مقالة منهجية

أنثرالين كما مصفوفة لمصفوفة بمساعدة الليزر الامتزاز / التأين التصوير على تحويل فورييه ايون السيكلوترون الرنين مطياف الكتلة

DOI:

10.3791/50733

⸱

نوفمبر 26, 2013

 ,  , 
1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أنثرالين (DT؛ 1،8 ثنائي هيدروكسي-9 ،10-dihydroanthracen-9-واحد) قد سبق وذكرت في شكل مصفوفة MALDI للتصوير الأنسجة من الجزيئات الصغيرة؛ البروتوكولات لاستخدام DT للتصوير MALDI من الدهون الذاتية على يتم توفير سطح أقسام الأنسجة التي كتبها إيجابية أيون MALDI-MS على دقة عالية جدا رباعي-FTICR الصك هنا.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الطيف الكتلي التصوير (MSI) يحدد توطين وتوزيع الأنماط المكانية من المركبات على سطح قسم الأنسجة، وذلك أساسا باستخدام MALDI (مصفوفة بمساعدة الليزر الامتزاز / التأين) القائم على التقنيات التحليلية. وهناك حاجة إلى مصفوفات جديدة للمشاريع الصغيرة جزيء MSI، والتي يمكن تحسين تحليل منخفضة الوزن الجزيئي (MW) مركبات،. وينبغي توفير هذه المصفوفات زيادة إشارات تحليلها، بينما تتناقص إشارات خلفية MALDI. بالإضافة إلى ذلك، استخدام الأدوات عالية جدا دقة، مثل تحويل فورييه ايون سيكلوترون صدى (FTICR) الطيف الشامل، لديه القدرة على حل الحليلة إشارات من إشارات المصفوفة، وهذا يمكن التغلب على العديد من المشاكل المرتبطة جزئيا مع الخلفية مصدرها MALDI المصفوفة. الانخفاض في شدة مجموعات مصفوفة متبدل الاستقرار من قبل FTICR MS يمكن أيضا أن يساعد على التغلب على بعض التدخلات المرتبطة قمم مصفوفة على غيرها من الصكوك. عالية الدقةصكوك مثل الطيف الشامل FTICR هي مفيدة لأنها يمكن أن تنتج أنماط توزيع العديد من المركبات في وقت واحد في حين لا يزال توفير الثقة في هويات الكيميائية. أنثرالين (DT؛ 1،8 ثنائي هيدروكسي-9 ،10-dihydroanthracen-9-واحد) قد سبق وذكرت في شكل مصفوفة MALDI للتصوير الأنسجة. في هذا العمل، على هجين رباعي عالية جدا دقة وقدمت FTICR أداة بروتوكول لاستخدام DT لMALDI التصوير الدهون الذاتية من أسطح أقسام الأنسجة الثديية، من خلال إيجابية أيون MALDI إلى MS.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الطيف الكتلي التصوير (MSI) هو تقنية تحليلية لتحديد توطين وتوزيع الأنماط المكانية من المركبات على سطح قسم الأنسجة 1،2. وقد استخدمت مصفوفة بمساعدة الليزر الامتزاز / التأين (MALDI) MSI لتحليل الببتيدات والبروتينات لأكثر من عقد من الزمان، وكانت هناك تحسينات كبيرة في طرق تحضير العينة، حساسية الكشف، القرار المكانية، استنساخ ومعالجة البيانات 3،4. من خلال الجمع بين المعلومات من أقسام ملطخة تشريحيا والتجارب MSI، الأطباء قادرون على ربط توزيع مركبات معينة مع ميزات مثيرة للاهتمام pathophysiologically 5.

كما تم استجواب أنماط توزيع جزيئات صغيرة، بما في ذلك الأدوية الخارجية ونواتج تفاعلاتها 6،7 8-10 بواسطة MALDI MS-الأنسجة التصوير 11. الدهون هي ربما الأكثر دراسة القانون المدني على نطاق واسعSS من المركبات مع التصوير MALDI، سواء في MS 12-17 و MS / MS 18 وسائط. وقد تم استخدام MALDI MSI للتصوير جزيء صغير محدودة بسبب عدة عوامل: 1) المصفوفات MALDI هم أنفسهم جزيئات صغيرة (عادة م / ض <500)، والتي تولد إشارات أيون فيرة. هذه الإشارات وفيرة يمكن قمع التأين من analytes الصغيرة جزيء وتتداخل مع 19،20 الكشف عنها. الخالية من المذيبات مصفوفة طلاء 21، مصفوفة التسامي 22، ومصفوفة precoated MALDI MS 23، من بين أمور أخرى، وضعت لتحسين MSI جزيئات صغيرة.

المصفوفات الجديدة التي يمكن أن تحسن تحليل مركبات منخفضة ميغاواط ذات أهمية كبيرة في جزيء صغير MSI. وينبغي توفير هذه المصفوفات زيادة إشارات الحليلة مع إشارات مصفوفة انخفضت. في وضع إيجابي أيون، 2،5-dihydroxybenzoic حمض (DHB) وα-سيانو-4-hydroxycinnamic حمض (CHCA) هي التي تستخدم عادة اثنين من المصفوفات MALDI MS لMSI 24 . إن مصفوفة مثالية تشكل بلورات صغيرة، وذلك للحفاظ على توطين المكاني للالتحاليل. DHB يميل إلى تشكل بلورات أكبر، لذلك تم تطوير تطبيق المصفوفة باستخدام التسامي للتغلب على هذه المشكلة جزئيا، وسمحت استخدام هذه المصفوفة للتصوير الحساسة من الدهون الفوسفاتية 22،25. وقد استخدمت 9-Aminoacridine لMSI من analytes بروتيتش في وضع إيجابي أيون 26 والنيوكليوتيدات والدهون الفوسفاتية في سلبية ايون وضع 26-29. تم العثور على 2-Mercaptobenzothiazole لإعطاء الكشف MALDI كفاءة من الدهون 30، واستخدمت لتصوير الدماغ الماوس gangliosides 31. قرار عالية جدا من تحويل فورييه ايون سيكلوترون صدى (FTICR) الطيف الشامل يمكن أن يخفف إلى حد ما حل هذه المشكلة عن طريق إشارات من إشارات الحليلة مصفوفة 32. ميزة أخرى لاستخدام FTICR-MS هو أن كثافة من كتل مصفوفة متبدل الاستقرار هي احمرارالطبعة 33، مما يقلل أيضا هذه التدخلات 27.

استخدام أنثرالين (DT؛ 1،8 ثنائي هيدروكسي-9 ،10-dihydroanthracen-9-واحد) في شكل مصفوفة MALDI للتصوير الأنسجة قد سبق وذكرت 34. في هذا العمل الحالية، يتم توفير بروتوكول مفصلة لاستخدام DT لMSI الدهون الذاتية على أسطح أقسام الأنسجة عدسة الأبقار، في وضع إيجابي أيون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. الأنسجة باجتزاء

  1. فلاش تجميد العينات المسألة، مرة واحدة تحصد، وذلك باستخدام النيتروجين السائل، وشحنها على الثلج الجاف (إذا كنت بحاجة الشحن)، وتخزينها في -80 درجة مئوية حتى باجتزاء الأنسجة. (إذا تم استخدام العينات التجارية، وضمان أن يتم إعداد العينات في هذه الطريقة.)
  2. قطع الأجهزة إلى حجم معقول لتتناسب مع الهدف MALDI. تقليم قبالة أي الأجزاء غير المرغوب فيها من الجهاز. لهذه الدراسة وصفها هنا، والأرتيميا Decapsulated العدسات العجل البقري باستخدام الإجراء الموضح سابقا 35 قبل باجتزاء الأنسجة.
  3. إزالة الأجهزة كلها من الفريزر -80 درجة مئوية واصلاحها في الصعود إلى المرحلة المبردة قطع الأنسجة. لإصلاح عدسة العجل البقري، ومكان واحد أو اثنين قطرات من الماء على مراحل قطع الأنسجة من ناظم البرد. وضع العدسة بسرعة في الماء قبل أن يتصلب. بدلا من ذلك، يمكن أيضا أن درجة الحرارة المثلى القطع (أكتوبر) مركبات يمكن استخدامها لإصلاح الأنسجة على خشبة المسرح القطع. إذا تم استخدام مركبات أكتوبر، مصغرةوينبغي تطبيق القانون النموذجي للتحكيم كمية من أكتوبر وينبغي توخي الحذر لضمان أن المقاطع قطع الأنسجة لن تكون ملوثة مركبات أكتوبر والتي يمكن أن تتداخل مع التأين والكشف عن التحاليل 5،36،37.
  4. تسمح درجة الحرارة داخل ناظم البرد لكي تتوازن إلى -18 درجة مئوية. درجات الحرارة الأكثر برودة أو دفئا يمكن استخدامها ليونة الأنسجة أو أصعب، على التوالي. ثم قطع الأنسجة استوائيا في 20 ميكرون شرائح سميكة. استخدام 10-15 ميكرون شرائح سميكة بالنسبة لمعظم الأنسجة، ولكن بسبب الطبيعة الهشة للأنسجة عدسة البقري، واستخدمت 20 ميكرون شرائح سميكة. لأنسجة عدسة الأبقار، تجاهل أقسام الأنسجة الأولى والوحيدة استخدام شرائح التي هي قريبة أو في الطائرة الاستوائية.
  5. إذا تم تصويرها على أنسجة عدسة العين، واستخدام 1.5 ميكرولتر من حمض الفورميك (98٪ في الطهارة، LC-MS الصف) لprewet سطح أكسيد الإنديوم والقصدير (ايتو) المغلفة شريحة زجاجية.
  6. نقل بعناية أقسام الأنسجة لسطح ايتو المشاركالزجاج ated شريحة مجهرية داخل ناظم البرد. وقسم الأنسجة ذوبان الجليد بسرعة وسوف تصبح الملصقة بإحكام على سطح الشريحة. عادة، أقسام الأنسجة المتعددة ويمكن تركيبه في الصعود إلى نفس الشريحة المغلفة ايتو في هذا السبيل.
  7. يجفد الشريحة لمدة 15 دقيقة قبل MALDI تطبيق المصفوفة.
  8. لاختبار المصفوفة، حل المصفوفات الفردية في المذيبات المناسبة. بقعة يدويا 1 ميكرولتر من كل حل مصفوفة على قسم الأنسجة. بالإضافة إلى ذلك، بقعة صغيرة جزيء المعايرة القياسية على الأنسجة للتحقق من حساسية MALDI.
  9. إضافة ثلاثة علامات التدريس إلى شريحة زجاجية مغلفة ايتو عن طريق الكتابة على سطح نونكوندوكتيفي من شريحة زجاجية ايتو المغلفة مع قلم التصحيح السوائل. تأخذ الصورة البصرية من الشريحة الأنسجة باستخدام الماسحة الضوئية المسطحة وحفظه في شكل مناسب مثل شجار أو JPG.

2. طلاء مصفوفة

2.1. الآلي ماتريكس طلاء

  1. ا ف بحلول رقائق المصفوفة، والتي تحتوي على أسيتونتريل أو مختلطة الأسيتونيتريل / المياه، المذيبات، تلقائيا إلى أسطح أقسام الأنسجة باستخدام بروكر ImagePrep أو بخاخ مصفوفة إلكترونية مماثلة.
  2. تغطية حواف السطح الأمامي للشريحة زجاجية ايتو المغلفة مع الشريط بحيث المصفوفة لا معطف حواف الشريحة. وهذا يضمن أن علامات التدريس على سطح العكس يمكن استخدامها لمحاذاة الشريحة الأنسجة. لا تغطي حواف الشريحة مع مصفوفة أنها تستخدم كنقاط اتصال للحفاظ على التوصيل الكهربائي للشريحة ايتو المغلفة.
  3. معطف شريحة زجاجية باستخدام عشرين دورات طلاء مصفوفة (رذاذ 2 ثانية، 30 ثانية، الحضانة، و 60 ثانية وقت التجفيف لكل دورة).

2.2. دليل طلاء ماتريكس

  1. إذا المذيبات العضوية (مثل الكلوروفورم وخلات الإيثيل) التي تتعارض مع مواد تصنيع بخاخ مصفوفة الإلكترونية ل requiالحمراء، واستخدام بخاخ البخاخة هوائيا بمساعدة لتطبيق المصفوفة. إضافة حل مصفوفة على استعداد لخزان المذيب من بندقية البخاخة وتطبيق تدفق لطيف من غاز النيتروجين المضغوط لرئيس الرذاذ.
  2. تغطية حواف السطح الأمامي من الشرائح الزجاجية المغلفة مع ايتو الشريط بحيث المصفوفة لا معطف حواف الشريحة. وهذا يضمن أن علامات التدريس على سطح العكس يمكن استخدامها لمحاذاة الشريحة الأنسجة. لا تغطي حواف الشريحة مع مصفوفة أنها تستخدم كنقاط اتصال للحفاظ على التوصيل الكهربائي للشريحة ايتو المغلفة.
  3. بعد أن لوحظ بخاخ مستقرة وعلى ما يرام، رش مصفوفة يدويا بحيث تماما المعاطف قسم الأنسجة. تطبيق الحد الأدنى من الحل المطلوب لمصفوفة بالكاد تبلل السطح خلال كل دورة لمنع الممكن عدم تمركز تحليلها. بشكل عام، استخدم ما يقرب من 10 دورات من رذاذ مصفوفة لمعطف قسم الأنسجة، وعدد من الدورات هوتعتمد على نوع الأنسجة وتكوين مصفوفة.

3. MALDI MS

  1. إعداد محلول المعايرة الشامل عن طريق تمييع "ES ضبط ميكس" حل القياسية بعامل 1:200 في 60:40 الأيزوبروبانول: المياه (التي تحتوي على حمض الفورميك بنسبة 0.1٪ في الخليط النهائي).
  2. إدخال 2 ميكرولتر / دقيقة من المخفف "ES ضبط ميكس" الحل في وضع مزدوج التأين electrospray (ESI) / MALDI مصدر أيون على مطياف الكتلة FTICR، من الجانب ESI.
  3. تعمل الأداة FTICR في وضع ESI إيجابية أيون، مع الكشف عن النطاق العريض وحجم الحصول على البيانات من 1،024 كيلو بايت / ثانية. المعلمات ESI النموذجية هي الجهد electrospray الشعرية، 3،900 V؛ رش الجهد الدرع، 3،600 V؛ الغاز البخاخات (N 2) التدفق، 2 لتر / دقيقة؛ الغاز الجاف (N 2) تدفق ودرجة الحرارة، 4 لتر ​​/ دقيقة و 200 درجة مئوية؛ المصفاة 1 الجهد، 15 V، وقت الرحلة (TOF)، 0.009 ثانية؛ الغاز الاصطدام (ع) التدفق، 0.4 لتر / ثانية؛ مصدر أيون تراكم الوقت، 0.1 ثانية؛والخلية الاصطدام أيون تراكم الوقت، 0.2 ثانية. ضبط المعلمات العملية FTICR من أجل تحقيق أقصى قدر من الحساسية التحليلية على نطاق شامل من م / ض 200 إلى 1،400، مع الحفاظ جيدة الوقت المجال خالية من الاستقراء تسوس (ااا) الإشارات. عادة، المعلمات العملية ICR هي الجهد الصاحب، 8 V؛ الصاحب تعويض الجهد، 8 V؛ الإثارة والتضخيم من 10؛ الإثارة الوقت النبض، 0،01-،015 ثانية؛ أمام فخ لوحة الجهد، 1.5 V؛ الفخ مرة أخرى لوحة الجهد، 1.6 V و محلل مدخل الجهد، -4 خامسا بعد أن تم تحديد على مجموعة من المعلمات FTICR العملية، الحصول على أطياف الشامل ESI ومعايرة الصك باستخدام الجماهير إشارة من المركبات القياسية في "ES ضبط ميكس" الحل.
  4. لضبط أداة لعملية MALDI، ويحل العديد من مأخوذة 1 ميكرولتر من تيرفينادين المختلطة والحل القياسية ريزيربين في حل مصفوفة بتركيز من 1 ميكرومتر لكل منهما، وبقعة هذه الحلول مباشرة على واحدة من TISSUأقسام البريد (أي قسم الأنسجة اختبار) الذي تم تركيبه على شريحة ايتو المغلفة. وضع الشريحة ايتو المغلفة في محول الشريحة الأنسجة (أي الهدف MALDI الخاصة) وتحميل محول من الجانب MALDI في ESI / MALDI مصدر أيون مزدوج. تحسين معايير التشغيل MALDI مناسبة لقوة الليزر وعدد من الطلقات ليزر لMALDI تراكم إشارة لكل المسح الشامل، الخ نموذجي المعلمات العملية MALDI هي: طلقات ليزر، و 50، و لوحة الجهد MALDI من 300 V.
  5. بعد ضبط ومعايرة، وتحقيق الاستفادة المثلى من أداة للتجارب MALDI-MSI، محاذاة الموقع الفعلي للقسم الأنسجة ليمكن تصوير مع الصورة البصرية المسجلة في إطار البرنامج التصوير. استخدام علامات "تصحيح السائل" الثلاثة، التي تم طرحها سابقا على الجانب الآخر من سطح الشريحة ايتو المغلفة (الخطوة 1.9)، لهذا التوافق باستخدام أسلوب التثليث ثلاث نقاط.
  6. إجراء ESI والقانون النموذجي للتحكيم في وقت واحدعملية DI بحيث يكون لكل الطيف الكتلي يحتوي على قمم الشامل مرجع "ES ضبط ميكس" حل لاقتناء آخر معايرة الكتلة الداخلية. وهذا يؤدي إلى قياس كتلة أدق خلال MALDI MS. للقيام بذلك، أولا تخفيف إشارة ESI من خلال خفض الجهد الشعري حتى تهيمن على إشارات MALDI أطياف بينما الإشارات calibrant ESI لا تزال مرتفعة بما يكفي للمعايرة الكتلة الداخلية.
  7. المقبل، وإنشاء وسيلة rastering الآلي لأشعة الليزر. تحديد مناطق الأنسجة ليمكن تصوير وتعيين المناسب النقطية الليزر الخطوة الحجم. لاحظ أن أحجام أصغر خطوة النقطية توفير أعلى الصور القرار الأنسجة، ولكن تحتاج إلى فترة أطول كثيرا الطيفي الشامل اكتساب الوقت ومساحة أكبر لتخزين البيانات. عدد الصورة بكسل تعتمد على خطوط المسح بالليزر خطوة لإعداد حجم وحجم الأنسجة. لعدسة الأبقار النموذجية التي لديها حجم الأنسجة 1 سم 2، وعادة ما تتكون صورة الأنسجة من كاليفورنيا. 5،000 بكسل إذا تم استخدام الليزر النقطية حجم خطوة من 200 ميكرون على صك FTICR. استخدام "بقعة عشوائية" التحليل، وهذا يمنع التحيز القائم على الموقع بسبب التدريجي توهين إشارة أثناء التجربة.

4. تحليل البيانات

  1. معايرة الأطياف الشامل MALDI باستخدام المعايرة الداخلية للمقارنة الأولية واختيار قمم للMS / MS. دي النظير وحدد قمم نظير أحادي كما هو موضح سابقا باستخدام VBA النصي مخصصة 38.
  2. تصدير الناتجة قوائم الذروة نظير أحادي وإدخال القيم م / ض قياس في 39 METLIN و / أو قواعد البيانات metabolome HMDB 40 لمطابقة الشامل مع الإدخالات المكتبة. النظر في (M + H) + (M + نا) +، و (M + K) + الأيونات خلال البحث في قواعد البيانات، مع وجود خطأ الشامل المسموح به ± 1 جزء في المليون.
  3. توليد الصور MALDI لجميع الكيانات الدهون الكشف عبر قسم الأنسجة بأكملها باستخدام ايماجالبرمجيات الإلكترونية التحليل، مع عرض مرشح كتلة من 1 جزء في المليون في ذروة قمة.
  4. مرة واحدة تم إنشاؤها الصور لجميع القيم م / ض التي تطابق إدخالات قاعدة البيانات، وتوليد الصور لجميع القمم الأخرى كذلك للبحث عن أنماط التوزيع الفريدة التي يمكن التحقيق في وقت لاحق.

5. تأكيد الهويات من الدهون تصوير

  1. تأكيد الهويات من الدهون وفرة عالية، والتي لها أيونات جزء السمة التي يمكن الكشف عنها باستخدام أداة FTICR (على سبيل المثال 184.073 لالفوسفورية)، من خلال MALDI-MS/MS. أداء MALDI-MS/MS باستخدام الناجم عن الاصطدام تفارق (CID) مباشرة على الأنسجة.
  2. لتلك الأنواع من المادة الدهنية التي لا يمكن التأكد مباشرة من قبل MALDI-MS/MS، استخدم نظام UPLC جانب لمطياف الكتلة Q-TOF 34.
    1. تشريح مأخوذة تحتوي على 10 ملغ من ~ الأنسجة من المنطقة حيث كان مترجم الأنواع من الفائدة يدويا. وضع هذه الأنسجة في مأخوذة 2مل أنابيب الطرد المركزي.
    2. التجانس كل قسامة الأنسجة في 250 ميكرولتر من المياه، وذلك باستخدام طاحونة خلاط مع اثنين من 5 ملم كرات معدنية الفولاذ المقاوم للصدأ.
    3. إضافة 1 مل من محلول الكلوروفورم الميثانول (1:3، ت / ت)، ودوامة الأنابيب. المقبل، الطرد المركزي أنابيب باستخدام microcentrifuge في 12،000 x ج لمدة 10 دقيقة.
    4. جمع supernatants وتجفيفها في دوار المكثف السرعة فراغ.
    5. حل المخلفات في 100 ميكرولتر من الأيزوبروبانول 30:70: الماء. حقن قسامة 10 ميكرولتر على العمود UPLC للانفصال باستخدام شطف التدرج.
    6. استخدام الظروف الكروماتوغرافي لLC-MS/MS الدهون على الخط، التي تم نشرها سابقا 34.
    7. توليد استخراج أيون الحالية (XIC) الاستشرابية باستخدام قيم م / ض النظرية، مع نافذة ± 50 جزء في المليون في جميع أنحاء الجماهير النظرية.
    8. إذا هي مركبات أصيلة لتلك الدهون المتاحة، تتناسب مع أوقات الإبقاء على مركبات أصيلة مع تلك CORREsponding قمم XIC من عينات الأنسجة. إذا المركبات هي نفسها، يجب الأوقات الاحتفاظ والأطياف MS / MS المباراة.
  3. لو مركب الحجية هو متوفر، استخدام نمط تفتيت الدهون الكشف عن لمطابقة معيار MS / MS الطيف من قاعدة بيانات metabolome مثل METLIN أو HMDB. استخدام دي نوفو الشامل التفسير الطيفي لتحديد هيكل ممكن للدهون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يجب أن عينات الأنسجة التي يتم مقطوع وذوبان الجليد التي شنت على الشرائح الزجاجية ايتو المغلفة تكون سليمة، ودون تمزق مرئية. بالنسبة للعديد من الأنسجة، والأنسجة ذوبان الجليد المباشر على تركيب شريحة الزجاج المطلي ايتو هو مقبول. بالنسبة لبعض أنسجة معينة مثل عدسة الأبقار، غالبا ما ينظر تمزيق واسعة من الأنسجة عند استخدام ذوبان الجليد المباشر تركيب (الشكل 1A). Precoating من شريحة زجاجية ايتو مع الايثانول أو حمض الفورميك (الشكل 1B) يساعد على الحفاظ على سلا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أهم الاعتبارات لنجاح MALDI MSI هي: 1) إعداد الأنسجة؛ 2) اختيار مصفوفة، 3) تطبيق مصفوفة؛ و 4) تفسير البيانات وتحليلها. عندما يتم إعداد العينة والمصفوفة بشكل مناسب، هو الآلي والحصول على البيانات MS. تحليل البيانات من هذا النوع من التجربة هو تماما كثيفة العمالة.

إعداد الأنسجة المناسبة أمر بالغ الأهمية لنجاح التجارب MALDI MSI. مصدر الأنسجة والتعامل يمكن أن يكون لها تأثير كبير على التحليل النهائي. يجب أن تكون العينات ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدينا شيء في الكشف عنها.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

فإن الكتاب أود أن أنوه الجينوم كندا وكولومبيا البريطانية الجينوم للتمويل منصة، والدعم. نشكر أيضا الدكتور كارول E. باركر لمراجعة نقدية للمساعدة مخطوطة والتحرير. شيلي أيضا بفضل كولومبيا البريطانية البروتيوميات الشبكة للحصول على الدعم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

يجب فك فورمات التجاري

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كبسولة العينة
29< / sup> قبل الاستخدام
Dithranol (DT)Sigma-Aldrich10608MALDI Matrix
& alpha ؛ -Cyano-4-hydroxy-cinnamic Acid (CHCA)Sigma-Aldrich70990MALDI Matrix
2،5-حمض ثنائي هيدروكسي بنزويك (DHB)سيجما ألدريتش85707مصفوفة مالدي
ريسيربينسيجما ألدريتش83580
تيرفينادينسيجما ألدريتشT9652
حمض الفورميكسيجما ألدريتش14265
الأمونيومسيجما ألدريتش14266
هيدروكسيد الأمونيومسيجما ألدريتش320145
حمض ثلاثي فلورو أسيتيك (TFA)سيجما ألدريتش302031
الماءسيجما ألدريتش39253
ميثانولسيجما ألدريتش34860
أسيتونيتريلسيجما ألدريتش34967
أسيتات إيثيلسيجما ألدريتش34972
إيزوبروبانولSigma-Aldrich34965
الكلوروفورمسيجما ألدريتش366927
الأسيتونسيجما ألدريتش34850
كحولالإيثانول95٪
ES مزيج ضبطتقنيات AgilentG2431A
ITO شرائح زجاجية مطلية بتقنيةسطحهدسون PSI1207000تأكد من وضع العينات على الجانب الموصل للكهرباء
Wite-Out Shake-N-Squeeze Correction PenBicWOSQP11
بخاخ البخاخةIwataEclipse HP-CS
ImagePrepBruker249500-LS
MALDI محولBruker235380

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808(2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 - 129, 226-234 (1998).
  46. O'Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Dithranol MatrixMALDI ImagingFTICR Mass SpectrometryLipid DetectionTissue SectioningMatrix ApplicationMass CalibrationInternal CalibrationImage GenerationSpatial Localization

مقالات ذات صلة