مقالة منهجية

خطوة بالبروتوكول الخطوة لجراحة تحت الشبكية في الأرانب

DOI:

10.3791/53927

⸱

سبتمبر 13, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, University of Bonn, 2Department of Ophthalmology, National University of Singapore, 3Geuder AG, 4Department of Ophthalmology, University of Münster, 5Section on Epithelial and Retinal Physiology and Disease, National Eye Institute/National Institutes of Health, 6Surgical Retina Department, Singapore National Eye Centre

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في شبكية العين الظهارة الصبغية (RPE) تعتبر بديلا الاستراتيجيات والعلاج الجيني لعدة ظروف التنكسية الشبكية. للترجمة السريرية، يطلب من النماذج الحيوانية عين الكبيرة لدراسة التقنيات الجراحية المطبقة في المرضى. هنا نقدم نموذجا أرنب لعملية جراحية تحت الشبكية الموجهة نحو زرع RPE، التي هي متعددة وفعالة من حيث التكلفة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

عمر بتحلل البقعة الصفراء (AMD)، والتهاب الشبكية الصباغي، وغيرها من الأمراض ذات الصلة RPE هي الأسباب الأكثر شيوعا لفقدان لا رجعة فيها البصر عند البالغين في البلدان المتقدمة صناعيا. يبدو RPE زرع أن يكون العلاج واعد، لأنها قد تحل محل RPE مختلة وظيفيا، واستعادة وظيفتها، وبالتالي الرؤية.

نحن هنا تصف طريقة لزرع أحادي الطبقة RPE مثقف على سقالة في الفضاء تحت الشبكية (SRS) من الأرانب. بعد أن تم تسليم xenotransplants استئصال الزجاجية في SRS باستخدام مطلق النار حسب الطلب تتألف من فوهة معدنية 20 عيار مع المكبس المغلفة تترافلوروإيثيلين (PTFE). هذه التقنية الحالية تطورت في أكثر من 150 عملية جراحية أرنب أكثر من 6 سنوات. بعد الجراحة المتابعة يمكن الحصول عليها باستخدام غير الغازية ومتكررة في مجال التصوير فيفو مثل مجال الطيفي الضوئي المقطعي التماسك (SD-أكتوبر) تليها الأنسجة الثابتة الارواء.

عشرطريقة البريد لديها خطوات واضحة المعالم لسهولة التعلم وارتفاع معدل النجاح. تعتبر الأرانب العين نموذج حيواني فائدة كبيرة في الدراسات قبل السريرية للترجمة السريرية. في هذا السياق الأرانب هي بديل فعالة من حيث التكلفة وربما مريحة لنماذج حيوانية عين الكبيرة الأخرى.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

، الضمور البقعي المرتبط بالعمر (AMD) هو السبب الأكثر شيوعا لضعف البصر لدى البالغين الذين تتراوح أعمارهم بين 50 أو كبار السن في الدول المتقدمة صناعيا، لأنه يسبب فقدان الرؤية المركزية. حوالي 15٪ من هؤلاء المرضى يعانون من شكل "الرطب" من هذا المرض، والتي تنبع من اتساع الأوعية الدموية المشيمية ويعطل وظيفة شبكية العين 1. هذا البديل يمكن علاجها عن طريق العلاج فعال للغاية مع تكرار الحقن داخل الزجاجية المخدرات antiangiogenic 2. ومع ذلك، فإن الغالبية العظمى من المرضى (~ 85٪) يعانون من شكل جاف، التي تتميز الودائع خارج الخلية (على سبيل المثال، براريق شفافة) تحت الظهارة الصبغية الشبكية (RPE). هذه الودائع تسبب ضعف RPE يؤدي إلى ضمور الشبكية في البقعة. ونظرا لعدم وجود أي خيارات علاجية العلاجية، تطورت AMD في حقل الأبحاث بشكل مكثف النامية، حيث يتم اختبار العديد من الطرق العلاجية العلاجية المختلفة. الجراحية استبدال RPE هوواحدة إمكانية المستقبل جذابة لهزيمة هذا المرض الموهن 3.

ذاتي زرع RPE تحت الشبكية محل RPE مختلة أو فقدت في البقعة، ولديه القدرة على استعادة وظيفة فسيولوجية لها 4-9. وكان لهذه التقنية الجراحية انفراجة مع وضع بروتوكولات RPE التمايز من الخلايا الجذعية الجنينية البشرية (HESC) والتي يسببها الخلايا الجذعية المحفزة (IPSC)، مما يتيح للعالم مصدر خلية غير محدود من RPE لزرع 10. ومن المسلم زرع RPE الآن كتطبيق جذابة الأول في الإنسان عن الخلايا الجذعية المستمدة العلاجات. تقدم العين الوصول جراحية ممتازة ومتطورة في أدوات الرصد الجسم الحي 11-13.

لزرع RPE، طريقة واحدة هي مع التسليم مينيملي يستخدم تعليق الخلية، بدلا من ذلك، للحفاظ على أفضل الخصائص RPE وظيفة زرع، فاي آرتي SUBSTR CIAL الناقلويجري النظر آتش (السقالات) لاستبدال RPE 4،14،15. مطلوبة نماذج حيوانية كبيرة من أجل التحقق من قبل السريرية، بعد معلومات تقنية مفصلة على التعامل مع الحيوانات وتقنية جراحية مفقود حتى الآن 16-23.

نحن وغيرنا 11،24 على الرغم من بعض الأدلة التي تثبت العكس 25، يقترح استخدام الركيزة الناقل بعد مرنة جامدة لأنها توفر معالجة أكثر أمانا، ويحافظ على سلامة أحادي الطبقة وظيفة. مع مرور الوقت اختبرناها عدة أدوات مصممة خصيصا والتقنيات المساعدة لزرع الخلايا حاملة زرع RPE تدعمها في الفضاء تحت الشبكية (SRS). نحن استخدمت تسجيلات الفيديو أثناء العملية، في الجسم الحي تنظير العين المسح بالليزر جنبا إلى جنب مع نطاق طيفي التصوير المقطعي التماسك البصري (سلوفاكيا / SD-أكتوبر)، والأنسجة لتقييم مدى نجاح زرع 14،26،27. هنا نقدم توصية الحالية لدينا لزراعة RPE تحت الشبكية في الأرانب،والتي تم اختبارها في 5 سلالات الأرانب مختلفة، 7 المواد الناقل خلية ومصادر خلية 4 RPE في أكثر من 150 إجراءات.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أخلاقيات التعامل مع الحيوانات في البحوث العيون: حصلنا على الموافقة من لجنة أخلاقيات كلية الطب، جامعة بون، والالتزام بالمبادئ التوجيهية ذكرت جمعية للبحوث في الرؤية والعيون (ARVO). وعلاوة على ذلك، تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل السلطات التنظيمية ولاية شمال الراين وستفاليا. عقدت الحيوانات في الداخل في مرفق متخصص في غرفة مكيفة الهواء مع درجات حرارة تتراوح بين 18-20 درجة مئوية، والتعرض لضوء النهار العادي، في أقفاص فردية موحدة مع حرية الوصول إلى الغذاء والماء.

ملاحظة: لضمان الحيوانات تقارب المنطوق، ويتبع لائحة الهدافين صحة الحيوان الذي يتضمن معايير استبعاد الحيوان نهائي التالية: 20٪ خسارة الوزن مقارنة الوزن على القبول. زرقة واضح للحيوان. الرعشات حيوان، له تشنجات أو لا يمكن أن تتحرك في التنسيق؛ . ترنح / تنمل، على سبيل المثال، يشل. اللامبالاة. تشويه المدقع السيارات (الجروح الجلدية، وأطرافه المقطوعة).

1. صك التعقيم

  1. وضع الأدوات التي يمكن إعادة استخدامها في حمام بالموجات فوق الصوتية.
  2. إضافة 500 مل من الماء المقطر و 2 مل من مطهر الصك.
  3. أدوات نظيفة باستخدام وظيفة الاجتياح لمدة 15 دقيقة.
  4. إزالة الأدوات من حمام بالموجات فوق الصوتية وشطفها جيدا باستخدام الماء المقطر لمدة 5 دقائق.
  5. إدراج الصكوك في الأوتوكلاف واستخدام البرنامج العادي (تعقيم الأدوات تحت 121 درجة مئوية لمدة 20 دقيقة).

2. إعداد صك

  1. إنشاء والحفاظ على مجال معقم، من خلال العمل في غرفة مغلقة، وارتداء الدعك الجراحية، وقناع وتغطية الشعر. تطهير اليدين قبل ارتداء القفازات الجراحية المعقمة. لنهج مفصل، انظر 28.
  2. وضع الأدوات المعقمة على ثنى العقيمة.
  3. ضع 1 مل حقنة مليئة 40 التريامسينولون ملغ تعلق على إبرة 27 G للحقن، و 10 مل حقنة مع محلول ملحي الرصيد (BSS)، و 5 مل حقنة سزيوت التشحيم و على الستارة.
  4. ضع 3-0 الحرير، 7-0 vicryl والعصي العين (لوقف الملتحمة / صلبوي النزيف)، والإسفنج الاعصار شاش، الجرح شرائط إغلاق (ليحملق طرف الأنبوب الزجاجي)، والثريا endoillumination أسلاك الألياف على الستارة.
  5. بسط 25 G الثريا endoilluminator والاتصال الرشاشة الخفيفة باستخدام تقنيات معقمة (راجع الخطوة 2.1). ربط مجموعة استئصال الزجاجية بما في ذلك سرعة عالية vitrector وبخاخ كاسيت إلى جهاز استئصال الزجاجية باستخدام تقنيات معقمة (راجع الخطوة 2.1).
  6. فتح 500 مل زجاجة BSS وربط حل لبخاخ كاسيت وفقا لتعليمات الشركة الصانعة.

3. إعداد التخدير وتحديد المواقع من الحيوان

  1. وزن الحيوان لضمان دقة جرعة الدواء.
  2. إعداد العضلي (IM) التخدير باستخدام 1 المحاقن مع 27 G إبرة تحتوي على 0.35 ملغ / كغ من الكيتامين و 0.25 ملغ / كغ medetomidine للبداية. الوجه حقنة لخلط.
  3. إعداد 2 المحاقن مع 1/3 رانه الجرعات للحفاظ على التخدير أثناء العملية.
  4. تحضير حقنة تحتوي على 20 مل من 5٪ محلول الجلوكوز و 18 G إبرة للحقن تحت الجلد كبديل التسريب في الوريد.
  5. منح 3 × 1 قطرة للعين حدقي توسعي قطرات قبل استئصال الزجاجية للتوسع بؤبؤ العين.
  6. أرنب غطاء مع بطانية لتهدئة قبل حقن التخدير، وضخ في أطرافهم هند (الألوية العضلات) والتدليك حول موقع الحقن لمدة 30 ثانية.
    ملاحظة: الطلقة الأولى من IM التخدير تستمر حوالي 1-2 ساعة. اعتمادا على حجم الأرنب والتسامح المخدرات، طبقة الدهون، والإجهاد ودرجة حرارة الجسم. في أول بادرة من التخدير تتلاشى هو رأرأة (يجب أن يتم مراقبتها من قبل الجراح)، والحقن اللاحقة الماضي حوالي 30 - 45 دقيقة.
  7. تأكيد التخدير المناسبة، من خلال التحقق من التنويم المغناطيسي، وضعف المنعكسات، تسكين واسترخاء العضلات للحيوان.
  8. إعطاء حقن تحت الجلد (حزب العمال. 3.3) في حظيرة الرقبة الجلد، وبمجرد أن الأرنب هو فاقد الوعي.
  9. إضافة methylcزيوت التشحيم ellulose كل 5-10 دقيقة في العين تشغيلها، إضافة زيوت التشحيم والشريط الجفن في العين غير تشغيلية.
  10. وضع الأرنب غطت على طاولة الجراحة رايات مع غطاء مثل غطاء القطن في الموقف الأمثل (الأنف مرتفعة قليلا من خلال قالب من بطانية، لذلك هو مستوى مع سطح العين) تحت الميكروسكوب الجراحي. محاذاة العين عمودي المجهر الهدف.
  11. ضمان المناسبة درجة حرارة الجسم الأساسية باستخدام مقياس الحرارة المستقيم (سوائية الحرارة 39 ± 1 درجة مئوية) 29.
  12. الرموش قطع باستخدام مقص (بعض مرهم على شفرة) للحد من الالتهابات بعد العملية الجراحية.
  13. تطهير العين باستخدام 2-3 قطرات من 0.1 جم / مل بوفيدون اليود موضعيا لمدة 1 دقيقة ويشطف معقمة BSS.
  14. تغطية العين مع ثنى العقيمة مع قبل قطع فتحة في الوسط، للعين ومن ثم تغطية مع (لزجة) شق جراحي ثنى 12 × 17 سم.

4. استئصال الزجاجية

  1. Proptose والعين آمنة مع 3-0 الحرير تستخدم الجردالفرجار erted، وإجراء peritomy الملتحمة.
    1. شق الملتحمة مع مقص vannas قريبة من حوف ولكن الآن ما يكفي من الأوعية الدموية (~ 1 مم المسافة).
    2. تشريح الملتحمة من خلال إنشاء "T-قطع". أولا توسيع peritomy مع بالتوازي مقص لحوف ثم شق الملتحمة عموديا في شكل "T" لحوالي 6-7 ملم. بعناية فصل الملتحمة بصراحة.
  2. إجراء بضع الصلبة باستخدام شفرة 23 G microvitreoretinal (MVR) في 08:00 على العين اليمنى / OD (04:00 على العين اليسرى / OS) عن طريق إدراج بعناية طرف حاد النصل في الاتجاه نحو العصب البصري. ببطء التراجع عن شفرة في نفس الاتجاه وتجنب توسيع بضع الصلبة.
  3. إدراج والجانب خياطة مخصصة ميناء التسريب قنية 27 باستخدام خياطة 7-0 الحرير ومجموعة ضغط العين (IOP) في 24 مم زئبق.
  4. إجراء بضع الصلبة مع 25 G رئيس شقة مبزل في 02:00 على OD (10 س '، على مدار الساعة على OS) مماثلة إلى الخطوة 4.2.
  5. إدراج 25 G ضوء الثريا في مبزل رئيس شقة، يحملق مع شريط لاصق وتشغيل مصدر الضوء في كاليفورنيا. 30٪.
  6. إذا لزم الأمر، وإزالة ظهارة القرنية ذمي باستخدام مشرط رقم 20 لأفضل تصور العين.
  7. إجراء بضع الصلبة مماثلة إلى الخطوة 4.2 في 10:00 على التطوير التنظيمي (02:00 على نظام التشغيل)، (قبل) مكان 7-0 خيوط حول بضع الصلبة دون ربط عقدة على شكل حرف U، وإدراج استئصال الزجاجية قطع الحافة.
  8. بدء استئصال الزجاجية 30 حول ميناء الدخول، ثم يستمر على القرص البصري والنخاعية الألياف باستخدام سرعة عالية vitrector عن طريق قطع النكتة الزجاجي إلى قطع صغيرة في أقصى. 2000 - 3000 تخفيضات / دقيقة، والشفط في حد أقصى. 200 مم زئبق باستخدام برنامج إعداد معلمة ذكر الجهاز استئصال الزجاجية (الجدول 1)
  9. إجراء انفصال الجسم الزجاجي الخلفي (PVD) عن طريق الفصل بين النكتة الزجاجي من شبكية العين من خلال عقد عالية vitrector سرعة فوق القطب الخلفي لالثانية (إذا كان ذلك ممكنا بلطف) متفوقة من القرص 31 بينما الشفط فقط كحد أقصى. 200 مم زئبق بدون تقطيع.
  10. حقن كاليفورنيا 50 ميكرولتر (20 ملغ) التريامسينولون أو فلوريسئين المخفف (حوالي 0.1 ملغ / مل) intravitreally لتصور وتسهيل (بالقرب من الكل) إزالة الجسم الزجاجي تطفو فوق القطب الخلفي وأوسط قاع العين خلال استئصال الزجاجية. تجنب العبور تحت العدسة. ويوصى تسنن أن يحلق زجاجي الطرفية من قبل مساعد (المهرة) إذا كان المطلوب دكاك الغاز.
  11. إضافة 20 وحدة / مل الهيبارين وادرينالين 0.5 ملغ إلى تركيز النهائي من 0.001 ملغ / مل في حل ضخ BSS بالتوازي أو بعد خطوة 4.10.
    ملاحظة: كما لا يتم حقن الهيبارين / الادرينالين داخل العين يتم تأخير آثارها بالاعتماد على معدل تدفق ضخ.

5. تحميل مطلق النار

ملاحظة: العمل الموصوف هنا لا تندرج تحت مبادئ إعلان هلسنكي. انها لا تنطوي على المرضى من البشر. هنا، ستاتم عزل خلايا ndard RPE من العين البشرية الجنين، مثقف ومتباينة على غير المصقول البوليستر 10 ميكرون سميكة (PET) إدراج وفقا لدينا بروتوكول نشرت سابقا 14. تم الحصول على إذن للعمل مع المواد الجنين البشري من لجنة الأخلاق من جامعة بون. بدلا من ذلك، تم شحن [هس-RPE من المختبر Skottman (مخطوطة في الإعدادية.)، حيث تم مثقف أنها وفقا للتقنية وصفها Vaajasaari وآخرون 32؛ لهذه الخلايا تم الحصول على إذن من معهد كوخ R.، برلين، ألمانيا.

  1. شطف ثقافة الخلية قبل إعداد 3X زرع مع BSS الصف العيون.
  2. ملء طبق ثقافة الخلية القياسي (100 × 20 ملم) مع 10 مل العيون BSS الصف.
  3. إضافة إدراج الثقافة خلية في BSS ومركز الطبق تحت المجهر الضوئي.
  4. لكمة من زرع 2.4 خ 1.1 ملم مع ذلك، البيضاوي، وإبرة حادة حسب الطلب للحصول على شقة، الركيزة على شكل حبةمع اثنين من حواف طويلة واثنين من حواف مستديرة.
  5. الفيضانات بلطف الإبرة من خلال المنفذ الثاني مع BSS لاخراج عملية الزرع في BSS شغل مركز التحميل حسب الطلب (الشكل 1).
  6. قطع اختياريا نهاية جولة واحدة من زرع (<0.5 مم)، فقط للحصول على حافة الثالثة.
  7. تأكد من أن عملية الزرع هو في الاتجاه الصحيح من خلال ضمان أحادي الطبقة هي الصاعدة على الناقل الخلية. لتغيير المواقع بعناية استخدام اثنين من المشارط.
  8. دفع زرع بلطف وبشكل كامل في الصك مطلق النار باستخدام حامل الإبرة حتى يتم تأمين كل من زرع داخل الحافة. يجب أن تظل المكبس تراجع.
  9. الحفاظ على "تحميل" طرف مطلق النار في محطة تحميل تحت BSS حتى لحظة الزرع.

6. غرس

  1. الاقتراب الشبكية العصبية مع للتمديد 41 G إبرة الحقن تحت الشبكية متصلة حقنة gastight (ضمان أن تم إجلاء جميع فقاعات الهواءمن أنابيب!).
  2. حقن BSS (مع الكالسيوم والمغنيسيوم / CM) subretinally وبالتالي خلق انفصال الشبكية فقاعة (BRD) حوالي 2-3 قرص قطره (DD). اثنين BRD في العين يمكن أن تثار بأمان.
  3. تكبير retinotomy إلى 1.5 ملم مع الرأسية 23 G VR-مقص. الفضاء تحت الشبكية متاح للزرع أو مزيد من المناورة الآن.
  4. تمديد بضع الصلبة (بالضبط) مع 1.4 ملم شق سكين إلى 20 نهج G.
  5. محاولة تمر عبر بضع الصلبة باستخدام 20 G مطلق النار دمية، وتوسيع حسب الحاجة لضمان الانتقال السلس وبعد دافئ من مطلق النار الذي تم تحميله.
  6. تمر مع مطلق النار تحميل 27 خلال بضع الصلبة مثالي على 24 مم زئبقي.
  7. نهج retinotomy حافة وإخراج الزرع subretinally من موقع فوق الشبكي.
  8. ضبط عملية الزرع مع 23 G مقص، ملقط نصف مغلقة أو 41 G الإبرة للتأكد من وضعه بشكل جيد تحت retina- معقولة بعيدا عن retinotomy.

7.إنهاء عملية

  1. إزالة 25 G الثريا وقنية الحقن في الوريد.
  2. خياطة جميع sclerotomies.
  3. ضخ 25 ميكرولتر (10 ملغ) التريامسينولون قبل بضع الصلبة 08:00 (قبل خياطة بضع الصلبة الماضية).
  4. تحقق / ضبط IOP بالجس وحقن BSS عبر 30 G إبرة / المحاقن، وإذا لزم الأمر.
  5. الملتحمة خياطة مع 7-0 vicryl.
  6. إزالة proptosing 3-0 حبال الحرير ببطء (تجنب عميقة الضفيرة الوريدية المدارية!).
  7. إضافة ديكساميثازون / مرهم مضاد حيوي تحت الغطاء.
  8. موقف لمدة 1 ساعة مغطاة بطانية مع العين تعمل تواجه حتى (ث / س الغاز)، أو إلى أسفل (مع الهواء / غاز).
  9. لا تترك الحيوانات غير المراقب حتى يستعيد وعيه كافية للحفاظ على رقود القصية.
  10. لا نقل الأرانب قبل التخدير يتلاشى تماما، وهذا يمكن تسريع عن طريق حقن medetomidine عكس وكيل يساوي مبلغ medetomidine معين.

8. بعد العملية رعاية الحيوان

  1. احتفظالأرانب تحت ظروف مناسبة (درجة الحرارة، والضوء، والغذاء والماء والفضاء، الخ.) والمراقبة الدقيقة في مرفق متخصص.
  2. التأكد من أن الحيوان راحة، أي، أي فترات طويلة من المواد الغذائية أو الحرمان من الماء.
  3. ابحث عن أي جروح أو إصابات، وخصوصا على مواقع الحقن.
  4. تبقى الجروح الجافة لمنع العدوى. إعطاء المضادات الحيوية عند الاشتباه بالمرض: ديكساميثازون 1 ملغ / غ، بالنيوميسين سلفات 3500 وحدة دولية / ز، بوليميكسين ب سلفات تم تطبيق 6000 وحدة دولية / ز مرهم مرتين يوميا لمدة 1 أسبوع بعد العملية الجراحية على سطح العين.
  5. إضافة ديكساميثازون / مرهم مضاد حيوي لمدة 7 أيام القادمة بعد العملية الجراحية مرتين يوميا لأفضل تجديد سطح العين وتقليل الألم بعد العملية.
  6. إعطاء المسكنات النظامية (Carprofene 4 ملغ / كغ مرتين يوميا) لمدة 48 ساعة الأولى.
  7. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على رقود القصية.
  8. لا عودة حيوانخضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.
  9. لا تعرض الحيوانات لضيق لا لزوم لها.

9. سلوفاكيا / SD-أكتوبر الإرشاد

  1. إعداد وحقن العضل (IM) التخدير باستخدام 1 المحاقن مع 27 G إبرة تحتوي على 0.175 ملغم / كغم من الكيتامين و 0.125 ملغم / كغم من medetomidine للبداية. الوجه حقنة لخلط.
  2. إضافة مواد التشحيم كل 5 دقائق على الأقل لترطيب العين والمحافظة اضح SD-أكتوبر التصوير، واختياريا يمكن استخدام العدسات اللاصقة المخصصة.
  3. إرفاق منصة الصلب لمسند الرأس لتحقيق الاستقرار الحيوان في الموضع المطلوب.
  4. وضع الأرنب على منصة الصلب، وضع عينه عمودي على التحقيق.
  5. عقد رئيس الأرنب من أسفل عظم الخد (mandibula) تجنب القصبة الهوائية.
  6. إمالة الرأس الحيوان بنحو 45º نحو SD-أكتوبر التحقيق لتحسين زاوية عرض على عملية الزرع.
  7. استخدام عدسة 30 درجة والمعلمات التالية لاختيارآي مال أكتوبر التصوير [HS]: 30 درجة إعدادات سطر واحد يمسح مع وضع ART المقرر أن 100 (المتوسط) و 20 × 20 إعدادات درجة لاجراء الفحوصات حجم مع وضع ART المقرر أن 15؛ ليس مطلوبا وضع عالية الدقة.
  8. استخدام سلوفاكيا انعكاس الأشعة تحت الحمراء التصوير للعثور على المستوى البؤري للزرع (الشكل 2A)؛ يتم التوصل إلى التركيز الأمثل عند (كل) حواف حادة زرع 14.
  9. إضافة ديكساميثازون 1 ملغ / غ، بالنيوميسين سلفات 3500 وحدة دولية / ز، بوليميكسين ب سلفات 6000 وحدة دولية / ز مرهم تحت غطاء عند الانتهاء.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وتظهر النتائج من الطريقة الموصوفة لزرع تحت الشبكية في الجدول رقم 2. Engraftment يقضي بأن الشبكية نسبة نجاح كاليفورنيا 61٪ عندما تم إجراء استئصال الزجاجية الأساسية وارتفعت إلى 76٪، عندما كان المستحث انفصال الجسم الزجاجي الخلفي. وتشمل هذه الأرقام كاليفورنيا 21٪ من الحيوانات الذين لقوا حتفهم إما اثناء العمليات القيصرية أو في أول 3 أيام بعد الجراحة. هذه التقنية يمكن استخدامها لزرع اثنين من السقالات في المناطق الشبكية المختلفة في عين واحدة في وقت واحد.

خضعت الأرانب بعد العملية الجراحية المجراة متابعة باستخدام SD-أكتوبر ومعالجة نسيجية كما وصفها ستانزيل وآخرون. 27 (الشكل 2). الشكل. يظهر 2A المسح منظار ليزر صورة انعكاس الأشعة تحت الحمراء من RPE مثقف زرعها على غشاء البوليستر (PET) بعد زرع غير معقدة. الهالة حول زرع يتوافق مع مبصرة ضمور الشكل. يظهر 2B المقابل SD-أكتوبر، لاحظ شبكية العين، طبقة النووية أساسا الخارجي (ONL) رقيق، الفرقة عاكسة المفرط على SD-أكتوبر فوق الزرع، في حين أن الشبكية العصبية المجاورة لزرع معارض شبه طبيعية العصابات التفكير. وتشير هذه النتائج إلى تسليم ارضحي الشكل. يظهر 2C Hematoxiline / يوزين (H / E) وصمة عار للزرع الذي يظهر ندبات تحت الشبكية وضمور ONL حول الموقع retinotomy المرجح نتيجة التلاعب علاجي المنشأ، طبقة الصباغية بعد عدم انتظام المجاورة خلال PET. ظهر غشاء بروك تحت الزرع أيضا لتكون متجاورة، والمشيماء الشعيرية يحتوي على بعض الكريات الحمراء المتناثرة. هذه نتيجة المورفولوجي قابلة للمقارنة إلى SD-أكتوبر وتعزز فرضية تسليم ارضحي.

figure-results-1
تين لدى عودتهم 1: تحميل مطلق النار مع الإنسان IPSC-RPE مثقف على PET الناقل الخلية. أ) ويبين اللكم زرع باستخدام العرف إبرة. ب) على شكل فول-زرع قطع من زراعة الخلايا. C) لتحديد المواقع من الزرع قبل التحميل. D) تحميل من مطلق النار مع الزرع. الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم .

figure-results-2
الشكل 2: مثقف الإنسان [هس-RPE على PET الناقل خلية 4 أسابيع في الأرنب تحت الشبكية الفضاء. أ) يظهر سلوفاكيا صورة انعكاس الأشعة تحت الحمراء، والخط الأخضر ترسم المقطع العرضي هو مبين في الشكل. 2B. ب) الموافق SD-أكتوبر C) وصمة عار H / E، انظر النص أو 26،27 لمزيد من التفاصيل.ove.com/files/ftp_upload/53927/53927fig2large.jpg "الهدف =" _ فارغة "> الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

معامل ضبط مستعملة
استئصال الزجاجية 6000 تخفيضات / دقيقة
مكنسة كهرباء 200 مم زئبق
وقت الشروق 1 ثانية
هواء 24 مم زئبق
ري 24 شركة بيت إدارة المال 2 O
Diathermy 30٪

الجدول 1: إعداد معلمة للآلة استئصال الزجاجية.

استئصال الزجاجية زرع الأرانب تعمل زرع ناجحة زرع فشلت الموت معدل النجاح٪
استئصال الزجاجية الأساسي حيوان اليف 30 19 4 7 63.33
PET + RPE 70 42 12 16 60
PVD، ± بلازمين ث / PPV حيوان اليف 28 21 2 5 75
PET + RPه 22 17 2 3 77.27

الجدول 2: موجز عن آخر 150 عمليات بما في ذلك طريقة وزراعة نوع.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام نموذج أرنب، وتقدم طريقة آمنة وقابلة للتكرار للتسليم transvitreal من RPE مثقف على حاملات خلية في الفضاء تحت الشبكية بأداة مطلق النار مصمم خصيصا. يقدم الطريقة الموصوفة تقنية جراحية قصيرة / الأمثل للتعلم سهلة، لأنها تنطوي على التقنيات القياسية في استئصال الزجاجية مع المناورات تحت الشبكية. ومما يسهل النتيجة إلى حد كبير واجهة الشبكية والجسم الزجاجي نظيفة، وحقن داخل العين أن تتجنب الاضطرابات السوائل اكثر من موقع الزرع، الأمر الذي أدى فقاعة انفصال الشبكية (BRD) في IOP منخفضة، ومنع شبكية العين وتلف الصلبة من خلال جفاف، وتحديد المواقع المناسبة للأرنب.

نحذر لكن، وكما العديد من المضاعفات داخل المنطوق قد تحدث في أي وقت، مما يعوق نجاح زرع، على سبيل المثال داخل النزيف العين، والتخدير يتلاشى من خلال خطوات حيوية مثل زرع، وانهيار من BRD بسبب التلاعب أداة أو نقص الضغط في العين، صوفاة abbit المناسب لجرعات زائدة من التخدير، وانخفاض ضغط الدم خلال عملية طويلة يسبب تلف في الدماغ ميتة، أو ارتفاع الحرارة. بعد هذه المضاعفات انخفاض مع مرور الوقت حيث يتم معالجتها بسرعة أنها وحلها عن طريق زيادة خبرة الفريق الجراحي.

يمكن تخفيض بعض المضاعفات من خلال اتباع بعض بسيطة، لكنها حاسمة الخطوات. زيوت التشحيم وينبغي أن يضاف كل 5-10 دقيقة لمنع القرنية وتلف الصلبة والملتحمة خلال العملية، والحفاظ على وسائل الاعلام داخل العين واضحة، والمجففة / الصلبة اسودت قد يكون سبب تفزر الجرح، وهذا بدوره يؤدي إلى نقص الضغط في العين و / أو تسرب أثناء العملية من sclerotomies. وينبغي أن يضاف الهيبارين لمنع تشكيل الفيلم الفيبرين أن يجعل غرس تحت الشبكية بشكل خاص تحديا واضاف في وقت واحد ادرينالين للحد من نزيف تحت الهيبارين 16. مرات الهيبارين طويلة جدا / ادرينالين التعرض (> 1 ساعة) وينبغي تجنب لمنع إيدي القرنيةأماه من قبل المعاوضة البطانية 33، أزمة ارتفاع ضغط الدم أو الوفيات أثناء العملية. يجب أن يتم تنفيذ إزالة زجاجي دقيق في الصك (دخول) الميناء لتجنب شبكية العين و / أو مفارز المشيمية. وينبغي الإشارة الأدوات داخل العين باتجاه القطب الخلفي لتجنب عدسة اتصال (يسبب تشكيل الساد علاجي المنشأ) أو (دخول موقع) الضرر في شبكية العين. وينبغي أن تستخدم على الجانب الميناء ضخ قنية داخل العين، كما أنه خفف من التيار النفاث في جميع أنحاء منطقة الزرع، وبالتالي منع تمزيق غير المنضبط للretinotomy، وانهيار BRD. BRD الاستقراء في خط الوسط (محور عمودي من العصب البصري) أو بالقرب من الألياف البصرية medullar ينبغي تجنبها لمنع انفصال الشبكية علاجي المنشأ واسعة النطاق. وأخيرا، أخيرا وليس آخرا يجب أن يكون ذلك حافزا BRD في IOP منخفضة، لتجنب حقن BSS تحت الشبكية باستخدام معدلات تدفق المفرطة التي قد تؤدي إلى تلف شبكية العين (على سبيل المثال، التي تمتد).

العديد من المتغيرات دراسة مثل كاري خليةالمتغيرات ص، الجنين، الكبار أو الخلايا الجذعية المستمدة مصادر الخلايا RPE، والخيارات للمناعة، وما إلى ذلك، يمكن استكشاف 14،26،27،34. مزيد من التحسين مثل أساليب الثقافة RPE خالية من المصل، توصيف xenoRPE في الفضاء تحت الشبكية، وإزالة طبقة RPE المضيف 14 أو استراتيجيات لمرسى زرع والعمل الحالي في التقدم.

حتى الآن تم استخدام الأساليب المذكورة في 5 سلالات الأرانب مختلفة، بما في ذلك نذل شينشيلا، شينشيلا نذل / الهجينة KBL، نيوزيلندا الأبيض / الصليب الأحمر، نيوزيلندا الأبيض (البيضاء) والهولندية مربوط. وتعمل كل من ذكور وإناث الأرانب على، مع الأرانب لا يقل عن 1.5 كجم أو 2 أشهر من العمر (اعتمادا على الأنواع). وكانت معظم العمليات الجراحية على الأرانب المصطبغة (شينشيلا شرعي أو غير شرعي الهجينة شينشيلا) مع الأوزان بين 2،5-3 كغ.

