مقالة منهجية

سريع تحديد العتبة Nociceptive الحرارية في الفئران المصابة بمرض السكر

DOI:

10.3791/3785

⸱

مايو 17, 2012

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology and Toxicology, Wright State University, 2Human Movement Laboratory, Universidade São Judas Tadeu

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نصف هنا إجراءً سريعاً وموثوقاً وبسيطاً لتحديد أدنى درجة حرارة تظهر عندها الجرذان أو الفئران سلوكاً دفاعياً ضد الألم، أي أنَّ الـ عتبة استقبال الألم الحراري (TNT). وتعتمد هذه الطريقة على تطبيق محفز حراري يتزايد ببطء، مما يسمح بتقدير عتبات سحب الذيل بدقة وقابلية للتكرار، مع الحد الأدنى من الإجهاد الذي قد تتعرض له الحيوانات، إن وجد.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتميز الاعتلالات العصبية السكرية المؤلمة (PDN) بـ فرط التألم (hyperalgesia)، أي زيادة الحساسية للمحفزات الضارة، والألودينيا (allodynia)، أي فرط الحساسية للمحفزات غير الضارة عادةً1. وقد تمت دراسة فرط التألم والألودينيا في العديد من النماذج المختلفة للقوارض المصابة بمرض السكري2. ومع ذلك، وكما ذكر Bölcskei et al، فإن تحديد "الألم" في النماذج الحيوانية يمثل تحديًا بسبب طبيعته الذاتية3. علاوة على ذلك، فإن الطرق التقليدية المستخدمة لتحديد الاستجابات السلوكية للمحفزات الحرارية الضارة تفتقر عادةً إلى القابلية للتكرار والحساسية الدوائية3. على سبيل المثال، عند استخدام طريقة الصفيحة الساخنة لـ Ankier4، يتم قياس الجفل، أو السحب، و/أو لعق القوائم الخلفية و/أو الأمامية كفترات زمنية للاستجابة الانعكاسية عند محفزات حرارية عالية ثابتة (52-55 °C). ومع ذلك، فإن الحيوانات التي تعاني من فرط التألم للمحفز الحراري لا تظهر اختلافات قابلة للتكرار في فترات الاستجابة الانعكاسية باستخدام درجات الحرارة التي تتجاوز العتبة هذه3,5. وبناءً على الطريقة الموصوفة مؤخرًا بواسطة Bölcskei et al.6، تسمح الإجراءات الموصوفة هنا بالتحديد السريع والحساس والقابل للتكرار لعتبات استقبال الألم الحرارية (TNTs) في الفئران والجرذان. تعتمد هذه الطريقة على استخدام محفز حراري يزداد ببطء يتم تطبيقه بشكل أساسي على جلد السطح الأخمصي للفأر/الجرذ. وتعتبر هذه الطريقة حساسة بشكل خاص لدراسة مضادات استقبال الألم أثناء حالات فرط التألم مثل PDN. وتستند الإجراءات الموضحة أدناه إلى تلك التي نشرها بالتفصيل Almási et al 5 و Bölcskei et al 3. وقد تمت الموافقة على الإجراءات الموصوفة هنا من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات المختبرية (LACUC) في جامعة Wright State.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تحديد عتبات تحمل الألم الحرارية (TNTs) في الفئران والجرذان باستخدام مقياس تسكين الألم بالصفيحة الساخنة التدريجي [iHPAM, IITC Inc. Life Science (Woodland Hills, CA)]. يتكون الجهاز من عدة مكونات: صفيحة من الألمنيوم (10 x 20 cm) مع نظام تسخين أسفلها وغرفة ملاحظة من البلكسي جلاس أعلاها؛ ووحدة تحكم في الحرارة، وبرنامج لجمع البيانات (IITC Part # Soft Series 8)، وجهاز كمبيوتر شخصي (PC)، ومفتاح قدم للتحكم عن بُعد في بدء تشغيل الوحدة أو إيقافها أو إعادة ضبطها. كما يسمح نظام التسخين ببدء/إيقاف/إعادة ضبط عملية التسخين يدويًا من خلال لوحة مفاتيح موجودة أمام الجهاز. يمكن ضبط جهاز iHPAM على معدلات تسخين متنوعة، ودرجات حرارة الاستعداد/الفصل.

1. إعداد الأجهزة

  1. قبل اختبار الحيوانات، افحص الوحدة بصرياً للتأكد من معدلات التسخين المختارة (على سبيل المثال، 6 °C/min)، ودرجات حرارة الاستعداد الأولية ودرجات حرارة الفصل النهائية (على سبيل المثال، 28 °C و 55 °C، على التوالي).
  2. تحقق من جميع التوصيلات. للاحتفاظ بنسخة إلكترونية من النتائج، يجب توصيل الوحدة بجهاز كمبيوتر يعمل بنظام Software Series 8. بدلاً من ذلك، يمكن طباعة نسخ ورقية من النتائج عبر المنفذ التسلسلي للوحدة.
  3. اختبر الجهاز. اضغط على مفتاح القدم مرة واحدة للتأكد من أن برنامج Software Series 8 يسجل البيانات: درجة حرارة الاستعداد الأولية، ودرجات حرارة الفصل النهائية، والزمن بالثواني المطلوب للوصول إلى درجة حرارة الفصل.
  4. كاختبار ضبط إضافي، قد يحتاج الباحثون المشاركون في التجارب إلى تجربة الجهاز على أنفسهم. يجب ألا يتسبب سحب اليد من الصفيحة المعدنية في لحظة الشعور بالألم (46-48 °C) في إلحاق ضرر بالجلد أو إحداث أي انزعاج لاحق.
  5. بمجرد ضبط الوحدة وتسجيل النتائج من الخطوتين 1.3 و 1.4، يمكن مقارنتهما. وهذا مفيد للكشف عن المشكلات المحتملة التي قد تبطل استخدام الوحدة. على سبيل المثال، التناقضات بين درجات حرارة الاستعداد الأولية/الفصل النهائية والقراءة الفعلية للوحدة، و/أو الاختلافات بين درجات الحرارة التي تعرضها الوحدة ودرجة حرارة الصفيحة الفعلية المطلوبة لسحب اليد.

2. اختبار الحيوانات الطبيعية

يمكن استخدام جرذان ويستار (Wistar) إما الصغيرة أو البالغة [العمر بعد الولادة (p) من 21-25 يومًا]، أو الفئران (p21-25) من أي خلفية جينية أو جنس. الفئران المستخدمة في تجاربنا هي من سلالة C57BL/6J.

  1. في الليلة التي تسبق إجراء التجارب، قم بتأقلم الحيوانات بوضع أقفاصها على المنضدة التي يوضع عليها جهاز iHPAM. وقبل ساعتين من إجراء الاختبارات، قم بتشغيل جهاز iHPAM لتعريف الحيوانات بضوضاء الخلفية الخاصة بالوحدة. في هذه المرحلة، يمكن إعداد جهاز iHPAM واختباره للتحقق من عمله بشكل صحيح (انظر الخطوة 1). يتم توفير الطعام والماء ad libitum طوال فترة الاختبار، باستثناء الوقت الذي يتواجد فيه الحيوان في غرفة الملاحظة (انظر الخطوة 2.1).
    ملاحظة: من المهم عدم افتراض أن الظروف المختبرية في التجارب السلوكية تكون مضبوطة بشكل افتراضي. يجب إيلاء اهتمام خاص للعوامل الوراثية والبيئية التي قد تؤثر على نتائج الدراسات السلوكية (تمت مراجعتها في 7).
  2. ضع فأراً أو جرذاً طبيعياً برفق في غرفة الملاحظة المصنوعة من البليكسي جلاس فوق لوحة التسخين الخاصة بالوحدة. اترك الحيوان يتأقلم مع السطح الدافئ (المضبوط عند 28 °C) حتى يظهر الحيوان سلوكاً مريحاً.
    ملاحظة: في ظل هذه الظروف، تظهر الجرذان البالغة الطبيعية سلوكاً استكشافياً أولياً، حيث تقف أحياناً باتجاه غطاء غرفة الملاحظة أثناء الشم. وبعد بضع دقائق، قد تظهر الجرذان نوبات عارضة من التنظيف الذاتي وسلوكاً مسترخياً. وفي بعض الأحيان، تستلقي الجرذان بوضعية جسم مسترخية (تمدد بطني) بينما تشم المحيط بشكل عارض. وعادة ما تكون الفئران الطبيعية أكثر نشاطاً من الجرذان، ومع ذلك، تظهر الفئران سلوكاً استكشافياً مسترخياً بعد بضع دقائق في غرفة الملاحظة. ومن النادر جداً ملاحظة سلوكيات الهروب (مثلاً القفز، أو محاولة الهروب من غرفة الملاحظة) أو مواقف دفاعية (مثلاً الصراخ). ومن المهم أيضاً ملاحظة أن الفئران يمكنها نقل الشعور بالألم من فأر إلى آخر8؛ لذا، قد يكون من المهم اختبار الفئران الموضوعة في أقفاص منفصلة.
  3. ضع مرايا في الجزء الخلفي من غرفة الملاحظة، للسماح بالملاحظة من جميع الزوايا. وقد يكون استخدام حامل ثلاثي القوائم يحمل كاميرا فيديو رقمية مفيداً لتحديد اللحظة الدقيقة التي حدث فيها السلوك الوقائي من الألم (nocifensive behavior).
  4. بمجرد أن يشعر الحيوان بالراحة في غرفة الملاحظة، قم بتسخين اللوحة بالضغط على مفتاح القدم. عندما ترتفع درجة حرارة اللوحة بمعدل 6 °C/minute، تظهر الحيوانات الطبيعية سلوكاً وقائياً من الألم يشمل عادةً القائمة الخلفية* عند درجات حرارة تتراوح من 46 إلى 48 °C3,5,9,10. وبناءً على ذلك، يتم عادةً إخراج الحيوان من غرفة الملاحظة بعد حوالي 3 دقائق.
    ملاحظة: إن ملاحظة الاستجابة الوقائية النموذجية للجرذ أو الفأر أي لعق القائمة الخلفية، مع هزها و/أو رفعها، تكفي لإنهاء التحفيز الحراري. ويتم ذلك بالضغط على مفتاح القدم. في هذه اللحظة، يقوم البرنامج بتسجيل درجة حرارة اللوحة وتبرد اللوحة على الفور حتى تصل إلى درجة حرارة الاستعداد (28 °C) (~0.5 min). وتعتبر هذه الدرجة أي الدرجة التي تثير أي رد فعل وقائي من الألم، بمثابة عتبة الحرارة الضارة (TNT) للحيوان الطبيعي (المجموعة الضابطة).
    *أحياناً، وخاصة في الفئران، قد يُلاحظ السلوك الوقائي من الألم تجاه درجة الحرارة الضارة أولاً في إحدى القائمتين الأماميتين أو كلتيهما (مثلاً اللعق أثناء الجلوس)، قبل بضع ثوانٍ من القوائم الخلفية. ومع ذلك، فإن لعق القائمة الأمامية هو جزء طبيعي من سلوك التنظيف الذاتي؛ لذا، يتم تقييم تفاعلات القائمة الخلفية فقط. وفي بعض الحالات، قد تقوم الفئران بتنظيف قوائمها الخلفية أيضاً، إلا أن التنظيف الطبيعي لا يستمر أكثر من بضع ثوانٍ، ولا يتضمن لعقاً مكثفاً، وعادة ما ينتهي بعد تنظيف المخالب.
  5. أخرج الحيوان برفق من على اللوحة وضعه في قفصه المخصص. ثم تكرر عملية قياس عتبة الحرارة لحيوان ضابط (طبيعي) آخر.
    ملاحظة: يمكن تحديد قيم TNT في حيوان واحد على فترات زمنية تتراوح بين 1-2 minutes دون إخراج الحيوان من غرفة الملاحظة. ويمكن تكرار تحديد TNT في الجرذان أو الفئران عدة مرات على مدار عدة أيام، وهذا مفيد بشكل خاص لتحديد متوسط TNT لحيوان فردي وكذلك تباينه مع العمر.
  6. يُعبر عن TNT للحيوانات الضابطة كمتوسط لثلاث عتبات أو أكثر ± SEM.
  7. يتم إجراء التحليل الإحصائي للبيانات التي تم الحصول عليها لمقارنة مجموعات العلاج المختلفة من الفئران أو الجرذان. يمكن استخدام الإجراءات البارامترية بما في ذلك تحليل التباين (Analysis of Variance) بشكل مناسب عندما تكون البيانات موزعة طبيعياً وتكون مجموعات العلاج متجانسة التباين (homoskedastic)؛ وعند استيفاء هذه الشروط، يمكن تطبيق المنهجيات التالية: تحليل التباين متبوعاً باختبار Newman-Keuls للكشف عن الاختلافات في القياسات المتعددة أي قيم TNT الفردية المتكررة مع أو بدون علاج أو في نقاط زمنية مختلفة (مثلاً البيانات في Figure 3). ويمكن استخدام اختبار Student's t-test المقترن لمقارنة مجموعتين من البيانات أي قيم TNT قبل مقابل بعد العلاج الدوائي؛ بينما يمكن استخدام اختبار t-test غير المقترن لتحديد الاختلافات في تغيرات TNT في الحيوانات المعالجة بالدواء مقابل الحيوانات المعالجة بالمركبة الحاملة (vehicle) (مثلاً البيانات في Figure 4).

