مقالة منهجية

تسجيل الخفيفة أثار-الردود بعد المشبكي في الخلايا العصبية في الظلام تكييفها، الاستعدادات ماوس الشبكية شريحة عن طريق تقنيات المشبك التصحيح

DOI:

10.3791/52422

⸱

فبراير 11, 2015

 , 
1Anatomy and Cell Biology, Wayne State University School of Medicine, 2Ophthalmology, Wayne State University School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

سنوضح كيفية تحضير شرائح الشبكية من عين الفأر وتسجيل استجابات الضوء في الخلايا العصبية في الشبكية. يتم إجراء الإجراء بأكمله في ظروف مظلمة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

شبكية العين هي بوابة الدخول إلى النظام البصري. لفهم آليات معالجة الإشارات المرئية، ونحن التحقيق في وظائف الشبكة العصبية في شبكية العين. تتكون الخلايا العصبية للشبكية في الشبكة العديد من الأنواع الفرعية. وقد تم تحديد أكثر من 10 أنواع فرعية من الخلايا القطبين، خلايا العقدة، والخلايا عديم الاستطالات التي كتبها الدراسات المورفولوجية. ويعتقد فرعية متعددة من الخلايا العصبية للشبكية لترميز سمات مميزة من الإشارات البصرية، مثل الحركة واللون، وتشكل المسارات العصبية متعددة. ومع ذلك، لا يفهم تماما الأدوار الوظيفية لكل الخلايا العصبية في معالجة الإشارات البصرية. طريقة المشبك التصحيح هو مفيد لمعالجة هذه المسألة الأساسية. هنا، وبروتوكول لتسجيل ردود متشابك أثار الخفيفة في الماوس الخلايا العصبية للشبكية باستخدام التصحيح التسجيلات المشبك في ظروف الظلام تكييفها يتم توفيرها. عيون الماوس تتكيف الداكنة-O / N، ويتم تشريح الاستعدادات شريحة الشبكية في غرفة مظلمة باستخدام الإضاءة بالأشعة تحت الحمراء والمشاهدين. ضوء الأشعة تحت الحمراء لاتنشيط المستقبلات الضوئية الماوس وبالتالي يحافظ على الاستجابة ضوءها. يستخدم التصحيح المشبك لتسجيل استجابات أثار ضوئية في الخلايا العصبية للشبكية. يتم حقن صبغة الفلورسنت خلال تسجيلات لوصف أنواع فرعية المورفولوجية الخلايا العصبية. هذا الإجراء تمكننا من تحديد الوظائف الفسيولوجية من كل عصبون في شبكية العين الماوس.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

شبكية العين هي واحدة من الأجزاء الفريدة للجهاز العصبي. كجزء يمكن الوصول إليه من الدماغ ، تم تمييز بنيتها المشبكية بشكل جيد. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن فحص وظائف هذه الشبكة العصبية بحافز فسيولوجي: الضوء. إذا تم عزل أنسجة الشبكية في غرفة مظلمة مع الإجراءات المناسبة ، فستستجيب الخلايا العصبية في الأنسجة للضوء. تم استخدام هذا المستحضر لدراسة معالجة الإشارات المرئية وتوضيح الآليات المشبكية المختلفة ووظائف الشبكة العصبية ، بالإضافة إلى آليات المرض.

< p class = 'jove_content'>تم تسجيل استجابات الضوء في الخلايا العصبية الشبكية لعقود. استخدمت الدراسات المبكرة أقطاب كهربائية حادة لعمل تسجيلات داخل الخلايا من الخلايا العصبية الشبكية الطينية1. في الثمانينيات ، تم اختراع تقنية مشبك التصحيح2 ، وسرعان ما أصبحت طريقة شائعة بين باحثي الرؤية3،4. كانت تسجيلات الخلية المفردة من الفقاريات السفلية ، بما في ذلك الخلايا العصبية لشبكية الطين والأسماك ، طرقا شائعة ساهمت في توضيح آليات معالجة الإشارات المرئية5،6.

بعد تطوير تقنيات الطفرات الجينية ، أصبحت شبكية العين الفأرية نموذجا أكثر شيوعا لباحثي الرؤية7-9. تعتبر شبكية الثدييات أكثر جاذبية من تلك الموجودة في الفقاريات السفلية لأنها أقرب تطوريا إلى شبكية العين البشرية ، وهناك فرصة لاستخدام نماذج الأمراض. ومع ذلك ، فإن خلايا شبكية الفأر صغيرة وهشة10 ، وإجراء مستحضرات الشبكية وإجراء تسجيلات مشبك التصحيح في غرفة مظلمة يمثل تحديا. مع تحسن التكنولوجيا ، أصبحت الأساليب المتنوعة متاحة لدراسة آليات الإشارات المرئية مثل دراسات التصوير11 ومخطط كهربية الشبكية (ERG) 12. ومع ذلك ، لا يزال تسجيل الخلية الواحدة باستخدام طريقة مشبك التصحيح مهما لأنه حساس للغاية من الناحية الزمانية والمكانية مقارنة بالطرق الأخرى. لذلك ، أجرينا باستمرار تسجيلات مشبك التصحيح وقمنا بتحسين أساليبنا للتحقيق في معالجة الإشارات المرئية في مستحضرات شريحة شبكية العين بالفأر13-15.

في هذا الفيديو التعليمي، يتم تقديم البروتوكولات مع نصائح مهمة. لا يمكن تحقيق التسجيلات الجيدة إلا من خلال الإعداد الجيد. سيمكن ممارسة تشريح وبناء جهاز تثبيت رقعة قوي معظم الباحثين من تحقيق تسجيلات ناجحة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بيان الأخلاق: إجراءات التي تجرى على الحيوانات وتمت الموافقة من قبل لجنة المؤسسي رعاية الحيوان واستخدام (IACUC) في جامعة واين ستيت.

1. إعداد الحل التجريبي

  1. إعداد الحل تشريح 1 يوم ل1 قبل أسبوع من التجربة الفعلية. استخدام حل العازلة HEPES للتشريح في شبكية العين بسبب قدرته التخزين المؤقت قوية في درجات حرارة منخفضة 16. تخلط جميع المواد الكيميائية على النحو التالي (مم): 115 كلوريد الصوديوم، و 2.5 بوكل، 2.5 CaCl 2، 1.0 MgCl 2، 10 HEPES، 28 الجلوكوز. ضبط درجة الحموضة إلى 7.4 مع هيدروكسيد الصوديوم. إبقاء الحل في الثلاجة تصل إلى 1 في الاسبوع.
  2. الحل هو تسجيل أميس "المتوسطة، وهو السائل الشوكي الدماغي الاصطناعي (ACSF) مصممة لالاستعدادات الشبكية 17. قبل يوم من التجربة، تزن من مسحوق أميس "(4.4 ز ل 500 مل من محلول) في أنبوب. أيضا، تزن من NaHCO 3 (0.95 ز ل 500 مل من محلول) وتخلط مع Aمسحوق زارة التربية والعلم ".
  3. إعداد الحل ماصة داخل الخلايا للتسجيلات المشبك التصحيح من قبل يوم من التجربة. تخلط جميع المواد الكيميائية على النحو التالي (مم): 111 K-غلوكونات، 1.0 CaCl 2، 10 HEPES، 1.1 EGTA، 10 كلوريد الصوديوم، 1.0 MgCl 2، 5 ATP-المغنيسيوم، و 1.0 GTP-نا. ضبط درجة الحموضة إلى 7.2 مع KOH. تصفية الحل ماصة مع فلتر حقنة التقليدي. جعل ~ 500 مكل وتخزينها في الثلاجة أو الفريزر العميق.

2. إعداد لليوم للتجربة

  1. في الليلة التي سبقت التجربة، ضع الماوس في قفص (C57BL / 6J أو خلفية مماثلة، من 4 - 8 أسابيع من العمر، من الذكور) في مكان مظلم لO / N التكيف مع الظلام.
  2. استعدادا لتشريح:
    1. ملء تشريح الحل (100-200 مل) في كوب من الزجاج، وضعه على الجليد، وفقاعة مع الأكسجين لمدة 10 دقيقة على الأقل.
    2. بدء الأوكسجين من مربع مظلم لتخزين إعداد الشبكية.
    3. إعداد coverslips من البلاستيك مع القضبان الشحوم لإعادةالاستعدادات شريحة tinal ووضع كل منهم في طبق من البلاستيك 35 ملم.
    4. إرفاق شفرة حلاقة جديدة إلى المروحية (تقطيع الأنسجة).
    5. قطع غشاء مرشح إلى نصفين. هذا هو لتشريح شبكية العين.
    6. محاذاة أدوات تشريح والماصات نقل قرب المجهر تشريح. يجب تنظيم منطقة العمل جيدا بحيث يكون لكل أداة يمكن الوصول إليها بسهولة في الظلام.
  3. استعدادا لتسجيلات المشبك التصحيح:
    1. حل مسحوق أميس "وNaHCO 3 في الماء المقطر (أميس 4.4 غرام وNaHCO 3 0.95g / 500 مل DDH 2 O). متوسطة فقاعة أميس "مع الأكسجين المختلط (95٪ O 2 و 5٪ CO 2) لمدة 30 دقيقة على الأقل بينما التدفئة إلى مستوى درجة حرارة تسجيل (~ 35 ° C). ضبط درجة الحموضة إلى 7.4 مع NaHCO 3 في حين لا يزال محتدما.
    2. ذوبان الجليد الحل ماصة الداخلي أثناء تشريح. بعد إذابة ذلك، إضافة 0.01٪ sulforhodamine B لتلطيخ الخلايا.

3. الشبكية تشريح

  1. في غرفة مظلمة، الموت ببطء الماوس باستخدام ثاني أكسيد الكربون واسترواح الصدر الثنائي. بعد 2-3 دقائق من استخدام ثاني أكسيد الكربون، فإن الماوس يفقد وعيه.
  2. عندما الماوس لم يعد يستجيب لقرصة الذيل، واستأصل بسرعة عيون ووضعها في محلول تشريح الباردة في طبق من البلاستيك. أداء استرواح الصدر الثنائي لضمان موت الحيوان. تخزين بسرعة العين في طبق في مربع مظلم. استخدام المشاهد الأشعة تحت الحمراء لاجراء العملية في الظلام.
    ملاحظة: بدلا من ذلك، الأيزوفلورين، قطع الرأس، أو خلع عنق الرحم يمكن أن تستخدم للقتل الرحيم. طريقة القتل الرحيم ينبغي أن يتبع المبادئ التوجيهية للمعهد الوطني للصحة (NIH) و / أو لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي.
  3. في غرفة مظلمة، وضبط مجهر تشريح وإضاءة الأشعة تحت الحمراء. تحت المجهر، ونقل العين من طبق لها في طبق من البلاستيك 10 سم ثإيث الحل تشريح تبرد. باستمرار الأكسجين فقاعة من خلال أنابيب توضع على الجزء السفلي من صحن بلاستيكي. ضبط حجم التدفق حتى لا يكون منخفضا جدا، ولكن تأكد من أنها ليست عالية بما يكفي لتعكير صفو تشريح.
  4. القرنية والعدسة إزالة:
    1. إجراء شق في الجزء العلوي من القرنية بسكين الجراحية الصغرى. عقد العصب البصري في الطرف الآخر من مقلة العين يمنع العين من التحرك. تمديد خفض باستخدام زوج من مقص جراحي. قطع القرنية مع بعض الصلبة من حوله.
    2. الاستيلاء على العدسة مع ملقط غرامة وسحب ببطء عدسة بها. إذا كان الجسم الزجاجي لزجة جدا لإزالة العدسة، وقطع الجسم الزجاجي مع زوج من مقص.
    3. مرة واحدة يتم العين كوب، صب بلطف البارد، حل تشريح المؤكسج إلى فنجان العين مع ماصة نقل صغيرة.
      ملاحظة: إن مقلة العين تفرغ بسرعة بعد يتم إجراء شق في القرنية. فمن المهم للحفاظ على شكل العين كما التشويه العين خلال هذه المواليةسوف التعريف الشخصي إجراءات تلف شبكية العين ويسبب انفصال الشبكية.
  5. التعرف على الجانبين الظهرية والبطنية من شبكية العين:
    ملاحظة: بسبب التوزيع غير المتكافئ للالأخضر والأشعة فوق البنفسجية (UV) والأقماع 18، وتحديد منطقة الشبكية محددة أمر مهم للتسجيلات استجابة الخفيفة.
    1. تحديد خط الذهاب عبر كوب العين الشبكية يمر بالقرب من رأس العصب البصري. هذا الخط يمر معظمها عبر الجانب البطني العصب البصري. الجانب بما في ذلك العصب البصري هو الجانب الظهري، في حين أن الآخر هو بطني 19. رؤية هذا المعلم بوضوح تحت المشاهدين الأشعة تحت الحمراء.
    2. اعتمادا على الغرض من التجربة، اجراء خفض على الجانب لا داعي لها. هذا وسوف يكون من المفيد بعد عزل شبكية العين من الكأس العين.
  6. إزالة زجاجي:
    1. اختياريا، واحتضان العين كوب مع هيالورونيداز (0.5 ملغ / مل) لمدة 15 دقيقة.
    2. إزالة الجسم الزجاجي مع ملقط خارج غرامة. الجسم الزجاجي هو أساساتعلق على الجزء السفلي والحافة الخارجية للعين كوب. بلطف إزالته دون لمس أو بدس شبكية العين. كما يمكن أن تعلق زجاجي محكم لفنجان العين، وإزالة بلطف لتجنب انفصال الشبكية من العين الكأس. مواصلة سحب حتى يشعر أي توتر.
      ملاحظة: هذه الخطوة مهمة بشكل خاص لتشريح شبكية العين الماوس؛ ومع ذلك، فإنه ليست مشكلة لشبكية العين من الأنواع الأخرى مثل الفئران أو السمندل.
  7. عزل شبكية العين من العين الكأس. انتزاع الصلبة وتقشر بلطف شبكية العين باستخدام مساعدات من الملقط.
    ملاحظة: الجامع جبل الاستعدادات الشبكية يمكن أن تكون مصنوعة من شبكية العين معزولة. جعل 3-4 تخفيضات على حواف وتتسطح في شبكية العين، أو قطع الشبكية إلى عدة قطع.
  8. تقليم شبكية العين وتجاهل النصف غير الضروري للشبكية العين (الخطوة 3.5). في نفس طبق من البلاستيك، وقطع في الشبكية المتبقية إلى قطعتين. لكل قطعة من شبكية العين، وقطع الحواف لجعللوح شبكية العين، وتقليم حواف للطي.
  9. نقل لوح شبكية العين على طبق من ذهب الزجاج باستخدام ماصة نقل كبيرة (~ 2 مل). تمتص الحل الزائد مع ماصة صغيرة، استخدام قطعة من ورق الترشيح لشد بلاطة، وبعد ذلك وضعت بسرعة قطعة من الغشاء المرشح على رأس الأنسجة.
    1. باستخدام ماصة نقل صغيرة، ضع قطرة من تشريح حل على غشاء التصفية. الانتظار ~ 15 ثانية حتى ينتشر الحل عبر الغشاء. خلال هذا الوقت، فإن أنسجة الشبكية التمسك غشاء التصفية.
    2. صب حل تشريح أكثر البارد تحت وحول المرشح. سوف الأنسجة الشبكية مع غشاء فلتر تطفو. الاستيلاء على غشاء التصفية مع ملقط ووضعه في غرفة تشريح. صب تشريح حل على الأنسجة، وتخزين إعداد في مربع مظلم.
      ملاحظة: الإجراء الموضح هنا أمر بالغ الأهمية. من المهم أن تنفيذ هذه الخطوات بسرعة لضمان أن العصي أنسجة الشبكية إلى ذاكرة فلتر الغشاء ولا تجف.
  10. باستخدام المروحية، وقطع الأنسجة الشبكية إلى شرائح. حوالي 200 ميكرون سمك هو ممكن للدراسات المشبك التصحيح.
  11. وضع ساترة البلاستيك مع القضبان الشحوم في غرفة تشريح. نقل شريحة الشبكية على رأس القضبان الشحوم على ساترة البلاستيكية. تدوير شريحة 90 درجة بحيث المقطع العرضي مرئيا. اضغط على غشاء فلتر أسفل على ساترة، ثم، وتغطي الجانبين من ورقة الترشيح مع الشحوم.
    1. بعد يجمد شريحة على ساترة البلاستيك، والاستيلاء على ساترة وتحويلها إلى طبق من البلاستيك 35 ملم. صب حل تشريح الباردة على إعداد الشبكية وغمر التحضير. تخزين كل طبق في مربع مظلم، التي ينبغي أن المؤكسج بشكل مستمر.
      ملاحظة: يحتاج هذا الإجراء بأكمله إلى أن يتم بعناية بحيث لا تشوه غشاء التصفية. خلاف ذلك، فإن شريحة الشبكية يفصل بسهولة من غشاء التصفية.

ق ق = "jove_title"> 4. تسجيلات المشبك من تصحيح الشبكية شريحة التحضير

  1. تسجيل إعداد:
    1. رئيس وأنابيب نضح مع أميس "المتوسطة. السماح لجميع فقاعات بالمرور عند ملء الأنبوب.
    2. جعل الماصات تسجيل المشبك التصحيح مع مجتذب. لملء ماصة مع الحل ماصة، وتراجع في المؤخر من ماصة لمدة 1 دقيقة حتى يتم ردم طرف ماصة. التالي، وملء ~ 1/3 من ماصة باستخدام حشو ماصة الدقيقة. تخزين كل ماصة في مربع ماصة رطبة.
    3. تشغيل المعدات اللازمة لتسجيلات المشبك التصحيح. بما في ذلك الكمبيوتر، مكبر للصوت، وكاميرا CCD، والمجهر.
  2. اغلاق ضوء الغرفة. وضع إعداد شريحة الشبكية على غرفة مرحلة المجهر باستخدام المشاهد الأشعة تحت الحمراء. بعد ثبتوا عليه، والبدء نضح المستمر. ضبط درجة الحرارة نضح عند 33 إلى 37 درجة مئوية.
  3. عرض سطح شريحة مع كاميرا CCD. التركيز على موقع الهدف حيث الهدف مأنواع ليرة لبنانية يقيمون. حدد خلية صحية-تبحث عن التصحيح تسجيل المشبك (أي ينبغي أن يكون على نحو سلس المظهر السطحي وشكل خلية جيد).
  4. وضع ماصة تسجيل في حامل ماصة. دفع ماصة لإعداد شريحة. عندما يكون على مقربة من إعداد شريحة (~ 2 مم أعلاه)، والعثور على غيض من ماصة مع المجهر. مرة واحدة طرف ماصة غير مرئية تحت المجهر، نقل معلومات سرية إلى أسفل نحو الخلية المستهدفة.
  5. تعيين مكبر للصوت. ضبط ماصة في 0 بالسيارات / 0 باسكال (التصفير) وبدء النبض الكهربائي المستمر لل~ 5 بالسيارات في ~ 10 هرتز. تحقق المقاومة ماصة. المقاومة المثالية هي ما بين 5 و 10 MΩ لمعظم الخلايا العصبية للشبكية.
  6. بدء تطاير من غيض. استخدام بوق، أو استخدام حقنة، لتطبيق الضغط الايجابي عند الانخفاضات ماصة في حل حمام. تفجير باستمرار من الحل الداخلي حتى غيض هو على سطح الخلية المستهدفة.
    1. عندما يجعل ضغط إيجابي الدمل صغير على السطح الخلية الإلكترونية، ودفع الطرف قليلا ووقف تطاير. تحقق المقاومة ماصة، والتي ينبغي زيادة. إذا كان يتزايد باستمرار، وترك الأمر ورصد المقاومة حتى يصل> 1 GΩ (gigaseal). إذا لا يزيد من مقاومة من تلقاء أنفسهم، وتطبيق بلطف ضغط سلبي حتى يصبح gigaseal.
  7. بعد يتحقق gigaseal، تغيير إمكانية عقد ل-70 بالسيارات. ثم، وتطبيق متقطع الضغط السلبي للتمزق الغشاء داخل طرف ماصة. عندما يتم تكوين خلية كاملة، لا يمكن للمقاومة ماصة ما بين 500 MΩ و1 GΩ، وينظر إلى بالسعة الحالية. أحيانا يمكن ملاحظتها التيارات بعد المشبكي عفوية.
  8. تسجيل العلاقة الرابع من -80 إلى +40 بالسيارات. نشطت أنواع مختلفة من قنوات الجهد بوابات اعتمادا على نوع من الخلايا.
  9. أثار ضوء سجل التيارات متشابك أو الفولتية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويرد إعداد شريحة تمثيلية في الشكل 1. إن إعداد شريحة هو في وضع مستقيم، والتي تبين المستقبلات الضوئية إلى خلايا العقدة في سطح مستو، ولا مفرزة من ورقة الترشيح. إذا كان يميل شريحة، سوى جزء من التحضير هو في التركيز، الأمر الذي يجعل من الصعب تحديد خلية المناسبة للقط التصحيح. للتسجيلات، من المهم لاختيار سوما جيدة، والتي عادة لديه سطح لامع، وهو الشكل حتى مستديرة، وليس لويحات المظلمة مرئية. بعد إجراء تكوين خلية كاملة، تعرضت شريحة للضوء الخلفية ومن ثم إلى الضوء خطوة

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لا يمكن تحقيق التسجيلات الجيدة إلا من خلال مستحضرات الشبكية الجيدة وإعدادات مشبك التصحيح المصممة جيدا. على الرغم من أهمية جميع الخطوات الموضحة أعلاه ، إلا أن المناقشة تسلط الضوء على بعض الخطوات الحاسمة لكل من التشريح والتسجيلات.

بالنسبة للتشريح ، هناك شيئان مهمان بشكل خاص: التبريد والأكسجين. بعد إزالة العين ، قم بإزالة الجزء الأمامي من العين بسرعة في غرفة تشريح بمحلول تشريح مبرد بفقاعات الأكسجين ، واسكب المحلول البارد في كوب العين. عندما تكون أنسجة الشبكية في غرفة التشريح ، يجب سكب المحلول ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل منح NIH R01 EY020533 و WSU Startup Fund و RPB.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الفئران (28-60 يوما ، ذكر)مختبر جاكسونC57BL / 6J سلالة
أميس المسحوق المتوسطسيجماA1420ممتاز
مجهر ستيريونيكونSMZ745أداة
تشريح ممتازة: ملقطدومون# 4 ، # 5 ، # 55أداة
تشريح ممتازة: مقصRobozRS-5605ممتاز
أداة التشريح: سكين الجراحةSurgistar7514
شفرة حلاقة ممتازة (للمروحية)EMS71970
مروحيةممتازة مصنوعة يدويا
عارض الأشعة تحت الحمراءOwl OpticsNOBG1يظهر رؤية مشرقة. تركيز الأشياء الصغيرة هو مشكلة.
مجتذبSutterP-1000ممتاز ؛ يجعل الماصات ذات الحجم المتسق.
صندوق مظلمالبجعصندوق مظلمممتاز
نظام مشبك التصحيحنطاق شريحة Scientifica2000إعداد ممتاز. يتم تضمين معظم المكونات الرئيسية في حزمة واحدة. المتلاعبون الدقيقة ممتازة.
مكبر للصوتالأجهزة الجزيئيةmulticlamp 700Bتحكم ممتاز وسهل.
الحصول على برنامجالأجهزة الجزيئيةpClamp تحكمممتاز وسهل.
مصدر الضوء (LED)بارد LEDpE-2 4 قنوات نظامممتازة
CCD كاميراQ-imagingRetiga 2000ممتاز
فاراداي قفصاليدوية
Night

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Werblin, F. S., Dowling, J. E. Organization of the retina of the mudpuppy, Necturus maculosus II. Intracellular recording. J Neurophysiol. 32 (3), 339-355 (1969).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Lukasiewicz, P., Werblin, F. A slowly inactivating potassium current truncates spike activity in ganglion cells of the tiger salamander retina. J Neurosci. 8 (12), 4470-4481 (1988).
  4. Kaneko, A., Tachibana, M. Effects of L-glutamate on the anomalous rectifier potassium current in horizontal cells of Carassius auratus retina. J Physiol. 358, 169-182 (1985).
  5. Kamermans, M., Werblin, F. GABA-mediated positive autofeedback loop controls horizontal cell kinetics in tiger salamander retina. J Neurosci. 12 (7), 2451-2463 (1992).
  6. Cook, P. B., McReynolds, J. S. Lateral inhibition in the inner retina is important for spatial tuning of ganglion cells. Nat Neurosci. 1 (8), 714-719 (1998).
  7. Pang, J. J., Gao, F., Wu , J. S. Light-evoked current responses in rod bipolar cells, cone depolarizing bipolar cells and AII amacrine cells in dark-adapted mouse retina. J Physiol. 558 (Pt. 558 (Pt 3), 897-912 (2004).
  8. Euler, T., Masland , R. H. Light-evoked responses of bipolar cells in a mammalian retina). J Neurophysiol. 83 (4), 1817-1829 (2000).
  9. Berntson, A., Taylor , W. R. Response characteristics and receptive field widths of on-bipolar cells in the mouse retina. J Physiol. 524 Pt. 524 (Pt 3), 879-889 (2000).
  10. Sterling, P., Smith, R. G. Design for a binary synapse. Neuron. 41 (3), 313-315 (2004).
  11. Borghuis, B. G., Marvin, J. S., Looger, L. L., Demb, J. B. Two-photon imaging of nonlinear glutamate release dynamics at bipolar cell synapses in the mouse retina. J Neurosci. 33 (27), 10972-10985 (2013).
  12. Dowling, J. E., Sidman, R. L. Inherited retinal dystrophy in the rat. J Cell Biol. 14, 73-109 (1962).
  13. Eggers, E. D., Lukasiewicz, P. D. GABA(A), GABA(C) and glycine receptor-mediated inhibition differentially affects light-evoked signalling from mouse retinal rod bipolar cells. J Physiol. 572 (Pt 1), 215-225 (2006).
  14. Ichinose, T., Lukasiewicz, P. D. The mode of retinal presynaptic inhibition switches with light intensity). J Neurosci. 32 (13), 4360-4371 (2012).
  15. Ichinose, T., Fyk-Kolodziej, B., Cohn, J. Roles of ON cone bipolar cell subtypes in temporal coding in the mouse retina. J Neurosci. 34 (26), 8761-8771 (2014).
  16. Baicu, S. C., Taylor, M. J. Acid-base buffering in organ preservation solutions as a function of temperature: new parameters for comparing buffer capacity and efficiency. Cryobiology. 45 (1), 33-48 (2002).
  17. Ames, A. 3rd, Nesbett, F. B. In vitro retina as an experimental model of the central nervous system. J Neurochem. 37 (4), 867-877 (1981).
  18. Haverkamp, S., et al. The primordial, blue-cone color system of the mouse retina. J Neurosci. 25 (22), 5438-5445 (2005).
  19. Wei, W., Elstrott, J., Feller, M. B. Two-photon targeted recording of GFP-expressing neurons for light responses and live-cell imaging in the mouse retina. Nat Protoc. 5 (7), 1347-1352 (2010).
  20. Farre, C. G., M Bruggemann, A., Fertig, N. Ion channel screening - automated patch clamp on the rise. Drug discovery today. Technologies. 5 (1), e1-e34 (2008).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة