Method Article

هندسة المستندة إلى الليفين يبني الأنسجة من Myofibroblasts وتطبيق القيود والضغط للحث على تنظيم الخلايا والكولاجين (إعادة)

DOI:

10.3791/51009

⸱

October 28th, 2013

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, Eindhoven University of Technology

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يبدأ هذا النظام نموذج من هلام الليفين الأرومة الليفية العضلية بالسكان والتي يمكن استخدامها لدراسة الكولاجين الذاتية (إعادة) تنظيم الوقت الحقيقي بطريقة غير تدميري. في النظام النموذجي هو الانضباطي جدا، كما يمكن استخدامه مع مصادر مختلفة من الخلايا، والمضافات المتوسطة، ويمكن أن تتكيف بسهولة لتلبية احتياجات محددة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمكن أن يتأثر محتوى الكولاجين ومنظمة في تطوير الأنسجة كولاجيني من قبل سلالات الأنسجة المحلية والقيد الأنسجة. تهدف المهندسين الأنسجة لاستخدام هذه المبادئ من أجل إنتاج أنسجة الكولاجين مع أبنية محددة مسبقا. الفهم الكامل من العمليات الأساسية الدقيق إعادة عرض الكولاجين للسيطرة على الهندسة المعمارية النسيج النهائي، ومع ذلك، هو غير موجود. على وجه الخصوص، لا يعرف إلا القليل حول (إعادة) التوجه من ألياف الكولاجين في استجابة للتغيرات في الأنسجة الأحكام تحميل الميكانيكية. قمنا بتطوير نظام نموذجي في المختبر، والتي تتكون من ثنائية المحور مقيدة الأرومة الليفية العضلية المصنفة يبني الليفين، لمزيد من توضيح الكولاجين (RE) التوجه استجابة لط) العودة إلى ذو محورين ذو محورين ظروف التحميل ثابت والثاني) دوري جار أحادي المحور من ثنائية المحور مقيدة بنيات قبل وبعد التغيير في اتجاه التحميل، مع استخدام فليكسسيل FX4000T الجهاز تحميل. ويستخدم الوقت الفاصل بين التصوير متحد البؤر إلى السادسsualize الكولاجين (RE) التوجه بطريقة غير تدميري.

يمكن أن الخلايا والكولاجين المنظمة في بنيات يمكن تصور في الوقت الحقيقي، ونظام المرجعية الداخلية يسمح لنا للانتقال الخلايا والهياكل الكولاجين لتحليل الوقت الفاصل. ويمكن تعديل جوانب مختلفة من النظام النموذجي، مثل مصدر الخلية أو استخدام الخلايا السليمة والمريضة. إضافات يمكن استخدامها لمزيد من توضيح الآليات الكامنة وراء إعادة تشكيل الكولاجين، من خلال على سبيل المثال تقوم ال MMPs إضافة أو حجب integrins. شكل وحجم بناء يمكن تكييفها بسهولة لاحتياجات محددة، مما أدى إلى النظام النموذجي الانضباطي للغاية لدراسة الخلايا والكولاجين (RE) منظمة.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أنسجة القلب والأوعية الدموية لديهم وظيفة بارزة الحاملة. في محتوى معين وتنظيم ألياف الكولاجين في المصفوفة خارج الخلية تساهم في خصائص الحاملة وتهيمن قوة الأنسجة الشاملة 1. في هندسة الأنسجة ويستخدم تكييف الميكانيكية للبناء - التي تتكون عادة من (دوري) اجهاد نظم - لتحسين وتنظيم الأنسجة والخواص الميكانيكية 2،3. لم يتم حتى الآن تحقيق الفهم الكامل لمنظمة الكولاجين سلالة المستحث في هندستها الأنسجة المعقدة من أجل إنتاج أنسجة الكولاجين مع بنية محددة مسبقا. ويرجع ذلك أساسا إلى معرفتنا محدودة من إعادة عرض الكولاجين في الأنسجة النامية. النماذج الحالية تعطي أساسا من المعلومات حول نتائج صافي النهائية من إعادة عرض الكولاجين مع استخدام الضغط ثابت 4-6. هنا نقدم نموذج النظام الانضباطي للغاية التي تسمح للدراسة من الكولاجين (RE) منظمة بطريقة في الوقت الحقيقي، في 3D، تحت تأثيرمن سلالة ثابت أو دوري. بنيات الأنسجة هي المستندة إلى الليفين، وضمان أن جميع الكولاجين في بناء لأمر الذاتية. الخلايا والكولاجين المنظمة في بنيات هو تصور، ونظام المرجعية الداخلية يسمح لنا للانتقال الخلايا والهياكل الكولاجين لتحليل الوقت الفاصل. في هذا البروتوكول سنقوم بشرح استخدام نظام نموذجي للخلايا الإنسان فينا الصافن (HVSCs)، منذ وتعرف هذه الخلايا لتعزيز إنتاجها من خارج الخلوية مصفوفة والقدرة لإعادة المصفوفة واستخدامنا أنشئت في أنسجة القلب والأوعية الدموية المهندسة 7، استنادا عن أعمال دي جونغ وآخرون. 8

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. ثقافة الإنسان فينا خلايا الصافن

  1. عزل الخلايا من الوريد الصافن الكبير، تم الحصول عليها من إحدى الجهات المانحة وفقا لمبادئ توجيهية لاستخدام المواد الثانوية، وفقا للبروتوكول من قبل شنيل وآخرون. 9 وتخزين هذه في النيتروجين السائل. من جزء من الوريد الصافن الكبير من واحد قطع قطعة المانحة من 2 × 2 ملم إلى ثقافة في لوحة ستة جيدا. استخدام 2 قطعة لكل بئر. ويمكن الحصول على ما يكفي من خلايا عموما لملء حوالي 3 قوارير مع 0.25 × 10 6 خلايا في النيتروجين السائل. وتتميز HVSCs كما myofibroblasts، من خلال إظهار التعبير عن vimentin، لا التعبير عن desmin وجزء من السكان معربا عن α العضلات الملساء أكتين 10. المقبل بدء بروتوكول لذوبان الجليد الخلايا من النيتروجين السائل لزيادة عدد الخلايا.
  2. وضع الخلايا من قارورة واحدة إلى T75 الأنسجة قارورة الثقافة وتضيف المتوسطة النمو (GM)، التي تتألف من المتقدم DMEM، 50 مل مصل بقري جنيني (FBS)، 5 مل البنسلين /الستربتوميسين و 5 مل L-glutamax. تغيير المتوسطة كل 2-3 أيام.
  3. تنمو الخلايا متموجة تقريبا بعد 14 يوما. مخزن 0.5 × 10 6 خلايا في قارورة واحدة في النيتروجين السائل، ويشار إلى مرور 1.

ملاحظة: تجميد الخلايا ليست ضرورية عندما حصاد HVSCs، ولكنها تستخدم فقط للتخزين.

  1. وضع HVSCs من قنينة واحدة في T175 الأنسجة قارورة الثقافة وإضافة GM. تغيير المتوسطة كل 2-3 أيام. تنمو الخلايا متموجة بعد حوالي 7 أيام. مخزن 3 × 10 6 خلايا في قارورة واحدة في النيتروجين السائل، ويشار إلى مرور 2.
  2. وضع الخلايا من قارورة واحدة في rollerbottle وإضافة GM. تغيير المتوسطة كل 2-3 أيام. تنمو الخلايا متموجة تقريبا بعد 8 أيام. واحد rollerbottle يحتوي على حوالي 20-30 × 10 6 خلايا. خلايا الثقافة حتى مرور 6. لا تستخدم الخلايا من ممر أعلى من مرور 9، منذ النمط الظاهري الخلية قد تتغير.

2. هندسة الأنسجة من التركيبات المستندة إلى الليفين

  1. إعداد الغراء السيليكون عن طريق خلط المطاط الصناعي مع وكيل علاج (10:1). قطع 7 × 3 شرائح مستطيلة ملم من الفيلكرو. الغراء الفيلكرو إلى 6 لوحة الثقافة جيدا، مع أغشية مرنة لتشكيل الصليب، وترك مساحة مربعة من 3 ملم بين الشرائط الفيلكرو.

ملاحظات: استخدم فقط الجانب لينة من الفيلكرو ومواجهة هذا الجانب الصعودي. عندما الإلتصاق الفيلكرو، لا تغطي سوى الفيلكرو مع السيليكون الغراء، لا تنتشر في جميع أنحاء الغراء جيدا. منذ وحات ثقافة ديك قيعان غشاء السيليكون، واستخدام شيء تحت لوحة جيدا لتعزيز أغشية مرنة، لضمان سهولة الإلتصاق في لوحة.

  1. يجف الغراء سيليكون بين عشية وضحاها في الفرن على 60 درجة مئوية لضمان تصلب الغراء. تعقيم وذلك بإضافة 70٪ ETOH إلى الآبار واحتضان لمدة 30 دقيقة. شطف 3X مع برنامج تلفزيوني وإزالة كل برنامج تلفزيوني من أهلا وسهلاLS والفيلكرو. وضعت تحت الأشعة فوق البنفسجية لمدة 30 دقيقة والحفاظ على عقيمة حتى الاستخدام.
  2. إعداد الأنسجة المتوسطة الهندسة (TM)، ويتألف من جنرال موتورز و 130 ملغ من حمض الأسكوربيك L-2-الفوسفات.
  3. إضافة 1 ملغ / مل حمض الكابرويك ε الأمينية (ACA) إلى TM. يستخدم ACA ل7 ايام الاولى من ثقافة لمنع الليفين من 11 المهينة. بدلا من ذلك، أبروتينين يمكن استخدامها.
  4. لمنع تشكيل أجمة، تسمح الفيبرينوجين للوصول إلى درجة حرارة الغرفة قبل الافتتاح. بدون كتل الفيبرينوجين سوف تذوب بسهولة أكبر. حل الفيبرينوجين إلى تركيز 10 ملغ الفعلية بروتين / مل TM 7 تستكمل مع ACA. تصفية العقيمة الحل الفيبرينوجين، قد تكون هناك حاجة إلى عدة مرشحات. تخزين على الجليد حتى الاستخدام.

ملاحظة: حل المزيج بلطف الفيبرينوجين إلى منع الكثير من تشكيل رغوة.

  1. حل الثرومبين إلى تركيز من 10 وحدة دولية / مل TM 7 تستكمل مع ACA. تخزين على الجليد حتى الاستخدام.

    2. ملاحظة: هناك حاجة إلى تخزين على الجليد لمنع دبق في وقت مبكر من الثرومبين والفيبرينوجين.

    1. يعرض للتريبسين الخلايا، في resuspend جنرال موتورز والعد.
    2. استخدام 15 × 10 6 خلية / مل لبذر يبني الأنسجة المستندة إلى الفيبرين (تركيز على أساس أساليب هندسة الأنسجة صمامات القلب 7). يتكون الجل واحد من 100 ميكرولتر GOF ش، وبالتالي من 1.5 × 10 6 خلايا. وضع 1.5 × 10 6 خلايا في أنبوب الطرد المركزي واحد، مما أدى إلى العديد من أنابيب الطرد المركزي وعدد من المواد الهلامية التي سيتم إجراؤها.
    3. الطرد المركزي الخلايا في 350 x ج لمدة 7 دقائق وتجاهل طاف. resuspend الخلايا في 50 ميكرولتر الثرومبين. إضافة 4 ميكرولتر من اللون الأزرق الفلورسنت البوليسترين المجهرية لهذا التعليق. وضع 50 ميكرولتر من الفيبرينوجين في قارورة. استخدام ماصة لتولي الثرومبين ميكرولتر 50 مع الخلايا. زيادة حجم ماصة إلى 100 ميكرولتر. ماصة الحل ميكرولتر 50 من الثرومبين معالخلايا في قارورة مع الفيبرينوجين لمزج الثرومبين والفيبرينوجين، وتناول خليط ميكرولتر 100.

    ملاحظة: يتم استخدام الفلورسنت البوليسترين المجهرية كعلامات المرجعية الداخلية لتحليل الصور. عندما خلط الثرومبين والفيبرينوجين، ومنع تشكيل فقاعات الهواء من قبل pipetting بعناية الخليط. وسوف ينتج فقاعات الهواء في ثقوب في هلام الليفين.

    1. ماصة الخليط جل في وبين شرائط الفيلكرو. الوقت دبق نموذجي لالليفين المواد الهلامية، وبمجرد أن المكونات هي مختلطة، هو من أجل من 20 ثانية.

    ملاحظات: هل هذا في أسرع وقت ممكن لمنع دبق قبل pipetted الخليط في طبق بشكل جيد. ممارسة قبل استخدام الخلايا والخرز.

    1. احتضان الايقاف لمدة 30 دقيقة عند 37 درجة مئوية في ترطيب الهواء بنسبة 95٪ / 5٪ CO 2 الحاضنة للسماح دبق قبل أن يضيف ثقافة TM مع ACA.
    2. استبدال TM مع ACA كل 2-3 أيام لمدة 7 أيام الأولى. المواد الهلامية هي مستقرة بما فيه الكفاية بعد أسبوع واحد ليكون مثقف دون ACA. بعد الأسبوع الأول استبدال TM كل 2-3 أيام. إضافة 6 مل من TM لكل بئر. في يوم قد أنتجت خلايا الكولاجين 12 بما يكفي لتصور.

    3. تطبيق التوتر وإحداث تغييرات في الانفعال والقيود

    1. يتم تطبيق الضغط ثابت من قبل خلايا مباشرة، وذلك بسبب الجر الخليوي والضغط 12. للحث على إعادة تنظيم الكولاجين، وقطع الأنسجة بناء فضفاضة من قطعتين الفيلكرو في اتجاه واحد. هذه النتائج في القيود أحادي الاتجاه (الشكل 1A). تنفيذ هذا في يوم 12، ومنذ ذلك الحين هو بناء ما يكفي مستقرة، وأودعت الكولاجين.
    2. تطبيق سلالة دوري عن طريق تطبيق فراغ إلى أسفل لوحات الثقافة مع أغشية مرنة، مع استخدام نظام FX4000T فليكسسيل. وضع لوحات على اللوح الأساس، وعلى رأس من المشاركات جار (والتي هي جزء من اله دوري جهاز التحميل). المضخة ينطبق فراغ على الغشاء، وبالتالي يسحب غشاء على آخر مستطيلة الكذب تحت. ويرجع ذلك إلى المرفقات على شكل صليب من النسيج يبني لغشاء (عبر الفيلكرو)، وآخر مستطيل سلالة دوري تطبيقه هو أحادي المحور (الشكل 1B).
    3. في البداية، استخدم ثقافة ثابت لمدة 5 أيام لتحقيق السلامة الميكانيكية الأولية، قبل تطبيق سلالة دوري بدءا من اليوم 6. برنامج بروتوكول صمة عار دوري في وحدة التحكم لمضخة فراغ. على سبيل المثال استخدام متقطعة بروتوكول سلالة دوري المحددة سابقا، مع اتجاه أحادي المحور 13. هذا يتكون من سلالة متقطعة من موجة جيبية مع 1 هرتز، يجهد من 0 إلى سلالة 5٪، لفترات تتراوح بين 3 ساعة، تناوبت مع 3 ساعة فترات الراحة. تنفيذ هذا البروتوكول سلالة دوري لمدة 7 أيام، الأمر الذي أدى منظمة الكولاجين الانحياز.
    4. عادة بعد 12 يوما أنتجت HVSCs على تنظيم أعمال الكولاجين الانحيازن. بعد التوصل إلى منظمة الكولاجين الانحياز، تغيير أحادي المحور دوري اتجاه الضغط، ليكون عمودي على اتجاه سلالة الأصلي. القيام بذلك عن طريق تحويل المشاركات مستطيلة بنسبة 90 درجة.

    4. تصور الخلايا والكولاجين

    1. لتصور نشطة، في الوقت الحقيقي إعادة عرض الكولاجين، وعينات التسمية مع تحقيقات التي لا تتداخل مع بقاء الخلية أو تشكيل الكولاجين. استخدام مجسات لصبغ fluorescently السيتوبلازم الخلية والكولاجين.
    2. الجيل الثاني التوافقي بدلا من ذلك باستخدام ليزر متحد البؤر المجهر الضوئي يمكن استخدامها لتصور هياكل الكولاجين باستخدام تألق ذاتي 14، مع الإثارة في 780 نانومتر، وكشف بين 500-550 نانومتر.
    3. إزالة لوحات ثقافة من الإعداد والحاضنة، لعينات المتوترة دوريا خلال ساعة فترة راحة 3، ونقلهم إلى ليزر متحد البؤر المجهر الضوئي لتصور الخلايا والكولاجين.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذا النموذج يسمح للنظام زراعة المصنفة الأرومة الليفية العضلية المواد الهلامية الليفين. الشكل 1A يظهر الأنسجة مثقف الأول في ظل قيود ذو محورين ثابت. يتم الافراج القيود الأنسجة عن طريق قطع الجل الليفين من اثنين من القيود، إلى خلق قيود ثابت ذو محورين، وضغط الأنسجة ويعيد تشكيل بعد ذلك (الشكل 1A). لسلالة دوري، يتم تربيتها الأنسجة تحت قيود ذو محورين ثابت كذلك. بعد 5 أيام سلالة أحادي المحور دوري يمكن تطبيقها (1B الشكل). للحث على إعادة توج...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نظام النموذج الموصوف من بنيات الليفين خلية بالسكان لديها امكانات كبيرة لدراسة الخلايا والكولاجين (RE) منظمة (دي جونغ وآخرون. 15)، على سبيل المثال لاستخدامها لأغراض هندسة الأنسجة. باستخدام الليفين باعتبارها الناقل الخلية الأولي، بعد تدهور الليفين، يتم إنشاء الأنسجة مع الخلايا والمصفوفة الذاتية فقط. في هذه الطريقة، يتم تحفيز الخلايا للرد على السلالة، إما ثابت أو دوري في الطبيعة، من خلال تطبيق القوات مقلص 16،17، الاستشعار عن حدود صلابة 12،...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أجريت هذه الدراسة في برنامج البحوث من المواد الطبية الحيوية (BMM) معهد. وcofunded BMM من قبل وزارة الشؤون الاقتصادية الهولندية والزراعة والابتكار. ومن المسلم به بامتنان المساهمة المالية من Hartstichting NEDERLANDSE.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Greinerالبلاستيكية المزروعةعلى قوارير وماصات
متقدمة DMEMGibco12491
مصل الأبقار الجنينيGreiner758075
البنسلين / الستربتومايسينجيبكو10378016
GlutaMaxGibco35050-079
المطاط الصناعي وعامل المعالجةDow Corning Corporation3097358-1004Silastic MDX 4-4210 #
متجر Velcroالعادييمكنك شراء هذا من متجر عادي ، استخدم فقط ألواح ثقافة Bioflex ذات الجانب الناعم
Flexcell IntBF-3001U
حمض الأسكوربيك غير المعالج 2-فوسفاتيزسيجماA8960
& إبسيلون ؛ حمض أمينو كابرويكسيجما ألدريتشD7754
الثرومبين البقريSigmaT4648
الفيبرينوجين البقريSigmaF8630
0.45 مرشح حقنةWhatmann (Schleicher and Scheul)10462100
المجهرية من البوليسترينInvitrogenF-8829الفلورسنت الأزرق ، 10 & mu ؛
Flexcell FX-4000TIntأعمدة تحميل مستطيلة
Cell Tracker OrangeInvitrogen Molecular ProjectsC2927
CNA35-OG488يتم توفيره بشكل ودي من قبل مختبر الكيمياء الجزيئية والعضوية ، قسم الهندسة الطبية الحيوية ، جامعة أيندهوفن للتكنولوجيا مجهر
المسح الضوئي بالليزر متحد البؤركارل زايسLSM 510 مجهر المسح الضوئي بالليزر الفوقي ووضع ثنائي الفوتون-LSM
أمفوتريسينجيبكو15290-018مطلوب لعزل الخلايا
تشتمل يشتمل Flexcell Int على

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Beamish, J. A., He, P., Kottke-Marchant, K., Marchant, R. E. Molecular regulation of contractile smooth muscle cell phenotype: implications for vascular tissue engineering. Tissue Eng. Part B Rev. 16, 467-491 (2010).
  2. Isenberg, B. C., Tranquillo, R. T. Long-term cyclic distention enhances the mechanical properties of collagen-based media-equivalents. Ann. Biomed. Eng. 31, 937-949 (2003).
  3. Nichol, J. W., Khan, A. R., Birbach, M., Gaynor, J. W., Gooch, K. J. Hemodynamics and axial strain additively increase matrix remodeling and MMP-9, but not MMP-2, expression in arteries engineered by directed remodeling. Tissue Eng. Part A. 15, 1281-1290 (2009).
  4. Sander, E. A., Stylianopoulos, T., Tranquillo, R. T., Barocas, V. H. Image-based multiscale modeling predicts tissue-level and network-level fiber reorganization in stretched cell-compacted collagen gels. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 17675-17680 (2009).
  5. Hu, J. J., Humphrey, J. D., Yeh, A. T. Characterization of engineered tissue development under biaxial stretch using nonlinear optical microscopy. Tissue Eng. Part A. 15, 1553-1564 (2009).
  6. Lee, E. J., Holmes, J. W., Costa, K. D. Remodeling of engineered tissue anisotropy in response to altered loading conditions. Ann. Biomed. Eng. 36, 1322-1334 (2008).
  7. Mol, A., et al. Fibrin as a cell carrier in cardiovascular tissue engineering applications. Biomaterials. 26, 3113-3121 (2005).
  8. de Jonge, N., Kanters, F. M., Baaijens, F. P., Bouten, C. V. Strain-induced Collagen Organization at the Micro-level in Fibrin-based Engineered Tissue Constructs. Ann. Biomed. Eng. 41 (4), 763-774 (2012).
  9. Schnell, A. M., et al. Optimal cell source for cardiovascular tissue engineering: venous vs. aortic human myofibroblasts. Thorac. Cardiovasc. Surg. 49, 221-225 (2001).
  10. Mol, A., et al. Autologous human tissue-engineered heart valves: prospects for systemic application. Circulation. , I152-I158 (2006).
  11. Ahmann, K. A., Weinbaum, J. S., Johnson, S. L., Tranquillo, R. T. Fibrin degradation enhances vascular smooth muscle cell proliferation and matrix deposition in fibrin-based tissue constructs fabricated in vitro. Tissue Eng. Part A. 16, 3261-3270 (2010).
  12. John, J., Quinlan, A. T., Silvestri, C., Billiar, K. Boundary stiffness regulates fibroblast behavior in collagen gels. Ann. Biomed. Eng. 38, 658-673 (2010).
  13. Rubbens, M. P., et al. Intermittent straining accelerates the development of tissue properties in engineered heart valve tissue. Tissue Eng. Part A. 15, 999-1008 (2009).
  14. Chen, W. L., et al. Multiphoton imaging and quantitative analysis of collagen production by chondrogenic human mesenchymal stem cells cultured in chitosan scaffold. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 913-920 (2010).
  15. de Jonge, N., Kanters, F. M., Baaijens, F. P., Bouten, C. V. Strain-induced Collagen Organization at the Micro-level in Fibrin-based Engineered Tissue Constructs. Ann. Biomed. Eng. 41, 763-774 (2013).
  16. Merryman, W. D., et al. Correlation between heart valve interstitial cell stiffness and transvalvular pressure: implications for collagen synthesis. Am. J. Physiol. 290, (2006).
  17. Ingber, D. E. From cellular mechanotransduction to biologically inspired engineering: 2009 Pritzker Award Lecture, BMES Annual Meeting October 10, 2009. Ann. Biomed. Eng. 38, 1148-1161 (2009).
  18. Sander, E. A., Barocas, V. H., Tranquillo, R. T. Initial fiber alignment pattern alters extracellular matrix synthesis in fibroblast-populated fibrin gel cruciforms and correlates with predicted tension. Ann. Biomed. Eng. 39, 714-729 (2010).
  19. van der Schaft, D. W., et al. Engineering Skeletal Muscle Tissues from Murine Myoblast Progenitor Cells and Application of Electrical Stimulation. J. Vis. Exp. (73), e4267(2013).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Fibrin based Tissue ConstructsMyofibroblast SeedingCollagen ReorganizationBiaxial ConstraintUniaxial StrainCyclic LoadingFlexcell FX4000TConfocal MicroscopyTime lapse ImagingHuman Venous Saphenous Cells

Related Articles