3. اختبار الحيوانات المصابة بالسكري

يعد الجرذ المصاب بالسكري المستحث بالستريبتوزوتوسين (STZ) النموذج الحيواني الأكثر استخداماً لدراسة آليات الاعتلال العصبي السكري (PDN) وتقييم الأدوية والعلاجات المسكنة11,12. ويمكن اختبار الجرذان التي أُصيبت بالسكري عن طريق جرعة واحدة من STZ (60 mg/kg) تُحقن داخل الصفاق للكشف عن فرط التألم الحراري خلال الأسبوع الـ 3rd بعد ظهور مرض السكري11. ومن المهم ملاحظة أن ليس كل الجرذان المصابة بالسكري تصاب بالاعتلال العصبي السكري (PDN)، ومع ذلك، يمكن التعرف بسهولة على الحيوانات التي تطور فرط التألم (~50%)؛ حيث تكون عتبات سحب الذيل (TNTs) لديها أقل من الطبيعي*.

*لتحديد عتبات تحمل الحرارة الضارة (TNTs) في الجرذان المصابة بمرض السكري المستحث بالستريبتوزوتوسين (STZ)، يتم استخدام درجة حرارة أولية للصفيحة تبلغ 15 °C بدلاً من 28 °C. والسبب في هذا التغيير هو أنه من المتوقع أن تكون معظم الحيوانات المصابة بالسكري والتي تعاني من اعتلال الأعصاب المحيطية (PDN) مفرطة التحسس للألم2,11. وبناءً على ذلك، ستكون عتبات تحمل الحرارة الضارة لديها أقل من المستوى الطبيعي (على سبيل المثال، <45 °C).

  1. يتم وضع جرذ مصاب بالسكري في غرفة الملاحظة أعلى جهاز الاختبار. يُترك الحيوان للتكيف مع سطح اللوحة حتى يظهر سلوكاً مريحاً.
    ملاحظة: عادةً لا يظهر الجرذ المصاب بالسكري الكثير من السلوك الطبيعي؛ إذ تكون الجرذان المصابة بالسكري عادةً قليلة النشاط وخاملة، وغالباً ما تظهر حركات محدودة وبطئاً في تنظيف نفسها. ومن النادر ملاحظة وقوفها باتجاه غطاء غرفة الملاحظة. وبعد بضع دقائق، قد تبقى الجرذان المصابة بالسكري بهدوء في زاوية من الغرفة مع شم المحيط بشكل عارض.
  2. بمجرد أن يشعر الحيوان المصاب بالسكري بالراحة في غرفة الملاحظة، يتم تسخين اللوحة كما هو موضح في الخطوة 2.3؛ وقد يظهر الجرذ المصاب بالسكري سلوكاً دفاعياً ضد الألم (nocifensive behavior) يشمل إما الطرف الخلفي أو الأمامي. يحدث هذا عادةً عند درجات حرارة اللوحة غير الضارة (مثلاً، <45 °C)، أو بعد مدة لا تزيد عن 5 دقائق في الغرفة مع زيادة في درجة الحرارة بمعدل 6 °C/min.
    ملاحظة: لا تختلف الاستجابة الدفاعية ضد الألم لدى الجرذ المصاب بالسكري في مرحلة البلوغ المبكر عنها لدى الجرذ الطبيعي، ومع ذلك، فإن أدنى درجة حرارة تثير هذا السلوك تكون منخفضة بشكل ملحوظ.
  3. انظر الخطوة 2.4
  4. يُعتبر متوسط أكثر من ثلاث عتبات في يوم التجربة، والمعبر عنه بـ °C ± SEM، هو عتبة الحرارة الضارة للحيوان المصاب بالسكري.
    ملاحظة: يمكن اتباع نموذج مشابه للنموذج المشروح للجرذان الطبيعية أو المصابة بالسكري لتحديد التأثير الحراري المضاد للألم للمسكنات على عتبات الحرارة.

4. اختبار تسكين الألم

يمكن الحصول بسهولة على الخصائص المضادة للألم للأدوية (على سبيل المثال، المسكنات) بالإضافة إلى تحديد المعاملات الدوائية مثل الجرعة الفعالة الدنيا من خلال اتباع الخطوات الموضحة أعلاه. ومن المتوقع أن تؤدي الجرعات المناسبة من المسكن الذي يتم إعطاؤه للجرذان/الفئران إلى زيادة عتبات تحمل الحرارة (TNTs) لديهم بشكل ملحوظ. ويكون هذا الأمر حساساً بشكل خاص في الحيوانات التي تعاني من فرط التألم الحراري3. ومع ذلك، ولتجنب التحيز في تفسير النتائج، يجب ألا يعرف الباحثون المشاركون في الملاحظة السلوكية لمجموعة من الحيوانات ما إذا كانت هذه الحيوانات قد خضعت للعلاج أم لا. علاوة على ذلك، يمكن لباحث آخر تحضير الأدوية التي سيقوم الملاحظ بحقنها وتسميتها A، B، C، إلخ. ويتم توفير الجرعات في نسخة مطبوعة تسرد الجرعات الفردية لكل حيوان محدد.

اعتمادًا على الدواء الذي يتم اختباره، يمكن إعطاء جرعات مختلفة من المسكن المحتمل للحيوانات الطبيعية أو المصابة بداء السكري قبل 5-15 min من الاختبارات السلوكية. يجب إدراج ضوابط مناسبة (أي حيوانات متطابقة في العمر تم حقنها بالمركبة الناقلة وحدها و/أو جرذان مصابة بداء السكري بدون PDN) واختبارها باستخدام ظروف متطابقة (على سبيل المثال درجة الحرارة الابتدائية نفسها للصفيحة). كما يمكن اختبار التأثيرات المزمنة للأدوية أيضًا.

5. النتائج التمثيلية

تم تحديد أدنى درجة حرارة للصفيحة تثير ردود فعل دفاعية ألمية في أي من القوائم الخلفية للجرذان أو الفئران الشابة البالغة الطبيعية غير المعالجة باتباع الخطوات من 2-1 إلى 2-6. وكما هو موضح في الشكل 1، كانت درجة حرارة عتبة السحب (TNT) للجرذان والفئران الشابة البالغة الطبيعية 47.2 ± 0.2 °C و47.5 ± 0.5 °C، على التوالي.

لم نلاحظ أي تباين يومي ملحوظ في قيم TNT للأفراد (الشكل 2A)، ولا تغيرات ملحوظة في قيم TNT بين الأفراد من نفس العمر (الشكل 2B). كما لم تُلاحظ أي اختلافات في قيم TNT تعزى إلى الجنس (غير موضح).

تم تحديد عتبات تحمل درجة الحرارة (TNTs) لدى جرذان شابة مصابة بداء السكري المستحث بـ STZ بطريقة مماثلة لتلك المتبعة مع الجرذان الطبيعية (الخطوات 3.1 إلى 3.3). ومع ذلك، تم ضبط درجة حرارة اللوحة الابتدائية على 15 °C بدلاً من 28 °C. تم تقييم السلوك الدفاعي ضد الألم لدى الجرذان المصابة بداء السكري المستحث بـ STZ ثلاث مرات على الأقل لكل فرد وبشكل يومي بدءاً من اليوم الحادي عشر بعد حقن STZ. وكما هو موضح في الشكل 3، يصبح الانخفاض الملحوظ (p<0.01) في TNT لدى الجرذان المصابة بداء السكري المستحث بـ STZ جلياً بعد أسبوعين من حقن STZ. وقد بلغ متوسط TNT للجرذان المصابة بداء السكري المستحث بـ STZ قيمة 45.6 ± 0.1 °C (n=16، قيم مجمعة من الأيام 14-23).

اعتُبرت الجرذان المصابة بالسكري التي أظهرت مستويات من عتبة تحمل الألم (TNT) أقل بكثير من الجرذان الطبيعية مصابة باعتلال الأعصاب السكري (PDN). واستُخدمت هذه الجرذان لاختبار الخصائص الحادة المضادة للألم لمسكن ألم (المركب A). تم تحديد عتبات تحمل الألم في الجرذان الطبيعية والمصابة بالسكري التي حُقنت إما بجرعة واحدة من المركب أو بالمادة الحاملة وحدها قبل الاختبار بخمس دقائق. وكما هو موضح في الشكل 4أدت جرعة واحدة من المركب تم حقنها داخل الصفاق إلى زيادة كبيرة في درجة حرارة الجسم (TNTs) لدى الجرذان المصابة بداء السكري مقارنة بالجرذان التي عولجت بالمحلول الحامل وحده (45.6 درجة مئوية مقابل 47.6 درجة مئوية، على التوالي). كما لُوحظ التأثير المضاد للألم للمركب A في الجرذان السليمة؛ وعلى الرغم من كونه تأثيراً معنوياً (p<0.01)، فقد كان أقل وضوحاً (47.4 درجة مئوية مقابل ٤٨.٠ درجة مئوية، على التوالي).

رسم بياني شريطي لعتبة الاستقبال الحراري للألم للمقارنة بين الجرذان والفئران، يوضح بيانات الحساسية لدرجة الحرارة.
الشكل 1. تحديد عتبات الاستقبال الحراري للألم (TNTs) في الجرذان أو الفئران البالغة الشابة السليمة: تم اختبار عتبات الاستقبال الحراري للألم في الجرذان البالغة الشابة (p21-24) أو الفئران (p20-21) باستخدام جهاز iHPAM وفقاً للخطوات المذكورة أعلاه. تم اختبار ما مجموعه 12 جرذاً و25 فأراً. أُجريت القياسات على مدار عدة أيام وجُمعت النتائج. عُبِّر عن النتائج كمتوسط ± الخطأ المعياري للمتوسط (SEM). كانت أدنى وأعلى قيم لـ TNT سُجلت في هذه الجرذان 46.2 °C و48.6 °C على التوالي. وفي حالة الفئران، كانت أعلى وأدنى قيم لـ TNT سُجلت 48.8 °C و44.9 °C، على التوالي.

رسم بياني لدرجة الحرارة الطبيعية الأساسية (TNT) مقابل العمر في الجرذان والفئران؛ تحليل درجة حرارة الجسم مع أشرطة الخطأ في الأيام 20-24.
الشكل 2. الاعتماد العمري لدرجة الحرارة الطبيعية الأساسية (TNTs) في الجرذان والفئران: أ) يوضح الرسم البياني TNTs لأربعة جرذان طبيعية (n=4) في عمر 21 يوماً، تم تحديدها ثلاث مرات يومياً على الأقل لمدة 5 أيام. ب) TNTs لفئران من نفس البطن تم تحديدها مرة واحدة في الأعمار الموضحة. تمثل الأرقام الموجودة فوق كل نقطة تحديد عدد الفئران المستخدمة من نفس البطن.

مخطط بيانات TNT بعد حقن STZ؛ تحليل اتجاه درجة الحرارة بمرور الوقت.
الشكل 3. تصبح الجرذان المصابة بالسكري مفرطة التحسس للألم بعد 3 أسابيع من بداية المرض: تم تحديد TNT لستة (n=6) من الجرذان البالغة الشابة المصابة بالسكري بـ STZ والمتوافقة في العمر يومياً بدءاً من اليوم 11 بعد تحفيز السكري. الموضح هو متوسطات TNT اليومية (mean ± SEM). كانت قيم TNT للجرذان المصابة بالسكري التي تم تحديدها بين 11-13 يوماً بعد حقن STZ ضمن النطاق الطبيعي (الخط الأحمر). وبعد أسبوعين من حقن STZ، انخفضت قيم TNT بشكل ملحوظ إلى 45.1 ± 0.4 °C، (p<0.05).

رسم بياني شريطي لعتبة استقبال الألم الحراري؛ مقارنة بين المجموعة الضابطة والمجموعة المصابة بالسكري؛ تحليل تأثير المركب.
الشكل 4. التأثيرات المضادة للألم الحادة للمركب B في الجرذان المصابة بالسكري المستحث بـ STZ. تم اختبار جرذان شابة طبيعية (المجموعة الزرقاء n=12) وجرذان مصابة بالسكري المستحث بـ STZ تعاني من فرط التألم ومطابقة في العمر (المجموعة الخضراء n=6) في اختبار iHPAM بعد الحقن داخل الصفاق بالمادة الناقلة (الأشرطة الداكنة) أو المركب A (الأشرطة الفاتحة). يوضح الشكل متوسط TNT ± SEM لكل علاج (المجموعة الضابطة بالناقل أو المعالجة بالمركب A). تشير النجمات إلى وجود فروق إحصائية (p<0.05).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

على غرار اختبار الصفيحة الساخنة التقليدي لقياس فرط التألم الحراري4,13، يتيح اختبار استقبال الألم الموصوف هنا طريقة سريعة وموثوقة لقياس السلوك الدفاعي ضد الألم في الجرذان والفئران. ومع ذلك، وبخلاف الاختبار التقليدي، فإن طريقة الصفيحة الساخنة التصاعدية غير بضعية وخالية من الإجهاد تقريباً. ورغم أن بعض التقييد ضروري لإجراء الاختبار (أي يجب أن يكون الحيوان في غرفة المراقبة)، إلا أن الجرذان أو الفئران معتادة على مناطق مماثلة (مثل أقفاص الإيواء).

في ظل الظروف الموصوفة، أ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لقد قررنا عدم الكشف عن هوية المسكن المستخدم في هذه التجارب. وقد تم عرض جزء من النتائج الموضحة هنا في الجلسات العلمية الحادية والسبعين (71st) للجمعية الأمريكية لمرض السكري (سان دييغو، كاليفورنيا) والاجتماع السنوي السابع والأربعين (47th) للجمعية الأوروبية لدراسة السكري (لشبونة، البرتغال).

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا العمل من قبل الجمعية الأمريكية للسكري (ADA)، منحة رقم JF1-10-14 (MDiF). نود أن نشكر موظفي مختبر الموارد الحيوانية في جامعة ولاية واشنطن (WSU). كما يوجه المؤلفون خالص شكرهم للدكتور نيل باتون على مساعدته في التحليل الإحصائي للبيانات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
مقياس تسكين الألم بالصفيحة الساخنة التزايديIITC Inc. Life SciencePart #PE34
Soft Series 8IITC Inc. Life SciencePart # Series8
ستربتوزوتوسينCalbiochem572201

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Baron, R. Peripheral neuropathic pain: From mechanisms to symptoms. Clin. J. Pain. 16, S12-S20 (2000).
  2. Calcutt, N. A., Jorge, M. C., Yaksh, T. L., Chaplan, S. R. Tactile allodynia and formalin hyperalgesia in streptozotocin-diabetic rats: Effects of insulin, aldose reductase inhibition and lidocaine. Pain. 68, 293-299 (1996).
  3. Bolcskei, K., Petho, G., Szolcsanyi, J. Noxious heat threshold measured with slowly increasing temperatures: Novel rat thermal hyperalgesia models. Methods Mol. Biol. 617, 57-66 (2010).
  4. Ankier, S. I. New hot plate tests to quantify antinociceptive and narcotic antagonist activities. Eur. J. Pharmacol. 27, 1-4 (1974).
  5. Almasi, R., Petho, G., Bolcskei, K., Szolcsanyi, J. Effect of resiniferatoxin on the noxious heat threshold temperature in the rat: A novel heat allodynia model sensitive to analgesics. Br. J. Pharmacol. 139, 49-58 (2003).
  6. Bolcskei, K., Horvath, D., Szolcsanyi, J., Petho, G. Heat injury-induced drop of the noxious heat threshold measured with an increasing-temperature water bath: A novel rat thermal hyperalgesia model. Eur. J. Pharmacol. 564, 80-87 (2007).
  7. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Identification and ranking of genetic and laboratory environment factors influencing a behavioral trait, thermal nociception, via computational analysis of a large data archive. Neurosci. Biobehav. Rev. 26, 907-923 (2002).
  8. Langford, D. J., Crager, S. E., Shehzad, Z., Smith, S. B., Sotocinal, S. G., Levenstadt, J. S., Chanda, M. L., Levitin, D. J., Mogil, J. S. Social modulation of pain as evidence for empathy in mice. Science. 312, 1967-1970 (2006).
  9. Hunt, S. P., Koltzenburg, M. The neurobiology of pain. , Oxford University Press. New York. (2005).
  10. Willis, W. D. The pain system : The neural basis of nociceptive transmission in the mammalian nervous system. , Basel, New York, Karger. (1985).
  11. Calcutt, N. Modeling diabetic sensory neuropathy in rats. In: Methods in molecular medicine. Pain research: Methods and protocols. , Humana Press. Totowa, N.J. (2004).
  12. Bars, D. L. e, Gozariu, M., Cadden, S. W. Animal models of nociception. Pharmacol. Rev. 53, 597-652 (2001).
  13. Shaikh, A. S., Somani, R. S. Animal models and biomarkers of neuropathy in diabetic rodents. Indian J. Pharmacol. 42, 129-134 (2010).
  14. Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32, 77-88 (1988).
  15. Hardy, J. D. Method for the rapid measurement of skin temperature during exposure to intense thermal radiation. J. Appl. Physiol. 5, 559-566 (1953).
  16. Sumino, R., Dubner, R., Starkman, S. Responses of small myelinated "warm" fibers to noxious heat stimuli applied to the monkey's face. Brain Res. 62, 260-263 (1973).
  17. Hammond, D. L., Ruda, M. A. Developmental alterations in thermal nociceptive threshold and the distribution of immunoreactive calcitonin gene-related peptide and substance p after neonatal administration of capsaicin in the rat. Neurosci. Lett. 97, 57-62 (1989).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة