مقالة منهجية

طويلة الأجل قسطرة للالمعوية الليمفاوية الجذع وجمع الليمفاوية في الأطفال حديثي الولادة الخنازير

DOI:

10.3791/53457

⸱

مارس 5, 2016

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Department of Surgery, University of Alberta

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدم إجراء جراحيا لقسطرة الجذع الليمفاوي المعوي في الخنازير حديثي الولادة لجمع كميات كبيرة من مكونات التمثيل الغذائي للدهون من الليمفاوية الصادرة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قسطرة الجذع الليمفاوي المعوي في الخنازير حديثي الولادة هي تقنية تسمح بجمع كميات كبيرة من الليمفاوية المعوية (المركزية) على المدى الطويل. الأهم من ذلك ، أن جمع الليمفاوية المركزية من الأمعاء يمكن الباحثين من دراسة كل من الآليات وأشكال الدهون المرتبطة بعملية التمثيل الغذائي للدهون والتهاب الأمعاء ورم خبيث للسرطان ، بالإضافة إلى الخلايا المشاركة في وظيفة المناعة والمراقبة المناعية. يسمح النهج الجراحي في خط الوسط البطني بالتعرض الجراحي الممتاز للبطن القحفي والوصول السهل نسبيا إلى وعاء الجذع الليمفاوي المعوي الذي يقع بالقرب من البنكرياس والجزء البطني الأيمن من الوريد البابي تحت الجانب الحشوي من فص الكبد الأيمن. يتم تشريح الوعاء بدقة وتحريره من اللفافة المحيطة ثم يتم توسيعه بالخيوط الجراحية مما يسمح بإدخال القسطرة وتثبيتها لاحقا في الوعاء. يتم إخراج القسطرة من الخارج ويتم جمع ما يقرب من 1 لتر / 24 ساعة من الليمفاوية على مدى 7 أيام. في حين أن هذه التقنية تتيح جمع كميات كبيرة من الليمفاوية المركزية على مدى فترة طويلة من الزمن ، فإن النجاح يعتمد على التشريح الجراحي الدقيق والتعامل مع الأنسجة والاهتمام الوثيق بالتقنية الجراحية المناسبة. هذا مهم بشكل خاص مع العمليات الجراحية للحيوانات الصغيرة حيث يمكن أن تتمزق الأوعية الليمفاوية بسهولة ، مما قد يؤدي إلى الفشل الجراحي والتجريبي. يوضح الفيديو تقنية جراحية ممتازة لجمع الليمفاوية المعوية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الجهاز الليمفاوي هو مجال الكافي في علم وظائف الأعضاء. تحدث النماذج قبل السريرية قسطرة اللمفاوية في الأنواع الحيوانية المختلفة 1-8 وتستخدم من قبل الصناعات الدوائية والمؤسسات البحثية للتحقيق في الآليات التي تشارك في الدهون 8-12 و13-15 استقلاب الدواء، وسرطان خبيث 16 مع العلاج التجريبي 17، والوظيفة المناعية 18 -26. وتستكشف هذه الدراسة استخدام المعوية قسطرة جذع الليمفاوية في نموذج خنزير المحلي لقياس مكونات استقلاب البروتين الدهني. ويشارك البروتين الدهني الأيض في إنتاج وإفراز كيلومكرونات، فضلا عن التغيرات في الدهون المرتبطة والبروتين الكلي. هذه هي الاعتبارات الهامة كما أن هناك اختلافات كبيرة في التمثيل الغذائي للدهون بين نماذج القوارض التي يشيع استخدامها والبشر وعلى هذا النحو، وتوظيف نماذج الخنازير لجمع الليمفاوية المعوية يمكن أن توفر معلومات أكثر قابلية للمقارنة لدراسة الدهون ليtabolism في الناس 27-31.

وتستخدم العديد من التقنيات الجراحية لجمع الليمفاوية المعوية في الأنواع الحيوانية الكبيرة: نهج الكتف الجمجمة (أي الصدرية قناة قسطرة) 5، ونهج الجانبي الجناح العلوي 32-34، وخط الوسط بطني أو نهج ناصف 22،35. هذا الفيديو يصف بالتفصيل العملية الجراحية في الخنازير باستخدام نهج الجراحية خط الوسط بطني لقسطرة من الجذع الليمفاوية المعوية. دقيق تصاريح تقنية جراحية هذا الأسلوب من القسطرة اللمفاوية لجمع كميات كبيرة من الليمفاوية ومكوناته على مدى فترات طويلة من الوقت.

هذه التقنية تفتح عدد لا يحصى من التطبيقات في العديد من التخصصات دراسة مختلف الوظائف الفسيولوجية. ويمكن أن تشمل التطبيقات، ولكن لا تقتصر على، البروتين الدهني الجسم كله والتمثيل الغذائي للدهون، الترصد المناعي، نشأة الورم والانبثاث، وظيفة الأمعاء، وdevelopmوالأنف والحنجرة وتطور مرض التهاب الأمعاء.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد وافق جميع الإجراءات على حيوانات التجارب وصفها في كل من الفيديو والمخطوطة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان المؤسسي وفقا للمبادئ التوجيهية التي وضعها مجلس الكندي للرعاية الحيوان.

1. التخدير الجراحي والتحضير الجراحي للالخنازير حديثي الولادة

  1. في غرفة جلوس منفصلة، ​​يمهد للتخدير 25 الخنازير كغ بالقرب من قاعدة العنق مع كوكتيل مهدئ مخدر المخدرات العضلي تحتوي azaperone (0.3 ملغ / كلغ)، هيدروكلوريد الكيتامين (10 ملغ / كلغ)، ديكسميديتوميدين (15 ميكروغرام / كغ).
    ملاحظة: إضافة البوبرينورفين (0،005-0،02 ملغ / كلغ) في كوكتيل المخدرات قبل مخدر لتعزيز السيطرة على الألم داخل المنطوق.
  2. تخدير الخنازير مع استنشاق الغاز استنشاق الأيزوفلورين (4-5٪ الأيزوفلورين في 500 مل 1000 مل / دقيقة O 2) باستخدام قناع الوجه. تصور الحبال الصوتية باستخدام نطاق الحنجرة البيطري (شفرة 17-25 سم طويلة على التوالي)، وتطبيق موضعي 10٪ ليدوكائين التعقيم لصخباالحبال. السماح للرذاذ يدوكائين للاتصال الحبال الصوتية قبل 30-60 ثانية لالتنبيب للحد من إمكانية تشنج الحبال الصوتية وانسداد مجرى الهواء.
  3. أنبوبا الخنازير عن طريق تمرير أنبوب القصبة الهوائية مكبلة (5،0-7،0 مم القطر الداخلي (ID)) بين الحبال الصوتية والحفاظ على التخدير بغاز الأيزوفلورين (0،5-2،0٪ الأيزوفلورين في 1،000-2،000 مل / دقيقة O 2) باستخدام مغلقة الدائرة إعادة التنفس نظام مخدر طوال الجراحة. تقييم مستوى التخدير من لهجة الفك، وكلا دواسة وجفني ردود الفعل المنعكس. وبكسح الغاز المخدر منتهية الصلاحية وتنفيس خارج جناح الجراحة.
  4. تنظيف السطح الخارجي من الأذن مع 2.0٪ بالكلورهيكسيدين حل فرك الجراحية تليها 70٪ الآيزوبروبيل الكحول شطف. مع القسطرة الوريدية 20 G، يقثطر الوريد الأذن لتوفير السوائل عن طريق الوريد (الحل أفرز اللبن قارع الأجراس؛ و5-10 مل / كغ / ساعة) خلال عملية جراحية. تأمين نبض مقياس التأكسج إلى سطح الغشاء المخاطي للسان مع ميدالشريط كال لمراقبة معدل ضربات القلب وتشبع الأوكسجين في الدم المحيطي (مكتب التخطيط الاستراتيجي 2).
  5. وضع خنزير تخدير في وضعية الاستلقاء الظهري وحلق البطن بطني من منتصف الصدر caudally إلى الجانب البطني من العانة. تنظيف هذا المجال مع اثنين بالتناوب 2.0٪ بالكلورهيكسيدين الدعك الجراحية ويغسل ماء معقم.
  6. نقل الخنازير مخدرة إلى جناح الجراحة وتطبيق فرك الجراحية النهائي من 70٪ ايزوبروبيل شطف، اتركه حتى يجف، ثم ثنى الحيوان.
  7. إدراج التحقيق في درجة الحرارة المستقيم حوالي 2-4 سم في المستقيم لمراقبة درجة حرارة الجسم. ضع الخنازير على وسادة التدفئة إعادة تدوير المياه للحفاظ على درجة حرارة الجسم الطبيعية (38-40 درجة مئوية) أثناء إجراء العمليات الجراحية.
  8. ثنى الخنزير مع أربعة المناشف الستائر وضعت في نمط الربع المغطي حول البطن. وضع الستارة الأولى عبر xiphisternum، وثنى الثانية على طول الجانب الوحشي من البطن ما يقرب من 5 جم الأفقي إلى خط الوسط في البطن. وضع الستارة الثالثة عبر قمة اللفائفية من الحوض وثنى الرابعة، مثل ثنى الثانية (وإن كان ذلك على الجانب المعاكس)، يتم وضعها على طول الجانب الوحشي من البطن حوالي 5 سم الوحشي على خط الوسط في البطن.
  9. وضع الستارة طاولة كبيرة، مع فتحة افتتاح السماح بالوصول إلى موقع الجراحية، على الستائر منشفة الكامنة وتغطية الخنازير وطاولة الجراحة بأكمله. وثنى النهائية هو المتاح ستيري-ثنى وضعت على الطاولة ثنى كبيرة.

2. جراحة البطن وقسطرة للالمعوية اللمفاوي جذع

  1. جعل 20 سم شق الجلد بشفرة مشرط لفضح عضلات البطن الأساسية. شق طبقات عضلات البطن مع كهربي أحادية القطبية (20 إعداد واتس) لفضح الصفاق الجداري. فتح شريحة خطي 20 سم من الصفاق الجداري مع مقص Metzenbaum للوصول إلى أحشاء البطن والأوعية اللمفاوية.
  2. ضع ضام في الجانب الجمجمة من شق جراحي للحفاظ على تجويف البطن مفتوحة لمدة الجراحة.
  3. بلل كل الأنسجة مع الحارة (37 درجة مئوية) ملحي معقم لإجراء العمليات الجراحية بأكمله. رفع بلطف شريحة كبيرة من الأمعاء بما في ذلك القولون والأعور، الدقاق والصائم من تجويف البطن والداخل للظاهر على الجهة اليسرى من الخنزير للوصول إلى الجزء العلوي من البطن والكبد والأوعية اللمفاوية. تأمين الأمعاء exteriorized في موقف مع الستائر منشفة إضافية لتشكيل حبال لدعم بلطف الأمعاء.
  4. تحديد موقع السفينة اللمفاوية، فإنه يضع حوالي 4 سم الجمجمة-وسطي من الوريد الكلوي الأيمن، 6 سم بطني الذيلية-medial- من الملاحظين الأجوف وتحت الجانب الحشوي الصحيح الفص الكبد بالقرب من البنكرياس 22،36،37. التعرف على سفينة اللمفاوية كهيكل شفافة جنبا إلى جنب إلى الجزء البطني الأيمن من الوريد البابي 36،37.
  5. فصل VESS اللمفاويةايل من اللفافة المحيطة إغاظة بلطف بعيدا الأنسجة المرفقة مع تطبيقها Q-طرف. مرة واحدة يتم فصل النواحي الجانبية لسفينة من الأنسجة المحيطة بها، وإنشاء "النفق" فتح تحت السفينة مع صريحا غرامة يميل ملقط.
  6. تمرير ثلاثة 2-0 خيوط الحرير تحت السفينة اللمفاوية مع ملقط غرامة. Ligate خياطة الأكثر الذيلية أول من حبس، وتمدد وملء وعاء مع الليمفاوية. ترك عمدا الغايات المنشودة في هذا الخيط طويلة نسبيا (4 سم) لتأمين القسطرة إلى الأوعية اللمفاوية. وضع اثنين من خيوط أخرى فصلت 1.0 سم من بعضها البعض، وما يقرب من 1،0-1،5 سم في الجمجمة لخياطة الذيلية المضمونة. ترك هذه الغرز اثنين مع "واحد التعادل رباط فضفاضة" للسماح لتأمين أسرع من القسطرة في الإناء.
    ملاحظة: جزء من السفينة اللمفاوية تقع بين خياطة ligating الأكثر الذيلية وخياطة المتوسطة (اثنين من الغرز في الجمجمة) هو موقع لالقسطرة. وفيما يتعلق سوالمواد تلح، يمكن 2-0 polyglactin خياطة بديلا عن 2-0 خيوط الحرير إذا لزم الأمر.
  7. قطع ثقب صغير في الإناء مع مقص القزحية وتمدد الأوعية بالملقط حادة الجميلة. إدراج حوالي 1.0-1.5 سم من أنابيب القسطرة المتخصصة (4.06 القطر الخارجي (OD) X 2.31 ملم ID) مع نهاية مشطوف في الإناء وربطة عنق اثنين من الغرز في الجمجمة لتأمين القسطرة في مكانها. استخدام نهايات خياطة طويلة من الخيط الذيلية لتأمين القسطرة في وعاء.
  8. غسل الأمعاء exteriorized مع كميات وفيرة من المياه المالحة الدافئة والعودة برفق إلى تجويف البطن ضمان تحديد المواقع التشريحية الصحيح للامعاء.
  9. من الداخل للظاهر القسطرة في منتصف الجهة اليسرى (5-10 سم من الناحية البطنية من الحفرة paralumbar). جعل شق الجلد مع مشرط وتمرير مبزل من تجويف البطن إلى سطح الجلد لخلق فرصة للظاهرية القسطرة. استخدام ملقط كيلي كبيرة إلى الداخل للظاهر القسطرة من الخيالة البطنإيتي من خلال فتح مبزل.
  10. إغلاق الصفاق الجداري مع نمط خياطة المستمر بسيط من 2-0 polyglactin خياطة مع الجولة (مدبب) إبرة. إغلاق طبقات العضلات في البطن مع وجود نمط خياطة توقف بسيط مع خياطة 2-0 polyglactin على إبرة الجولة.
  11. إغلاق الجلد في نمط تحت البشرة مع 2-0 polyglactin خياطة على إبرة القطع. تأمين القسطرة exteriorized على الجلد مع وجود نمط خياطة صارة وخياطة 2-0 النايلون على إبرة القطع.
  12. وضع سترة المتخصصة على الخنازير في حين لا يزال تخدير لتخفيف موقعها ويقلل من الإجهاد الخنزير أثناء الانتعاش.

استعادة 3. مرحلة ما بعد العمليات الجراحية والليمفاوية مجموعة

  1. ما يقرب من 10 دقيقة قبل وقف التخدير استنشاق، إدارة bupenorphine (0.1 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن العضلي لتوفير فوري التسكين بعد الجراحة. تواصل bupenorphine (0.1 ملغم / كغم) كل 12 ساعة لمدة 24-48 ساعة للحفاظ علىما بعد الجراحة للوعي.
  2. رصد الخنازير لمضاعفات بعد الجراحة كل 8-12 ساعة لمدة 7 أيام.
  3. جمع الليمفاوية في 500 مل الزجاجات غسل البولي بروبلين، المغلفة مع الإيثيلين حمض tetraacetic (EDTA)، وتستكمل مع المضادات الحيوية. البنسلين (6000 وحدة دولية)، الستربتومايسين (6 ملغ) والأمفوتريسين B (3 ملغ) كل 12 ساعة لمدة 7 أيام.

4. الكمي من البروتين الدهني ApoB48، الدهون الثلاثية، الكولسترول والبروتين الكلي التي تم جمعها من الليمفاوية

  1. أجهزة الطرد المركزي لعينة الليمفاوية في 1800 x ج لمدة 5 دقائق في 4 درجات مئوية. جمع طاف واستخدامها لتقدير حجم الدهون الثلاثية والكولسترول والبروتين الكلي.
  2. تقسيم طاف في ثلاث عينات: عينة مخفف، عينة مخففة 1:20 الماء المقطر والعينة النهائية المخفف 1: 100 مع الماء المقطر.
  3. استخدام طاف مخفف لقياس مستويات الكوليسترول في الدم، مع مجموعة المتاحة تجاريا.
  4. استخدام 1:20 و01:100 عينات المخفف لقياس الدهون الثلاثية ومجموع مستويات البروتين مع مجموعة المتاحة تجاريا وحمض إجمالي bicinchoninic البروتين فحص على التوالي.

5. الكمي من البروتين الدهني ApoB48، التي تم جمعها من الليمفاوية 38

  1. تحديد تركيز البروتين الدهني ApoB48 مع المناعي طريقة الغرب النشاف تكييفها 38. الليمفاوية إجمالي منفصل مع 3-8٪-تريس acetate- الصوديوم دوديسيل هلام كبريتات بولي أكريلاميد الكهربائي (SDS-PAGE).
  2. نقل البروتينات فصلها لغشاء فلوريد البولي (0.45 ميكرون)، واحتضان لهم الأجسام المضادة الماعز بولكلونل إلى ApoB (1: 4000)، ثم ربط ذلك مع الأجسام المضادة الثانوية المضادة للماعز.
  3. قياس البروتين الدهني ApoB48 مع لمعان كيميائي باستخدام مقارنة الكثافات الخطية مع القوارض تنقية مستوى البروتين ApoB48.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

قسطرة اللمفاوية من الجذع اللمفاوي المعوي من الخنازير حديثي الولادة تسمح جمع ما يقرب من 1 لتر / 24 ساعة من الليمفاوية المركزي على مدى 7 أيام. الليمفاوية التي تم جمعها في هذه التجارب يتضمن عناصر التمثيل الغذائي للدهون، وهو البروتين الكلي الليمفاوية، ApoB48 البروتين الدهني، الدهون الثلاثية، البروتين الكلي، والكولسترول. ويبين الجدول 1 مبالغ تمثيلية هذه المكونات الدهنية من عينات الليمفاوية المجمعة من ثلاثة خنازير. والجدير بالذكر أن تدفق الليمفاوية ومكون...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جمع الليمفاوية المعوية هو وسيلة ممتازة لتحقيق الآليات التي تشارك في الدهون 8-12 و13-15 المخدرات الأيض والسرطان ورم خبيث 16،17، والاتجار الخلية وظيفة المناعة 18-26، في مختلف النماذج الحيوانية التجريبية. والواقع أن القدرة على جني كميات كبيرة من إما المحيطي (وارد) ووسط (صادر والأوعية جذع كبيرة) الليمفاوية على مدى فترة طويلة أهمية خاصة لفهم التغيرات الزمنية التي تحدث في السكان الخلية التالية التحديات مع وكلاء تحوير المناعة 18-22 ، 25،26...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم العمل جزئيا بتمويل من وكالة ألبرتا للثروة الحيوانية واللحوم ومنحة مجلس اكتشاف العلوم الطبيعية والبحوث إلى SD Proctor.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
شفرة منظار الحنجرة ميلرويلش ألين68044بطول 182 مم
مستشار الجراحي: مراقبة العلامات الحيويةSurgivetV9203
مسبار درجة حرارة المستقيمSurgivetV3417
مولد الجراحة الكهربائية أحادي القطبمقص فالي
ميتزنباومالعلوم الدقيقة14518-18
ضام تافييهستيفنز162-11-676
ملقط البعوضستيفنز162-7-10
ملقط كيلي منحني (14 سم)ستيفنز162-7-38
ملقط أنسجة أليسستيفنز162-7-38
ملقط خلع العين (10.2 سم)ستيفنز162-18-780
ملقط - أديسون (12.1 سم)ستيفنز162-17-2510
سائقي الإبرةستيفنز162-V98-42
مقص القزحيةالعلوم الدقيقة14058-11
مضخة المياه المتداولةJorvetJ-783X
Maxitherm-بطانية الفينيلJorvetJ-784C
Qطرف فيشر ساينتفيك22-037-960
القسطرة  الأنابيب (4.06 OD X 2.31 ID)شركة Braintree Scientific Inc.MRE-160أنابيب زرع Micro-Renethane
2-0 خياطة حريريةEthiconLA556
2-0 خياطة بولي جلكتينEthiconJ443H2-0 vicryl
سترة كبيرةLomir Biomedical Inc.SSJ2YC
فيشر ساينتفيك03-409-22C500 مل
بنسلين ستربتومايسينسيجما ألدريتشD4333
EDTAسيجما ألدريتش60-00-4
أمفوتريسين بسيجما ألدريتشA2411
AzaperoneElanco صحةStresnil
Dexmedetomidine hydrochlorideZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  الصحة05260-5IsoFlo
كيتامين هيدروكلوريدZoetis2626كيتاسيت
بوبينورفين هيدروكلوريدبطل ألستو صحةDIN: 02347510
6 مم أنبوب القصبة الهوائيةJorvetJ-165d
10٪ رذاذ ليدوكائينAstraZenecaDIN: 02003767
4٪ فركجراحي الكلورهيكسيدينPartnar Animal HealthPCH-011مخفف: محلول 2.0٪
3M ستري جراحي ستارة3M للرعاية الصحية1040
SDS هلامصفحة InvitrogenEA0375BOX3-8٪ ثلاثية أسيتات
غشاء فلوريد بولي فينيلدينIPVH000100.45 & م حجم المسام
الجسم المضاد ApoB  EMD MilliporeAB7421: 4000 تخفيف
الحمار المضاد للماعز IgG-HRPسانتا كروز التكنولوجيا الحيويةSc-2304
ECL كاشف النشاف الغربيالأول GE Healthcare LifeSciencesRPN2232     
مجموعة الدهون الثلاثيةWako Pure Chemicals998-40391 / 994-40491
مجموعة الكوليسترولWako PureChemicals 439-17501
Total Protein  ؛ بيرس 23225فحص حمض البيسنجونينيك
لاب قضيب زجاجات غسيل البولي بروبلين الكلي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51(2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia PA. 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

B48

مقالات ذات صلة