مقالة منهجية

نموذج الفأر ليزر بفعل اتساع الأوعية الدموية المشيمية

DOI:

10.3791/53502

⸱

ديسمبر 27, 2015

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Northwestern University Feinberg School of Medicine

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا ، نقدم بروتوكول الأوعية الدموية المشيمية الجديدة (CNV) الناجم عن ليزر الفأر ، وهو نموذج تجريبي يعيد إنشاء السمات المميزة للأوعية الدموية للتنكس البقعي المرتبط بعمر الأوعية الدموية الجديدة (AMD). بمجرد إتقانها ، يمكنها تحفيز CNV بشكل موثوق وفعال كنظام نموذجي لاختبار التدابير التجريبية المختلفة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

كان نموذج الأوعية الدموية المشيمية الجديدة (CNV) الناجم عن الليزر بالفأر نموذجا أساسيا حاسما لأبحاث الضمور البقعي المرتبط بعمر الأوعية الدموية الجديدة (AMD). من خلال إعطاء إصابة الليزر المستهدفة ل RPE وغشاء Bruch ، يؤدي الإجراء إلى تكوين الأوعية الدموية ، ونمذجة علم الأمراض المميز الذي لوحظ في AMD الوعائي الجديد.

تم تطوير نموذج CNV المستحث بالليزر لأول مرة في الرئيسيات غير البشرية ، وقد تم تنفيذه في العديد من الأنواع الأخرى ، وأحدثها الفأر. تعتبر تجارب الفئران أكثر فعالية من حيث التكلفة ، ويمكن تنفيذ التجارب على جدول زمني أسرع بكثير ، وتسمح باستخدام نماذج مختلفة معدلة وراثيا. ومع ذلك ، فإن الحجم المصغر لعين الفأر يشكل تحديا خاصا عند إجراء الإجراء. يتطلب التلاعب بالعين لتصور شبكية العين ممارسة مهارات البراعة الدقيقة بالإضافة إلى التنسيق المتزامن بين اليد والعين والقدم لتشغيل الليزر. ومع ذلك ، بمجرد إتقانه ، يمكن تطبيق النموذج لدراسة العديد من جوانب AMD الوعائي الجديد مثل الآليات الجزيئية ، وتأثير التلاعب الجيني ، وتأثيرات العلاج الدوائي.

نموذج CNV الناجم عن الليزر ، على الرغم من فائدته ، إلا أنه ليس نموذجا مثاليا للمرض. تعتبر عين الفأر من النوع البري بصحة جيدة ، ولا تحاكي بيئة المشيمة الشبكية التغيرات المرضية في AMD البشري. علاوة على ذلك ، لا يعكس تكوين الأوعية الدموية الناجم عن الإصابة نفس مسارات تكوين الأوعية الدموية التي تحدث في حالة الأمراض المرتبطة بالعمر والمزمنة كما هو الحال في AMD.

على الرغم من أوجه القصور فيه ، فإن نموذج CNV الناجم عن الليزر هو أحد أفضل الطرق المتاحة حاليا لدراسة الأمراض المنهكة ل AMD الوعائي الجديد. أدى تنفيذه إلى فهم أعمق للتسبب في AMD ، فضلا عن المساهمة في تطوير العديد من علاجات AMD المتاحة حاليا.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الضمور البقعي (AMD) المرتبطة بالعمر هو واحد من الأسباب الرئيسية للعمى في الأشخاص الذين تزيد أعمارهم عن 50 1-3. AMD يمكن تصنيفها إلى نوعين: ضامر ("تجف") AMD وحديث التوعي ("الرطب") AMD. يتميز السابق بضمور الجغرافي للالظهارة الصبغية الشبكية (RPE)، المشيماء الشعيرية، وخلايا مستقبلة للضوء، في حين يتميز هذا الأخير من غزو السفن غير طبيعية من المشيمية في طبقات الشبكية الخارجي مما تسبب في تسرب، والنزف، والتليف، وفي نهاية المطاف مما يؤدي إلى العمى 1،2. من الشكلين، وحسابات التوعية المستحدثة AMD بالنسبة للغالبية من فقدان البصر 1. لحسن الحظ، هذا النموذج لديه خيارات عديدة للإدارة الدوائية الفعالة، في حين أن نظيرتها الضموري قد حاليا أي ثبت العلاجات الطبية 3. وعلاوة على ذلك، لأن النموذج التوعية المستحدثة تم بسهولة إعادة استسلمت في نموذج حيواني، فقد كان أكثر سهولة على نطاق واسع والأساسيةبحث MD استكشاف الآليات المرضية الكامنة من أجل تطوير علاجات رواية (4).

تم تطوير نموذج حيواني الأول من اتساع الأوعية الدموية المشيمية التجريبية (CNV) عن طريق ريان وآخرون. في الرئيسيات غير البشرية 5. هذه القطيعة نموذج الناجم عن غشاء بروك عبر الضوئي بالليزر، مما تسبب في الاستجابة الالتهابية المحلية مما أدى إلى تكوين الأوعية الدموية شبيهة بتلك التي شوهدت في التوعية المستحدثة AMD. تم العثور على تطور الأنسجة من الأوعية الدموية تحريض ما بعد الليزر لتقليد حديث التوعي AMD، التي أكدت صحة النموذج 6. الرئيسيات غير البشرية تقدم علم التشريح الأكثر مماثلة على البشر، ولكن للأسف، هي مكلفة للحفاظ على، لا يمكن بسهولة التلاعب بها وراثيا، ولها دوام بطء تطور المرض 7. على النقيض من نماذج القوارض هي أكثر من ذلك بكثير للحفاظ على فعالية من حيث التكلفة، ويمكن التلاعب بها وراثيا مع السهولة النسبية، ولها أسرع بكثير فصول التوجيه الجامعيRSE من تطور المرض (ويمكن إجراء التجارب على نطاق ووقت أسابيع مقابل شهرا). وينبغي إجراء هذه التجارب إلا في القوارض المصطبغة كما أنه من الصعب جدا تصور في الحيوانات البيضاء.

نموذج CNV يسببها الليزر الفأر، وضعت لأول مرة من قبل مجموعة Campochiaro في أواخر 90 10 و، نمت لتكون النموذج الحيواني السائد في معظم الدراسات الحديثة 11-16. بسبب المرضية المعقدة ويزال من غير الواضح من CNV، وقد تم تطبيق نموذج الليزر في جميع جوانب البحث AMD الرطب بدءا من دراسة الآليات الجزيئية القيادة الأوعية الدموية لتقييم طرق العلاج الجديدة للاستخدام البشري في المستقبل. على سبيل المثال، ساكوراي وآخرون. واسبينوزا-Heidmann وآخرون. استخدام نموذج الليزر لدراسة تأثير الضامة على تطوير CNV باستخدام الفئران المعدلة وراثيا والعلاجات الدوائية نضوب 15، 16. Giani وآخرون. وHoerster وآخرون. تستخدم البصرية تماسك التصوير المقطعي (أكتوبر) لصورة CNV في محاولة لتوصيف تطور CNV ومقارنة النتائج النسيجية لنتائج نشاهد في أكتوبر التصوير 12،17 الليزر التي يسببها. وأخيرا، وقد استخدمت الدراسات التي تنطوي على حقن intravitreal من العوامل المضادة للعائية كما شرطان أساسيان للمحاكمات الإنسان وكانت حيوية في تطوير الجيل الأول من مضادات VEGF المستخدمة في إدارة حديث التوعي AMD اليوم 10،18،19.

نماذج بديلة لالتجريبي CNV تستخدم الأساليب الجراحية للحث على CNV. ويشمل هذا الإجراء حقن المواد المؤيدة للعائية (مثل ناقلات فيروسية المؤتلف overexpressing VEGF، حقن تحت الشبكية من خلايا RPE و / أو الخرز البوليسترين) لتقليد زيادة التعبير VEGF ينظر في التوعية المستحدثة AMD، وذلك بهدف التسبب في الأوعية الدموية 8،20. ومع ذلك، وهذه الطريقة تعطي معدلات أقل بشكل كبير من اتساع الأوعية الدموية. وأظهرت هذه الدراسات أن CNV فييحدث C57 / BL6 الفئران في 31٪ من عمليات الحقن مقابل ~ نسبة النجاح 70٪ يرى في طريقة الضوئي ليزر في نفس سلالة من الفئران 8،14. لهذه الأسباب، ونظرا للمزايا استخدام القوارض مقابل الرئيسيات غير البشرية، أصبح نموذج الفأر التي يسببها الليزر CNV النموذج الحيواني القياسي لCNV لمعظم حديث التوعي تجارب الدراسة AMD 8.

العين الماوس هي ضئيلة، الأنسجة الحساسة للعمل مع. المناورة من العين لتصور شبكية العين صعبة وتتطلب قدرا كبيرا من التدريب حتى يتم تحقيق إتقان. ويزيد من تعقيد هذه المهمة من حقيقة أنه يجب أن يتعلمها مع اليد المسيطرة وغير المسيطرة. وعلاوة على ذلك، بعد أن تم تعلم حركات غرامة المطلوبة لتصور شبكية العين، والتنسيق بين كلتا اليدين ودواسة القدم تشغيل الليزر مهمة. في هذه الورقة، سعينا لاستخلاص تحديات تعلم كل من التلاعب المادية تشارك في الليزر التي يسببها CNV بروكedure إلى دليل من شأنه أن يساعد مشغلي تحقيق النجاح السريع مع هذا النموذج.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم التعامل مع جميع الحيوانات وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية 2013 الطبعة، ورابطة للبحوث في الرؤية والعيون (ARVO) بيان لاستخدام الحيوانات في العيون والبحوث الرؤية، والتي وافق عليها الحيوان المؤسسي الرعاية واستخدام اللجنة لجامعة نورث وسترن.

ملاحظة: يمكن أن يتم الإجراء التالي تماما مع مشغل واحد. ومع ذلك، يجري ذلك بشكل أكثر كفاءة مع اثنين من المشغلين مع مهام تقسيم وفقا لذلك.

1. إعداد محطة الليزر وقبل الليزر

  1. ضع الليزر والمصباح الشقي حيث يمكن الوصول إليها بسهولة. بدوره على الليزر وتعيين المعلمات محددة مسبقا (على سبيل المثال 75 ميكرون حجم البقعة، 100 ميجاوات، 100 ميللي ثانية مدتها).
    تنبيه: تأكد مشغل ترتدي يتم عرض جميع معدات الوقاية الشخصية الحيوانية وسلامة الليزر والليزر السلامة ذات الصلة علامات خارج الغرفة الداخلي.
    1. قبل استخدام أي حيوانات التجارب، والعثور على المعلمات مثالية باستخدام المعايرة، والماوس غير التجريبية. سيعتمد المعلمات الليزر على الليزر المستخدمة. يتم تعريف المعلمات مثالية من وضع أدنى طاقة الليزر التي تسبب باستمرار "فقاعة" تشكيل عندما ركزت بشكل صحيح. انظر الفيديو على سبيل المثال الآفة مع سليم "فقاعة" تشكيل.
  2. إعداد المحطة قبل الليزر بحيث التخدير والحيوان أكثر دفئا، وتقضي على الأنسجة، وجميع قطرات العين (تروبيكاميد، تتراكائين، والدموع الاصطناعية) هي في متناول اليد بسهولة إلى المشغل.
    1. تأكد من أن الحيوانات أكثر دفئا هو قبل تسخينها إلى درجة حرارة تصحيح (37 ° C) قبل حقن مخدر في الماوس الأول من أجل تجنب يسببها التخدير انخفاض حرارة الجسم.
  3. ضع الماوس على مرحلة أكثر دفئا لذلك يمكن الاحتفاظ بالحرارة وتبقى دافئة عندما يبدأ إجراء الليزر.

2. الماوس التخدير والتحضير المسبق ليزر

  1. قبل حقنالتخدير جي، وفحص العين ظاهريا للتأكد من أنه لا يوجد لديه تشوهات أو شذوذ أن يقلل من وضوح القرنية (مثل إعتام عدسة العين).
  2. وزن الماوس.
  3. سجل الوزن والجنس ورقم الحيوانية.
  4. باستخدام الوزن، وحساب كمية مناسبة من مخدر لاستخدامها على أساس المبادئ التوجيهية التي قدمها مؤسسة (على سبيل المثال 100 ملغ / كغ من هيدروكلوريد الكيتامين، 10 ملغ / كغ زيلازين أو ثلاثي بروم إيثانول 250 ملغ / كغ؛ ل20 ز الماوس حقن 0.20 مل زيلازين / الكيتامين كوكتيل OR 0.25 مل من ثلاثي بروم إيثانول). لدينا جدول جرعات محسوبة مسبقا في الوزن في الزيادات من 1 غرام من أجل الحد من الأخطاء الحسابية.
  5. القفا الماوس وحقن مخدر تستند البريتونى على حسابات في الخطوة 2.4.
  6. ضع الماوس على الحيوانات أكثر دفئا والانتظار حتى يتم تخدير الماوس بشكل كامل عن طريق التحقق من المنعكس دواسة عن طريق قرصة اصبع القدم (حوالي 3-5 دقائق).
  7. نشمر عن أنسجة مسح وحماية منطقة الماوس، الأنف لمنع aspiratأيون السائل لفة قبالة. الماوس لفة على جانبها ووضع قطرة (حوالي 30 ميكرولتر) من تتراكائين هيدروكلوريد في كل عين للتخدير الموضعي. الانتظار 2 دقيقة عن حل نافذة المفعول.
  8. كرر الخطوة 2.7 مع قطرة واحدة من تروبيكاميد موضعي لالحدقة تمدد. بدلا من ذلك، استخدم هيدروكلوريد فينيليفرين (2.5٪) للتمدد.
  9. الانتظار 2 دقيقة عن حلول نافذة المفعول. إبقاء الحيوانات على أكثر دفئا خلال هذا الوقت.
  10. بعد انقضاء الوقت المناسب، ضع بسرعة الماوس على المسرح الماوس ووضع المرحلة على بقية الذقن من المصباح الشقي.
  11. تشغيل المصباح الشقي إلى أدنى سطوع الضوء وتحقق درجة من الحدقة تمدد. إذا لم يتم المتوسعة التلميذ بشكل كاف (حوالي 2.5-3 مم)، والعودة الماوس للحيوان أكثر دفئا والانتظار. بدلا من ذلك، تدير آخر قطرة من تروبيكاميد. مرة واحدة العين المتوسعة بما فيه الكفاية، والمضي قدما لإجراء الليزر.

3. إجراء الليزر

ملاحظة: تأكد ع الآخرersons في غرفة ارتداء نظارات واقية عندما تكون بعيدا عن محمية الليزر المصباح الشقي العين قطعة

  1. ضبط وضع الماوس على مرحلة الماوس، بحيث يتم وضع مثالي لرؤية العصب البصري (انظر 3.1.2).
    1. توجيه الماوس على صاحبها لذلك تقع أفقيا، عموديا على شق شعاع مصباح، مع رئيس في جانب واحد والذيل في الطرف الآخر. ووضع الماوس المثالي جعل البصري التصور الأعصاب أسهل بكثير بمجرد تطبيق زلة تغطية.
    2. تحويل قليلا الماوس لذلك هو في ~ 170 درجة زاوية مع رئيس أقرب إلى مشغل الليزر.
    3. تأكد من أن الفأر هو أقرب ما يكون إلى شق مصباح، ومع ذلك لا يزال في وضع يمكنها من حيث أنها مستقرة وأين سوف يد المشغل لديها مساحة كافية للتلاعب على ما يرام.
  2. بعد وضع الماوس بشكل مثالي، وضع قطرة واحدة من حل مصطنعة المسيل للدموع على 25 ملم × 25 ملم الزجاج ساترة.
    1. وضع قطرة واحدة من حل مصطنعة المسيل للدموع على مقابل الفأرالعين osite - ورطب هذا سيضمن العين وتشكيل مساعدة تأخير إعتام عدسة العين.
  3. عقد الزاوية ساترة بين الإبهام والأصابع مؤشر. موقف بحيث يتم ضغط الزجاج بين نصائح كل من الأصابع.
  4. بلطف التفاف ثلاثة أصابع المتبقية حول جسم الحيوان لدعم وتثبيت اليد. موقف اليد بحيث ساترة الزجاج يمكن وضعها بسهولة على العين الفأر.
    1. مما لا شك فيه أن المعصم يستقر على سطح ثابت من أجل الحد من ناحية الزلزال.
  5. مرة واحدة يتم الحصول على وضع مستقر، اضغط بعناية ساترة الزجاج (مع قطرة المسيل للدموع مصطنعة لا يزال الالتزام) على العين الفأر.
    1. تأكد من وضع ساترة كما عمودي ممكن لشعاع الليزر لمنع شعاع الليزر مبعثر أو التأمل. تعمل ساترة كما العدسات اللاصقة لشد القرنية.
  6. ننظر من خلال المصباح الشقي ومع يد التركيز تبديل الاتحاد الوطني للعماليمكن تصور الشبكية ايل. سوف الشبكية لديها ضوء أصفر / أحمر اللون اعتمادا على الموقع تصور، ومتميزة، والسفن الحمراء تكون مرئية.
  7. ببطء وبعناية التلاعب رئيس الماوس و / أو ساترة حتى تصور العصب البصري. والعصب البصري يكون أصفر اللون مع سفن متعددة يشع منه.
  8. مرة واحدة وقد أكد مشغل التصور من العصب البصري، بدوره على الليزر التركيز شعاع.
  9. مرة واحدة وقد تحولت شعاع الليزر على، والمناورة ليزر تركز شعاع إلى الموضع المطلوب (حوالي 1 قرص قطره من العصب البصري).
  10. تركيز شعاع الليزر على RPE من قاع العين. ويتحقق الخشوع عن طريق الحصول على أشد وأوضح شعاع الليزر. إذا تهدف شعاع يبدو بيضاوي أو خارج التركيز، تبديل التركيز المصباح الشقي أو إعادة الموقف من الزجاج ساترة.
  11. بمجرد تركز شعاع تهدف على RPE، والشروع في إدارة يزر باستخدام الزناد القدم الليزر.
    1. تأكد من تجنب الأوعية الشبكية لمنع بالعين انهmorrhage.
  12. مشاهدة لظهور فقاعة على الفور بعد تناوله ليزر. يجب أن تكون الخطوط العريضة للطلقة ليزر واضحة وليس ضبابي بأي شكل من الأشكال.
    1. إذا لم يكن نتيجة اطلاق النار ليزر في تشكيل فقاعة، أو مجال تأثير تبدو ضبابية (ظهور غائم مع غير واضحة الحدود الدائري مقابل واضح، حدود محددة تماما من تأثير ناجح)، أو إذا كان ينظر إلى نزيف بعد تناوله ليزر، لا وتشمل هذه الآفات لتحليل المستقبل.
  13. كرر الخطوات 3،10-3،12 لجميع المواقف المطلوبة CNV (عادة في 3 و 6 و 9 و 12 وظيفة الساعة حول العصب البصري). إذا تم تطبيق الحث الليزر على نفس المسافة تقريبا من العصب البصري، وينبغي ألا يكون من الضروري إعادة التركيز. ولكن نظرا لانحناء قوي للعين الماوس والاختلافات الصغيرة التي قد تكون موجودة في شبكية العين، إعادة تركيز شعاع قد يكون من الضروري بين الإدارات الليزر متتالية.
  14. سجل في دفتر الموقع ونتيجة لهإدارة منظمة العمل ضد الجوع طلقة ليزر ونتيجة (ناجحة، ضبابي، والنزف، الخ.) من كل طلقة تدار للعين. تأكد من وضع الليزر في وضع الاستعداد عندما لا تكون قيد الاستعمال.
  15. كرر 3،1-3،14 عن الماوس، العين الأخرى، إذا لزم الأمر، وذلك باستخدام الجانب المعاكس لتحقيق الاستقرار وساترة جديدة.
  16. بعد تدار عن طلقات الليزر المطلوب، إيقاف الليزر وطولية مصباح.
  17. تجاهل ساترة ومكان الماوس على أكثر دفئا للتعافي من التخدير. ظاهريا فحص العين عن أي ضرر ووضع قطرة من محلول المسيل للدموع اصطناعية للحفاظ على العين رطبة وربما منع تطور الساد في المستقبل. عند انتعاش الماوس من التخدير، والعودة إلى القفص.
تركيز المحلول (ملغ / مل) 20
AVERTIN AVERTIN AVERTIN XYL / KET XYL / KET
الماوس الوزن (ز) جرعة (ملغ / كغ) التخدير جرعة (مل) جرعة (ملغ / كغ) التخدير جرعة (مل)
15 250 20 0.1875 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.15
16 250 20 0.2 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.16
17 250 20 0.2125 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.17
18 250 20 0،225 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.18
19 250 20 0.2375 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.19
20 250 20 0.25 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.2
21 250 20 0.2625 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.21
22 250 20 0.275 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.22
23 250 20 0.2875 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.23
24 250 20 0.3 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.24
25 250 20 0.3125 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.25
26 250 20 0،325 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.26
27 250 0.3375 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.27
28 250 20 0.35 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.28
29 250 20 0.3625 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.29
30 250 20 0.375 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين 0.3

الجدول 1: XyIKet الجرعة الرسم البياني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكمي للآفات CNV لا يمكن أن يؤديها من خلال تحليل choroids مسطحة شنت باستخدام المناعي تلطيخ لتسمية السفن CNV. طريقتين يعملون في معظم الأحيان من إعداد الأنسجة هي العلامات FITC-ديكستران، يتم عن طريق نضح فورا قبل التضحية بالحيوانات، أو بعد الوفاة المناعية تلطيخ مع علامة الخلية البطانية. كل من هذه الأساليب قد تم وصفها سابقا بالتفصيل 13،14،21، أرقام 1 و 2 عرض أمثلة لكل منهما، على التوالي. بعد متحد البؤر اقتناء صورة مجهرية، إما المنطقة (2-الأب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هناك عوامل متعددة يمكن أن تؤثر على تسليم الليزر والناتجة عن تطوير الآفة CNV بعد نجاح الليزر الاستقراء. يجب السيطرة على هذه العوامل لوموحدة من أجل الحصول على النتائج الأكثر موثوقية. والأكثر أهمية من هذه العوامل هي اختيار الماوس (النمط الجيني والعمر والجنس)، واختيار مخدر، وضبط الليزر.

يمكن للنموذج الفأر المحددة المستخدمة لها تأثير كبير على مسار التنمية CNV. التركيب الوراثي الأكثر استخداما هو الماوس C57BL / 6. البائ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يود المؤلفون أن يعرب عن تقديرهم لجوناثان تشو ، دكتوراه في الطب لمساعدته في إعداد وتحرير المخطوطة النهائية و Wenzhong Liu لبيانات OCT. نود أيضا أن نعرب عن تقديرنا للدعم المقدم من منحة أبحاث جمعية البقعة (AAF) ، والدعم من منحة غير مقيدة لجامعة نورث وسترن من Research to Prevention Blindness، Inc. ، نيويورك ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية ، والدعم من NIH-EY019951.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
532 نانومتر (أخضر) ليزر أرجون للعيونIRIDEXGLxيمكن استخدام أي ليزر أرجون عيون 532 نانومتر (أخضر)
مصباح شقيCarl Zeiss30SL-Mيمكن استخدام أي مصباح شقي طالما أنه متوافق مع الليزر
ثلاثي البروم الإيثانولSigmaT48402-25Gالمستخدم في صنع
كحول ثلاثي الأميلSigma152463-1Lيستخدم في صنع التخدير
قوارير زجاجية كهرمانية + حواجزWheatonWH-223696تخزين ثلاثي البروم الإيثانول
VWR82003-820متفرقات   ؛
1٪ تروبيكاميدفالكون للمستحضرات الصيدلانيةRXD2974251تمدد الحدقة
0.5٪ تيتراكائين هيدروكلوريدألكون& nbsp ؛ 0065-0741-12التخدير الموضعي
الدموع الاصطناعية Alcon  58768-788-25بالترطيب
(لتدفئة)كينت ساينتفيكHTP-1500تستخدم للحفاظ على
وسادة تسخينكينت ScientificTPZ-0510EAتحافظ على درجة حرارة جسم
30 جم إبر الأنسولينBD328418IP مقياس حقن التخدير
الأمريكي مقياس الوزنAWS-1KG-BLKوزن الماوس
زلة الغطاء (25 مم × 25 مم)VWR48366089تسطيح القرنية لتصور شبكية العين الفأرية
الزيلازينالتي تم الحصول عليها من المؤسسةالكيتامين
التخدير الذي تم الحصول عليه من المؤسسة
VolocityPerkinElmerالمستخدمة لإعادة البناء الحجمي
ImageJالمعاهد الوطنية للصحةالمستخدمة لتحليل الصور
يمكن استخدام للتخدير مناديل مناديل مضخة العلاج الحراري درجة حرارة جسم

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. Age related macular degeneration. Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).
  2. Congdon, N., et al. Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States. Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).
  3. Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. Age-Related Macular Degeneration. NEJM. 358, 2606-2617 (2008).
  4. Poor, S. H., et al. Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation. IOVS. 55, 6525-6534 (2014).
  5. Ryan, S. J. The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration. Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).
  6. Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization. IOVS. 31, 899-908 (1990).
  7. Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. Animal models of age related macular degeneration. Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).
  8. Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization. Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).
  9. Zeiss, C. J. REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth. Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).
  10. Tobe, T., et al. Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model. Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).
  11. He, L., Marneros, A. G. Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar. Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).
  12. Hoerster, R., et al. In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).
  13. Jawad, S., et al. The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model. IOVS. 54, 5959-5970 (2013).
  14. Lambert, V., et al. Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice. Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).
  15. Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3578-3585 (2003).
  16. Espinosa Heidmann, D. G., et al. Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 44, 3586-3592 (2003).
  17. Giani, A., et al. In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography. IOVS. 52, 3880-3887 (2011).
  18. Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization. IOVS. 41, 3158-3164 (2000).
  19. Reich, S. J., et al. Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model. Molr Vis. 9, 210-216 (2003).
  20. Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor. IOVS. 41, 3582-3589 (2000).
  21. Claybon, A., Bishop, A. J. R. Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium. JoVE. , 2563(2011).
  22. Espinosa-Heidmann, D. G., et al. Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization. IOVS. 43, 1567-1573 (2002).
  23. Zhu, Y., et al. Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization. PLoS ONE. 9, e94743(2014).
  24. Weinstock, M., Stewart, H. C. Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens. British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).
  25. Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice. Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة