescentie of TIRF microscoop, alle ND filters verwijderd om maximale intensiteit verlichting, sluit het gebied membraan en blootstellen monster gedurende enkele seconden. Bij gebruik van een laser scanning confocale, stelt u de maximale laservermogen en zoom in ongeveer 4x tot 8x voor het bleken van een plek. Een waarschuwing voor confocale gebruik: niet in te zoomen in een te hoog omdat de bilaag kunnen worden beschadigd door excestend geconcentreerd fotonen.
4. Om tien voor vijftien seconden intervallen, op te nemen beelden met dezelfde verlichting en opname-instellingen als in de punten 3.1 en 3.2. Binnen twee tot drie minuten ter plaatse dient te herstellen intensiteit nadert die van de "pre-bleekwater" beeld. Snel herstel is het teken van een succesvolle mobiele dubbellaag. Als de plaats blijft donker en vooral als de rand blijft hoog contrast de fluorescente eiwitten worden onbeweeglijk in de dubbellaag en mag niet worden gebruikt voor het experiment.

Opmerking: In onze huidige microscoop, kunnen we 0,9 mW van 641 nm licht te leveren aan een ronde vlek met een oppervlakte van 240 micrometer ² die TL-ICAM bleekt bij typische concentraties in minder dan 4 seconden. Lezers moeten vinden dat de kritische lijn van een Hg of Xe lamp met bleken keer minder dan 30 seconden is meer dan voldoende om deze test uit te voeren in een herhaalbare manier. We willen ook verwijzen naar ³ referentie voor extra detscheelt.

4. Injectie van cellen en immunofluorescentiekleuring

1. Warm doorstroomcel tot 37 ° C (dit kan in een 37 ° C incubator met _geen CO2 gedurende 30 min).
2. Voeg geactiveerde menselijke CD4 ⁺ T-cellen (2-5x10 ⁶ / flow cel) in HBS / HSA ~ 400 ul van 1 ml spuit. Laat cellen om dubbellaag hechten voor ~ 45 min in de 37 ° C incubator. Als de Ibidi kamers worden gebruikt, leveren extra buffer om de 15-20 minuten.
3. Zet de cellen door injecteren 2% paraformaldehyde en geïncubeerd 10 minuten bij 37 ° C.
4. Was 3x met 1 ml kamertemperatuur PBS-buffer. Permeabilize cellen door het injecteren van 0,1% Triton X-100 5 min bij kamertemperatuur.
5. Was 3x met 1 ml van de ruimtetemperatuur PBS-buffer (bij peilen naar gefosforyleerde eiwitten, kunt u natrium vanadaat toevoegen op 1 mM uiteindelijke concentratie of een andere fosfatase inhibitor in PBS om fosfaatverwijdering tijdens de verwerking te voorkomen). Blokkeer met behulp van caseïne met 5% geit serum voor25 minuten bij kamertemperatuur. Het type dier serum afhankelijk van de secundaire antilichaam.
6. Was 3x met 1 ml PBS-buffer kamertemperatuur. Voeg primaire antilichaam in ~ 300 pi buffer / meetcel 30 min - 1 uur bij kamertemperatuur. Om de initiële membraan-proximale activatie-signaal te detecteren, gebruiken we antilichamen die specifiek zijn voor gefosforyleerde Lck (pLck), totaal Lck of Funen.
7. Was 3x met 1 ml PBS-buffer kamertemperatuur. Voeg het juiste fluorescent gelabelde tweede antilichaam in de buffer als voltooid met primaire antilichaam. Voor onze experimenten hebben we gebruik maken van Alexa Fluor 568-gelabeld geit anti-konijn secundair. Incubeer 20 min bij kamertemperatuur. Was 3x met 1 ml PBS buffer.
8. Opmerking: Het is van essentieel belang dat een controle dubbellaag dat behandeld is met slechts secundair antilichaam (geen primaire antilichaam). Volg de stappen 4.1-4.5 en overslaan 4.6, ga dan verder met stap 4.7. Zo bepaalt u de mate van niet-specifieke binding van uw secundaire antilichaam. Als alternatief kan men gebruik maken van direct-labeled primaire antilichamen.

5. Afbeelding overname door TIRF microscopie

TIRF microscopie kan excitatie van fluorescerende signalen beperkt tot een 250 nm of dunner vlak op het glazen substraat en cel-interface. Dit garandeert beeldopname slechts signalen van de lipide bilaag en de onmiddellijk apposed celmembranen. Daarom zijn alleen moleculen op synaps afgebeeld. Omdat TIRF beelden slechts het membraan-proximale gebied aan de bodem van de cel, zal eiwitten die worden geïnternaliseerd of herverdeeld de dorsale membraan niet worden gedetecteerd. Het kan dan belangrijk bijkomend beelden te verkrijgen door standaard groothoek of confocale microscopie accumulatie of verdeling van de eiwitten op de synaptische gebied te bepalen ten opzichte van de andere delen van de cel.

Alle grote microscoop fabrikanten (Leica, Nikon, Olympus, Zeiss) te verkopen objectieve verlichte TIRF systemen die goed werken voor deze apapplicatie. Terwijl elk bedrijf levert varianten van TIRF verlichting en andere operationele kenmerken, de beeldkwaliteit is in wezen hetzelfde. Elke TIRF microscoop heeft zijn eigen gegevens voor gebruik, maar de volgende algemene regels gelden voor hoge-resolutie beeldvorming te verkrijgen.

• Verlichtingskunde laag te voorkomen bleken.
• De camera moet een lineaire respons.
• De camera moet in staat zijn van de beeldvorming een breed dynamisch bereik met geen verzadiging.
• Alle instellingen moeten worden ingesteld constante voor kwantitatieve analyses.

6. Data-analyse

Om de intracellulaire signalen geactiveerd worden als gevolg van CD4 ⁺ T-cel interactie met gp120 in de VS bestuderen worden kwantitatieve analyse van TIRF beelden gedaan of intracellulaire signaalmoleculen zoals Lck en Fyn geactiveerd en aangetrokken de synaps ^{15 te} bepalen. Beschrijven we een eenvoudige methode toepassing meest beeldanalysetoepassingspakketten zoals ImageJ en Metamorph. We hebben gebruik gemaakt ImageJ, dat draait op Windows, Macintosh en Linux, voor onze methode hier ^12.

In het Analyze> Set Afmetingen tabblad, controleer dan de dozen voor Ruimte en gemiddelde grijswaarde. Wanneer u een gebied van belang te maken op het beeld dat is een veelhoek of een uit de vrije hand getraceerd gesloten vorm en doen> Meet Analyseer, zal de software zet de gegevens van deze meting in een tabel met resultaten. Het gebied wordt het aantal pixels of pm ^2. De gemiddelde is van de gemiddelde intensiteit in willekeurige eenheden. Het moet achtergrondintensiteit afgetrokken. Vermenigvuldiging van de gemiddelde minus achtergrond door gebied een geïntegreerde intensiteit van het eiwit in willekeurige eenheden.

1. Zet de metingen te betekenen en Ruimte.
2. Open beelden voor een experimentele conditie.
3. Voor elke cel, op te sporen en te meten het gebied van belang (gemiddeld) en op te sporen en te meten een regio buiten de regio van belang (achtergrond).
4. Als je klaar bent met een experimentele conditie, te kopiëren metingen en plakken in Excel of andere spreadsheet programma of sla de metingen.
5. Keer terug naar 6.2 stap voor elke experimentele conditie.
6. Bij de metingen zijn voltooid, de berekening van de resultaten. De formules:
   Gemiddelde intensiteit = gemiddelde - achtergrond
   Geïntegreerde intensiteit = Gemiddelde intensiteit * gebied

7. Representatieve resultaten

Activering en rekrutering van de eerste membraan-proximale signaalmoleculen Lck en Fyn meten als een wisselwerking met gp120 in de VS werden primaire humane CD4 ⁺ T-cellen geïntroduceerd op dubbellagen met gp120 en ICAM-1 ^15. Cellen geïntroduceerd dubbellagen slechts ICAM-1 diende als controle van de basale niveaus van signalen bepalen. Specifieke fluorescentie-intensiteit werd gemeten binnen de gp120 contact gebied voor cellen op gp120 en ICAM-1 met dubbellagen en binnen het gehele contactoppervlak voor cellen interactie met de ICAM-1 dubbellaag. Een toename van de gemiddelde fluorescentie-intensiteit is een teken van augmented werving en activering van het signaalmolecuul naar de VS. Dit zal verder worden aangetoond door een vergelijkbare toename in de geïntegreerde fluorescentie intensiteit. Als er echter geen verandering in de geïntegreerde fluorescentie betekent dit een herverdeling van de signaalmolecule.

Nadat de cellen interactie met dubbellagen met gp120 en ICAM-1, totaal Lck en pLck (Y394) werden aangeworven om de VS-interface en colocalized met gp120 (figuren 1 en 2). De gemiddelde intensiteit van de totale Lck (Fig. 1) hoger de bilaag die zowel gp120 en ICAM-1 dan met ICAM-1 alleen maar de geïntegreerde intensiteit (Fig. 1) waren soortgelijk, wat suggereert dat Lck wordt herverdeeldeen centrale cluster op CD4 ⁺ T-cel binden aan gp120. Echter, kwantificering van pLck (Y394) (Fig. 2) blijkt dat de gemiddelde intensiteit van gp120 en ICAM-1 bevattende dubbellagen hoger dan die van ICAM-1 alleen dubbellagen en de geïntegreerde intensiteit hoger dubbellagen zowel gp120 en ICAM -1 dan op ICAM-1 alleen dubbellagen. Dit geeft aan dat wanneer de concentraties van totaal Lck het grensvlak gelijk in cellen hechten op gp120 en ICAM-1 en ICAM-1 alleen dubbellagen, gp120 fosforylatie binden verhoogde residu Y394 de Lck activering lus. Daarentegen werd Fyn niet gerekruteerd de VS (Fig. 3), meer Fyn aanwezig was in het contactgebied van cellen op ICAM-1 alleen dubbellagen dan op dubbellagen die zowel gp120 en ICAM-1. Daarom concluderen we dat Lck, niet Fyn, is het actieve kinase in de HIV-1 gp120-geïnduceerde VS.

Cijfers: Membraan-proximale signalering bij HIV-1 gp120-geïnduceerde VS. Beelden van representatieve cellen op degp120 + ICAM-1 dubbellaag (boven panelen) en ICAM-1 dubbellaag (bodempanelen) getoond. Fluorescentie-intensiteit van de afzonderlijke cellen werden gekwantificeerd onder hand voeren gebieden van de cel voetafdrukken zoals blijkt uit het gebied aangegeven met de gele lijn in figuur 1. Kwantificering van de gemiddelde intensiteit geïntegreerde gedetecteerd TIRF microscopie zijn weergegeven in de linker en rechter grafieken respectievelijk. Een totaal van 30 tot 350 cellen gekwantificeerd voor elke conditie. Balken = 5 pm. Gegevens van een van de drie herhaalde weergegeven.

Figuur 1. CD4 ⁺ T-cellen werden op dubbellagen met gp120 en ICAM-1 of ICAM-1 alleen voor 45 min en vervolgens gefixeerd en aangekleurd voor totale Lck.

Figuur 2. CD4 ⁺ T-cellen werden op dubbellaags met gp120 en ICAM-1 of ICAM-1 alleen 45 minuten en vervolgens gefixeerd en gekleurd pLck (Y394).

Figuur 3. CD4 ⁺ T-cellen werden op dubbellagen met gp120 en ICAM-1 of ICAM-1 alleen voor 45 min en vervolgens gefixeerd en aangekleurd voor totale Fyn.

Eerdere studies hebben gevisualiseerd VS in de cel-cel-conjugaat-systeem, maar deze studies hebben geen beelden van hoge resolutie genoeg om de supramoleculaire structuren te visualiseren aan de synaps. In ons laboratorium gebruikten we het glas ondersteunde vlakke bilaag systeem het oppervlak van geïnfecteerde cellen die het virus envelope gp120 en cellulaire adhesie ICAM-1 zijn. In combinatie met TIRF microscopie, die fluorescentiesignalen detecteert binnen 100-200 nm van de bilaag oppervlak met een hoge signaal-ruisverhouding, konden we supramoleculaire scheiding van gp120 detecteren van ICAM-1 de VS. Bovendien kan de standaard immunokleuring methode toegepast op de bilaag systeem is hier gebruikt voor het detecteren en het specifieke actieve rekrutering van kwantificeren Lck, maar niet Fyn aan de gp120-contactvlak op VS ^15. Vandaar dat de vlakke dubbellaag biedt een experimenteel systeem voor hoge-resolutie afbeelding van synaps-interface in een 2D-vlak door TIRF microscopie, alsmede breed gebied of confocale verlichting methoden. Echter, het systeem heeft ook beperkingen als het aanpassen ligand mobiliteit, out-of-plane buigen, en fluctuaties van de biologische membranen niet opgenomen door de vlakke dubbellagen. Bovendien is dit een in-vitro en dus andere beperkingen, zoals gebrek aan andere membraan moleculen die aanwezig zijn op een geïnfecteerde cel en het cytoskelet machines die moleculaire mobiliteit en cellulaire motiliteit regelt. Ook kan de dynamiek en verdeling van de moleculen, zoals trimeren versus monomeren van gp120, fysiologisch niet worden vertegenwoordigd bilaag. Niettemin, zelfs met deze beperkingen, dit systeem is nog steeds erg waardevol voor het bestuderen van virus-cel of cel-cel interacties, en deze methoden kan dienen als een nuttige gids voor onderzoekers die op zoek zijn naar een hoge resolutie beelden om supramoleculaire organisatie te detecteren die niet waarneembaar in de conventionele cel-cel conjugaat systeem.

