مقالة منهجية

محرك عانى من قطع الأعصاب والوقت الفاصل بين التصوير من السلوكيات الخلايا الغروية في اسماك الزرد لايف

11.5K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/50621

⸱

يونيو 20, 2013

 , 
1Department of Biology, University of Virginia

في هذه المقالة

ملخص

على الرغم من أن الجهاز العصبي المحيطي (السندات الإذنية) قادرة على إصلاح كبيرة بعد الإصابة، لا يعرف إلا القليل عن الآليات الخلوية والجزيئية التي تحكم هذه الظاهرة. باستخدام الحية، الزرد المعدلة وراثيا واستنساخه العصبية مقايسة عانى من قطع، يمكننا أن دراسة ديناميكية سلوكيات الخلية الدبقية خلال تنكس الأعصاب والتجدد.

الملخص

غالبا ما يوصف الجهاز العصبي كمكون يصعب السلكية من الجسم على الرغم من أنه هو نظام الجهاز السوائل إلى حد كبير أن يتفاعل مع المؤثرات الخارجية بطريقة متسقة وبطريقة نمطية، مع الحفاظ على المرونة لا يصدق واللدونة. وخلافا للنظام العصبي المركزي (CNS)، النظام العصبي الطرفي (المحيطي) قادر على إصلاح كبيرة، ولكننا قد بدأت لتوها لفهم الآليات الخلوية والجزيئية التي تحكم هذه الظاهرة. باستخدام الزرد كنظام نموذج، لدينا فرصة غير مسبوقة لدراسات التجدد زوجين مع التصوير في الجسم الحي والتلاعب الجيني. وتتكون الأعصاب الطرفية من محاور عصبية محاطة بطبقات من الخلايا الدبقية والنسيج الضام. ومغمد محاور عصبية من قبل myelinating أو غير myelinating خلايا شوان، والتي هي بدورها ملفوفة في كراسة من قبل غمد الخلوية تسمى perineurium. اثر اصابة والأعصاب الطرفية الكبار لديها قدرة فائقة على ريمولقد تضررت الحطام المحاور والأهداف إعادة يعصب. للتحقيق في أدوار جميع الدبقية الطرفية في الجهاز العصبي المحيطي التجديد، وصفنا هنا مقايسة عانى من قطع محور عصبي يستخدم ليزر صبغ المتاحة تجاريا النيتروجين ضخها إلى axotomize الأعصاب الحركية في الزرد المعدلة وراثيا حية. نحن تصف مزيد من الطرق لزوجين هذه التجارب إلى الوقت الفاصل بين التصوير من الأعصاب الجرحى والسيطرة. هذا النموذج التجريبي يمكن استخدامها لتقييم ليس فقط بالدور الذي تقوم به الخلايا الدبقية في تجديد العصبية، ولكن يمكن أيضا أن تكون منصة لتوضيح الآليات الجزيئية التي تتحكم في إصلاح الجهاز العصبي.

المقدمة

وقد استخدمت على نطاق واسع الزرد لدراسة تطور الجهاز العصبي بسبب الشفافية البصرية الخاصة بهم وسهولة نقل الجينات، التي عندما يقترن، تسمح للتصوير مذهلة من السلوكيات خلية حيوية في جنين المعيشة. بالإضافة إلى ذلك، لأن الزرد والثدييات مشاركة ما يقرب من جميع الجينات اللازمة لتكوين الجهاز العصبي، والمعلومات الخلوية والجزيئية التي تم جمعها في هذا النموذج الحي هو relatable مباشرة على أنواع الفقاريات الأخرى. وعلى الرغم قوية بشكل لا يصدق للدراسات التنموية العصبية، والزرد وسمات فريدة من نوعها لديها القدرة أيضا لتوضيح الآليات التي تحافظ على وإعادة بناء الجهاز العصبي بعد الإصابة. اليرقات الزرد الحفاظ على شفافية بهم إلى مراحل اليرقات في وقت متأخر وتصبغ يمكن أن يكون قد تم حظره بشكل فعال مع إما استخدام مثبطات الدوائية من إنتاج الميلانين أو طفرات الجينية التي تفتقر الخلايا الصبغية. وهكذا، وذلك باستخدام هذا النموذج الحي لدراسة الإصابات وregeneratايون في الحيوانات الأكبر سنا هو ممكن ويوفر فرصة فريدة للتحقيق مباشرة الآليات الخلوية والجزيئية التي إعادة بناء الجهاز العصبي. في هذا المخطوط، ونحن تصف كيفية تجرح بكفاءة وبتكاثر الأعصاب في الجهاز العصبي المحيطي من اليرقات الزرد. هذا النموذج إصابة يفسح المجال لدراسة انحطاط فحسب، بل أيضا ردود الدبقية الطرفية والخلايا المناعية وكذلك التفاعلات بين هؤلاء السكان خلال تجديد.

الجهاز العصبي المحيطي هو عبارة عن شبكة معقدة من الأعصاب الحسية الحركية وما هو ضروري لتمرير المعلومات بين الجهاز العصبي المركزي (CNS) والجلد والأجهزة والعضلات من الجسم، مما يسمح للكائن الحي للتفاعل مع بيئته والبقاء على قيد الحياة. على طول هذه الأعصاب، الدبقية المحيطية، بما في ذلك myelinating وغير myelinating خلايا شوان والدبقية ظهارة الحزمة العصبية، وكذلك النسيج الضام، يغلف محاور عصبية وتشكل في نهاية المطاف العصب ناضجة. إصابة هذه الأعصاب يبدأ عملية Known كما ولري تنكس 10. هذه الآلية من تجزئة محور عصبي، والتوظيف المناعة، وإزالة الحطام والتجديد هو نمطي جدا ومنظم وراثيا 1. وقد وصفت دراسات السابقة في نظم الثدييات أدوار خلايا شوان خلال تنكس الأعصاب وتجديد 1، 2، 6، 8. في هذه الدراسات من الأنسجة الثابتة أو زراعة الخلايا، وخلايا شوان تجنيدهم ليس فقط الضامة إلى موقع الإصابة للمساعدة في إزالة الحطام، ولكن ساعد أيضا في المايلين البلعمة أنفسهم. في حين كانت هذه الدراسات لا يصدق مفيدة، لدينا أبدا من قبل الاستجابات الدبقية تصور للإصابة محوار الطرفية في الجسم الحي في الوقت الحقيقي، وحققت توجد دراسات أخرى العلاقة بين فئات مختلفة من الخلايا الدبقية الطرفية خلال هذه الأحداث.

في الآونة الأخيرة، حققت عدة مختبرات wallerian انحطاط باستخدام الزرد وإصابة اكسون الليزر بوساطة مماثلة إلى ما وصفنا هنا 4، 5، 7، 9. في بعض من هذه الدراسات، تم axotomized محاور عصبية حسية سطحية في اليرقات الشباب باستخدام بنيت العرف، واثنين من الفوتون المجهر متحد البؤر 4، 5، 9. في دراسة أخرى، والتي هي مشابهة جدا لمنطقتنا، ومقطوع محاور عصبية حادة داخل العصب المحرك بطني في اليرقات البالغة من العمر 5 أيام باستخدام نظام التذرية الليزر المتاحة تجاريا 7. في كل من هذه التجارب مجموعة عمليات، كان التركيز على wallerian انحطاط وكلا محاور عصبية وخلايا مناعية تم تصوير. التوسع في هذه الدراسات، ونحن تصف إصابة المحاور الحركية في اليرقات الأكبر سنا مع أكثر نضجا والأعصاب العصبي وفحص مدى استجابة كل الدبقية الأعصاب الطرفية المرتبطة خلال انحطاط والتجدد.

للقيام بذلك، ونحن القطع الأعصاب الحركية في 6 و 7 أيام الإخصاب آخر (DPF) يرقات وتصور استجابات السكان الدبقية الفردية، وكذلك التحقيق في التفاعلات بين هؤلاء السكان على طول محاور عصبية المصاب. باستخدام هيئة تنظيم الاتصالات المزدوجة والثلاثيةخطوط nsgenic أن تسمية الخلايا الدبقية المحيطية، بما في ذلك خلايا شوان والدبقية ظهارة الحزمة العصبية، فضلا عن علامة للحصول على محاور عصبية، ونحن نستخدم نظام التذرية الليزر المتاحة تجاريا يتكون من النيتروجين ضخ صبغة الليزر (الطول الموجي 435 نانومتر) تعلق على نظام القرص الغزل مبائر لإنشاء transections محور عصبي. هذا التجريبية انشاء يتيح لنا أن تصور الحية، الزرد اليرقات، تجرح الطرفية مساحات محوار موتور محددة والصورة الوقت الفاصل بين استجابات السكان الدبقية متميزة للإصابة محور عصبي وعلاقتها مع بعضها البعض. هذا البروتوكول يمكن تكييفها لخلق مزيد من الإصابات العصبية في الزرد من مختلف الأعمار، مع خطوط المعدلة وراثيا مختلفة أو طفرات وراثية لمعالجة المسائل العلمية المختلفة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

1. إعداد وتركيب الأجنة الزرد لتذرية وتصوير لايف

  1. إعداد مخزون من 0.8٪ منخفضة ذوبان الاغاروز في الماء البيض. قسامة إلى 13X 100 ملم أنابيب القابل للتصرف ثقافة وتخزينها في 4 درجة مئوية لحين الحاجة إليها.
  2. الزرد الكبار الصليب تحتوي على الجينات المحورة ثابت متكاملة لتسمية fluorescently الخلايا العصبية الحركية وأنواع الخلايا الدبقية من الفائدة. جمع الأجنة الزرد في الماء البيض ووضعه في 28.5 درجة مئوية حاضنة للانطلاق الصحيح في وقت لاحق 3.
  3. وفي حوالي 24 ساعة بعد الإخصاب (HPF)، إزالة الماء البيض وإضافة 0.002٪ 1-2-فينيل ثيوريا (PTU) في الماء البيض. عودة الأجنة إلى الحاضنة.
  4. بين 24 و 96 HPF، يجب فحص الأجنة لوجود الجينات المحورة المطلوب على نطاق تشريح فلوري. وضع الأجنة المختارة في المياه العذبة البيض PTU والعودة إلى الحاضنة.
  5. عندما وصلت إلى يرقات 6 أيام آخر الإخصاب (DPF) (أو السن المطلوب)، بإزالتها من الحاضنة، حدد اليرقات قليلة للتركيب، ونقلها إلى طبق أصغر.
  6. إزالة الماء من الطبق واستبدالها فورا مع ما يقرب من 0.02٪ Tricane في PTU المياه البيض. تسمح اليرقات على الجلوس في مخدر حوالي 5 دقائق.
  7. وضع قسامة من 0.8٪ منخفضة ذوبان الاغاروز في كوب مع ماء الصنبور والميكروويف لمدة 30 ثانية، أو حتى ذاب الاغاروز. تسمح الدورق ليبرد حتى الاغاروز في أنبوب الثقافة يشعر فاتر لمسة (لا ساخنة).
  8. حدد اليرقة تخدير وتحويلها إلى 35 مم طبق أسفل الزجاج واحدة أو متعددة أيضا. إزالة أي المياه التي تم نقلها مع يرقة، ثم يغطى فورا اليرقة مع ما يكفي من الاغاروز الحارة لملء جزء الزجاج ذات قاع الطبق ولكن ليس إنشاء قبة كبيرة.
  9. كما يصلب الاغاروز، استخدام إبرة تشريح لوضع اليرقة على جانبها في قاع الطبق، ثم إمالة اليرقة فقط قليلا على ظهرها. لا بد للإصابة والتصوير لاحقة، أناليرقة التي شنت أن لمس الزجاج على الجزء السفلي من الطبق. استخدام إبرة تشريح للحفاظ على يرقة في هذا الموقف حتى يتم عززت agarose ويجمد اليرقة.
  10. بمجرد تصلب الاغاروز تماما، ماصة ببطء المياه Tricane بما فيه الكفاية (وهذا يمكن أن يكون هو نفسه Tricane تستخدم للتخدير) في طبق لتغطية كامل الاغاروز واليرقة.

2. معايرة الليزر واختبار

  1. تشغيل جميع الأجهزة متحد البؤر المجهر، وأشعة الليزر الصمام الثنائي المناسب لالجينات المحورة الزرد مثيرة، والنيتروجين ضخ ليزر الصبغة. تأكد من أن شعاع "على بياض" الخائن هو في مكان، والمخفف ليزر مفتوح تماما، ونانومتر الكومارين خلية الصبغة 435 هو في مكان. على الكمبيوتر، فتح برامج التصوير.
  2. نقل 63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء في الموقف وتطبيق قطرة صغيرة من الغمر المتوسطة لتحقيق أهداف الماء على الهدف. وسيكون الهدف 63X تسمح للخير ليزر دقة الاجتثاث، والمياه طmmersion يسمح لمسافة عمل أكبر، وهو أمر ضروري عند العمل مع 6-7 DPF اليرقات الزرد.
  3. الحصول على شريحة زجاجية مع جانب واحد معكوسة لاستخدامها لمعايرة من الليزر. ضع الشريحة، مرآة جانبية أسفل، على خشبة المسرح المجهر.
  4. باستخدام العدسة تحت إضاءة brightfield، والعثور على وتركز على خدش أو حفر في المرآة. ضوء brightfield سيتم ساطع يسقط على شريحة زجاجية، ولكن لن يمر إلا من خلال لهدف في الأماكن التي تم خدش المرآة أو محفورا بعيدا، مما تسبب في المرآة لتبدو سوداء من خلال العدسة، وختوم لتبدو وكأنها بقع أو خطوط من الضوء.
  5. عرض وتركيز ختوم على شاشة الكمبيوتر باستخدام برامج التصوير. فتح النافذة التي تسيطر على معايرة الليزر وإعدادات الطاقة. تعيين عدد النبضات إلى "1" و لوحة توهين إلى "3" انتقال٪. عدد نبضات يمثل عدد المرات فإن الليزر اطلاق النار داخل كل منطقة من الفائدة (ROI) وانتقال٪ يمثل قوة الليزر. تأكد من تحديد الإعداد المعايرة الصحيحة لل63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء.
  6. حدد أداة القطع الناقص من شريط الأدوات الرئيسية، وانقر على الصورة على شاشة الكمبيوتر لإنشاء ROI دائري واحد. هل هذا 3 مرات أكثر حتى هناك 4 رويس دائرية متباعدة بشكل عشوائي فوق الصورة.
  7. ويمكن أن تشمل بعض النظم ميزة السلامة التي لن تسمح ليزر لاطلاق النار إذا كان مسار الضوء إلى خلال oculars مفتوح. إذا كان هذا هو الحال، يدويا إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars في هذا الوقت.
  8. إطلاق الليزر. هذا سيخلق 4 ختوم بقعة صغيرة، 1 ضمن كل ROI دائرية. إذا لا يتم إطلاق الليزر، وتحقق للتأكد من تشغيل الليزر على ومتصلة بشكل صحيح، وأنه تم إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars. إذا رأيت حرائق الليزر ولكن لا الحفر، تحقق للتأكد من أن "على بياض" شعاع الفاصل هو في مكان. إذا كان كل شيء في مكانه، وزيادة قوة الليزر و"FRAP" حتى ختوم عه مرئية. إذا طاقة الليزر وضع أكبر من 10 ضروري لحفر الزجاج، وهذا قد يشير إلى خرطوشة بلازما الليزر يحتاج إلى استبداله.
  9. إذا ظهرت بقع محفورا تركزت داخل رويس المحددة، لا المعايرة ضروري (المضي قدما إلى 2.12). إذا لم يتم توسيط البقع، يحتاج إلى تحديث الإعداد المعايرة.
  10. لمعايرة، انقر فوق التحديث الإعداد المعايرة. سوف الليزر اطلاق النار وسوف تظهر صورة تحتوي على نقطة واحدة المحفور. إذا لم يظهر نقطة، إلغاء المعايرة، وزيادة قوة الليزر، وبدء المعايرة مرة أخرى.
  11. انقر في وسط بقعة. سوف الليزر إطلاق النار مرة أخرى، وسوف تظهر نقطة أخرى. انقر فوق هذه النقطة، وتكرار هذه العملية حتى اكتمال المعايرة وتظهر بقع 9 بطريقة الشبكة. كرر الخطوات من 2،6-2،9 للتأكد من أن المعايرة كانت ناجحة.
  12. إزالة شريحة زجاجية من مرحلة المجهر وتنظيف الهدف. فتح مسار الضوء إلى مكتب تعزيز الوحدةلارس، واستبدال "على بياض" الخائن شعاع مع "بنسبة 100٪ ILL" الخائن شعاع.

3. عانى من قطع العصب عن طريق تذرية الليزر والوقت الفاصل بين التصوير متحد البؤر من السلوكيات الخلايا الغروية

  1. إزالة مرحلة تستخدم لعقد الشريحة الزجاجية واستبدالها مع مرحلة مناسبة لعقد 35 ملم الأطباق الزجاجية القاع. الاستمرار في استخدام 63X 1.2NA الهدف الغمر بالماء.
  2. ضع قطرة صغيرة من متوسطة غمر المياه لهذا الهدف، ووضع الطبق مع اليرقة التي شنت على خشبة المسرح. تحقيق الاستقرار في طبق مع لقطات.
  3. باستخدام العدسة والإضاءة widefield، والتركيز اليرقة وتحديد الأعصاب الحركية. مسح الأعصاب في hemisegments 10-20 وتحديد العصب المحرك للعانى من قطع.
  4. إحضار الحية بالنظر إلى العصب على شاشة الكمبيوتر باستخدام برامج التصوير. اختر Z-الطائرات والحصول على صورة من محاور عصبية وخلايا الدبقية من العصب لم يصب.
  5. إعداد إعدادات الوقت الفاصل بين التصوير في برامج التصوير لالتقاطZ-التوقعات من جميع أنواع الخلايا في فترات دقيقة 5-30، اعتمادا على التجربة. فمن الأفضل لتهيئة جميع الإعدادات اللازمة لمرور الوقت قبل تنفيذ الاجتثاث، حتى لا يكون هناك أي تأخير في بدء الفاصل بين وقت وقوع الضرر مرة واحدة كاملة.
  6. إزالة "بنسبة 100٪ ILL" الخائن شعاع واستبدال "على بياض". إغلاق مسار الضوء إلى خلال oculars.
  7. العودة إلى طريقة العرض الحية من العصب. استخدام قناة الفلورسنت المناسب لعرض المحاور التي سيتم مقطوع.
  8. باستخدام أداة القطع الناقص، إنشاء ROI بيضاوي الشكل رقيقة في المنطقة ليكون ذاب، ثم خلق رويس أصغر داخل المنطقة المحددة.
  9. في النافذة التي تسيطر على إعدادات الليزر، وتعيين عدد النبضات إلى "2" ولوحة توهين إلى "18" نقل٪. اطلاق النار ليزر داخل رويس المحددة. إذا كان لا يزال مضان داخل رويس، وزيادة قوة الليزر، وانتظر حوالي 10 ثانية، واطلاق النار ليزر مرة أخرى. القيام بذلك حتى تصل إلى الإعداد الذي يسبب fluorescenCE لتختفي داخل رويس.
  10. انتظر 10 ثانية أو أكثر والتحقق من منطقة ذاب مرة أخرى لمضان. حذار أن العائد على الاستثمار قد يبدو في البداية ذاب، عندما هو في الواقع photobleached. في حالة عودة مضان، وزيادة قوة الليزر واطلاق النار ليزر مرة أخرى. كرر هذا حتى الإزهار يختفي داخل رويس ولا العودة في غضون 10 ثانية. فمن الأفضل أن تبدأ مع قوة الليزر أقل وزيادة في الطاقة اللازمة. قد تختلف قوة الليزر اللازمة استنادا إلى الأنظمة الفردية المجهري، عمر صبغ الكومارين، عينة تصاعد مستمر، وعمر اليرقات، وسمك الأنسجة. مرة واحدة وقد تم إنشاء قوة الليزر مثالية، ويمكن استخدام هذا الإعداد الطاقة مرة أخرى على الأعصاب اللاحقة في التجربة نفسها.
  11. بمجرد الانتهاء من الاجتثاث، وتبدأ الوقت الفاصل بين التصوير.
  12. عندما الفاصل بين وقت اكتمال، واستخدام برامج التصوير لتجميع البيانات وخلق لون مركب Z-التوقعات لكل نقطة زمنية. خلق فيلم كويك تايم لتحليل السلوكمن محاور عصبية وخلايا الدبقية في وقت واحد.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

مقايسة الموصوفة هنا يمكن استخدامها لتقييم مدى استجابة الخلايا الدبقية وغيرهم من السكان الخلايا العصبية المرتبطة إلى إصابة محور عصبي في الجسم الحي. الفيلم 1 يبين مثالا لإصابة العصب التي تم إنشاؤها باستخدام هذه الطريقة واستجابة الخلايا الدبقية المحيطة. تم إجراء هذه التجربة في تيراغرام (nkx2.2a: megfp)؛ تيراغرام (olig2: dsred) الزرد، التي الدبقية ظهارة الحزمة العصبية تعبر عن غشاء استهدفت DSRed EGFP والخلايا العصبية الحركية صريحة عصاري خلوي. وقدم الإ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

الخطوات الأكثر أهمية من هذا التصميم التجريبي هي: 1) بشكل صحيح اليرقات المتزايدة للإصابة واللاحقة في الجسم الحي التصوير و2) معايرة الليزر واختيار إعدادات الطاقة الصحيح من أجل خلق الذي عانى من قطع العصب نظيفة ينتج عنه أضرار طفيفة خارج الأنسجة . للمساعدة في ضمان axotomy ناجحة لفي الجسم الحي التصوير والتحليل اللاحق، جبل اليرقات متعددة إما في أسفل الزجاج أطباق فردية أو في طبق زجاجي القاع مع فواصل. بعد معايرة ليزر، ونحن ننصح باختبار إعدادات الطاقة المختلفة على يرقة اخت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

شكر وتقدير

فإن الكتاب أود أن أشكر مختبر Kucenas لإجراء مناقشات قيمة وتقنيات النصاب القانوني، وشركة للحصول على الدعم الفني رائع. وأيد هذا العمل من قبل صندوق أوفا للتميز في العلوم والتكنولوجيا (فيست) (SK).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
PhenylthioureaSigmaP7629-100G
Finquel Tricaine Methanesulfonate MS-222Argent ChemicalC-FINQ-UE-100G
نقطة انصهار منخفضة agaroseSigmaA9414-10G
أطباق ثقافة الخلايا رباعية الخلايا ، قاع زجاجي ، معقم ، Greiner Bio OneVWR / Greiner89125-444
أطباق بتري ذات قاع زجاجي واحد 35 × 10 مم ، 12 ممسمك Willco WellsGWSt-3512< / a>
MicroPoint Laser System مع جميع المكوناتAndor Technology - تم شراؤها من خلال Quorum Technologies، Inc.2203-SYS
مايكروبوينت ليزر كورمارين صبغة (435 نانومتر)أندور تكنولوجيMP-27-435-DYE

المراجع

  1. Geuna, S., et al. Chapter 3: Histology of the peripheral nerve and changes occurring during nerve regeneration. Int. Rev. Neurobiol. 87, 27-46 (2009).
  2. Hirata, K., Kawabuchi, M. Myelin phagocytosis by macrophages and nonmacrophages during Wallerian degeneration. Microsc. Res. Tech. 57, 541-547 (2002).
  3. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of Embryonic Development of the Zebrafish. Developmental Dynamics. 203, 253-310 (1995).
  4. Martin, S. M., O'Brien, G. S., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. Wallerian degeneration of zebrafish trigeminal axons in the skin is required for regeneration and developmental pruning. Development. 137, 3985-3994 (2010).
  5. O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos. J. Vis. Exp. (24), e1129(2009).
  6. Parrinello, S., et al. EphB signaling directs peripheral nerve regeneration through Sox2-dependent Schwann cell sorting. Cell. 143, 145-155 (2010).
  7. Rosenberg, A. F., Wolman, M. A., Franzini-Armstrong, C., Granato, M. In vivo nerve-macrophage interactions following peripheral nerve injury. J. Neurosci. 32, 3898-3909 (2012).
  8. Stoll, G., Muller, H. W. Nerve injury, axonal degeneration and neural regeneration: basic insights. Brain Pathol. 9, 313-325 (1999).
  9. Villegas, R., Martin, S. M., O'Donnell, K., Carrillo, S., Sagasti, A., Allende, M. L. Dynamics of degeneration and regeneration in developing zebrafish peripheral axons reveals a requirement for extrinsic cell types. Neural Development. 7, 19(2012).
  10. Waller, A. Experiments on the section of the glossopharyngeal and hypoglossal nerves of the frog, and observations of the alterations pro- duced thereby in the structure of their primitive fibres. Philos. Trans. R. Soc. Lond. , 423-429 (1849).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة