يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

تقنيات لتحليل خارج الخلية الحويصلات عن طريق التدفق الخلوي

23.2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/52484

⸱

مارس 17, 2015

 ,  , 
1Blood Systems Research Institute, 2Department of Medicine, University of California, San Francisco, 3Department of Laboratory Medicine, University of California, San Francisco

في هذه المقالة

ملخص

وجود العديد من الطرق المختلفة لقياس الحويصلات خارج الخلية (المركبات الكهربائية) باستخدام التدفق الخلوي (FCM). وينبغي النظر في العديد من الجوانب عند تحديد أنسب طريقة للاستخدام. يتم عرض بروتوكولين لقياس المركبات الكهربائية، وذلك باستخدام إما الكشف الفردي أو النهج القائم على حبة.

الملخص

خارج الخلية الحويصلات (المركبات الكهربائية) هي، الحويصلات المشتقة من غشاء صغيرة وجدت في سوائل الجسم التي تشارك بشكل كبير في التواصل خلية خلية وتساعد على تنظيم مجموعة متنوعة من العمليات البيولوجية. وقد تم تحليل المركبات الكهربائية باستخدام التدفق الخلوي (FCM) بالغ الصعوبة نظرا لصغر حجمها وقلة السكان منفصلة إيجابي لعلامات من الفائدة. طرق للتحليل EV، في حين تحسنت تحسنا كبيرا على مدى العقد الماضي، لا يزال التقدم في العمل. لسوء الحظ، ليس هناك مقاس واحد يناسب الجميع البروتوكول، ويجب اعتبار العديد من الجوانب عند تحديد أنسب طريقة للاستخدام. المقدمة هنا عدة تقنيات مختلفة لمعالجة المركبات الكهربائية وبروتوكولين لتحليل المركبات الكهربائية باستخدام إما الكشف الفردي أو النهج القائم على حبة. الأساليب المذكورة هنا سوف تساعد في القضاء على المجاميع الأجسام المضادة التي توجد عادة في المستحضرات التجارية، وزيادة نسبة الإشارة إلى الضوضاء، ووضع بوابات في و عقلانيةashion أن يقلل من الكشف عن مضان الخلفية. يستخدم البروتوكول الأول لطريقة الكشف الفردية التي هي خاصة مناسبة تماما لتحليل كميات كبيرة من العينات السريرية، في حين يستخدم بروتوكول الثاني النهج القائم على حبة لالتقاط وكشف المركبات الكهربائية الصغيرة وexosomes.

المقدمة

خارج الخلية الحويصلات (المركبات الكهربائية) هي، الحويصلات المشتقة من غشاء صغيرة وجدت في سوائل الجسم التي تشارك بشكل كبير في التواصل خلية خلية وتساعد على تنظيم مجموعة متنوعة من العمليات البيولوجية. وقد تم تحليل المركبات الكهربائية باستخدام التدفق الخلوي (FCM) بالغ الصعوبة نظرا لصغر حجمها وقلة السكان منفصلة إيجابي لعلامات من الفائدة. طرق للتحليل EV، في حين تحسنت تحسنا كبيرا على مدى العقد الماضي، لا يزال التقدم في العمل. لسوء الحظ، ليس هناك مقاس واحد يناسب الجميع البروتوكول، ويجب اعتبار العديد من الجوانب عند تحديد أنسب طريقة للاستخدام. المقدمة هنا عدة تقنيات مختلفة لمعالجة المركبات الكهربائية وبروتوكولين لتحليل المركبات الكهربائية باستخدام إما الكشف الفردي أو النهج القائم على حبة. الأساليب المذكورة هنا سوف تساعد في القضاء على المجاميع الأجسام المضادة التي توجد عادة في المستحضرات التجارية، وزيادة نسبة الإشارة إلى الضوضاء، ووضع بوابات في و عقلانيةashion أن يقلل من الكشف عن مضان الخلفية. يستخدم البروتوكول الأول لطريقة الكشف الفردية التي هي خاصة مناسبة تماما لتحليل كميات كبيرة من العينات السريرية، في حين يستخدم بروتوكول الثاني النهج القائم على حبة لالتقاط وكشف المركبات الكهربائية الصغيرة وexosomes.

المركبات الكهربائية، المعروف أيضا باسم المجهرية الدقيقة، هي، الحويصلات المشتقة من غشاء صغيرة وجدت في سوائل الجسم التي تشارك في الاتصالات خلية خلية وتساعد على تنظيم مجموعة متنوعة من العمليات البيولوجية 1. من خلال التعبير عن علامات سطح مختلفة و / أو التحويل المباشر للمواد البيولوجية والمركبات الكهربائية قادرة على تغيير وظيفة الخلايا المتلقية للعب إما تفعيل أو قمع الأدوار في التواصل بين الخلايا 2-4. ومن المعروف سريريا، المركبات الكهربائية المستمدة من الصفائح الدموية لديها نشاط مضاد للتخثر قوي 5، في حين تم أظهرت الآخرين للمساهمة في مجموعة واسعة من الشروط، من تعزيز الورم metastaجهاز الأمن والمخابرات 6 إلى حماية ضد مرض 7. ويمكن تصنيف المركبات الكهربائية إلى فئات صغيرة من الحويصلات المشتقة من الخلايا مثل exosomes وmicrovesicles (MVS)، اعتمادا على حجمها وآلية لتوليد 8. تواصل تسمية المجموعات السكانية الفرعية حويصلة المشتقة من خلية ليكون موضوع النقاش الدائر 8،9، ومع ذلك، تم وصفها exosomes عموما صغيرة، 40-100 نانومتر الجزيئات المستمدة من الانصهار endosomal مع غشاء البلازما، في حين MVS تكون أكبر من 100 إلى 1،000 الجسيمات نانومتر التي شكلتها سفك غشاء البلازما 10. هنا، المصطلح العام "السيارات الكهربائية" سوف تستخدم للإشارة إلى جميع أنواع الحويصلات البيولوجية خارج الخلية التي تحررها الخلايا.

عزل المركبات الكهربائية من الدم الكامل هو إجراء متعددة الخطوات، وقد أظهرت العديد من المتغيرات معالجة مختلفة للتأثير على المحتوى EV، بما في ذلك درجة حرارة التخزين ومدة 11،12، تخثر / حافظة تستخدم 13 وتستخدم طريقة الطرد المركزي 14. وأدى الحاجة إلى توحيد هذه المتغيرات لتوصيات الجمعية الدولية على تخثر الدم والمعالجة وEV العزلة إجراءات تخثر الدم جنة توحيد القياسي (ISTH SSC) لمناسبة العلمية و15،16، ولكن هناك عدم وجود إجماع بين الباحثين على بروتوكول الأمثل لاستخدام 12. معظم توافق، مع ذلك، أن تخضع لرقابة مشددة متغيرات ما قبل التحليلية حاسمة لبيانات دقيقة وقابلة للتكرار.

من أجل تحليل المركبات الكهربائية، واستخدمت الباحثون أساليب مختلفة، بما في ذلك انتقال الإلكترون المجهري 17، المسح الإلكترون المجهري 18،19، مجهر القوة الذرية، وعلى ضوء ديناميكية نثر 20،21 والغربية النشاف 22،23. في حين FCM هو الأسلوب المفضل لكثير من الباحثين 9،24 - 26 نظرا لقدراتها العالية الإنتاجية، وقد تم تحليل المركبات الكهربائية باستخدام FCMمن الصعب المعروف نظرا لحجمها وقلة السكان إيجابي منفصلة 27 - 32. مقارنة تحليل الخلايا، حجم صغير من النتائج المركبات الكهربائية في 1) أقل مضان المنبعثة نتيجة لعدد أقل من المستضدات في الجسيمات و2) الجدوى محدود من الغسيل بعد وصمة عار، وهو أمر ضروري للحد من مضان الخلفية. التحديات المشتركة بين الباحثين وتشمل إشارات الناشئة عن المجاميع المناعي 27،28 والتجميع الذاتي للأجسام 29. وعلاوة على ذلك، أوقات المعالجة طويلة ومطولة إجراءات الغسيل / العزلة التي يستخدمها العديد من البروتوكولات الحالية 33،34 تتطلب التزامات الوقت عدة أيام لتحليل عدد قليل من العينات، مما يجعلها أقل من مثالية لتطبيقات إنتاجية عالية. بعض الباحثين التخلي عن خطوة غسل تماما، مما يجعل المستخدمة تقليديا FCM ضوابط السلبية مثل مضان ناقص واحد (FMO) وisotypes الأجسام المضادة غير مجدية لتقييم بدقة البكالوريامضان kground 30.

بروتوكولات عنوان لدينا ثلاث مشاكل المشتركة التي يمكن أن تعوق تحليل FCM السليم من المركبات الكهربائية: إشارات الناشئة عن المجاميع الأجسام المضادة وغيرها من غير الحويصلات، صعوبة في إزالة الأجسام المضادة غير منضم، وعدم وجود السكان إيجابي ملحوظ. سوف التقنيات الموضحة هنا مساعدة في القضاء على المجاميع الأجسام المضادة التي توجد عادة في المستحضرات التجارية، وزيادة نسبة الإشارة إلى الضوضاء، ووضع البوابات بطريقة عقلانية أن يقلل من الكشف عن مضان الخلفية. يتم عرض اثنين من طرق الكشف مختلفة هنا: يستخدم البروتوكول الأول لطريقة الكشف الفردية التي هي خاصة مناسبة تماما لتحليل كميات كبيرة من العينات السريرية، في حين يستخدم بروتوكول الثاني النهج القائم على حبات لالتقاط وكشف المركبات الكهربائية الصغيرة وexosomes.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

ملاحظة: لقد تم تنفيذ البروتوكولات التالية في الامتثال لجميع المبادئ التوجيهية المؤسسية والوطنية والدولية من أجل رفاهية الإنسان. تم اختبار جميع العينات موضوع الإنسان في إطار مجلس المراجعة المؤسسية (IRB) البروتوكول وافق عليها وللموافقة المسبقة عن موضوع من الموضوعات.

1. طريقة A: كشف فردي طريقة

1.1) تجهيز الدم عينة / عزل المركبات الكهربائية

  1. سحب الدم من الجهات المانحة / المريض الى قسمين 10 مل أنابيب زجاجية تحتوي على 1.5 مل من ACD-A أو الحل الآخر تخثر مناسبة وعملية على الفور (في غضون 30 دقيقة كحد أقصى) باستخدام 2-خطوة بروتوكول التفاضلي الطرد المركزي التالية.
    ملاحظة: هذا البروتوكول تسفر حوالي 10 مل من الصفائح الدموية الفقراء البلازما (PPP) من الجمع ~ 17 مل من الدم المسحوبة. إذا كان هناك حاجة أكثر أو أقل PPP، وعدد من أنابيب الدم التي تم جمعها يمكن تعديلها وفقا لذلك.
  2. أجهزة الطرد المركزي العينات في 1،500 x ج لمدة 10 دقيقة في RTلفصل البلازما من معطف الشهباء وخلايا الدم الحمراء. نقل 1.2 مل aliquots من طاف البلازما إلى 1.5 مل أنابيب الطرد المركزي، والحرص على عدم تعكير صفو طبقات السفلية تحتوي على معطف الشهباء وخلايا الدم الحمراء.
  3. تدور 13،000 XG لمدة 10 دقيقة في RT لإزالة الصفائح الدموية وشظايا خلية كبيرة. نقل بعناية PPP، تاركا وراءه 200 ميكرولتر لتجنب إزعاج بيليه وإضافة PPP لأنبوب جديد.
  4. عند هذه النقطة، استخدم PPP فورا للتحليل أو نقل في 1.0 مل مأخوذة إلى الجديدة 1.5 مل أنابيب الطرد المركزي وتخزينها في -80 درجة مئوية لمدة تصل إلى سنتين لتحليلها لاحقا (راجع الشكل 1A لمحة عامة).
  5. إذا كانت هناك حاجة المركبات الكهربائية النقية للتجارب الفنية، ونقل 6 مل من PPP إلى أنبوب نابذة فائقة السرعة وإضافة 28 مل من 0.2 ميكرون تصفية الفوسفات مخزنة المالحة (PBS). تدور لمدة 60 دقيقة في 100،000 x ج في RT باستخدام نابذة فائقة السرعة مجهزة الدوار الدلو المتأرجح. طاف نضح و resuspend EV PELدعونا في 1.5 مل سائل الإعلام.
    ملاحظة: للحصول على أعلى استنساخ، ينبغي معالجة عينات الدم وباستمرار ممكن من الجهات المانحة إلى الجهات المانحة. أي تغيير في طريقة EV العزلة يمكن أن يؤثر بشكل كبير من عدد ونوع المركبات الكهربائية الكشف عنها.