De auteurs verklaren geen belangenconflicten.

Dit werk werd ondersteund door NIH subsidies AI071815 (CEH) en de routekaart Nanomedicine Development Center award PN2EY016586 (MLD).

1. Bastiani, L., Laal, S., Kim, M., & Zolla-Pazner, S. Host cell-dependent alterations in envelope components of human immunodeficiency virus type 1 virions. J. Virol. 71, 3444-3450 (1997).
2. Dimitrov, D.S., Willey, R.L., Sato, H., Chang, L.J., Blumenthal, R., & Martin, M.A. Quantitation of human immunodeficiency virus type 1 infection kinetics. J. Virol. 67, 2182-2190 (1993).
3. Dustin, M.L. Adhesive Bond Dynamics in Contacts between T Lymphocytes and Glass-supported Planar Bilayers Reconstituted with the Immunoglobulin-related Adhesion Molecule CD58. J. Biol. Chem. 272 (25), 15782-15788 (1997).
4. Fortin, J.F., Cantin, R., Lamontagne, G., & Tremblay, M. Host-derived ICAM-1 glycoproteins incorporated on human immunodeficiency virus type 1 are biologically active and enhance viral infectivity. J. Virol. 71, 3588-3596 (1997).
5. Frank, I., Stoiber, H., Godar, S., Stockinger, H., Steindl, F., Katinger, H.W., & Dierich, M.P. Acquisition of host cell-surface-derived molecules by HIV-1. Aids. 10, 1611-1620 (1996).
6. Hioe, C.E., Bastiani, L., Hildreth, J.E., & Zolla-Pazner, S. Role of cellular adhesion molecules in HIV type 1 infection and their impact on virus neutralization. AIDS Res. Hum. Retroviruses. 14 Suppl 3, S247-S254 (1998).
7. Hioe, C.E., Chien, P.C., Jr., Lu, C., Springer, T.A., Wang, X.H., Bandres, J., & Tuen, M. LFA-1 expression on target cells promotes human immunodeficiency virus type 1 infection and transmission. J. Virol. 75, 1077-1082 (2001).
8. Jolly, C., Kashefi, K., Hollinshead, M., & Sattentau, Q.J. HIV-1 cell to cell transfer across an Env-induced, actin-dependent synapse. J. Exp. Med. 199, 283-293 (2004).
9. Jolly, C., Mitar, I., & Sattentau, Q.J. Requirement for an intact T-cell actin and tubulin cytoskeleton for efficient assembly and spread of human immunodeficiency virus type 1. J. Virol. 81, 5547-5560 (2007).
10. McDonald, D., Wu, L., Bohks, S.M., KewalRamani, V.N., Unutmaz, D., & Hope, T.J. Recruitment of HIV and its receptors to dendritic cell-T cell junctions. Science. 300, 1295-1297 (2003).
11. Pearce-Pratt, R., Malamud, D., & Phillips, D.M. Role of the cytoskeleton in cell-to-cell transmission of human immunodeficiency virus. J. Virol. 682898-2905 (1994).
12. Rasband, W.S. Image J. U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, http://imagej.nih.gov/ij/, (1997-2011).
13. Rizzuto, C.D. & Sodroski, J.G. Contribution of virion ICAM-1 to human immunodeficiency virus infectivity and sensitivity to neutralization. J. Virol. 71, 4847-4851 (1997).
14. Vardhana, S. & Dustin, M. Supported Planar Bilayers for the Formation of Study of Immunological Synapses and Kinapse. J. Vis. Exp. (19), e947, DOI: 10.3791/947 (2008).
15. Vasiliver-Shamis, G., Cho, M.W., Hioe, C.E., & Dustin, M.L. Human immunodeficiency virus type 1 envelope gp120-induced partial T-cell receptor signaling creates an F-actin-depleted zone in the virological synapse. J. Virol. 83, 11341-11355 (2009).
16. Vasiliver-Shamis, G., Tuen, M., Wu, T., Starr, T., Cameron, T., Thomson, R., Kaur, G., Liu, J., Visciano, M., Li, H., Kumar, R., Ansari, R., Han, D., Cho, M., Dustin, M.L., & Hioe, C.E. Human immunodeficiency virus type 1 envelope gp120 induces a stop signal and virological synapse formation in noninfected CD4+ T cells. J. Virol. 82 (19), 9445-57 (2008).
17. Zhu, P., Liu, J., Bess, J., Chertova, E., Lifson, J., Grise, H., Ofek, G., Taylor, K., & Roux, K. Distribution and three-dimensional structure of AIDS virus envelope spikes. Nature. 441, 847-852 (2006).

0 Comments

You must be signed in to post a comment. Please sign in or create an account.