يبدو كل من سلالات الأرانب وقد أتيحت لنا الفرصة للعمل مع الحصول على بعض الخصوصيات. ونظرا لexclusإيف توافر الأرانب المصطبغة من سلالة شينشيلا شرعي في ألمانيا في 2009-13، قمنا بجمع أكثر خبرة مع هذه الحيوانات. ومما يؤسف له أنه لم يعد متوفرا، منذ أن تم التوقف عن تربية، ولكن يقارن بشكل جيد للغاية لنيوزيلندا الأبيض / الصليب الأحمر باستثناء الصلبة سمكا أكثر فائدة وأحجام العين أكبر في هذه الأخيرة. شينشيلا الهجينة نذل لها تشكيل الليفين أثناء العملية هامة وتتطلب استخدام الهيبارين / ادرينالين على النحو المبين أعلاه لضمان المناورات تحت الشبكية ناجحة. كما تم تنفيذ هذا البروتوكول في الأرانب البيضاء غير الصباغية (نيوزيلندا الأبيض)، وخلق ولكن BRD بشكل خاص، وغرس تحت الشبكية هو أكثر تحديا نظرا انخفاض تقدير التباين. لم جدوى الأمر الذي أدى إلى انفصال الجسم الزجاجي الخلفي لا يبدو أرنب سلالة تعتمد في أيدينا.

ومن المرجح تسليم تحت الشبكية Transvitreal الاستراتيجية الجراحية في المستقبل الاختيار نظرا لأنه هو الأكثر بالاتصالات على الطريق في الوقت الحاضر سريريا للوصول إلى شبكية العين. ونتيجة لذلك تعرض العديد من المجموعات الأخرى مثل هذه التقنيات لRPE مثقف على الناقل يدعم في 11،15،23،35 العمل الحيوان. Aramant وآخرون. 36 يكون أداة، الأمر الذي يضع بدلا من يدفع مغلفة هيدروجيل زرع بهم لينة إلى الموقع المستهدف تحت الشبكية. تصميم تومان وآخرون. ويستخدم ملعقة جوفاء، الذي يطلق الكسب غير المشروع التي تدعمها الناقل من خلال تعويم تشغيله من خلال حقن السوائل 19. تتطلب كلا من الاستراتيجيات السابقة الإدراج تحت الشبكية من الصك، الذي من وجهة نظرنا هو أكثر عرضة للمضاعفات، بالمقارنة مع أداة appositioned epiretinally. وصف مونتيزوما وآخرون. 22 صكا الواضع تحت الشبكية لتوصيل زرع رقاقة تحت الشبكية في الخنازير ولكن لم تنشر أية أعمال أخرى منذ ذلك الحين إلى حد علمنا. لقد كنا قادرين على تمديد تقنية وصفها مع بعض التعديل لخنزير.

jove_content "> لدينا شركات الخليوي المفضلة هي 10 ميكرون سميكة البوليستر تيريفثاليت (PET) الأغشية. ومن وجهة النظر الجراحية، وهذه المواد لها المعلمات صلابة ومرونة مواتية، بالإضافة إلى تنوعها واسع خلال تجارب زراعة الخلايا. لقد وجدنا تجارب مماثلة مع tetrafluoroethylene موسع (EPTFE) 37 أو ألياف نانوية الأغشية electrospun من PET، بولي حامض اللبنيك / capronolactic (PLCL) أو بولي - اللبنيك-ك-حمض الجليكوليك (PLGA)، وكذلك ألياف نانوية مركب (PLGA أو PET) وسامسونج PET 26 عندما وتستخدم الأغشية PET مع شركائنا المعدنية أداة مطلق النار، لديهم ميل عرضي لعرض تهمة الكهربائي، الذي يتحدى قذف بهم من مطلق النار (27). ويمكن في أيدينا لا يكون مزروع سامسونج الأغشية بوليميد في الفضاء تحت الشبكية مع البروتوكول المشار إليها أعلاه ( مخطوطة في الإعداد).

MARMOR وآخرون. وقد درس منهجي قرار يتخذ العفويrption من السوائل تحت الشبكية في علاجي المنشأ مفارز شبكية محلية 38-41. حتى بعد التلاعب في الفضاء تحت الشبكية وجدت هذه لاستيعابها بعد يوم بعد العملية الجراحية 4 في العمليات الجراحية هادئ. لم يتم تنفيذ الليزر تثبيت الشبكية لتأمين حواف retinotomy. على الرغم من الحدس بالمقارنة مع الجراحة الإنسان، ليس مطلوبا دكاك الهواء / الغاز. ما لم يمكن تحقيقه إزالة دقيقة من زجاجي الطرفية، وخاصة في الربع متفوقة، وهذا قد يؤدي في الواقع في البكاء في شبكية العين العملاقة الناشئة من موقع retinotomy. ينصح فقط من أداء تبادل الهواء السائل مع لاحقا 20٪ SF6 دكاك الغاز لإنقاذ أثناء العملية مفارز شبكية العين علاجي المنشأ أو في حال يحتاج إلى موقف زرع خاص لتأمينها.

على الرغم من أن الاجتثاث التي يسببها ميكانيكيا من العصبية في الشبكية يمكن أن يسبب RPE ومستقبلة للضوء الضرر في الأرانب 42،43، مداه يختلف إلى حد كبير (حتى مع BSS العادية) ديمعلقة على عوامل مثل نوع IOP، حقنة المستخدمة، حجم الحقن مع شبكية العين مما يتسبب تمتد، وما إلى ذلك. لقد اختبرنا أيضا في كثير من الأحيان أوصى كا / المغنيسيوم خالية BSS سهلت مفرزة 42-44، ولكن وجدت أنه يتسبب في أثناء العملية عتامة عدسة (وخاصة مع درجة حرارة مرتفعة)، وبشكل ملحوظ يؤخر أو حتى يضعف الشبكية إعادة المرفق 27. لذلك يوصى حجم 30 ميكرولتر من BSS منتظمة مع حقنة 100 ميكرولتر - حقن تحت الشبكية بطء 20؛ يجب أن تكون الحركات حقن إبرة ضئيل جدا الأختام retinotomy من حوله، ومنع الضرر غشاء بروك. يمكن حل بعض الضرر علاجي المنشأ من قبل RPE التئام الجروح، والحفاظ النسبي لوحظ من سمك ONL بعد إعادة المرتكز، تشير إلى أن RPE / مبصرة مجمع يمكن أن يتسامح مع هذا الانخفاض، كما هو موضح أيضا من قبل الآخرين 45.

العلاجات المستندة إلى الخلايا أو الأطراف الصناعية الشبكية تتطلب أنيما قبل السريريةل اختبار قبل موافقة الجهات التنظيمية وتبدأ دراسات سلامة الإنسان. تختلف السابق من بلد إلى بلد. نموذج الأرنب هو موضح هنا قد يكون بمثابة منصة فعالة من حيث التكلفة وأقل تحديا لإقامة أو حتى تنفيذ جميع متطلبات الجهات الرقابية. وعلاوة على ذلك، قد تكون في وقت لاحق لتدريب الجراحين في التجارب السريرية متعددة المراكز في نهاية المطاف أو إدخال مزيد من التحسينات التقنية على طول الطريق.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد رفعت RB، BVS، ZL، NE وGeuder AG طلب البراءة الأوروبي على مطلق النار. ملحوظة: هو موظف من Geuder AG. تم دفع رسوم النشر لهذا الفيديو المقال الذي Geuder AG.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

بدعم من منح مؤسسة روديغر في عام 2008 و 2010 (BVS)، BONFOR / Gerok للمنح الدراسية O-137.0015 (BVS)، BONFOR / Gerok للمنح الدراسية O-137.0019 (FT)، الألمانية للبحوث / DFG (BVS) STA 1135 / 2-1، والصينية مجلس المنح الدراسية رقم 2008627116 (ZL) ومنحة غير مقيدة Geuder AG، هايدلبرغ (الشكل 2). أعضاء المختبر H. Skottman، ولقد تم الاعتراف جامعة تامبيري فنلندا بامتنان لتوفير حس المستمدة RPE هو مبين في الشكل 2.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
وحدة التنظيف بالموجات فوق الصوتية s30Elmasonic100 46312.75 L
DE-23   الأوتوكلافSystecC 220923 L
حقنة   ؛BD 300013
300995 
301285
300294
300330 		1 مل × 3
2 مل × 3
5 مل × 1 < br / > 10 مل × 1
20 مل × 1
إبرة ديناربحريني 305196
305136		18 G x1  
27 جم × 5
ريشةمشرط2975 # 20شفرة # 20 × 3
جراحيةHARTMANN
LOHMANN & amp RAUSCHER		277 502
25 440		60 × 40 سم × 2
12 × 17 سم
أعواد العينLOHMANN & RAUSCHER16 51666 × 5 مم
إسفنج شاش الإعصارHARTMANN481 274x2
شرائط الإغلاقHARTMANN540 686x4
Opmi Visu CS مجهرZeissN / aبما في ذلك نظام تصوير قاع العين BIOM II
الإضاءة الداخلية الثرياGeuderG-S03503 +
G-S03504		25 G بما في ذلك آلة ضوء المبزل
GeuderG-26033Xenotron III
آلة استئصال الزجاجيةGeuderG-60000MegaTRON S4 S4 / HPS
VitrectorGeuderG-46301MACH2 قاطع زجاجي 23 G
كاسيت فنتوري   ؛GeuderG-60700
قنية التسريب الجانبيGeudercustom 23 جم × 1
خياطة حريرية 3-0ETHICONV546Gx1
الفرجارGeuderG-19135x2
مقص VannasGeuderG-19777x1
شفرة التصلبZiemer21-23011x 23 G
1x 20 G
7-0 خياطة حريريةETHICONEH6162Hx1
حامل إبرةGeuderG-32320x2
ملقط القزحيةGeuderG-18910x1
ملقط ColibriGeuderG-18950x1
إبرة حقن تحت الشبكية قابلة للتمديدDORC1270.EXT41 G
VR مقصGeuderG-3654225 G
حامل ملقط GrieshaberAlcon712.00.4123 G
ملقط مقص منحنيAlcon723.5223 G
محطة تحميل الزرعDow Corning3097358-1004SYLGARD 184 مجموعة المطاط الصناعي المصنوعة من السيليكون
الغرسة البيضاوية Blunt Trephine  ؛Geuderحسب الطلب 2.4 × 1.1 مم  
مطلق النار دميةGeuderG-32227x1
ShooterGeuderG-S03443x1
إبرة الفلوتDORC1281.SD20 جم (فراغ)
حقنة ميكرولتر يدويةهاميلتون24535100 & ل
لوحات زراعة الأنسجةGreiner bio-one  ؛ 664160100 × 20 مم
Spectralis متعدد الطرائق
هايدلبرغ
Engineering		N / ASpectralis HRA
 + OCT
Drugs and Solutions< / strong>
NameCompanyActive Agent تعليقات
Mucadont-ISMerz Hygieneأداة مبيد للفيروسات مطهر 2 لتر
الغشاء المخاطي  TMerz Hygieneمطهر أداة خالية من الألدهيد2 لتر
كيتامين 10٪WDTKetamine   ؛10 مل (100 مجم / مل)
دوميتورأوريون فارماميديتوميدين هيدروكلوريد10 مل (1 مجم / مل)
أنتيسيدانأوريون فارماأتيباميزول هيدروكلوريد10 مل (5 مجم / مل)
نيوسينفرين POS 10٪URSAPHARMفينيليفرين هيدروكلوريد10 مل
ميدرياسيلألكونتروبيكميد10 مل (5 مجم / مل)
ميثوسيل 2٪أومني فيجنهيدروكسي بروبيل ميثيل سلولوز10 جم
محلول ملح بوري كليرزايسبالانس (BSS)  500 مل
الجلوكوز 5٪   محلول B.BraunGlucose 5٪ 100 مل
هيبارين-ناتريوم-25,000RatioproomHeparin5 مل (2,500 وحدة / مل)
SuprareninSANOFIEpinephrine1 مل (1 مجم / مل)
صيدليةTriamcinoloneخالية من المواد الحافظة Triamcinolone 1 مل (40 مجم / مل)   ؛
مرهم العين إيزوبتوماكسألكونديكساميثازون 1 مجم / جم < br / > كبريتات نيومايسين 3,500 وحدة دولية / جم
بوليميكسين ب كبريتات 6,000 وحدة دولية / جم		10 مل
بيتايسودونامونديفارمابوفيدون اليود30 مل (1 جم / 10 مل)
OptiveALLERGANكربوكسي ميثيل سلولوز الجلسرين10 مل
ستارة أطراف جامعة بون

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Fine, A. M., et al. Earliest symptoms caused by neovascular membranes in the macula. Arch Ophthalmol. 104, 513-514 (1986).
  2. Lim, L. S., Mitchell, P., Seddon, J. M., Holz, F. G., Wong, T. Y. Age-related macular degeneration. Lancet. 379, 1728-1738 (2012).
  3. Holz, F. G., Strauss, E. C., Schmitz-Valckenberg, S., van Lookeren Campagne, M. Geographic Atrophy: Clinical Features and Potential Therapeutic Approaches. Ophthalmology. 121, 1079-1091 (2014).
  4. Binder, S., Stanzel, B. V., Krebs, I., Glittenberg, C. Transplantation of the RPE in AMD. Prog Retin Eye Res. Prog Retin Eye Res. 26, 516-554 (2007).
  5. da Cruz, L., Chen, F. K., Ahmado, A., Greenwood, J., Coffey, P. RPE transplantation and its role in retinal disease. Prog Retin Eye Res. 26, 598-635 (2007).
  6. Del Priore, L. V., Tezel, T. H., Kaplan, H. J. Maculoplasty for age-related macular degeneration: reengineering Bruch's membrane and the human macula. Prog Retin Eye Res. 25, 539-562 (2006).
  7. Gouras, P. The retinal pigment epithelium. Marmor, M. F., Wolfensberger, T. J. , University Press. Oxford. 492-507 (1998).
  8. Lund, R. D., et al. Cell transplantation as a treatment for retinal disease. Prog Retin Eye Res. 20, 415-449 (2001).
  9. Blenkinsop, T. A., Corneo, B., Temple, S., Stern, J. H. Ophthalmologic stem cell transplantation therapies. Regen Med. 7, 32-39 (2012).
  10. Hirami, Y., et al. Generation of retinal cells from mouse and human induced pluripotent stem cells. Neurosci Lett. 458, 126-131 (2009).
  11. Carr, A. J., et al. Development of human embryonic stem cell therapies for age-related macular degeneration. Trends in neurosciences. 36, 385-395 (2013).
  12. Schwartz, S. D., et al. Human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium in patients with age-related macular degeneration and Stargardt's macular dystrophy: follow-up of two open-label phase 1/2 studies. Lancet. 385, 509-516 (2015).
  13. Jha, B. S., Bharti, K. Regenerating Retinal Pigment Epithelial Cells to Cure Blindness: A Road Towards Personalized Artificial Tissue. Curr Stem Cell Rep. , 1-13 (2015).
  14. Stanzel, B. V., et al. Human RPE Stem Cells Grown into Polarized RPE Monolayers on a Polyester Matrix Are Maintained after Grafting into Rabbit Subretinal Space. Stem Cell Reports. 2, 64-77 (2014).
  15. Hynes, S. R., Lavik, E. B. A tissue-engineered approach towards retinal repair: scaffolds for cell transplantation to the subretinal space. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 248, 763-778 (2010).
  16. Szurman, P., et al. Experimental implantation and long-term testing of an intraocular vision aid in rabbits. Arch Ophthalmol. 123, 964-969 (2005).
  17. Bhatt, N. S., et al. Experimental transplantation of human retinal pigment epithelial cells on collagen substrates. Am J Ophthalmol. 117, 214-221 (1994).
  18. Nicolini, J., et al. The anterior lens capsule used as support material in RPE cell-transplantation. Acta Ophthalmol Scand. 78, 527-531 (2000).
  19. Thumann, G., et al. The in vitro and in vivo behaviour of retinal pigment epithelial cells cultured on ultrathin collagen membranes. Biomaterials. 30, 287-294 (2009).
  20. Del Priore, L. V., Tezel, T. H., Kaplan, H. J. Survival of allogeneic porcine retinal pigment epithelial sheets after subretinal transplantation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 985-992 (2004).
  21. Pritchard, C. D., Arner, K. M., Langer, R. S., Ghosh, F. K. Retinal transplantation using surface modified poly(glycerol-co-sebacic acid) membranes. Biomaterials. 31, 7978-7984 (2010).
  22. Montezuma, S. R., Loewenstein, J., Scholz, C., Rizzo, J. F. Biocompatibility of Materials Implanted into the Subretinal Space of Yucatan Pigs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 3514-3522 (2006).
  23. Brantfernandes, R. A., et al. Safety study in Mini Pigs of transplanted Human Embryonic Stem Cell Derived Retinal Pigment Epithelium (hESC-RPE). Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 312(2012).
  24. Lu, B., Zhu, D., Hinton, D., Humayun, M. S., Tai, Y. C. Mesh-supported submicron parylene-C membranes for culturing retinal pigment epithelial cells. Biomed Microdevices. 14, 659-667 (2012).
  25. Boochoon, K. S., Manarang, J. C., Davis, J. T., McDermott, A. M., Foster, W. J. The influence of substrate elastic modulus on retinal pigment epithelial cell phagocytosis. Journal of biomechanics. 47, 3237-3240 (2014).
  26. Liu, Z., Yu, N., Holz, F. G., Yang, F., Stanzel, B. V. Enhancement of retinal pigment epithelial culture characteristics and subretinal space tolerance of scaffolds with 200 nm fiber topography. Biomaterials. 35, 2837-2850 (2014).
  27. Stanzel, B. V., et al. Subretinal delivery of ultrathin rigid-elastic cell carriers using a metallic shooter instrument and biodegradable hydrogel encapsulation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 490-500 (2012).
  28. AORN Recommended Practices Committee. Recommended practices for maintaining a sterile field. AORN J. 83 (2), 402(2006).
  29. Hong, S. B., et al. Physiologic characteristics of cold perfluorocarbon-induced hypothermia during partial liquid ventilation in normal rabbits. Anesth Analg. 94, 157-162 (2002).
  30. Machemer, R. The development of pars plana vitrectomy: a personal account. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 233, 453-468 (1995).
  31. Los, L. I., van Luyn, M. J., Nieuwenhuis, P. Organization of the rabbit vitreous body: lamellae, Cloquet's channel and a novel structure, the 'alae canalis Cloqueti'. Exp Eye Res. 69, 343-350 (1999).
  32. Vaajasaari, H., et al. Toward the defined and xeno-free differentiation of functional human pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelial cells. Mol Vis. 17, 558-575 (2011).
  33. Iverson, D. A., Katsura, H., Hartzer, M. K., Blumenkranz, M. S. Inhibition of intraocular fibrin formation following infusion of low-molecular-weight heparin during vitrectomy. Arch Ophthalmol. 109, 405-409 (1991).
  34. Thieltges, F., et al. Subretinal implantation of human embryonic stem cell derived RPE on ultrathin polyester carriers in rabbits. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56, 1824(2015).
  35. Kamao, H., et al. Characterization of human induced pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelium cell sheets aiming for clinical application. Stem Cell Reports. 2, 205-218 (2014).
  36. Seiler, M. J., Aramant, R. B. Intact sheets of fetal retina transplanted to restore damaged rat retinas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 39, 2121-2131 (1998).
  37. Stanzel, B. V., et al. SD-OCT Complements Histology in Evaluation of Potential Bruch's Membrane Prosthetics. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51, 5241(2010).
  38. Marmor, M. F., Abdul-Rahim, A. S., Cohen, D. S. The effect of metabolic inhibitors on retinal adhesion and subretinal fluid resorption. Invest Ophthalmol Vis Sci. 19, 893-903 (1980).
  39. Frambach, D. A., Marmor, M. F. The rate and route of fluid resorption from the subretinal space of the rabbit. Invest Ophthalmol Vis Sci. 22, 292-302 (1982).
  40. Kita, M., Negi, A., Marmor, M. F. Lowering the calcium concentration in the subretinal space in vivo loosens retinal adhesion. Invest Ophthalmol Vis Sci. 33, 23-29 (1992).
  41. Marmor, M. F. Control of subretinal fluid: experimental and clinical studies. Eye. 4 (Pt 2), 340-344 (1990).
  42. Faude, F., et al. Facilitation of artificial retinal detachment for macular translocation surgery tested in rabbit. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42, 1328-1337 (2001).
  43. Szurman, P., et al. Ultrastructural Changes after Artificial Retinal Detachment with Modified Retinal Adhesion. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 4983-4989 (2006).
  44. Fang, X. Y., et al. Effect of Ca(2+)-free and Mg(2+)-free BSS Plus solution on the retinal pigment epithelium and retina in rabbits. Am.J.Ophthalmol. 131, 481-488 (2001).
  45. Ivert, L., Kjeldbye, H., Gouras, P. Long-term effects of short-term retinal bleb detachments in rabbits. Graefes Arch.Clin.Exp.Ophthalmol. 240, 232-237 (2002).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة