مقالة منهجية

العزلة والخلوية Phenotyping من الخلايا الجذعية الوسيطة المشتقة من نخاع الزلالية السائل والعظام من Minipigs

DOI:

10.3791/54077

⸱

يوليو 2, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1College of Veterinary Medicine, Gyeongsang National University, 2PWG Genetics Pte Ltd.

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تقديم بروتوكول لإنشاء الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) المعزولة من السائل الزليلي ونخاع العظام للخنازير الصغيرة ويتم جمعها بشكل غير جراحي باستخدام شفط المحقنة. تم إجراء التنميط الظاهري الخلوي باستخدام قياس التدفق الخلوي بعد عزل الخلايا والزراعة في المختبر لنخاع العظام والسوائل الزليلية المشتقة من الخلايا الجذعية الجذعية الجذعية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
< p class = 'jove_content'> تم إنشاء الخلايا الجذعية الوسيطة (MSCs) بعد عزلها عن مصادر الأنسجة المختلفة ، بما في ذلك نخاع العظام والسائل الزليلي. في الآونة الأخيرة ، تم الإبلاغ عن أن الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من السائل الزليلي لها إمكانات تمايز متعددة السلالات وميزات معدلة للمناعة ، مما يشير إلى أنه يمكن استخدام هذه الخلايا لهندسة الأنسجة والعلاجات الجهازية. تقدم هذه الدراسة بروتوكولا للعزل البسيط وغير الجراحي للخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من نخاع العظام والسائل الزليلي للخنازير الصغيرة لتحليل علامات سطح الخلية للتنميط الظاهري للخلية والزراعة في المختبر. باستخدام الخنازير الصغيرة الناضجة جنسيا البالغة من العمر ستة أشهر ، تم استخراج نخاع العظم من عظم القمة الحرقفية باستخدام مستخرج نخاع العظم ، وتم شفط السائل الزليلي من المفصل الفخذي. كانت إجراءات جمع العينات من كلا المصدرين غير جراحية. يتم توفير بروتوكولات العزل الفعال للخلايا الجذعية الجذعية عن مصادر الخلايا المحصودة ولخلق ظروف زراعة في المختبر لتوسيع الخلايا الجذعية المستقرة من الخنازير الصغيرة وتطبيق العلاجات الذاتية الجهازية. بالنسبة للتنميط الظاهري للخلية ، تم تحليل علامات سطح الخلية لكلتا الخليتين باستخدام قياس التدفق الخلوي. في النتائج ، تم عزل الخلايا الجذعية الجذعية من السائل الزليلي للخنازير الصغيرة وأظهرت أن الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من السائل الزليلي لها مورفولوجيا ونمط ظاهري للخلية المشتقة من نخاع العظام. لذلك ، فإن السائل الزليلي الذي يتم الحصول عليه بشكل غير جراحي هو مصدر قيم للخلايا الجذعية الجذعية الجذعية

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
يمكن تصنيف الخلايا الجذعية الوسيطة متعددة القدرات < فئة jove_content > إلى سلالات الخلايا الوسيطة ، وقد تم إنشاء الخلايا الجذعية الوسيطة وعزلها من مصادر الأنسجة المختلفة ، مثل نخاع العظام والحبال السرية والمشيمة والأنسجة الدهنية والجلد الجلدي والعضلات الهيكلية وبصيلات الشعر والأغشية الزليلية والأسنان1-5. حاليا ، تم إيلاء الاهتمام للخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من الزليل لأن هذه الخلايا قد تساعد في علاج أمراض المفاصل ، مثل جزء العظام وهشاشة العظام والتهاب المفاصل الروماتويدي (RA) ، وبسبب القدرة التجديدية للخلايا الجذعية الجذعية في الغضاريف أو العظام التالفة ، فقد تساعد أيضا في علاج تعديل المناعة أو أمراض المناعة الذاتية6-8. استخدمت غالبية أبحاث الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من المصادر الزليلية الخلايا الجذعية الجذعية من الغشاء الزليلي بدلا من السائل الزليلي2،9. وبالتالي ، فإن الفهم البيولوجي للخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من السائل الزليلي محدود.

السائل الزليلي هو مصدر يسهل الوصول إليه للخلايا الجذعية الجذعية ، والتي يمكن شفاقتها أثناء تشخيص أو علاج المرضى وأثناء التأكيدات التشخيصية لحالات التهاب المفاصل المختلفة التي لا تتطلب إجراءات جراحية ، مثل هشاشة العظام أو التهاب المفاصل الروماتويدی. يزداد عدد الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من السائل الزليلي بشكل كبير في مرضى التهاب المفاصل مقارنة بالمرضى غير المصابين بالتهابالمفاصل 10-12. لذلك ، يعد السائل الزليلي مصدرا ممتازا مرشحا للخلايا الجذعية الجذعية ، خاصة للعلاج بالخلايا الجذعية الذاتية في المرضى الذين يعانون من التهاب المفاصل أو المصابة. بالإضافة إلى ذلك ، تتمتع الخلايا الجذعية الجذعية المشتقة من السائل الزليلي بقدرة غضروفية ، وقدرات تعديل مناعي ، ومعدل انتشار مرتفع. وضعت هذه الدراسة بروتوكولات لاستخراج نخاع العظم وشفط السائل الزليلي من الخنازير الصغيرة باستخدام طرق غير جراحية وللتوسع في المختبر للخلايا المعزولة وتحليل الأنماط الظاهرية للخلايا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تمت الموافقة التجارب على الحيوانات من قبل مركز الحيوانية الطب الحيوي التجريب في جامعة جيونج سانج الوطنية.

1. الاستعدادات لإجراء الحيوان

  1. إعداد الكبار minipigs الإناث لجمع غير الغازية من اللجان الدائمة من نخاع العظام والسائل الزليلي. إجراء الفحص السريري للminipigs مسبق يوم واحد للتخدير وجمع العينات.
    1. توفير حيوانات طبيعية سريريا لالفحوصات الطبية، والتي تشمل درجة حرارة الجسم ومعدل التنفس، ومعدل ضربات القلب، ومراقبة الخنازير السلوك والدموية الحالات، وذلك باستخدام كاملة اختبارات تعداد الدم.
      ملاحظة: فترات معلمة لminipigs صحية سريريا هي 11-29 / دقيقة لمعدل التنفس، 68-98 / دقيقة لمعدل ضربات القلب، و 37 - 38 درجة مئوية لمدة درجة حرارة الجسم.
  2. إزالة جميع الفراش الصالحة للأكل من القفص أثناء فترة الصيام قبل الجراحة من 6 - PRIO 12 ساعةr لإدارة التخدير لminipigs الشباب والكبار، 3 ساعات الصيام ينبغي مراعاتها لحديثي الولادة. توفير المياه الصالحة للشرب حتى وقت التخدير.

2. إعداد الحيوانات للتخدير

  1. مداواة وminipigs قبل إدارة التخدير مع آسيبرومازين (0.1 ملغ / كلغ)، medetomidine (0.03 ملغ / كلغ)، والأتروبين (0.04 ملجم / كجم).
    1. حقن جميع الأدوية عن طريق الحقن العضلي (IM) باستخدام 21 G إبرة بطول لا يقل عن 30 مم للminipigs الكبار. إجراء الحقن بالعضل 1-3 سم خلف الأذن في العضلات الرقبية الجانبية أو في عضلة الفخذ.
      ملاحظة: تنفيذ كافة الإجراءات من دون أن تستثير الخوف أو التوتر في الحيوانات أو التي تتطلب معالجة الخام لحقن بأمان تخدير.
  2. وضع minipigs في موقف الظهرية راقد.
  3. بعد خمس عشرة دقيقة إدارة تخدير، والشروع في التخدير باستخدام 1.5٪ الأيزوفلورين المشرفistered عن طريق الاستنشاق.
    1. مواصلة استنشاق الأيزوفلورين (1.5٪) من خلال أنبوب القصبة الهوائية، تليها زيادة في تركيز 2.5٪، مع الأكسجين (1.5 لتر / دقيقة)، والغاز الناقل.
  4. مراقبة مستمرة من معدل ضربات القلب، درجة حرارة الجسم، وعن طريق الجلد تشبع الأكسجين في الدم (مكتب التخطيط الاستراتيجي 2) من minipigs أثناء التخدير. استخدام بطانية المياه المنتشرة عند درجة حرارة من 38-39 درجة مئوية للحفاظ على درجة حرارة الجسم. تطبيق مرهم بأمراض في العيون لحماية العينين من الجفاف أثناء التخدير.
  5. اتبع تصنيف Guedel لتقييم عمق التخدير 13.

3. الاستعدادات لعزل الخلايا وزراعة

  1. لزراعة اللجان الدائمة المشتقة من نخاع العظام والسائل الزليلي، وإعداد 500 مل من المتوسط ​​المتقدمة Dulbecco لتعديل النسر (ADMEM) تستكمل مع 10٪ مصل بقري جنيني (FBS)، 1٪ Glutamax، 10 نانوغرام / مل من نمو الخلايا الليفية الأساسية الأمر الواقعص (bFGF)، و 1.0٪ البنسلين ستربتومايسين (10000 وحدة دولية و 10،000 ميكروغرام / مل على التوالي، القلم بكتيريا).
    1. احتضان ADMEM في 38.5 درجة مئوية في جو مرطب من 5٪ CO 2 في حاضنة CO 2.
  2. إعداد 500 مل من Dulbecco والمالحة العازلة الفوسفات (DPBS) وفقا لتعليمات الشركة الصانعة لعزل الخلايا والغسيل.

4. جمع نخاع العظم من Minipigs

  1. حدد مساحة ما يقرب من 15 × 15 سم في الحجم على قمة الحرقفي (الشكل 1)، وإزالة الشعر من هذه المنطقة باستخدام شفرات الحلاقة سلامة تعقيمها أو كليبرز الكهربائية. مرة واحدة يتم وضع minipig، بالتناوب فرك الموقع إجراء ثلاث مرات مع وكلاء التعقيم التالية: البوفيدون اليود و 70٪ من الإيثانول. بعد منطقة جافة تماما، وتطبيق الستائر العقيمة.
  2. قبل معطف الحقنة 10 مل مع 100 U / مل من الهيبارين قبل الشطف مع 3-4 مل من الهيبارين قبل ejecتينغ وكيل مكافحة التخثر.
    ملاحظة: إجراء هذه الخطوة لتجنب تجلط الدم في حقنة خلال التطلع نخاع العظام.
  3. استخراج ما لا يقل عن 5 مل من نخاع العظام من عظام عرف الحرقفة من minipig تحت التخدير، وذلك باستخدام مستخرج نخاع العظم (3.0 × 100 ملم) تعلق بإحكام إلى الهيبارين قبل المغلفة 10 حقنة مل.

5. عزل الخلايا المستخرجة من نخاع العظام ووفي زراعة المختبر

  1. عزل الخلايا من نخاع العظام المستخرجة.
    1. تمييع نخاع العظام المستخرجة مع حجم مساو من DPBS في أنبوب مخروطي 15 مل في درجة حرارة الغرفة.
    2. إضافة 3 مل من وسائل الاعلام الكثافة الطرد المركزي (Ficoll-Paque) إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل.
    3. تمييع طبقة 4 مل من نخاع العظام مع DPBS، التي يتم وضعها على وسائل الإعلام الطرد المركزي كثافة دون خلط، وأجهزة الطرد المركزي أنه في 400 × ز لمدة 40 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
    4. حصاد طبقة من خلايا وحيدة النواة(الشركات المتعددة الجنسيات) من معطف الشهباء بين طبقتين تحتوي على البلازما (الطبقة العليا) ووسائل الإعلام الكثافة الطرد المركزي (الطبقة السفلى)، ونقل الشركات المتعددة الجنسيات إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل.
    5. تمييع الشركات المتعددة الجنسيات نقل مع 7-8 مل من DPBS وأجهزة الطرد المركزي لهم في 500 × ز لمدة 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. تجاهل طاف وغسل الخلايا مرتين مع DPBS.
    6. تعليق بيليه خلية في 2 مل من ADMEM وتحويلها إلى طبق نسيج الثقافة 35 مم. احتضان الطبق الثقافة في 38.5 درجة مئوية في جو مرطب من 5٪ CO 2.
  2. في زراعة المختبر من خلايا معزولة من نخاع العظام.
    1. بعد 48 ساعة، ونضح المتوسطة مع الخلايا التي لم تعلق على طبق، واستبدال 2 مل من ADMEM واحتضان ذلك في 38.5 درجة مئوية في جو مرطب من 5٪ CO 2. تغيير المتوسط ​​كل يوم الثالث.
    2. في 70-80٪ confluency، وغسل الخلايا مع DPBS، فصل عليها مع 1 مل من 0.25٪التربسين / EDTA، واحتضان لهم عند 37 درجة مئوية لمدة 3-5 دقائق حتى فصل الخلايا.
    3. حصاد الخلايا باستخدام 10 مل من ADMEM، نقلها إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل، وأجهزة الطرد المركزي لهم في 300 × ز لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة. تجاهل طاف.
    4. تعليق الخلايا التي تحصد في 1 مل من ADMEM جديدة ونعدهم باستخدام عدادة الكريات.
    5. وضع الخلايا في 5-7،5 × 10 5 / 25T قارورة تحتوي على 4 مل من ADMEM واحتضان لهم في 38.5 درجة مئوية في جو مرطب من 5٪ CO 2. تغيير المتوسط ​​كل يوم الثالث على التوالي.

6. جمع الزلالية السائل من Minipigs

  1. على غرار إجراءات تطلع نخاع العظام، وتحديد المنطقة المناسبة من حوالي 15 × 10 سم (طول / عرض) على مفصل الفخذ، وإزالة الشعر باستخدام شفرات الحلاقة سلامة تعقيمها أو كليبرز الكهربائية، متابعة من قبل إجراءات التعقيم (الخطوة 4.1).
  2. إدراج حقنة 3 مل مع 23 Gالحقن في المفصل بعد معالم الجس (الرضفة وقمة الساق).
    1. تطبيق طيف الامتصاص إلى الحقن لتطلع السائل الزليلي في المفصل. حجم تقريبي من السائل الزليلي جمعت من المشترك هو 0،5-1 مل، ولكن هذا يختلف وفقا لحجم minipig أو المفصل. مطاردة من خلال DPBS في تجويف الزليلي وإذا كان حجم جمع السائل الزليلي صغير جدا.
    2. الانسحاب فورا حقنة لتجنب تلوث بالدماء.

7. عزل الخلايا من جمعها الزلالية السائل وفي المختبر زراعة

  1. عزل خلايا من السائل الزليلي يستنشق.
    1. تمييع السائل الزليلي يستنشق مع حجم مساو من DPBS في 15 مل أنبوب مخروطي الشكل في درجة حرارة الغرفة.
    2. لإزالة الأنقاض، تصفية السائل الزليلي المخفف باستخدام 40 ميكرون خلية النايلون مصفاة.
    3. إضافة 10 مل من DPBS إلى الأنبوب الذي يحتوي على الزليلي تصفيتهاالسائل وأجهزة الطرد المركزي أنه في 400 × ز لمدة 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. تجاهل طاف وغسل الخلايا مرتين مع DPBS.
    4. تعليق بيليه خلية في 2 مل من ADMEM، وضع الخلايا في و2 - طبق زراعة الأنسجة 3 × 5 10 خلايا / 35 ملم مع 2 مل من ADMEM، واحتضان لهم في 38.5 درجة مئوية في جو مرطب من 5٪ CO 2 .
  2. كرر الخطوة 5.2 لزراعة في المختبر من اللجان الدائمة المستمدة من السائل الزليلي معزولة.

العناية 8. بعد الداخلي للMinipigs

  1. إذا لزم الأمر، أغلق الجلد في موقع الحقن مستخرج نخاع العظام مع خياطة واحدة باستخدام دباسة الجلد، وبعد جمع نخاع العظام.
  2. بعد الانتهاء من إجراء وإدارة الحقن العضلي من إينروفلوكساسين (5 ملغ / كلغ) وميلوكسيكام (0.2 ملغم / كغم) إلى minipigs مرة واحدة في اليوم لمدة 3 أيام.
  3. بعد الانتهاء من إجراءات، وتطهير نخاع العظام والزليلي الموقع جمع السائلمع 0.1٪ البوفيدون اليود مرة واحدة في اليوم لمدة 3 أيام. مراقبة بعناية يوميا لمراقبة علامات المضاعفات (مثل تورم، والقيح، أو احمرار).

9. Phenotyping الخلية باستخدام التدفق الخلوي

  1. عندما اللجان الدائمة هي 70-80٪ متكدسة في الممرات 3-5، وغسل الخلايا مع DPBS وتعاملهم مع 1 مل من 0.25٪ (ت / ت) التربسين / EDTA. ثم، احتضان لهم عند 37 درجة مئوية لمدة 3-5 دقائق حتى يتم فصل الخلايا.
  2. حصاد الخلايا باستخدام 10 مل من DPBS، نقلها إلى 15 مل أنبوب مخروطي الشكل، وأجهزة الطرد المركزي لهم في 300 × ز لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة. تجاهل الحل طاف.
  3. لإصلاح الخلايا، تعليق بيليه خلية في 10 مل من محلول الفورمالديهايد بنسبة 3.7٪ والاحتفاظ بها في 4 درجات مئوية لمدة يوم واحد قبل التحليل.
    1. بعد يوم واحد من تحديد، وغسل الخلايا مع DPBS مرتين باستخدام الطرد المركزي في 300 × ز لمدة 5 دقائق في كل مرة. تجاهل الحل طاف.
    2. تعليق بيليه خلية في 4 ملمن DPBS، التي تستكمل مع 1٪ (ث / ت) زلال المصل البقري (BSA)، واحتضان وبيليه لمدة 1 ساعة على 4 درجات مئوية لمنع التفاعلات غير محددة بوساطة لكرة القدم.
    3. توزيع 500 مكل من تعليق خلية في أنابيب 1.5 مل.
    4. عن الأجسام المضادة غير مترافق (CD29 وفيمنتين)، وغسل الخلايا بواسطة الطرد المركزي في 300 × ز لمدة 3 دقائق. تجاهل الحل طاف.
    5. تعليق بيليه خلية في 500 ميكرولتر من 1: 100 التخفيف من الأجسام المضادة الأولية واحتضان لمدة 1 ساعة على 4 درجات مئوية.
    6. غسل الخلايا مرتين مع 1٪ ألبومين المصل البقري عن طريق الطرد المركزي في 300 × ز لمدة 5 دقائق في كل مرة. تجاهل الحل طاف.
    7. تعليق بيليه خلية في 500 ميكرولتر من 1: 100 التخفيف من ثيوسيانات فلوريسئين (FITC) -conjugated الضد الثانوية واحتضان لمدة 1 ساعة في الظلام في 4 درجات مئوية.
  4. لالأجسام المضادة FITC مترافق (نمط إسوي، CD34، CD44 CD45 و)، وغسل الخلايا عن طريق centrifugation في 300 × ز لمدة 3 دقائق. تجاهل الحل طاف.
    1. تعليق بيليه خلية في 500 ميكرولتر من 1: 100 الأجسام المضادة FITC مترافق واحتضان لمدة 1 ساعة في الظلام في 4 درجات مئوية.
    2. لكل الظروف تلطيخ، وغسل الخلايا مرتين مع DPBS بواسطة الطرد المركزي في 300 × ز لمدة 5 دقائق في كل مرة. تجاهل الحل طاف.
    3. تعليق الخلايا في 500 ميكرولتر من DPBS، نقلها إلى 5 مل أنبوب جولة القاع، وتحليل النتائج باستخدام تدفق عداد الكريات 8.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

إنشاء اللجان الدائمة المشتقة من نخاع العظام وفي السائل الزليلي من Minipigs

تم عزل اللجان الدائمة بنجاح من نخاع العظام والمفاصل الزليلي المفصلي من minipigs وتوسعت في المختبر (الشكل 2). طموح حقنة من السائل الزليلي هو بسيط، وأنه من الممكن الحصول على خلايا ملتصقة كافية في المختبر خلال زراعة الخلايا ال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

واستخدمت Minipigs لإنشاء اللجان الدائمة بمعزل عن نخاع العظام والسائل الزليلي. للقضاء على الظروف الفسيولوجية المختلفة، مثل العمر والجنس والمرض، وقد تم اختيار minipigs من المانحين خلفية إسوي إلى تقييم دقيق لتوصيف يعتمد مصدر الخلية. ومن المعروف أن الخنازير ليكون تشريحيا، من الناحية الفسيولوجية، وما شابه ذلك وراثيا للإنسان، وعلى وجه الخصوص، minipigs يمكن أن تنتج أجهزة يقابل حجم؛ وبالتالي، يمكن استخدامها كنوع بديل من الجهات المانحة لزرع الأعضاء 14،15. وفيما يتعلق الملكية الم...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن أصحاب البلاغ أنه ليس لديهم تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدر بامتنان الدعم المالي المقدم من برنامج BioGreen 21 من الجيل التالي (No. PJ007969)، وإدارة التنمية الريفية، والمؤسسة الوطنية للبحوث (رقم المنحة). NRF-2015R1D1A1A01056639) لجمهورية كوريا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Dulbecco المتقدمة s متوسط النسر المعدل (ADMEM)Gibco12491-023MSC استزراع وسط
Dulbecco' s محلول ملحي مخزن بالفوسفات (DPBS)Gibco14190-144وسط غسيل الخلايا ، خالي من Ca2 + < / sup> / Mg2 + < / sup>
مصل الأبقار الجنيني (FBS)Gibco16000-044مكون الخلايا الجذعية الوسيطة
GlutamaxGibco35050-061مكون الخلايا الجذعية الوسيطة
البنسلين / الستربتومايسينجيبكو10378-016مكون الخلايا الجذعية الوسيطة
عامل نمو الخلايا الليفية الأساسي (bFGF)SimgaF0291مكون من
الألبومين المصل البقري المتوسط (BSA)SigmaA6003مكون الخلايا الجذعية المتوسطة
Trypsin-EDTAGibco25200-072كاشف تفكك الخلية   ؛
&beta ؛ -mercaptoethanolSigmaM7522مكون الخلايا الجذعية المتوسطة
الجسم المضاد من النوع المتماثلBD PharmingenBD 550616التحكم في النمط النظيري
الجسم المضاد CD29BD PharmingenBD 552369Integrin beta-1 MSCs
CD44 الجسم المضادBD PharmingenBD 553133سطح الخلية البروتين السكري MSCs علامة
CD45 الجسم المضادBD PharmingenBD 340664علامات الخلايا الجذعية المكونة للدم
CD34 الجسم المضادBD PharmingenBD 555821علامات الخلايا الجذعية المكونة للدم
CD90 الجسم المضادBD PharmingenBD 555595غشاء Thy-1 البروتين السكري MSCs علامة
معقد التوافق النسيجي الكبير من الفئة الثانية الجسم المضادسانتا كروزSC-32247مستضد الخلايا العارضة علامة
الجسم المضاد VimentinSigmaSigma-S6389الثالث خيوط وسيطة MSCs علامة
الفوسفاتيز القلويPromegaS3841خليط من 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-phosphate (BCIP) والنيترو الأزرق tetrazolium (NBT)
Ficoll-PaqueGE Healthcare17-1440-02الطرد المركزي المتدرج الكثافة
BD Falcon35234040 & micro ؛ م مصفاة خلية النايلون
أنبوب مخروطي البوليسترين 15 ملBD Falcon351095جمع العينات وعزل الخلايا
أطباق Nunc153066طبق ثقافة الخلايا
مستخرج نخاع العظامGmbH Medizintechnologie ، ألمانيا1145-1W010TrokaBone ، 3.0 × 100 مم
HematocritchamberMarinfeld640130غرفة
الأتروبينجيل للأدوية ، كورياكبريتات الأتروبين هيدرات
أسيبرومازينسامو ميديان ، كورياالمخدرات المهدئة ومضادة للقىء
ميديتوميدينفايزرالمخدر والمسكن
إنروفلوكساسينباير للرعاية الصحية ، ألمانياالمضادة للحيويات
ميلوكسيكامعلى الطب البيطري ، الأرجنتيندواء مضاد للالتهابات ومسكن
IsofluraneHana proom ، كورياالتخدير الاستنشاقي
Povidone iodine  ؛كوريا فارما ، كورياالجنوبية عامل تعقيم
الإيثانولسيجماE7023عامل التعقيم
الهيبارينسيجماH3393عامل مضاد للتخثر
فورمالديهايدسيجماF8775عامل تثبيت الخلايا
مرهم العيون   ؛فايزرأوكسي تتراسيكلين حمض الهيدروكلوريك مع كبريتات البولي ميكسين ب
بطانية المياه المتداولةGaymar Industriesنظام الاحترار أثناء وبعد التخدير
دباسة الجلدCovidien ، الولايات المتحدة الأمريكيةخياطة إغلاق الجلد
CO2< / sub> حاضنةThermo Forma3111معدات زراعة الخلايا
مقياس التدفق الخلويBD Biosciencesمحلل الخلية
MinipigPWG علم الوراثة كوريا المحدودةخنزير مصغرمن النوع T
علامة النوع مصفاة خلية عد الخلاياشركة الجنوبية الجنوبية الجنوبية

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Woodbury, D., Schwarz, E. J., Prockop, D. J., Black, I. B. Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons. J Neurosci Res. 61 (4), 364-370 (2000).
  2. Sakaguchi, Y., Sekiya, I., Yagishita, K., Muneta, T. Comparison of human stem cells derived from various mesenchymal tissues: Superiority of synovium as a cell source. Arthritis Rheum. 52 (8), 2521-2529 (2005).
  3. De Coppi, P., et al. Amniotic fluid and bone marrow derived mesenchymal stem cells can be converted to smooth muscle cells in the cryo-injured rat bladder and prevent compensatory hypertrophy of surviving smooth muscle cells. J Urol. 177 (1), 369-376 (2007).
  4. Arufe, M. C., De la Fuente, A., Fuentes, I., de Toro, F. J., Blanco, F. J. Chondrogenic potential of subpopulations of cells expressing mesenchymal stem cell markers derived from human synovial membranes. J Cell Biochem. 111 (4), 834-845 (2010).
  5. Patil, R., et al. Multilineage potential and proteomic profiling of human dental stem cells derived from a single donor. Exp Cell Res. 320 (1), 92-107 (2013).
  6. Hatsushika, D., et al. Intra articular injection of synovial stem cells promotes meniscal regeneration in a rabbit massive meniscal defect model. J Orthop Res. 31 (9), 1354-1359 (2013).
  7. Hagmann, S., et al. The influence of bone marrow- and synovium-derived mesenchymal stromal cells from osteoarthritis patients on regulatory T cells in co-culture. ClinExpImmunol. 73 (3), 454-462 (2013).
  8. Lee, W. J., et al. Cell source-dependent in vivo immunosuppressive properties of mesenchymal stem cells derived from the bone marrow and synovial fluid of minipigs. Exp Cell Res. 333 (2), 273-288 (2015).
  9. Su, J., et al. Phylogenetic distinction of iNOS and IDO function in mesenchymal stem cell-mediated immunosuppression in mammalian species. Cell Death Differ. 21 (3), 388-396 (2014).
  10. Jones, E. A., et al. Synovial fluid mesenchymal stem cells in health and early osteoarthritis: Detection and functional evaluation at the single-cell level. Arthritis Rheum. 58 (6), 1731-1740 (2008).
  11. Morito, T., et al. Synovial fluid-derived mesenchymal stem cells increase after intra-articular ligament injury in humans. Rheumatology (Oxford). 47 (8), 1137-1143 (2008).
  12. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2011).
  13. John, T., Lerche, P. Anesthesia and analgesia for veterinary technicians. , Mosby Elsevier press. St. Louis, Missouri. (2011).
  14. Cooper, D. K., Gollackner, B., Sachs, D. H. Will the pig solve the transplantation backlog. Annu Rev Med. 53, 133-147 (2002).
  15. Millard, A. L., Mueller, N. J. Critical issues related to porcine xenograft exposure to human viruses: Lessons from allotransplantation. CurrOpin Organ Transplant. 15 (2), 230-235 (2010).
  16. Ringe, J., et al. Porcine mesenchymal stem cells. Induction of distinct mesenchymal cell lineages. Cell Tissue Res. 307 (3), 321-327 (2002).
  17. Petersen, B., Carnwath, J. W., Niemann, H. The perspectives for porcine-to-human xenografts. Comp Immunol Micro biol Infect Dis. 32 (2), 91-105 (2009).
  18. Zeng, L., et al. Multipotent adult progenitor cells from swine bone marrow. Stem Cells. 24 (11), 2355-2366 (2006).
  19. Zeng, L., et al. Bioenergetic and functional consequences of bone marrow-derived multipotent progenitor cell transplantation in hearts with postinfarction left ventricular remodeling. Circulation. 115 (14), 1866-1875 (2007).
  20. Sekiya, I., et al. Human mesenchymal stem cells in synovial fluid increase in the knee with degenerated cartilage and osteoarthritis. J Orthop Res. 30 (6), 943-949 (2012).
  21. Mochizuki, T., et al. Higher chondrogenic potential of fibrous synovium- and adipose synovium-derived cells compared with subcutaneous fat-derived cells: Distinguishing properties of mesenchymal stem cells in humans. Arthritis Rheum. 54 (3), 843-853 (2006).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Mesenchymal Stem CellsSynovial Fluid MSCsBone Marrow MSCsMinipig MSC IsolationCell Surface MarkersFlow CytometryDensity CentrifugationIn Vitro CultureAutologous TherapyJoint Disease Models

مقالات ذات صلة