1.2) إعداد عينات للتحليل

ملاحظة: من هذه النقطة، توضح الخطوات بروتوكول الإنتاجية العالية لتحليل 12 عينة لمدة 14 علامات في 3 لوحات. ومع ذلك، مجموعات أخرى من الأجسام المضادة يمكن استخدامها هنا. بروتوكول يمكن تكييفها لدراسة السكان EV الآخرين من خلال استبدال علامات المقترحة لتلك المصالح.

  1. إزالة 12 عينة من الفريزر (إذا المخزنة في -80 ° C)، وذوبان الجليد عند 37 درجة مئوية.
  2. محتويات ماصة صعودا وهبوطا عدة مرات لخلط. إزالة 320 ميكرولتر من كل عينة وإضافة إلى الصف العلوي من 96 لوحة جيدا.
    ملاحظة: A-عرض قابل للتعديل متعددة جيدا الماصة هي مفيدة للغاية لهذا والعديد من الخطوات الأخرى في جميع أنحاء الحمارآه، لا سيما عند تحليل عينات متعددة في وقت واحد.

1.3) عينات تلطيخ EV

  1. قبل تلطيخ، تصفية جميع الأجسام المضادة (عبس) لإزالة الركام، الذي يمكن أن يسبب اشارات ايجابية.
    1. الجمع بين الأجسام المضادة لاستخدامها في كل من لوحات منفصلة 3 الى 0.22 ميكرون فلتر أنابيب الطرد المركزي وأجهزة الطرد المركزي باستخدام زاوية ثابتة واحدة الطرد المركزي سرعة (~ 750 x ج) في RT لمدة 2 دقيقة، أو حتى كل من خليط أب قد مرت من خلال مرشح ويبقى أي السائل الأجسام المضادة على سطح المرشح. متجر الكوكتيلات أب في الثلاجة لمدة تصل إلى أسبوعين ولكن إعادة تصفية في كل مرة قبل الاستخدام.
  2. إضافة كمية مناسبة من تصفيتها أب الخليط إلى كل بئر في الصف 2 (على سبيل المثال، وعينات في لوحة ملطخة أنا مع 2 ميكرولتر من كل أب، لذلك يتم إضافة ما مجموعه 12 ميكرولتر من أب كوكتيل تصفيتها لكل بئر إلى صف 2). الرجوع إلى الشكل 1B للمخطط من لوحة خريطة المقترحة. كرر هذه بالإضافةالصورة إلى الصفوف تحت إذا تم تشغيل المزيد من لوحات (هنا، إضافة 8 ميكرولتر / جيد من كوكتيل لوحة II إلى صف 3 و 11 ميكرولتر / جيد من كوكتيل لوحة III إلى صف 4؛ الرجوع إلى قائمة المواد للحصول على معلومات لوحة محددة).
  3. باستخدام الماصة متعدد القنوات، وخلط العينات PPP في الصف 1 صعودا وهبوطا ونقل 100 ميكرولتر من الآبار في الصف 1 إلى آبار في الصف 2. مزيج صعودا وهبوطا. تغيير النصائح وتكرار، ونقل 100 ميكرولتر من الصف 1 إلى صفوف 3 و 4. احتضان عند 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة.

1.4) عينات غسل MV

  1. إزالة لوحة 96-جيدا من 4 ° C ونقل إلى خزانة السلامة البيولوجية. باستخدام ماصة متعدد القنوات، إضافة 220 ميكرولتر من PBS / جيد لالصفوف 6-8 (لاستخدامها في الشطف / غسل الآبار التي تحتوي على الملون PPP).
  2. نقل محتويات كل بئر لأنابيب فلتر الطرد المركزي وصفت ما قبل استخدام متعدد القنوات الماصة ذات العرض قابل للتعديل (لل12 عينة، مع 3 لوحات من الأجسام المضادة، 12 × 3 = 36 أنابيب مرشح سوفأن الحاجة). باستخدام نفس النصائح، وإزالة 200 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني من الصفوف غسل وإضافة إلى الآبار المقابلة التي تمت إزالة PPP فقط.
  3. مزيج صعودا وهبوطا لشطف الآبار ونقل الحل شطف لنفس الفلاتر التي تكون PPP وأضيف سابقا. قمم قريبة من المرشحات الطرد المركزي. تغيير النصائح.
  4. كرر هذه العملية مع عينات الملون المتبقية حتى يتم نقل جميع العينات PPP الملون جنبا إلى جنب مع حلول شطف لمرشحات الطرد المركزي.
  5. نقل المرشحات الطرد المركزي لجهاز للطرد المركزي الدوار الثابتة وتدور في 850 x ج لمدة 3 دقائق في RT.
    ملاحظة: تأكد من أنه لا يوجد السائل يبقى على قمم التصفية. بعد الطرد المركزي، يجب أن يظهر مرشح ليكون "الجافة" مع عدم وجود طبقة السوائل واضحة المتبقية على القمة. بينما من غير المحتمل، قد عينات PPP معينة تتطلب وقتا أطول الطرد المركزي للتحرك نحو فعال من خلال التصفية.
  6. إزالة أنابيب الطرد المركزي فلتر والعودة الى مجلس الوزراء السلامة البيولوجية.باستخدام الماصة متعدد القنوات، resuspend وقمم من المرشحات في 300 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني. نقل محتويات معلق لأنابيب مسبقا المسمى لتحليل FCM فوري.
    ملاحظة: من المهم جدا للحفاظ على قوة وعدد من المنخفضات ماصة الغطاس متسقة بين عينات لتجنب تباين العينة إلى العينة. ينبغي من الناحية المثالية أن يتم ذلك باستخدام الماصة الإلكترونية التي تم برمجتها لالماصة صعودا وهبوطا حجم معين (على سبيل المثال، 280 ميكرولتر) رقم دقيق مرات (على سبيل المثال، 8 مرات) لكل عينة.

1.5) الإعداد عداد الكريات

  1. فتح برنامج FCM. قبل تجربة الإعداد، نفذ معايرة الأدوات اليومية والإعداد باستخدام الخرز الإعداد أداة (بعد تعليمات الشركة الصانعة).
  2. إذا كان قد تم ملطخة عينات EV مع الأجسام المضادة أكثر من واحد ويتم قياس fluorochromes متعددة في وقت واحد، وحساب القيم التعويض على النحو التالي:
    1. إضافة 2 قطرات من حبات تعويض ما قبلأنابيب -labeled (1 أنبوب لكل الأجسام المضادة تألقي مترافق) وإضافة الكمية الموصى بها من الأجسام المضادة. إضافة 2 قطرات من حبات تعويض السلبية إلى أنبوب آخر لاستخدامه كقاعدة سيطرة تعويض غير ملوثين.
    2. احتضان عند 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة، ويغسل مع برنامج تلفزيوني و resuspend في 400 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني.
    3. باستخدام تدفق عداد الكريات البرمجيات المضمنة مع الصك، تشغيل كل أنبوب التعويض وضبط الفولتية الفلورسنت لوضع كل الذروة في ما يقرب من 10 4 على نطاق وسجل 5 العقد. تأكد من أن ذروة مضان هي أعلى (ألمع) في قناة الفلورسنت الخاصة بها بالمقارنة مع جميع القنوات الأخرى، وضبط الفولتية من المعلمات الفلورسنت مرة أخرى إذا لزم الأمر. تشغيل كل أنبوب شركات الملون بشكل فردي والقبض على ما لا يقل عن 5،000 الأحداث في أنبوب.
    4. حدد علامة التبويب "تجربة"، ثم حدد "التعويض"، ثم حدد "حساب التعويض" لتطبيق القيم تعويضات لجميع العينات.
  3. تعيين مبعثر إلى الأمام (FSC) والجانب مبعثر (SSC) معلمات الجهد لتسجيل نطاق وحدد أدنى عتبات يسمح به عداد الكريات (FSC = 200 وSSC = 200) لكل منهم.
  4. أثناء تشغيل أنبوب من برنامج تلفزيوني تصفيتها ميكرون 0.22، وضبط FSC وSSC الفولتية إلى أعلى القيم التي تستبعد غالبية الضوضاء في الخلفية (أي أقل بقليل من عتبة الجهد الذي يفوق معدل الحدث 5 أحداث / ثانية).
  5. وبعد ذلك، تشغيل أنبوب يحتوي على 0.2 ميكرون - 1.0 ميكرون الخرز، مخففة في PBS إذا لزم الأمر. في FCS مقابل SSC مؤامرة، رسم بوابة حول السكان حبة لالتقاط الأحداث بين 0.2 ميكرون و 1.0 ميكرون. بدلا من ذلك، في SSC-H الرسم البياني، رسم بوابة لتشمل جميع الأحداث أصغر من حبات 1.0 ميكرون.
  6. ضبط معدل تدفق عداد الكريات إلى "لو" (حوالي 8-12 ميكرولتر / دقيقة). باستخدام أنبوب الخرز (أو أنبوب الآخرين التي تحتوي على تركيز معروف من الخرز) ضبط معدل تدفق الطلب على عداد الكريات حتى عشيةمعدل الإقليم الشمالي يصل حوالي 200 الأحداث / ثانية. قراءة جميع أنابيب العينات بمعدل تدفق نفسه واستخدام تركيز حبة نفسه في التجارب المستقبلية لضمان أن تظل معدلات تدفق ثابتة بين أشواط.
  7. تشغيل أنبوب من الجزيئات الفلورسنت قوس قزح مخففة في برنامج تلفزيوني. اكتساب 5،000 الأحداث. تسجيل قيم الكثافة المتوسطة للFSC، SSC، ولكل قناة لون. استخدام هذه القيم لضبط الفولتية في التجارب المستقبلية لضمان أن تظل كثافة مضان متسقة بين التجارب.

1.6) القراءة عينة

  1. ضبط معدل تدفق عداد الكريات إلى "لو" (حوالي 8-12 ميكرولتر / دقيقة) وتشغيل كل عينة بالضبط 1 أو 2 دقيقة.
  2. بعد القراءة الأولى، إضافة 20 ميكرولتر من 10٪ NP-40 لكل عينة، ماصة صعودا وهبوطا، وإعادة قراءة لنفس مقدار الوقت (إما 1 أو 2 دقيقة) للسماح الطرح من الأحداث الإيجابية المكتشفة في العينة هي lysed خلال فترة زمنية متساوية.
    ملاحظة: ومن عفريت غايةortant أن عينات تكون مختلطة باستخدام الماصة بدلا من دوامة. في تجربتنا، ويمكن أن يسبب vortexing لتجميع الذاتي من بعض الأجسام المضادة، مما يؤدي إلى الأحداث الإيجابية-محاكاة EV.
  3. وبمجرد قراءة جميع العينات، تصدير جميع الملفات .fcs في ملف منفصل لاستخدامها لمزيد من التحليل باستخدام برنامج التحليل FCM.

1.7) تحليل البيانات

  1. فتح برامج التحليل FCM. استيراد كافة الملفات .fcs في ملف تجربة جديدة.
  2. فتح حبات فقط الأنبوب. في FSC-A مقابل SSC-A المؤامرة، ورسم بوابة حول كل الخرز الحجم بين 0.2 ميكرون و 1.0 ميكرون. هذا باب EV. اسحب لإضافة لجميع العينات.
  3. باستخدام عينات هي lysed والضوابط السلبية، ووضع بوابات على حافة مضان الخلفية في كل قناة مضان المستخدمة. سحب بوابات الفلورسنت في بوابة EV من كل المقابلة عينة غير هي lysed.
    ملاحظة: عند هذه النقطة فإنه من المفيد أيضا لدراسة مزدوجة الفلورسنت المؤامرات ثنائية المعلمة. الأشكال الصواريخ فيرباعي مزدوج الموجب (انظر الشكل 8)، لا سيما إذا عرفت علامات الموجودة على أنواع الخلايا لا علاقة لها، قد تكون مؤشرا على قطعة أثرية من تجميع أو غيرها من الأحداث محاكاة حويصلة.
  4. لكل علامة فلوري، طرح عدد من الأحداث في العينة هي lysed من عدد من الأحداث في العينة غير هي lysed. اختياريا، تقسيم هذا العدد على العدد الكلي من المركبات الكهربائية داخل البوابة غير هي lysed EV للحصول على القيم الإيجابية٪.

2. الطريقة ب: الخرز الطريقة

2.1) تجهيز الدم عينة / عزل المركبات الكهربائية

  1. الرجوع إلى طريقة معالجة الدم وصفها في الأسلوب A (القسم 1.1).

2.2) إعداد عينات للتحليل

  1. إذا رغبت في ذلك، يجزئ PPP أو المركبات الكهربائية ultracentrifuged في exosomes وmicrovesicles. إضافة 250 ميكرولتر من PPP أو المركبات الكهربائية ultracentrifuged إلى 0.22 ميكرون مرشحات الطرد المركزي ونقلها إلى جهاز للطرد المركزي الدوار ثابت وتدور في 750 سز لمدة 2 دقيقة في RT.
    ملاحظة: تأكد من أنه لا يوجد السائل يبقى على قمم التصفية. بعد الطرد المركزي، يجب أن يظهر مرشح ليكون "الجافة" مع عدم وجود طبقة السوائل واضحة المتبقية على القمة. بينما من غير المحتمل، قد عينات معينة تتطلب وقتا أطول قليلا الطرد المركزي لالسائل إلى التحرك على نحو فعال من خلال التصفية.
  2. غسل غير المصقول 6 ميكرومتر الخرز البوليسترين (على سبيل المثال، والخرز ABC السلبية) 2X مع وسائل الاعلام RPMI، وresuspend في 2 مل. إضافة 6،000 حبات لكل أنبوب FACS. إلى أنبوب سيطرة سلبية، إضافة 400 ميكرولتر من RPMI وسائل الإعلام وحدها إلى الخرز. لجميع أنابيب أخرى، إضافة 200 ميكرولتر من PPP أو المركبات الكهربائية ultracentrifuged (أو جزيئاتها) و 200 ميكرولتر من RPMI وسائل الإعلام.
  3. ضبط مستوى الصوت النهائي لجميع أنابيب إلى 400 ميكرولتر مع وسائل الإعلام واحتضان بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية على شاكر.
  4. في صباح اليوم التالي، وغسل الخرز مع 2 مل من وسائل الإعلام. نضح قبالة طاف.
  5. منع مع 5٪ ألبومين المصل البقري (BSA) في وسائل الإعلام (400 ميكرولتر) لمدة 3 ساعة على 4 &# 176؛ C على شاكر.
  6. تغسل حبات مع 2 مل من وسائل الإعلام. نضح و resuspend بيليه في 100 ميكرولتر من المتوسط.

2.3) عينات تلطيخ EV

  1. تصفية جميع الأجسام المضادة. استخدام نفس وحات الأجسام المضادة المستخدمة في أسلوب A، أو إذا رغبت في ذلك، وخلق مجموعة مختلفة من الأجسام المضادة طالما fluorochromes هم متوافقة مع بعضها البعض.
  2. الجمع بين جميع الأجسام المضادة لاستخدامها في لوحة واحدة إلى 0.22 ميكرون الطرد المركزي أنبوب التصفية. الطرد المركزي باستخدام زاوية ثابتة سرعة واحدة الطرد المركزي لمدة 2 دقيقة أو حتى كل من خليط أب قد مرت من خلال مرشح ويبقى أي السائل الأجسام المضادة على سطح المرشح.
  3. إضافة حجم مناسب لتصفيتها كوكتيل الأجسام المضادة لجميع الأنابيب واحتضان لمدة 30 دقيقة على 4 درجات مئوية.
  4. تغسل حبات مع 2 مل من وسائل الإعلام، resuspend في 400 ميكرولتر من وسائل الإعلام وتشغيل مباشرة (أو داخل نفس اليوم) على تدفق عداد الكريات.

2.4) عداد الكريات الإعداد وعينة القراءة

  1. فتح برنامج FCM. قبل تجربة الإعداد، نفذ معايرة الأدوات اليومية والإعداد باستخدام الخرز الإعداد أداة (بعد تعليمات الشركة الصانعة).
  2. إذا كان قد تم ملطخة عينات EV مع الأجسام المضادة أكثر من واحد ويتم قياس fluorochromes متعددة في وقت واحد، وحساب القيم التعويض على النحو التالي:
    1. إضافة 2 قطرات من حبات تعويضات لأنابيب مسبقا المسمى (1 أنبوب لكل الأجسام المضادة تألقي مترافق) وإضافة الكمية الموصى بها من الأجسام المضادة. إضافة 2 قطرات من حبات تعويض السلبية إلى أنبوب آخر لاستخدامه كقاعدة سيطرة تعويض غير ملوثين. احتضان عند 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة، ويغسل مع برنامج تلفزيوني و resuspend في 400 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني.
    2. باستخدام برنامج FCM، تشغيل كل أنبوب التعويض وضبط الفولتية الفلورسنت لوضع كل الذروة في ما يقرب من 10 4 على نطاق وسجل 5 العقد. تأكد من أن ذروة مضان هي أعلى (ألمع) في قناة الفلورسنت الخاصة بها بالمقارنة مع جميع القنوات الأخرى، وضبط الفولتية من المعلمات الفلورسنت مرة أخرى إذا لزم الأمر. تشغيل كل أنبوب شركات الملون بشكل فردي والقبض على ما لا يقل عن 5،000 الأحداث في أنبوب.
    3. حدد علامة التبويب "تجربة"، ثم "التعويض"، ثم "حساب التعويض" لتطبيق القيم تعويضات لجميع العينات.
  3. تغيير FSC والمعلمات الجهد التعاون بين بلدان الجنوب لتسجيل نطاق وحدد أدنى عتبات يسمح به عداد الكريات (FSC = 200 وSSC = 200) لكل منهم.
  4. عينات تشغيل، بوابة على السكان الخرز القميص وتكتسب 2،000 الأحداث في هذه البوابة. تصدير .fcs الملفات.
  5. استخدام برامج التحليل FCM لتحليل .fcs الملفات. البوابة على حبات القميص. حساب كثافة الفلورسنت المتوسط ​​الهندسي (MFI) لكل تألقي ومقارنتها مع مؤسسة التمويل الأصغر للسيطرة سلبية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

ويبين الشكل 1 الخطة الشاملة لعزل وكشف عن المركبات الكهربائية باستخدام إما طريقة القائم على حبة أو طريقة الكشف الفردية المعالجة. كشف الفردية من المركبات الكهربائية باستخدام FCM يعمل بشكل جيد لتحليل المركبات الكهربائية الكبيرة إلا أن معظم cytometers ليست قادرة على كشف فردي جزيئات صغيرة مثل exosomes. النهج القائم على حبة يسمح المركبات الكهربائية الصغيرة ليتم الكشف عن، ومع ذلك، هناك عيوب المرتبطة باستخدام هذه الطريقة، على النحو المبين في الجدول 1.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

وقدمت اثنين من بروتوكولات مختلفة لعزل ومعالجة وتحليل المركبات الكهربائية، وذلك باستخدام إما الكشف الفردي أو النهج القائم على حبة. اختيار أنسب طريقة لاستخدام ليست دائما واضحة ويتطلب فهما للعينة التي يجري اختبارها وكذلك مجموعات سكانية فرعية فردية من الفائدة. وعلاوة على ذلك، يجب النظر حساسية عداد الكريات المستخدمة للحصول عند اختيار أنسب طريقة. في كثير من الأحيان ليس هناك أفضل بروتوكول واحد للاستخدام، بل مزيج من الأساليب يوفر مزيد من المعلومات حول عينة من أي طريقة واحدة فقط. من الناحي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لديهم تضارب المصالح في الكشف عنها.

شكر وتقدير

فإن الكتاب أود أن أشكر دايل Hirschkorn من معهد بحوث النظم الدم لمساعدته مع تدفق عداد الكريات ضبط الصك. كان مدعوما من المعاهد الوطنية للصحة هذا العمل يمنح HL095470 وU01 HL072268 وعقود وزارة الدفاع W81XWH-10-1-0023 وW81XWH-2-0028.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
LSR II مقياس التدفقBiosciences3-الليزر (20 ميجاوات ياقوت متماسك 488 نانومتر أزرق ، 25 ميجاوات Vioflame متماسك 405 نانومتر بنفسجي ، و 17 ميجاوات JDS أحادي الطور HeNe 633 نانومتر أحمر)
FACS Diva   ؛BD Biosciencesإصدار 6.0
FlowJo software Treestar USMac الإصدار 9.6.1 أو الكمبيوتر الشخصي الإصدار 7.6.5
556298جسيمات الفلورسنت Sphero RainbowBD Biosciencesلضبط جميع الفولتية للقناة للحفاظ على اتساق شدة التألق  
الجسيمات الفلورية Ultra Rainbow SpherotechURFP-10-5تستخدم بالإضافة إلى حبات Megamix-Plus SSC لضمان اتساق بوابات EV من دفعة إلى أخرى
حبات Megmix-Plus SSCBiocytex7803المستخدمة لضبط FSC و SSC & nbsp; الفولتية للحفاظ على الاتساق   بين الأشواط. يمكن استخدامها أيضا لمراقبة معدل التدفق وقرص معدل التدفق العادل من أجل ضمان استخدام نفس معدل التدفق في جميع عمليات التشغيل
AbC Anti-Mouse Bead KitLife TechnologiesA-10344المستخدمة لعناصر التحكم في التعويض وخرز AbC السلبي المستخدم للطريقة القائمة على الخرز
Nonidet P-40 البديل (NP-40) (CAS 9016-45-9)سانتا كروز & nbsp ؛SC-281108تستخدم في طريقة الكشف الفردية فقط لتحليل العينات بعد القراءة الأولية لاستخدامها كعناصر تحكم سلبية. يمكن تخفيف المخزون إلى 1:10 في PBS وتخزينه في الثلاجة لمدة تصل إلى شهر واحد.
340334BD TruCOUNT TubesBD Biosciencesعند الحاجة إلى تركيزات EV المطلقة
Ultrafree-MC و GV 0.22 و micro ؛ م وحدات تصفية الطرد المركزيMillipore UFC30GVNBتستخدم لغسل Evs و / أو تجزئة EVs بناء على حجم
زجاج Vacutainer أنابيب الدم الكاملة ACD-ABD Biosciences364606
Facs أنابيب 12x75 بوليستيرينBD Biosciences352058
50 مل خزانات ملفوفة بشكل فردي   ؛PhenixRR-50-1s
أطراف ماصة Green-Pak - 10 & لنصائح ماصة RaininGP-L10S
Green-Pak -200 & micro ؛ l RaininGP-L250S
أطراف ماصة خضراء - 1,000 وميكرو ؛ l RaininGP-L1000S
Stable Stack L300 نصائح معقمة مسبقاRaininSS-L300S
Pipet-Lite XLS 8 قنوات LTS  قابل للتعديل  Spacer RaininLA8-300XLS
96 ألواح ثقافة الأنسجة الجيدةE & K ScientificEK-20180
RPMI 1640 Media (بدون Hepes)زراعة الخلايا UCSFCCFAE001الوسائط المستخدمة لطريقة الكشف القائمة على الخرز
Dulbeccos PBS D-PBS ، خالية من CaMg ، 0.2 & micro ؛ ممنشأة ثقافة الخلايا UCSFالمفلترة CCFAL003
أنبوب الطرد المركزي الفائق ، Thinwall ، لوحة 344058 فائقة الوضوحBECKMAN COULTER INC
I CD3
PerCP-Cy5.5Biolegend3448082 & micro ؛ ل
CD14 APC-Cy7Biolegend3018202 & micro ؛ ل
CD16 V450BD Biosciences5604742 & micro ؛ ل
CD28 FITCbiolegend3029062 & micro ؛ ل
CD152 APCBD Biosciences5558552 & micro ؛ ل
CD19 A700Biolegend3022262 & micro ؛ ل
لوحة II
CD41a PerCP-Cy5.5BD Biosciences3409302 & micro ؛ ل
CD62L APCBiolegend3048102 & micro ؛ ل
CD108 PE & nbsp ؛BD Biosciences5528302 & micro; ل
CD235a FITCbiolegend3491042 & micro ؛ ل
لوحة III
CD11b PE-Cy7Biolegend3013222 & micro ؛ ل
CD62p APCBiolegend3049102 & micro ؛ ل
CD66b PE & nbsp ؛Biolegend3051062 & micro; ل
CD15 FITCexalphaX1496M5 & micro ؛ ل
CD9 PEBiolegend555372
CD63 APCBiolegend353008
APC-Cy7 MS IgG2a ، & kappa ؛بيوليجند400230
الخلوي BD برنامج تستخدم استخدام مرفق

المراجع

  1. Andaloussi, S., Mäger, I., Breakefield, X. O., Wood, M. J. A. Extracellular vesicles: biology and emerging therapeutic opportunities. Nature Reviews Drug Discovery. 12 (5), 347-357 (2013).
  2. Sugawara, A., Nollet, K. E., Yajima, K., Saito, S., Ohto, H. Preventing platelet-derived microparticle formation--and possible side effects-with prestorage leukofiltration of whole blood. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 134 (5), 771-775 (2010).
  3. Théry, C., Ostrowski, M., Segura, E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses. Nature Reviews Immunology. 9 (8), 581-593 (2009).
  4. Mause, S. F., Weber, C. Microparticles Protagonists of a Novel Communication Network for Intercellular Information Exchange. Circulation Research. 107 (9), 1047-1057 (2010).
  5. Bouvy, C., Gheldof, D., Chatelain, C., Mullier, F., Dogne, J. -M. Contributing role of extracellular vesicles on vascular endothelium haemostatic balance in cancer. Journal of Extracellular Vesicles. 3, (2014).
  6. Hood, J. L., San, R. S., Wickline, S. A. Exosomes Released by Melanoma Cells Prepare Sentinel Lymph Nodes for Tumor Metastasis. Cancer Research. 71 (11), 3792-3801 (2011).
  7. Gatti, S., Bruno, S., et al. Microvesicles derived from human adult mesenchymal stem cells protect against ischaemia-reperfusion-induced acute and chronic kidney injury. Nephrology Dialysis Transplantation. 26 (5), 1474-1483 (2011).
  8. Barteneva, N. S., Fasler-Kan, E., et al. Circulating microparticles: square the circle. BMC Cell Biology. 14 (1), 23(2013).
  9. Van der Pol, E., Böing, A. N., Harrison, P., Sturk, A., Nieuwland, R. Classification functions, and clinical relevance of extracellular vesicles. Pharmacological Reviews. 64 (3), 676-705 (2012).
  10. Raposo, G., Stoorvogel, W. Extracellular vesicles: Exosomes, microvesicles, and friends. The Journal of Cell Biology. 200 (4), 373-383 (2013).
  11. Dinkla, S., Brock, R., Joosten, I., Bosman, G. J. C. G. M. Gateway to understanding microparticles: standardized isolation and identification of plasma membrane-derived vesicles. Nanomedicine (London, England). 8 (10), (2013).
  12. Witwer, K. W., Buzas, E. I., et al. Standardization of sample collection, isolation and analysis methods in extracellular vesicle research. Journal of Extracellular Vesicles. 2, (2013).
  13. Shah, M. D., Bergeron, A. L., Dong, J. -F., López, J. A. Flow cytometric measurement of microparticles: Pitfalls and protocol modifications. Platelets. 19 (5), 365-372 (2008).
  14. Dey-Hazra, E., Hertel, B., et al. Detection of circulating microparticles by flow cytometry: influence of centrifugation, filtration of buffer, and freezing. Vascular Health and Risk Management. 6, 1125-1133 (2010).
  15. Lacroix, R., Judicone, C., et al. Standardization of pre-analytical variables in plasma microparticle determination: results of the International Society on Thrombosis and Haemostasis SSC Collaborative workshop. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (6), 1190-1193 (2013).
  16. Mullier, F., Bailly, N., Chatelain, C., Chatelain, B., Dogné, J. -M. Pre-analytical issues in the measurement of circulating microparticles: current recommendations and pending questions. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 11 (4), 693-696 (2013).
  17. Peramo, P., et al. Physical Characterization of Mouse Deep Vein Thrombosis Derived Microparticles by Differential Filtration with Nanopore Filters. Membranes. 2 (1), 1-15 (2012).
  18. Tilley, R. E., Holscher, T., Belani, R., Nieva, J., Mackman, N. Tissue Factor Activity is Increased in a Combined Platelet and Microparticle Sample from Cancer Patients. Thrombosis research. 122 (5), 604-609 (2008).
  19. Rood, I. M., Deegens, J. K. J., et al. Comparison of three methods for isolation of urinary microvesicles to identify biomarkers of nephrotic syndrome. Kidney international. 78 (8), 810-816 (2010).
  20. Van der Pol, E., Hoekstra, A. G., Sturk, A., Otto, C., van Leeuwen, T. G., Nieuwland, R. Optical and non-optical methods for detection and characterization of microparticles and exosomes. Journal of Thrombosis And Haemostasis: JTH. 8 (12), 2596-2607 (2010).
  21. György, B., Szabó, T. G., et al. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles. Cellular and Molecular Life Sciences. 68 (16), 2667-2688 (2011).
  22. Miguet, L., Béchade, G., et al. Proteomic Analysis of Malignant B-Cell Derived Microparticles Reveals CD148 as a Potentially Useful Antigenic Biomarker for Mantle Cell Lymphoma Diagnosis. Journal of Proteome Research. 8 (7), 3346-3354 (2009).
  23. Smalley, D. M., Root, K. E., Cho, H., Ross, M. M., Ley, K. Proteomic discovery of 21 proteins expressed in human plasma-derived but not platelet-derived microparticles. Thrombosis and Haemostasis. 97 (1), 67-80 (2007).
  24. Lacroix, R., Robert, S., Poncelet, P., Dignat-George, F. Overcoming Limitations of Microparticle Measurement by Flow Cytometry. Seminars in Thrombosis and Hemostasis. 36 (08), 807-818 (2010).
  25. Mobarrez, F., Antovic, J., et al. A multicolor flow cytometric assay for measurement of platelet-derived microparticles. Thrombosis Research. 125 (3), e110-e116 (2010).
  26. Van der Pol, E., van Gemert, M. J. C., Sturk, A., Nieuwland, R., van Leeuwen, T. G. Single vs. swarm detection of microparticles and exosomes by flow cytometry. Journal of Thrombosis And Haemostasis: JTH. 10 (5), 919-930 (2012).
  27. György, B., Szabó, T. G., et al. Improved Flow Cytometric Assessment Reveals Distinct Microvesicle (Cell-Derived Microparticle) Signatures in Joint Diseases. PLoS ONE. 7 (11), e49726(2012).
  28. György, B., Módos, K., et al. Detection and isolation of cell-derived microparticles are compromised by protein complexes resulting from shared biophysical parameters. Blood. 117 (4), e39-e48 (2011).
  29. György, B., Pasztoi, M., Buzas, E. I. Response: systematic use of Triton lysis as a control for microvesicle labeling. Blood. 119 (9), 2175-2176 (2012).
  30. Trummer, A., De Rop, C., Tiede, A., Ganser, A., Eisert, R. Isotype controls in phenotyping and quantification of microparticles: a major source of error and how to evade it. Thrombosis Research. 122 (5), 691-700 (2008).
  31. Shet, A. S., Aras, O., et al. Sickle blood contains tissue factor-positive microparticles derived from endothelial cells and monocytes. Blood. 102 (7), 2678-2683 (2003).
  32. Connor, D. E., Exner, T., Ma, D. D. F., Joseph, J. E. The majority of circulating platelet-derived microparticles fail to bind annexin V, lack phospholipid-dependent procoagulant activity and demonstrate greater expression of glycoprotein Ib. Thrombosis and Haemostasis. 103 (5), 1044-1052 (2010).
  33. Nolte-’t Hoen, E. N. M., van der Vlist, E. J., et al. Quantitative and qualitative flow cytometric analysis of nanosized cell-derived membrane vesicles. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, And Medicine. 8 (5), 712-720 (2012).
  34. Van der Vlist, E. J., Nolte-’t Hoen, E. N. M., Stoorvogel, W., Arkesteijn, G. J. A., Wauben, M. H. M. Fluorescent labeling of nano-sized vesicles released by cells and subsequent quantitative and qualitative analysis by high-resolution flow cytometry. Nature Protocols. 7 (7), 1311-1326 (2012).
  35. Orozco, A. F., Lewis, D. E. Flow cytometric analysis of circulating microparticles in plasma. Cytometry Part A. 77 A. 77A (6), 502-514 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

الكشف القائم على الخرزالكشف الفرديبلازما فقيرة بالصفائح الدمويةصبغ الأجسام المضادةإعداد مقياس التدفق الخلويجسيمات فلوريةخرز البوليسترينالتشتت الأمامي
تقنيات لتحليل خارج الخلية الحويصلات عن طريق التدفق الخلوي
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.