يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

أداء تحت الشبكية الحقن في القوارض لتسليم خلايا الظهارة الصبغية الشبكية في تعليق

17.5K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/52247

⸱

يناير 23, 2015

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cell and Molecular Biology, The Scripps Research Institute, 2Lowy Medical Research Institute

في هذه المقالة

ملخص

نقدم هنا بروتوكولا مقبولا من قبل المجتمع بتنسيق وسائط متعددة لحقن بلعة من خلايا RPE تحت الشبكية في الفئران والفئران. يمكن استخدام هذا النهج لتحديد إمكانات الإنقاذ وملامح السلامة وقدرات البقاء على قيد الحياة لخلايا RPE المطعمة عند زرعها في نماذج حيوانية لتنكس الشبكية.

الملخص

تحويل الضوء إلى نبضات كهربائية يحدث في شبكية العين الخارجي ويتم إنجاز إلى حد كبير قضيب ومخروط المستقبلات الضوئية في شبكية العين والظهارة الصبغية (RPE) الخلايا. RPE تقديم الدعم الحاسم لخلايا مستقبلة للضوء وفاة أو خلل في الخلايا RPE هو سمة من-الضمور البقعي المرتبط بالعمر (AMD)، والسبب الرئيسي لفقدان البصر الدائم في الناس سن 55 فما فوق. في حين لم يتم التعرف على علاج لAMD، زرع RPE صحي في عيون المريضة قد يثبت أنه علاج فعال، وأعداد كبيرة من الخلايا RPE يمكن أن تتولد بسهولة من الخلايا الجذعية المحفزة. عدة أسئلة مثيرة للاهتمام فيما يتعلق بسلامة وفعالية تسليم خلية RPE لا يزال من الممكن فحص في النماذج الحيوانية، ولقد تم تطوير بروتوكولات مقبولة تماما تستخدم لحقن RPE. وقد استخدمت هذه التقنية الموصوفة هنا من قبل جماعات متعددة في مختلف الدراسات وتتضمن إنشاء أول حفرة في العين مع إبرة حادة. ثم حقنة مع بلويتم إدخال إبرة الإقليم الشمالي محملة الخلايا من خلال ثقب ومرت من خلال الجسم الزجاجي حتى يلمس بلطف RPE. باستخدام هذه الطريقة حقن، التي هي بسيطة نسبيا وتتطلب الحد الأدنى من المعدات، ونحن تحقيق التكامل متسقة وفعالة من الخلايا الجذعية المشتقة من الخلايا RPE في فترة ما بين RPE المضيف الذي يمنع كمية كبيرة من انحطاط مستقبلة للضوء في النماذج الحيوانية. بينما لا تشكل جزءا من بروتوكول الفعلي، نحن تصف أيضا كيفية تحديد مدى الصدمة الناجمة عن الحقن، وكيفية التحقق من أن الخلايا تم حقن في الفضاء تحت الشبكية باستخدام طرائق التصوير في الجسم الحي. وأخيرا، فإن استخدام هذا البروتوكول لا يقتصر على الخلايا RPE. يمكن استخدامه لحقن أي مركب أو خلية في الفضاء تحت الشبكية.

المقدمة

يتم تنظيم الشبكية الحسية في طبقات وظيفية من الخلايا العصبية والخلايا الدبقية والخلايا البطانية. يتم تنشيط المستقبلات الضوئية في الجزء الخلفي من شبكية العين عن طريق الضوء. من خلال التنبيغ الضوئي ، يقومون بتحويل الفوتونات إلى إشارات كهربائية يتم تكريرها بواسطة الخلايا العصبية الداخلية ونقلها إلى القشرة البصرية في الدماغ. لا يمكن أن يحدث التنبيغ الضوئي بدون الجهود المنسقة لخلايا Mueller الدبقية وظهارة الشبكية الصبغية (RPE). يتم تنظيم RPE في طبقة أحادية خلف المستقبلات الضوئية مباشرة وتؤدي وظائف متعددة ومتنوعة لا تتجزأ من وظيفة المستقبلات الضوئية والتوازن. في الواقع ، تعتمد RPE والمستقبلات الضوئية على بعضها البعض لدرجة أنها تعتبر وحدة وظيفية واحدة. يؤدي الموت أو الخلل الوظيفي في RPE إلى تأثيرات ثانوية مدمرة على المستقبلات الضوئية ويرتبط بالتنكس البقعي المرتبط بالعمر (AMD) ، وهو السبب الرئيسي للعمى عند كبار السن1،2.

على الرغم من عدم اكتشاف أي علاج ل AMD ، فقد أظهرت العديد من الدراسات السريرية أن استبدال خلايا RPE قد يكون خيارا علاجيا واعدا3-13. مع ظهور تقنية الخلايا الجذعية ، أصبح من الممكن الآن توليد أعداد كبيرة من خلايا RPE في المختبر من الخلايا الجذعية الجنينية والمستحثة (hES و hiPS) التي تشبه إلى حد كبير نظيراتها الجسدية وظيفيا وتشريحيا14-26. كما ثبت أن RPE المشتق من الخلايا الجذعية يعمل في الجسم الحي من قبل مجموعات مستقلة متعددة ، بما في ذلك مجموعتنا ، لإبطاء تنكس الشبكية بشكل كبير في خطوط الفئران والفئران مع تنكس الشبكية التلقائي16،18،21،22،25،28،29. هذا المزيج من الأدلة الداعمة السريرية وما قبل السريرية مقنع للغاية لدرجة أن العديد من التجارب السريرية لمنع تنكس الشبكية باستخدام خلايا RPE المشتقة من الخلايا الجذعية جاريةالآن 30،31.

يمكن اشتقاق

RPE بسهولة من hES و / أو hiPS وزرعها في الفضاء تحت الشبكية للقوارض باستخدام تقنيات الاشتقاق والحقنالمختلفة 32،33. (انظر Westenskow et al. للحصول على ورقة طرق بتنسيق وسائط متعددة توضح بروتوكول التمايز الموجه الذي نستخدمه)34. هناك أسئلة حرجة متبقية تتعلق بسلامة خلايا RPE التي يتم تسليمها خارجيا وبقائها وقدرتها الوظيفية عند الزرع ، وبالتالي فإن القدرة على إجراء الحقن تحت الشبكية في القوارض هي مهارة حاسمة16،18،21،29،36،37. إن تسليم RPE ليس تافها ، وينقسم المجال على تقنية الحقن الأكثر فعالية. البروتوكول الذي نصفه هنا هو طريقة بسيطة وفعالة لتوصيل بلعة خلايا RPE تحت الشبكية ، وقد تم استخدامه في التجربة السريرية الأولى لزرع RPE المشتق من الخلاياالجذعية 31. (قد يشير القارئ أيضا إلى مقالة أخرى في JoVE بقلم Eberle et al. للحصول على تصوير بديل للحقن تحت الشبكية في القوارض. 38)

لا يمكن تصور التقنية الموضحة في هذه المخطوطة والصدمة لا مفر منها (كما هو الحال مع أي تقنية حقن تحت الشبكية). يتم إجراؤه عن طريق عمل ثقب أسفل الأوعية الطرفية مباشرة وإدخال إبرة حادة على طول طريق عبر الصلبة لحقن بلعة من الخلايا تحت شبكية العين المتعارضة تماما. سيشعر الشخص الذي يقوم بالحقن بالمقاومة عندما تلمس الإبرة الحادة شبكية العين. ومع ذلك ، يمكن تصور الخلايا مباشرة بعد الحقن ، ويمكن تحديد درجة انفصال الشبكية المستحث عن طريق تسمية خلايا RPE بعلامة فلورية عابرة واكتشافها باستخدام منظار العين الماسح متحد البؤر (cSLO). يمكن أيضا استخدام نظام التصوير المقطعي للتماسك البصري (OCT) لمراقبة الصدمة وتحديد موقع الحقن بسهولة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ملاحظة: تم علاج جميع الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية الأخلاقية التي وضعها معهد سكريبس للأبحاث.

1. إعداد مواد لحقن (~ 20 دقيقة)

  1. قبل دافئ الحل تفارق الخلية (ويفضل أن يكون واحد هو أن المعطل من خلال التخفيف، وليس مع المصل)، برنامج تلفزيوني العقيمة، وسائل الإعلام والثقافة (الجدول 1).
  2. تعقيم حقنة بإبرة حادة من قبل تفكيك ذلك والمغلي الأجزاء في الماء لمدة 15 دقيقة.

2. إعداد خلايا RPE للحقن (~ 30 دقيقة إلى 1 ساعة)

  1. فصل الخلايا RPE باستخدام قبل تحسنت الحل تفارق خلية لمدة 5-8 دقيقة عند 37 ° C.
  2. كشط الخلايا برفق لاطلاق سراح أي التي لا تزال تعلق.
  3. تمييع الخلايا مع حجم كبير من وسائل الإعلام ثقافة (ملء أنبوب 15 مل) لتعطيل الحل التفكك وعدها.
  4. أجهزة الطرد المركزي في 800 x ج لمدة 5 دقائق لخلايا بيليه.
  5. resuspend الخلايا في 200،000 خلية / ميكرولتر (لتقديم 100،000 الخلايا في حجم 0.5 ميكرولتر) في برنامج تلفزيوني قبل تحسنت معقم وتحويلها في أنبوب microcentrifuge 1.5 مل.
  6. اختياريا، إضافة خلية حية عابرة علامة فلوري واحتضان عند 37 درجة مئوية لمدة 30-45 دقيقة.
  7. تحميل المحاقن مع إبرة حادة مع 0.5 ميكرولتر من الخلايا. حقن الخلايا في أقرب وقت ممكن.

3. الشبكية الفرعية حقن (~ 5 دقائق في حقن)

ملاحظة: إذا كان ذلك ممكنا، وتعلم هذه التقنية مع الجرذان الكبار منذ الأوعية حوف هي أسهل بكثير لتصور. حقن محلول الأخضر سريع عندما تعلم (قبل محاولة حقن الخلايا) لتسهيل التصور أكثر سهولة من موقع الحقن.

  1. تخدير القوارض. استخدام الحقن داخل الصفاق من 100 ملغ / مل الكيتامين و 10 ملغ / مل زيلازين (20 ميكرولتر / 10 ز الجسم ثثمانية) عبر استنشاق isofluorane لأنه من الصعب على المناورة والقوارض وحقن داخل العين مع خطم في الاستنشاق.
    1. التأكد من أن الحيوان هو تخدير عميق من معسر واحد من الكفوف. إذا كان flinches، انتظر عدة دقائق أكثر وحاول مرة أخرى قبل البدء في الحقن تحت الشبكية.
  2. ضع القوارض على جانبها حتى أن العين التي سيتم حقنها يواجه السقف.
  3. تحت المجهر تشريح تمتد برفق الجلد حتى العين للملوثات العضوية الثابتة قليلا للخروج من مقبس (جحوظ مؤقت) ويصبح أكثر سهولة من خلال عقد رأسه مع اثنين من أصابع فقط فوق الأذن والفك وتمتد بلطف بالتوازي الجلد على الجفون ذلك أن العين للملوثات العضوية الثابتة قليلا للخروج من مقبس (انظر الشكل 1C). لا فهم القوارض قريبة جدا من الحلق.
  4. مع 30 G حادة المتاح تعقيم قبل إبرة، وجعل ثقب مباشرة أسفل حوف (إذا ضرب السفن، ونزيف بالبريد كبيرة ويكون من الصعب العثور على ثقب في وقت لاحق) وفي زاوية لتجنب لمس العدسة مع الإبرة (الشكل 1D). تجنب لمس العدسة مع حادة (أو حادة) إبرة أو تشكيل الساد فوري سيحدث.
    ملاحظة: الحقن تعمل على نحو أفضل مع شخصين. وبهذه الطريقة يمكن لشخص واحد تمر الحقنة مع إبرة حادة إلى الشخص أداء الحقن بعد أن يكونوا قد أنشأ أول حفرة مع إبرة حادة القابل للتصرف للحفاظ على التركيز على حيث الثقب.
  5. التراجع عن إبرة حادة المتاح من العين مع الحفاظ على قبضة على رأسه. أتذكر بالضبط حيث كان الثقب.
  6. بعد إما تركيب حقنة محملة مسبقا مع إبرة حادة على micromanipulator أو إمساكه باليد، إدراج غيض من المحاقن مع إبرة حادة من خلال ثقب، مع الحرص مرة أخرى على عدم لمس العدسة وبلطف يدفع به عن طريق العين بلطف شديد حتى الشعور المقاومة (1D الشكل).
  7. Keeping جميع الحركات إلى أدنى حد ممكن، وضخ بعناية الخلايا RPE ببطء في الفضاء تحت الشبكية.
    سوف يكون ذلك حافزا RPE / شبكية العين مفرزة. ملاحظة: هذا أمر لا مفر منه. ومع ذلك، فإن حقن أنظف يقلل من مفرزة ويحسن كثيرا من فرص إعادة المرتكز (الشكل 1E). أي حركات مبالغ فيها قد تتحرك الإبرة مرة أخرى في شبكية العين، ويمكن أن حركات جانبية تضر شبكية العين. استخدام مضخة الحقن هو اختياري ولكن يسمح لتسليم دقيق جدا.
  8. التراجع المحقنة ببطء. تطبيق ترطيب قطرات العين للحفاظ على العين رطبة.
  9. تواصل رصد الحيوان حتى يستعيد الاستلقاء القصية. لا تترك الحيوان غير المراقب أو العودة إلى قفص مع الحيوانات الأخرى في حالة تأهب حتى يستعيد الاستلقاء القصية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يمكننا تقديم تعليق الخلايا RPE في الفضاء تحت الشبكية من القوارض بسرعة وباستمرار باستخدام تقنية الموضحة في هذه المخطوطة. في حين ليس مطلوبا، صدمات يمكن التقليل إلى حد كبير باستخدام الإعداد يظهر مع مياداة مجهرية في الشكل 1A & B. عقد القوارض كما هو مبين في الشكل 1C لجحوظ مؤقت. الخطوات هي نفسها إذا أجريت مع مياداة مجهرية أو باليد. وصفت هذه في الرسوم المتحركة في الشكل 1D. عندما يقوم نظيفة مضان من الخلايا المسمى RPE يمكن الكشف عنها ب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في هذه المقالة وصفنا طريقة بسيطة نسبيا لأداء الحقن تحت الشبكية من خلايا RPE معلق في الجرذان والفئران. بروتوكول من السهل تعلم والمزيد من الخبرة مع هذه التقنية سوف تترجم في أقل الصدمات (الشكل 3، وهذا يمثل واحدا من أفضل الحقن)، وخاصة إذا تم استخدام مياداة مجهرية (الشكل 1A). يمكن رصد أي صدمة في الجسم الحي مع نظام cSLO وأكتوبر (الشكل 2) إذا كانت متوفرة. وإذا رغبت دقة أعلى وأقل صاخبة الصور، حالة من منصات فن التصوير متوفرة، جنبا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

لم يكن لدى أي من أصحاب البلاغ أي إفصاحات تجارية للإعلان عنها.

شكر وتقدير

نود أن نشكر أليسون دورسي للمساعدة في تطوير تقنية الحقن تحت الشبكية. كما نعترف بالمعهد الوطني للعيون (منح NEI EY11254 و EY021416) ، ومعهد كاليفورنيا للطب التجديدي (منحة CIRM TR1-01219) ، ومعهد لوي للبحوث الطبية (LMRI) للتمويل السخي للغاية لهذا المشروع.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
2-Mercaptoethanol (55 mM)Gibco   ؛21985-02350 مل × 1 
Cell ScapersVWR89260-222حالة × 1
CellTracker أخضر CMFDAمجسات جزيئيةC3455250 & micro ؛ ز × 20
DPBS ، خال من الكالسيوم ، خال من المغنيسيومGibco14190-144500 مل × 1   ؛
سريع أخضرسيجما ألدريتشF725825 جم × 1 
جنتيل جل قطرات معتدلة إلى شديدة زيوت التشحيم قطرات العين  وول مارت406094125 مل × 1
هاميلتون موديل 62 RN SYRهاميلتون87942حقنة × 1   ؛
إبرة هاميلتون 33 جم ، 0.5 بوصة ، النقطة 3 (304 الفولاذ المقاوم للصدأ)إبر هاميلتون7803-05× 6
ضربة قاضية DMEMGibco10829-018500 مل × 1   ؛
بديلة مصل بالضربة القاضيةجيبكو10828-028500 مل × 1 
L-Glutamine 200 mMGibco25030-081100 مل × 1
حامل مغناطيسيLeica Biosystems39430216Stand × 1
MEM محلول الأحماض الأمينية غير الأساسية 100X & nbsp ؛Gibco11140-050100 مل × 1
مناور MicromanipulatorLeica Biosystems3943001× 1
Penicillin-Streptomycin (10,000 U / ml)Gibco15140-122100 مل × 1
محاقن ذات طرف منزلق بدون إبر BD & nbsp ؛ (3 مل)    حزمة BD309656 VWR× 1
إبر للاستخدام المتخصص BD & nbsp ؛ (30 جم ، 1 بوصة)VWRBD305128 Box × 1
إنزيم TrypLE Express (1X) ، بدون فينولأحمر Gibco12604013100 مل × 1

المراجع

  1. Bird, A. C. Therapeutic targets in age-related macular disease. The Journal of Clinical Investigation. 120 (9), 3033-3041 (2010).
  2. Jong, P. T. Age-related macular degeneration. Med, N. . E. ngl. J. . 355 (14), 1474-1485 (2006).
  3. Abe, T. Auto iris pigment epithelial cell transplantation in patients with age-related macular degeneration: short-term results. The Tohoku Journal Of Experimental Medicine. 191 (1), 7-20 (2000).
  4. Algvere, P. V., Berglin, L., Gouras, P., Sheng, Y. Transplantation of fetal retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration with subfoveal neovascularization. Graefes Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 232, 707-716 (1994).
  5. Binder, S. Outcome of transplantation of autologous retinal pigment epithelium in age-related macular degeneration: a prospective trial. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 45 (11), 4151-4160 (2004).
  6. Binder, S. Transplantation of autologous retinal pigment epithelium in eyes with foveal neovascularization resulting from age-related macular degeneration: a pilot study. Am. J. Ophthalmol. 133 (2), 215-225 (2002).
  7. Juan, E., Loewenstein, A., Bressler, N. M., Alexander, J. Translocation of the retina for management of subfoveal choroidal neovascularization II: a preliminary report in humans. Am. J. Ophthalmol. 125 (5), 635-646 (1998).
  8. Falkner-Radler, C. I. Human retinal pigment epithelium (RPE) transplantation: outcome after autologous RPE-choroid sheet and RPE cell-suspension in a randomised clinical study. British Journal of Ophthalmology. 95 (3), 370-375 (2011).
  9. Joussen, A. M. How complete is successful 'Autologous retinal pigment epithelium and choriod translocation in patients with exsudative age-related macular degeneration: a short-term follow-up' by Jan van Meurs and P.R. van Biesen. Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 241 (12), 966-967 (2003).
  10. Lai, J. C. Visual outcomes following macular translocation with 360-degree peripheral retinectomy. Arch. Ophthalmol. 120 (10), 1317-1324 (2002).
  11. Machemer, R., Steinhorst, U. H. Retinal separation, retinotomy, and macular relocation: II. A surgical approach for age-related macular degeneration? Graefes. Arch. Clin. Exp. Ophthalmol. 231 (11), 635-641 (1993).
  12. MacLaren, R. E. Autologous transplantation of the retinal pigment epithelium and choroid in the treatment of neovascular age-related macular degeneration. Ophthalmology. 114 (3), 561-570 (2007).
  13. Peyman, G. A. A technique for retinal pigment epithelium transplantation for age-related macular degeneration secondary to extensive subfoveal scarring. Ophthalmic Surgery. 22 (2), 102-108 (1991).
  14. Buchholz, D. E. Derivation of functional retinal pigmented epithelium from induced pluripotent stem cells. Stem Cells. 27 (10), 2427-2434 (2009).
  15. Carr, A. J. Molecular characterization and functional analysis of phagocytosis by human embryonic stem cell-derived RPE cells using a novel human retinal assay. Mol. Vis. 15 (4), 283-295 (2009).
  16. Carr, A. J. Protective effects of human iPS-derived retinal pigment epithelium cell transplantation in the retinal dystrophic rat. PLoS One. 4 (12), e8152(2009).
  17. Hirami, Y. Generation of retinal cells from mouse and human induced pluripotent stem cells. Neurosci Lett. 458 (3), 126-131 (2009).
  18. Idelson, M. Directed differentiation of human embryonic stem cells into functional retinal pigment epithelium cells. Cell Stem Cell. 5 (4), 396-408 (2009).
  19. Klimanskaya, I. Derivation and comparative assessment of retinal pigment epithelium from human embryonic stem cells using transcriptomics. Cloning Stem Cells. 6 (3), 217-245 (2004).
  20. Kokkinaki, M., Sahibzada, N., Golestaneh, N. Human Induced Pluripotent Stem-Derived Retinal Pigment Epithelium (RPE) Cells Exhibit Ion Transport, Membrane Potential, Polarized Vascular Endothelial Growth Factor Secretion, and Gene Expression Pattern Similar to Native RPE. Stem Cells. 29 (5), 825-835 (2011).
  21. Krohne, T. Generation of retinal pigment epithelial cells from small molecules and OCT4-reprogrammed human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Translational Medicine. 1 (2), 96-109 (2012).
  22. Lund, R. D. Human embryonic stem cell-derived cells rescue visual function in dystrophic RCS rats. Cloning Stem Cells. 8 (3), 189-199 (2006).
  23. Meyer, J. S. Modeling early retinal development with human embryonic and induced pluripotent stem cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (39), 16698-16703 (2009).
  24. Osakada, F. In vitro differentiation of retinal cells from human pluripotent stem cells by small-molecule induction. J. Cell Sci. 122 (17), 3169-3179 (2009).
  25. Vugler, A. Elucidating the phenomenon of HESC-derived RPE: anatomy of cell genesis, expansion and retinal transplantation. Exp. Neurol. 214 (2), 347-361 (2008).
  26. Westenskow, P. D. Using flow cytometry to compare the dynamics of photoreceptor outer segment phagocytosis in iPS-derived RPE cells. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53 (10), 6282-6290 (2012).
  27. Zarbin, M. A. Current concepts in the pathogenesis of age-related macular degeneration. Arch. Ophthalmol. 122 (10), 598-614 (2004).
  28. Li, Y., et al. Long-term safety and efficacy of human-induced pluripotent stem cell (iPS) grafts in a preclinical model of retinitis pigmentosa. Molecular Medicine. 18, 1312-1319 (2012).
  29. Wang, N. K. Transplantation of reprogrammed embryonic stem cells improves visual function in a mouse model for retinitis pigmentosa). Transplantation. 89 (8), 911-919 (2010).
  30. Ramsden, C. M. Stem cells in retinal regeneration: past, present and future. Development. 140 (12), 2576-2585 (2013).
  31. Schwartz, S. D. Embryonic stem cell trials for macular degeneration: a preliminary report. The Lancet. 379 (9817), 713-720 (2012).
  32. Carr, A. J. Development of human embryonic stem cell therapies for age-related macular degeneration. Trends in Neurosciences. 36 (7), 385-395 (2013).
  33. Westenskow, P., Friedlander, M. Ch. 111. The New Visual Neurosciences. Werne, J. S., Chalupa, L. M. , The MIT Press. Cambridge, MA. 1611-1626 (2013).
  34. Westenskow, P., Sedillo, Z., Friedlander, M. Efficient Derivation of Retinal Pigment Epithelium Cells from iPS. J. Vis. Exp. , Forthcoming Forthcoming.
  35. Furhmann, S., Levine, E. M., Friedlander, M. Extraocular mesenchyme patterns the optic vesicle during early eye development in the embryonic chick. Development. 127 (21), 4599-4609 (2000).
  36. Lu, B. Long-Term Safety and Function of RPE from Human Embryonic Stem Cells in Preclinical Models of Macular Degeneration). Stem Cells. 27 (9), 2126-2135 (2009).
  37. Zhao, T., Zhang, Z. -N., Rong, Z., Xu, Y. Immunogenicity of induced pluripotent stem cells. Nature. 474 (7350), 212-215 (2011).
  38. Eberle, D., Santos-Ferreira, T., Grahl, S., Ader, M. Subretinal transplantation of MACS purified photoreceptor precursor cells into the adult mouse retina. Journal Of Visualized Experiments. , e50932(2014).
  39. Huber, G. Spectral domain optical coherence tomography in mouse models of retinal degeneration. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 50, 5888-5895 (2009).
  40. Kim, K. H. Monitoring mouse retinal degeneration with high-resolution spectral-domain optical coherence tomography. Journal of Vision. 53 (8), 4644-4656 (2008).
  41. Pennesi, M. E. Long-term characterization of retinal degeneration in rd1 and rd10 mice using spectral domain optical coherence tomography. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 4644-4656 (2012).
  42. Fisher, S. K., Lewis, G. P., Linberg, K. A., Verardo, M. R. Cellular remodeling in mammalian retina: results from studies of experimental retinal detachment. Progress in Retinal And Eye Research. 24 (3), 395-431 (2005).
  43. Hu, Y. A novel approach for subretinal implantation of ultrathin substrates containing stem cell-derived retinal pigment epithelium monolayer. Ophthalmic Research. 48 (4), 186-191 (2012).
  44. Diniz, B. Subretinal implantation of retinal pigment epithelial cells derived from human embryonic stem cells: improved survival when implanted as a monolayer. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 54 (7), 5087-5096 (2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الحقن تحت الشبكيةجراحة عين القوارضتقنية إيصال الخلاياالحقن بإبرة غير حادةالوخز بإبرة حادةالتصوير الحيفحص العين بالمجهر البؤري الماسحالتصوير المقطعي المتسق بصرياًتحضير المعلق الخلوي
أداء تحت الشبكية الحقن في القوارض لتسليم خلايا الظهارة الصبغية الشبكية في تعليق
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.