يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

مثلي هند الاطراف زرع في ماوس

12K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/53483

⸱

فبراير 12, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Visceral, Transplant and Thoracic Surgery, Innsbruck Medical University, 3Center for Vascularized Composite Allotransplantation, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Chang Gung Memorial Hospital and School of Medicine, 4Department of General, Visceral and Transplant Surgery, Charite Berlin

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

هذا النموذج رواية للهند مثلي زرع الأطراف الاصطناعية في الماوس، وتطبيق تقنية صفعة غير خياطة لمفاغرة فائقة الاوعية الدموية الدقيقة، ويوفر أداة قوية لفي الجسم الحي الأبحاث المناعية الآلية المتعلقة زرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية (VCA).

الملخص

تطورت أنظمة النماذج الحيوانية في الجسم الحي ، وخاصة نماذج الفئران ، إلى أدوات علمية قوية ومتعددة الاستخدامات لا غنى عنها للأبحاث الأساسية والانتقالية في مجال طب زراعة الأعضاء. تتوفر مجموعة واسعة من الكواشف حصريا في هذا الإعداد ، بما في ذلك الأجسام المضادة أحادية ومتعددة النسيلة لكل من التطبيقات التشخيصية والتدخلية. بالإضافة إلى ذلك ، يسمح عدد كبير من السلالات ذات النمط الجيني ، والفطري ، والمعدل وراثيا ، والخروج من الخارج ، بإجراء تحقيق مفصل للمساهمات الفردية للمكونات الخلطية والخلوية في التفاعل المعقد للاستجابة المناعية وجعل الفأر المعيار الذهبي للأبحاث المناعية. يحدد

زرع الأوعية الدموية المركب (VCA) مجالا جديدا للزرع باستخدام الطعوم الخيفية لاستبدال "مثل بالمثل" في المرضى الذين يعانون من فقدان الأنسجة المؤلمة أو الخلقية. يوضح هذا البروتوكول المنهجي الجراحي استخدام تقنية الكفة غير الخياطة لمفاغرة الأوعية الدموية الدقيقة الفائقة في نموذج زرع الأطراف الخلفية للفأر التقويم. يسمح النموذج على وجه التحديد بالمقارنة بين النماذج الراسخة في زراعة الأعضاء الصلبة مع شكل جديد من عمليات الزرع التي تتكون من مكونات مختلفة للأنسجة المختلفة. بشكل فريد ، يسمح هذا النموذج بزرع حجرة نخاع عظم وعائية قابلة للحياة ومكانة لها القدرة على إحداث تأثير مفيد على توازن القبول المناعي والرفض. توفر هذه التقنية أداة للتحقيق في التعرف على المستضد الخيفي ورفض الطعم الخيفي وقبوله ، بالإضافة إلى تمكين متابعة دراسات تجديد الأعصاب الوظيفية لتعزيز هذا المجال الجديد من الزرع.

المقدمة

بشرت أواخر التسعينيات بالأيام الرائدة للزراعة الترميمية مع أول عملية زرع يدوية ناجحة تم إجراؤها في فرنسا في عام 1998. منذ ذلك الحين ، تم استخدام VCAs لإعادة بناء عيوب الأنسجة المدمرة بنجاح في مجموعة واسعة من المرضى. حتى الآن ، يحصي العالم 76 متلقيا ل 112 طرفا علويا بالإضافة إلى 31 وجها 1-3. بالإضافة إلى ذلك ، تم إجراء عدة أنواع أخرى من VCAs مثل جدار البطن 4 ، والحنجرة 5 ، والقصبة الهوائية 6 ، والمفاصل الوعائية 7 ، وحتى القضيب 8. علاوة على ذلك ، تم الإبلاغ مؤخرا عن ولادة حية لطفل بعد زرع الرحم 9. تدل هذه التجربة العالمية المتنامية على كيف أصبحت عملية الزرع الترميمية خيارا علاجيا صالحا للمرضى الذين يعانون من عيوب كبيرة في الأنسجة الوظيفية غير قابلة للتعديل للجراحة والعلاج الترميمي والترميمي التقليدي.

في حين أن فكرة استبدال "مثل بالمثل" أثارت الحماس السريري ، إلا أن الشكوك الأولية لا تزال سائدة فيما يتعلق بالآثار الجانبية لقمع المناعة التقليدي عالي الجرعة المطلوبة للحفاظ على الطعوم الخيفية ووظيفتها 10،11. ومع ذلك ، كما هو موضح في العمل الأساسي ل Lee et al. ، فإن هذه الطعوم المركبة أقل عرضة للرفض من مكوناتها الفردية ، علاوة على ذلك ، فإن بعض مكونات الأنسجة مثل حجرة العظام الوعائية قد غذت التفاؤل لأنها قد تمارس تأثيرات مناعية فريدة على توازن القبول المناعي والرفض المناعي 12.

كانت مجموعتنا رائدة في العديد من النماذج الحيوانية المجهرية لزرع الأعضاء الصلبة ، بالإضافة إلى زرع الأوعية الدموية المركبة 13-19. نصف هنا إجراء جراحيا جديدا باستخدام تقنية الكفة غير الخياطة لإجراء مفاغرة الأوعية الدموية الدقيقة الفائقة في نموذج زرع الطرف الخلفي للفأر التقويمي. يوفر نموذج الزرع هذا أداة مفيدة للتحقيق في آليات القبول والرفض المناعي ، بالإضافة إلى دور مكونات الأنسجة الفردية ، مثل حجرة نخاع العظم الوعائي ، نحو تحريض التسامح في بيئة متعددة الاستخدامات مناعية لأنواع الفئران. بالإضافة إلى ذلك ، فإن وضع تقويم العظام للطرف يفتح إمكانيات تجديد الأعصاب ودراسات النتائج الوظيفية ، والتي تعتبر مهمة للغاية لإعداد VCA.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وأجريت جميع التجارب وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية من المعهد الوطني للصحة (NIH) وتمت الموافقة من قبل لجنة جامعة جونز هوبكنز رعاية الحيوان واستخدام (JHUACUC). تم تنفيذ إجراءات محددة في إطار MO13M108 بروتوكول ACUC المعتمدة.

عملية 1. المانحة

  1. إدارة التسكين في نقطة زمنية مناسبة لكل صياغة الدوائية قبل الجراحة. وفقا للرعاية الحيوان وافق واستخدام استخدام بروتوكول 0.1 ملغم / كجم من وزن الجسم من تحت الجلد البوبرينورفين 1 ساعة قبل شق الجلد.
  2. رزين المتبرع مع isoflurane تطبيقها من خلال غرفة ملحقة المرذاذ الأيزوفلورين عند 4٪. الحفاظ على التخدير والتخدير في 2٪ من خلال مخروط الأنف. أداء اصبع القدم سحب قرصة انعكاس لرصد عمق التخدير قبل الشروع في الإجراء.
  3. ارتداء الأقنعة، والعباءات العزلة المتاح وقفازات.
  4. حلق ع الجراحيةعصام، وعلى وجه الخصوص الأطراف الخلفية والفخذ، والإعدادية مع 10٪ بوفيدون - اليود.
  5. استخدام ثنى الحقل العقيمة والأدوات وتعقيمها المجهر عالية التكبير (40X).
  6. جعل الفخذ شق الجلد باستخدام مقص قريب من منطقة منتصف الفخذ ومحيطي ربط شق لترسيم أطرافهم هند من بقية جسم الفأر.
  7. تحديد وتشريح الشريان الفخذي، عرق وعصب. فصل جميع الهياكل الثلاثة باستخدام ملقط ومقص الصغرى.
  8. مرة واحدة يتم تشريح عنيق الأوعية الدموية تقسيم السفن على مستوى الرباط الإربي باستخدام المقص الصغير.
  9. بعد ذلك، مواصلة تقسيم الفردية البطنية (الناحلة وعضلات الفخذ وسطي) ومجموعات العضلات الظهرية 20 قريب على مستوى منتصف الفخذ لفصل الكسب غير المشروع من الحيوان المانحة باستخدام المقص.
  10. القطع عظم الفخذ وقطع في منتصف جسم الفخذ باستخدام المقص.
  11. الموت ببطء الحيوانية فل جرعة زائدة الأيزوفلورينlowed خلع عنق الرحم. تأكيد وقف ضربات القلب والتنفس.
  12. مسح الأطراف مع 2 مل heparinized (30 IE) البرد (4 درجات مئوية) المالحة باستخدام 33 G التنظيف إبرة شنت على حقنة (انظر المواد الجدول).
  13. مكان واحد صفعة بوليميد على الوريد الفخذي والشريان، على التوالي.
  14. التفاف الكسب غير المشروع إلى الشاش القطن الرطب، مكان في طبق بتري وتخزينها في 4 درجات مئوية حتى أقحم.

2. مستلم عملية

  1. إزالة أطرافه الخلفية
    1. إدارة التسكين في نقطة زمنية مناسبة لكل صياغة الدوائية قبل الجراحة. وفقا للرعاية الحيوان وافق واستخدام استخدام بروتوكول 0.1 ملغم / كجم من وزن الجسم من البوبرينورفين SC 1 ساعة قبل شق الجلد.
    2. رزين المتبرع مع isoflurane تطبيقها من خلال غرفة ملحقة المرذاذ الأيزوفلورين عند 4٪. الحفاظ على التخدير والتخدير في 2٪ من خلال مخروط الأنف. أداء اصبع القدم سحب قرصة انعكاس لمراقبة قسمح التخدير قبل الشروع في الإجراء.
    3. استخدام مرهم البيطرية على العينين من الماوس لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
    4. حلق المنطقة الجراحية، وبخاصة أطرافه الخلفية والفخذ والإعدادية مع 10٪ بوفيدون - اليود.
    5. جعل الفخذ شق الجلد باستخدام مقص قريب من منطقة منتصف الفخذ ومحيطي ربط شق لترسيم أطرافهم هند من بقية جسم الفأر.
    6. تحديد وتشريح الشريان الفخذي، عرق وعصب وفصل جميع الهياكل الثلاثة باستخدام ملقط ومقص الصغرى.
    7. مرة واحدة يتم تشريح عنيق الأوعية الدموية، وتضييق الأوعية الفخذ على مستوى الرباط الإربي.
    8. قطع الأوعية البعيدة على مستوى الشريان الشرسوفي السطحي.
    9. بعد ذلك، مواصلة تقسيم الفردية البطنية (الناحلة وعضلات الفخذ وسطي) ومجموعات العضلات الظهرية 20 قريب على مستوى منتصف الفخذ لفصل لى هند الأصليميغابايت من الحيوانات المستقبل باستخدام المقص.
    10. القطع عظم الفخذ في منتصف جسم الفخذ باستخدام المقص.
    11. يكوي عضلات الفخذ مقطوع سابقا لمنع النزيف من الموقع تشريح وبالتالي المتلقي فقدان الدم.
  2. غرس
    1. تقليل فقدان السوائل عن طريق لري حقل من المنطوق مع المياه المالحة الدافئة (37 درجة مئوية) وحقن 0.3 مل المالحة الدافئة قبل وبعد العملية.
    2. وضع الكسب غير المشروع في الطريقة التي يعكس وضع التشريحي الدقيق لأطرافه الخلفية الأصلي عن طريق مواءمة عظم الفخذ للمتلقي والكسب غير المشروع وربطها باستخدام إبرة في العمود الفقري 20 G بمثابة مسمار نخاعي.
    3. يلئم مجموعات العضلات البطنية والظهرية باستخدام مواد خياطة للامتصاص (6-0 Polysorb).
    4. ربط الأوعية الفخذ باستخدام تقنية صفعة غير خياطة؛ في التفاصيل، وسحب الجانب المتلقي للسفينة على الأصفاد التي شنت سابقا على متن السفينة تنتهي من غرافت. استخدام 10-0 النايلون خياطة وإجراء التعادل كفافي لإصلاح السفينة المتلقي على الكفة.
    5. التالي الافراج عن المشابك. في هذه المرحلة بصريا تحقق من دوران صفعة وتحديد المواقع المثلى لمنع سوء دوران ومجعد من السفن.
    6. أداء الإرقاء الدقيق باستخدام الكي الكهربائي مع التركيز بشكل خاص على واجهة المانحة المتلقي العضلات ونهايات العظام.
    7. إغلاق الجلد باستخدام خيوط النايلون غير قابل للامتصاص (6-0 Ethilon).
    8. وضع شروط سوي الحرارة عن طريق السماح للحيوان للتعافي في قفصه تحت مصباح التدفئة. مواصلة الرصد المنتظم لمدة 4 على الأقل ساعة قبل إعادته إلى منشأة سكنية.
    9. توفير تسكين الألم بعد العمليات الجراحية مع البوبرينورفين بجرعة 0.1mg / كغ SC كل 6-8 ساعة لمدة 3 أيام.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

أداء زرع الطعم الخيفي مركب أوعية دموية في نموذج الفأر باستخدام تقنية غير خياطة صفعة يسمح لتحقيق ممتازة وطويلة الكسب غير المشروع المدى والحيوان البقاء على قيد الحياة كما هو مبين في الشكل 1. وعلاوة على ذلك، لأنها تمثل وسيلة يمكن الاعتماد عليها للحصول على نتائج قابلة للتكرار الرفض المزروع تدريجي في مركب أوعية دموية زرع الطعم الخيفي كما هو موثق من قبل الصور هو مبين في الشكل 2. H & E الأنسجة من الأن...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

أوعية دموية المركب زرع الطعم الخيفي، مثل الطرف العلوي وزرع وجه لإعادة الإعمار من العيوب الأنسجة المدمرة، وقد تطورت كخيار علاجي صالحة لمرضى لا قابلة للتعديل للإجراءات التجميلية التقليدية. التقدم التقني في مجال جراحة الترميمية فضلا عن خبرة واسعة مع مناعة قوية والعلاجات تغييري المناعية في زرع الأعضاء الصلبة، يمكن الآن البقاء على قيد الحياة المزروع على المدى الطويل في هذه الفئة من السكان المريض فريد 3،21. ومع ذلك، آثار جانبية كبيرة من كبت المناعة على المدى الطويل اللازمة لص...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصلحة مالية متنافسة.

شكر وتقدير

وأيد هذا العمل من قبل الجيش والبحرية والمعاهد الوطنية للصحة، والقوات الجوية، VA والشئون الصحية لدعم جهود AFIRM الثاني، تحت رقم جائزة W81XWH-13-2-0053. الجيش الأمريكي للبحوث الطبية اقتناء آخر، 820 شارع تشاندلر، فورت ديتريك MD 21702-5014 هو منح وإدارة المكاتب الاستحواذ. الآراء والتفسيرات والاستنتاجات والتوصيات هي آراء الكاتب ولا أيدت بالضرورة من قبل وزارة الدفاع.

فإن الكتاب أود أن أشكر جيسيكا العزي، طبيب بيطري، كارولين غاريت، طبيب بيطري وجولي واتسون، طبيب بيطري لدعم البيطري الممتاز خلال هذه الدراسة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
خياطة ، 6-0 نايلونMWI31849
خياطة ، 6-0 خياطة PolysorbMWI72667
، 10-0 أنابيب بوليميد نايلونايرو الجراحيةTK-107038
، مقاس 25Vention Medical141-0023
أنابيب بوليميد ، مقاس 27Vention Medical141-0015
مشابك الأوعية الدموية الدقيقة (مفردة)Synovis00396
مشابك الأوعية الدموية الدقيقة (مزدوجة)Synovis00414
مقص دقيقSynovisSAS-18
Micro-LegpsSynovisFRS-15 RM-8
الموسعات الدقيقةSynovisFRS-15 RM-8d.1
Micro-NeedledriverSynovisC-14
قضيب Micro-ClampSynovisCAF-4
إبرة التنظيف الدقيقةهاميلتون10 مم ، 30 درجة ؛ 33G
الرنيناللضع فيشر العلميNC9968051
بوبرينورفينرقم DEA المطلوب ؛ تم الحصول عليها من صيدلية المستشفيات
إنروفلوكساسين. بيتريلباير للرعاية الصحية186599
الهيبارينتم الحصول عليها من صيدلية المستشفيات
محلول

المراجع

  1. Khalifian, S., et al. Facial transplantation: the first 9 years. Lancet. , (2014).
  2. Petruzzo, P., Dubernard, J. M. The International Registry on Hand and Composite Tissue allotransplantation. Clin. Transpl. , 247-253 (2011).
  3. Shores, J. T., Brandacher, G., Lee, W. A. Hand and Upper Extremity Transplantation: An Update of Outcomes in the Worldwide Experience. Plast. Reconstr. Surg. , (2014).
  4. Levi, D. M., et al. Transplantation of the abdominal wall. Lancet. 361, 2173-2176 (2003).
  5. Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. N.Engl.J. Med. 344, 1676-1679 (2001).
  6. Rose, K. G., Sesterhenn, K., Wustrow, F. Tracheal allotransplantation in man. Lancet. 1, 433(1979).
  7. Hofmann, G. O., et al. Allogeneic vascularized transplantation of human femoral diaphyses and total knee joints--first clinical experiences. Transplant. Proc. 30, 2754-2761 (1998).
  8. Hu, W., et al. A preliminary report of penile transplantation. Eur. Urol. 50, 851-853 (2006).
  9. Brannstrom, M., et al. Livebirth after uterus transplantation. Lancet. , (2014).
  10. Sarhane, K. A., et al. Diagnosing skin rejection in vascularized composite allotransplantation: advances and challenges. Clin. Transplant. 28, 277-285 (2014).
  11. Schneeberger, S., Khalifian, S., Brandacher, G. Immunosuppression and monitoring of rejection in hand transplantation. Tech. Hand Up. Extrem. Surg. 17, 208-214 (2013).
  12. Lee, W. P., et al. Relative antigenicity of components of a vascularized limb allograft. Plast. Reconstr. Surg. 87, 401-411 (1991).
  13. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 129, 867-870 (2012).
  14. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. , (2013).
  15. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. , (2014).
  16. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90, 1374-1380 (2010).
  17. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141, 682-689 (2007).
  18. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. , (2010).
  19. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J. Surg. Res. 93, 97-100 (2000).
  20. Zhang, F., et al. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19, 209-213 (1999).
  21. Schneeberger, S., et al. Upper-extremity transplantation using a cell-based protocol to minimize immunosuppression. Ann. Surg. 257, 345-351 (2013).
  22. Azari, K., Brandacher, G. Vascularized composite allotransplantation. Curr Opin Organ Transplant. 18, 631-632 (2013).
  23. Pomahac, B., Gobble, R. M., Schneeberger, S. Facial and hand allotransplantation. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, (2014).
  24. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 3, a015495(2013).
  25. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast. Reconstr. Surg. 133, 133e-141e (2014).
  26. Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. J. Surg. Res. 24, 501-506 (1978).
  27. Leto Barone, A. A., et al. The gracilis myocutaneous free flap in swine: an advantageous preclinical model for vascularized composite allograft transplantation research. Microsurgery. 33, 51-55 (2013).
  28. Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 26, 201-207 (2010).
  29. Barth, R. N., et al. Prolonged survival of composite facial allografts in non-human primates associated with posttransplant lymphoproliferative disorder. Transplantation. 88, 1242-1250 (2009).
  30. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96, 39-50 (2012).
  31. Foster, R. D., Liu, T. Orthotopic hindlimb transplantation in the mouse. J. Reconstr. Microsurg. 19, 49(2002).
  32. Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a Mouse Model for Heterotopic Limb and Composite-Tissue Transplantation. J. Reconstr. Microsurg. 17, 267-274 (2001).
  33. Zhang, F., Shi, D. Y., Kryger, Z., Moon, W. Development of a mouse limb transplantation model. Microsurgery. 19 (5), 209-213 (1999).
  34. Schneeberger, S., et al. Atypical acute rejection after hand transplantation. Am. J. Transplant. 8, 688-696 (2008).
  35. Mathes, D. W., et al. Stable mixed hematopoietic chimerism permits tolerance of vascularized composite allografts across a full major histocompatibility mismatch in swine. Transpl. Int. 27, 1086-1096 (2014).
  36. Yamada, Y., et al. Use of CTLA4Ig for induction of mixed chimerism and renal allograft tolerance in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 14, 2704-2712 (2014).
  37. Sachs, D. H., Kawai, T., Sykes, M. Induction of tolerance through mixed chimerism. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 4, a015529(2014).
  38. Kawai, T., et al. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 358, 353-361 (2008).
  39. Kawai, T., Sachs, D. H. Tolerance induction: hematopoietic chimerism. Curr Opin Organ Transplant. 18, 402-407 (2013).
  40. Kawai, T., Sachs, D. H., Sykes, M., Cosimi, A. .B. HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 368, 1850-1852 (2013).
  41. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without GVHD or engraftment syndrome in HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci. Transl. Med. 4, 124-128 (2012).
  42. Cendales, L. C., et al. The Banff 2007 working classification of skin-containing composite tissue allograft pathology. Am. J. Transplant. 8, 1396-1400 (2008).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نموذج الفأرزراعة المركبات الوعائية الخيفيةتقنية الغمد غير الخياطيةالمفاغرة الوعائية فائقة الدقةتشريح الوريد والشريان الفخذيتطبيق غمد البوليميدمحاذاة عظم الفخذمواءمة المجموعة العضليةتحليل رفض الطعم الخيفي
مثلي هند الاطراف زرع في ماوس
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.