مقالة منهجية

هندسة الأنسجة عن طريق الجوهرية الأوعية الدموية في في فيفو غرفة هندسة الأنسجة

DOI:

10.3791/54099

⸱

مايو 30, 2016

 ,  ,  ,  , 
1O'Brien Institute Department, St Vincent's Institute of Medical Research, 2Department of Surgery, University of Melbourne, 3Faculty of Health Sciences, Australia Catholic University

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذا هو مبدأ توجيهي لبناء أنسجة الأوعية الدموية في الجسم الحي باستخدام حلقة شريانية وريدية جراحية مجهرية أو تكوين عنيق متدفق داخل غرفة هندسة الأنسجة. يمكن استخدام الأنسجة الوعائية المتولدة لتجديد الأعضاء واستبدال عيوب الأنسجة ، وكذلك لاختبار الأدوية ونمذجة الأمراض.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في الجراحة الترميمية، هناك حاجة السريرية عن بديل للطرق الحالية لإعادة الإعمار ذاتي التي هي معقدة ومكلفة والتجارة عيب واحد لآخر. هندسة الأنسجة مستقبل واعد لتلبية هذا الطلب المتزايد. ومع ذلك، تفشل معظم استراتيجيات هندسة الأنسجة لتوليد بدائل الأنسجة مستقرة وظيفية بسبب ضعف الأوعية الدموية. وتركز هذه الورقة على المجراة هندسة الأنسجة نموذج غرفة الأوعية الدموية الذاتية حيث يتم توجيه الشريان perfused والوريد إما حلقة شرياني أو تكوين عنيق التدفق من خلال داخل غرفة جوفاء المحمية. في هذا النظام القائم على غرفة يحدث تنتشر عائية من الأوعية الشريانية وهذا النظام يجذب الدماغية والتهابات مدفوعة هجرة الخلايا الذاتية التي تملأ تدريجيا مساحة الغرفة مع النسيج الليفي الوعائي. الخارجية خلية / غرس مصفوفة عند بناء غرفة يعزز سور خليةvival ويحدد خصوصية الأنسجة المهندسة والتي تتطور. وقد أظهرت دراستنا أن هذا النموذج الغرفة يمكن أن تولد الأنسجة المختلفة مثل الدهون والعضلات القلبية والكبد وغيرها بنجاح. ومع ذلك، هناك حاجة التعديلات والتحسينات لضمان النسيج المستهدف تشكيل ثابت واستنساخه. توضح هذه المقالة بروتوكول موحد لتصنيع اثنين من نماذج مختلفة الغرفة هندسة الأنسجة أوعية دموية في الجسم الحي.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

افتعال الأنسجة أوعية دموية الوظيفية باستخدام نهج هندسة الأنسجة هو النموذج الناشئ في مجال الطب التجديدي. 1،2 العديد من المقاربات لهندسة أنسجة جديدة وصحية لاستبدال الأنسجة المصابة أو الأجهزة المعيبة تم تطويرها و3-6 تجريبيا في نماذج حيوانية صغيرة إمكانات واعدة السريرية. 7،8 ومع ذلك، الأوعية الدموية لا تزال واحدة من التحديات الكبرى للهندسة الأنسجة الحد من قدرتها على النمو أنسجة حجم ذات الصلة سريريا. 9

النهج الحالية ليوعي الأنسجة اتبع إما مسار خارجي حيث تنمو سفن جديدة من السرير الوعائي المستفيدة وتغزو جميع أنحاء الأنسجة المزروعة يبني 10 أو مسار الأوعية الدموية جوهري حيث ينمو الأوعية الدموية ويوسع في انسجام تام مع الأنسجة النامية حديثا. 11 نهج خارجي ينطوي عادة خلايا البذر على سقالةفي المختبر، وغرس بناء الكامل في الحيوانات الحية مع توقع أن المواد الغذائية، زودت من قبل وسائل الإعلام والثقافة، وسوف يكون مصدرها من التداول. 12،13 مفهوم مبسط كما نشوب الأوعية الدموية بطيئة جدا وفقط يزرع رقيقة جدا (< سوف 1-2 مم) تبقى قابلة للحياة. توفير المواد الغذائية والأكسجين عن طريق الأوعية الدموية كافية والسريع هو في صميم أي محاولات ناجحة لزراعة بدائل أكثر تعقيدا وأكبر الأنسجة المهندسة مثل العظام والعضلات والدهون والأجهزة الصلبة، ويقدم 14،15 الأوعية الدموية الجوهرية احتمال يبني أكبر لتطوير نمو الأنسجة التدريجي بما يتناسب مع زيادة امدادات الدم. تصميم واحد هو في الجسم الحي زرع في غرفة من عنيق الأوعية الدموية مع أو بدون خلية سقالة المصنفة. 5،6 وقد أدى ذلك إلى تمهيد الطريق لإجراءات جديدة لتوليد سمكا الأنسجة أوعية دموية في جوهرها. 16،17

وفي الآونة الأخيرة، وقد وضعت استراتيجيات ما قبل يوعي ترقيع الأنسجة، وذلك قبل الغرس. وتهدف شبكات الأوعية الدموية أدرجت هذه لتفممض مع السفن المضيف في غرس السماح لسرعة توفير إمدادات الدم الكامل لتحسين البقاء على قيد الحياة من جميع أجزاء من الكسب غير المشروع نسيج سميك المزروعة. 18

نحن رائدة في الجسم الحي أوعية دموية نموذج هندسة الأنسجة في الحيوانات الصغيرة التي تنطوي على تحت الجلد المزروع الغرفة المغلقة شبه الصلبة التي تحتوي على عنيق الأوعية الدموية perfused والحيوية التي تحتوي على الخلية. غرفة يخلق بيئة الدماغية التي تحفز تنتشر عائية من السفن زرعها. 3 عنيق الأوعية الدموية يمكن أن تكون إما حلقة شرياني أعيد بناؤها أو شريان تدفق من خلال سليمة والوريد. 3-6،19 هذه الأوعية الدموية براعم عنيق على أداء والشريانية واسعة شبكة -capillary-الوريدية التي تربط في كل من الفنeriole وريدي ينتهي عنيق الأوعية الدموية. 3،20 علاوة على ذلك، الغرفة دعم جوفاء المحيطة تحمي الأنسجة النامية من المحتمل تشويه القوى الميكانيكية ويطيل من محرك الدماغية لتعزيز الأوعية الدموية. 3،21،22 إذا تم زرع عنيق سفينة ببساطة إلى الأنسجة الطبيعية وليس داخل الفضاء محمي من الغرفة، تنتشر عائية يتوقف على طول نفس الجدول الزمني كجرح عادي وليس أنسجة جديدة سوف تتراكم حول عنيق. وقد استخدم الباحثون هذا التكوين في الجسم الحي لإنتاج بنيات أوعية دموية وظيفية ثلاثية الأبعاد الأنسجة مع الأوعية الدموية داعمة والحجم ذات الصلة سريريا. 4،23 علاوة على ذلك، ويبني أنسجة أوعية دموية هندسيا مع عنيق الأوعية الدموية سليمة لها يمكن أن تحصد لزرع لاحق في مكان الاصابه . 24،25 شأنه أن سيناريو أكثر جدوى سريريا أن يخلق غرفة في موقع نهائي لاعادة اعماراوك والثدي. وبالتالي، يمكن لهذا دي نوفو نهج هندسة الأنسجة لديها امكانات السريرية لتوفير مصدر جديد من النسيج المستهدف وظيفية للجراحة الترميمية 26-28

فإن بروتوكول التالية توفر المرشد العام لبناء في الجسم الحي أوعية دموية غرفة هندسة الأنسجة في الفئران، والتي يمكن تكييفها في نماذج حيوانية مختلفة، وتستخدم لدراسة العمليات المعقدة من الأوعية الدموية، وإنتاج مصفوفة، والهجرة الخلوية والتمايز.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تمت الموافقة على البروتوكولات المذكورة هنا من قبل لجنة الأخلاقيات الحيوان في مستشفى ملبورن سانت فنسنت واستراليا، وكانت تجرى في إطار الالتزام الصارم للمبادئ التوجيهية للمجلس الوطني للصحة والأبحاث الطبية الاسترالية.

ملاحظة: يتم وصف بروتوكولين غرفة أدناه. ويوضح نماذج مختلفة وتصاميم غرفة معينة في الشكل 1. غرفة يرصد (1) من البولي (لنموذج غرفة الفئران شرياني حلقة). ومن أسطواني مع الداخلية قطرها 13 ملم وارتفاعه 4 مم. نافذة عند نقطة واحدة في الجدار يسمح بالوصول دون عوائق لعنيق. في النموذج الثاني (لالفئران التدفق من خلال عنيق نموذج غرفة)، ويتكون من غرفة polyacrylic وغير مستطيلة (10 × 8 × أبعاد 4 مم 3 الداخلية). فقد اثنين من 1.5 ملم فتحات على جانبي لاستيعاب شريان الفخذ والوريد لأنها تتعدى الغرفة.

1. الجرذ شرياني حلقة غرفة نموذج (واحد شامالبر لكل الحيوان)

ملاحظة: قبل بدء عملية جراحية، تأكد من أن جميع الصكوك تم تعقيمها بشكل صحيح. وبالمثل، وضمان بقية الأدوات على مناشف معقمة وهي على مسافة معقولة من حقل الجراحة لتجنب التلوث أثناء العملية.

  1. إعداد الحيوان للجراحة
    1. استخدام الفئران وزنها لا يقل عن 250 غرام لحجمها الكبير من السفن لخلق حلقة شرياني.
    2. تخدير الحيوان مع استنشاق الأيزوفلورين 4٪. تأكيد عمق كاف من التخدير عن طريق تقييم تجاوب إلى أخمص قدميه قرصة. بعد التخدير، والحفاظ على الحيوانات تخدير كاف في جميع أنحاء الداخلي مع 2٪ الأيزوفلورين.
    3. وضع الحيوان في موقف ضعيف على لوحة ظاهرة الاحتباس وتطبيق مواد التشحيم معقم للعين لمنع جفاف أثناء الجراحة.
    4. باستخدام الحلاقة الكهربائية، يحلق على حد سواء الخاصرتين وإزالة الشعر بقطعة من الشاش الرطب.
    5. الإعدادية مواقع الجراحية مع الكلورهيكسيدين/ 70٪ محلول الإيثانول وثنى الحيوان مع المناشف المعقمة. إدارة جرعة واحدة من كاربروفين (5 ملغ / كغ، تحت الجلد)، ومسكن.
  2. حصاد الفخذ الوريد الكسب غير المشروع
    1. باستخدام شفرة رقم 15، وجعل شق الجلد 4 سم على موازاة الفخذ الأيسر إلى الرباط الإربي. هذا يعرض لوحة الدهون الأربية.
    2. قطع طريق لوحة الدهون محيطي مع مقص ترك الأمر تعلق على عنيق في الأوعية الدموية على أساس سفن شرسوفي.
    3. باستخدام المقص الصغير، تحرير التصاقات الأنسجة الضامة غشائي بين جدار البطن والأوعية الفخذ الأساسية.
    4. وضع ضام على جدار البطن وسحب إعلامي. هذا يفضح الرباط الإربي وطول كل من الأوعية الفخذ.
    5. باستخدام ملقط الصغيرة ومقص منحني تشريح الوريد شرسوفي وعزلها من الدهون المحيطة بها عن طريق سحب والقطع بلطف. يعمل هذا المنوال كما حبل عند بناء حلقة.
    6. النقيبز ملقط الصغيرة والمقص الصغير منحني فتح غمد ماحول الأوعية التي تحتوي على الأوعية الفخذية والعصبية على طول الطريق من الرباط الإربي إلى القاصي التشعب لفرع شرسوفي.
    7. باستخدام ملقط الجزئي، والتقاط الوريد الفخذي من البرانية وبلطف فصلها عن الأنسجة المحيطة بها والمرافق الشريان. القيام بذلك مع ملقط الصغيرة ومنحني المقص الصغير أشار ذهابا وعن طريق سحب الأنسجة، وبصرف النظر قطع من خلال ذلك.
      ملاحظة: أبدا الاستيلاء على سمك كامل من جدار الوريد لأن ذلك قد يسبب صدمة للالبطانية مما يجعلها عرضة للتخثر.
    8. فروع جانبية Ligate وجدت أثناء تشريح مع خياطة 10/0 النايلون أو تخثر لهم مخثار ثنائي القطب.
    9. مع الوريد الفخذي خالية تماما، ligate الداني والقاصي ينتهي مع 4/0 خيوط الحرير. تأكد من الحصول على الكسب غير المشروع الوريد لا يقل عن 10 ملم طول وتشمل حوالي 0.5 سم طول فرع شرسوفي لاستخدامها بمثابة حبل حبل الرجلعقد حلقة مفتوحة في الغرفة.
    10. باستخدام ملقط الصغيرة والمقص الصغير على التوالي، وتقليم البرانية من طرفي الكسب غير المشروع عن طريق سحب بلطف والقطع. ويمكن أيضا أن يتم ذلك في وقت لاحق، قبل مفاغرة المجهرية.
    11. تدفق الكسب غير المشروع الوريد بمحلول ملحي heparinized (10 U / مل من الهيبارين) وترك الأمر للراحة في الحل. إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة.
  3. إنشاء شرياني حلقة وزرع الغرفة
    1. كرر الخطوات من 1.2.1 إلى 1.2.4 في نفس الطريقة بالضبط على الطرف المقابل.
    2. باستخدام ملقط الجزئي، تشريح وعزل كل من الشريان والوريد شرسوفي تشكيل لوحة الدهون المحيطة بها. القيام بذلك عن طريق سحب بلطف الأنسجة بعيدا عن السفن
    3. باستخدام ملقط الجزئي، والتقاط الشريان الفخذي بواسطة البرانية وتحريره من الأنسجة المحيطة بها. القيام بذلك مع ملقط الصغيرة ومنحني مستديرة مدببة هيئة التصنيع العسكريمقص ريال عماني عن طريق سحب الأنسجة، وبصرف النظر قطع من خلال ذلك. Ligate أو تخثر فروع جانبها.
    4. Ligate الشريان الفخذي والوريد البعيدة إلى ظهور الأوعية شرسوفية باستخدام 4/0 خياطة الحرير.
    5. وضع المشبك واحد قريب على كل من شريان الفخذ والوريد. باستخدام مقص حاد الصغيرة على التوالي، وجعل عرضية نظيفة قطع في كل القاصي السفينة إلى ظهور فروع شرسوفية. وضع خلفية تباين بلاستيكية معقمة تحت السفن.
    6. تدفق السفن بقوة مع كميات سخية من المياه المالحة heparinized حتى يتم إزالة كافة الدم من التجويف.
    7. جلب الكسب غير المشروع الوريد في حقل الجراحة وإزالة أي البرانية زائدة من نهايات الأوعية 'كما في الخطوة 1.2.10، إذا لزم الأمر.
    8. تنفيذ كل مفاغرة المجهرية مع خياطة 10/0 النايلون. يفاغر نهاية القريبة من الكسب غير المشروع الوريد إلى الوريد الفخذي ونهاية البعيدة إلى الشريان الفخذي. وهذا سوف يسمح بتدفق الدم وROM الشرياني إلى الجانب الوريدي دون مقاومة من الصمامات داخل الأوردة الكسب غير المشروع.
      ملاحظة: تأكد من أن السفن الفخذ والوريد الكسب غير المشروع بقية في موقفهم الطبيعي دون أي التقلبات.
    9. تحقق من وجود تسرب في كلا الموقعين المفاغرة. حل التسريبات الصغيرة، التي تبدو وكأنها غير النابض الدم يسيل من موقع توصيلي، عن طريق وضع قطعة صغيرة من الدهون على أعلى وضغط بلطف لمدة 5-10 دقائق. وأكبر تسرب النابض أن الفيضانات بسرعة الحقل بأكمله يحتاج غرز إضافية.
    10. تحقق المباح من الحلقة شرياني. انسداد طيف من الشريان الفخذي ينبغي أن تجعل من انكماش في حين أن نفس الشيء في الوريد الفخذي ينبغي أن التهم عليه.
    11. وضع قاعدة للغرفة هندسة الأنسجة تحت حلقة شرياني مع يستريح الأخيرة في موقفها الطبيعي دون التقلبات أو مكامن الخلل.
    12. تأمين قاعدة من الغرفة إلى الرباط الإربي والكامنة لفافة العضلات مع 6/0 خيوط النايلون.
    13. وضع غطاء علىالقاعدة بحيث الأوعية الفخذ تدخل الغرفة من خلال تحقيقها (نافذة في جانب من الغرفة). عند إغلاق الغطاء، والتأكد من أنها ملفتة للفروع شرسوفي، بين القاعدة الغرفة وغطاء، والتي تكون بمثابة الحبال لعقد حلقة شرياني في الموقف.
    14. إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة.
    15. السماح للحيوان للتعافي من التخدير على وسادة الاحترار.
    16. لا تترك الحيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. وبالمثل، لا عودة الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما. بعد 24 ساعة، إدارة جرعة أخرى واحدة من كاربروفين (5 ملغ / كغ، تحت الجلد)، ومسكن.
    17. علاج الجرح مع مرهم مضاد حيوي موضعي لمدة 5 أيام. إذا تم فتح الجرح، تخدير الحيوان كما في الخطوة 1.1.2 خلال 1.1.5 وإغلاق الجرح كما هو الحال في 1.30.14. مراقبة صحة الحيوان يوميا. الموت ببطء الحيوان باستخدام جرعة قاتلة من حقن lethabarb داخل الصفاق (163 ملغ / كغ في 0.25 مل بنسبة 23 إبرة G) إذا تبين للحيوان أكثر من علامات معتدلة من inacitivity، فقدان الشهية، وفقدان الوزن وفقدان اللون.

2. تدفق من خلال غرفة عنيق (اثنان غرف في الحيوان)

  1. إعداد الحيوان للجراحة
    1. كرر الخطوات من 1.1.1 خلال 1.1.4. يمكن زرع غرفتين في كل من مناطق الفخذ من الفئران واحد.
  2. عزل سفن الفخذ والإدراج للغرفة
    1. كرر الخطوات من 1.2.1 خلال 1.2.8.
    2. مع كل من الشريان والوريد سراح تماما من الأنسجة المحيطة بها وفروعها ligated، وجلب الغرفة في مجال الجراحة.
    3. وضع كل من الأوعية الفخذ سليمة على شق المقابلة للقاعدة الغرفة والتأكد من عدم وجود التقلبات أو مكامن الخلل.
    4. إغلاق الغرفة عن طريق attachiنانوغرام غطاء للقاعدة. إغلاق الجرح باستخدام الجري المستمر 4/0 خياطة الحرير زائد اثنين أو ثلاثة إضافية غرز انقطاع بسيطة والسماح للحيوان لاسترداد كما هو موضح سابقا.

3. حصاد الدوائر ومعالجة الأنسجة

  1. مرة واحدة يتم الوصول إلى نقطة زمنية في التجربة (4-6 أسابيع بعد الزرع)، تخدير الحيوان كما في الخطوة 1.1.2 وكرر الخطوات من 1.1.3 خلال 1.1.5.
  2. فتح الجرح باستخدام شفرة رقم 15 وقطع طريق الأنسجة مع مقص حتى يتعرض الغرفة تماما.
  3. فضح الأوعية الفخذ الأقرب إلى بناء واختبار لالمباح الأوعية الدموية: انسداد بلطف السفينة مع اثنين من microforceps، ثم الألبان والدم في اتجاه القاصي وأخيرا الافراج عن ملقط القريبة. إذا تملأ وعاء مع الدم مرة أخرى، وهذا يؤكد المباح. Ligate الأوعية الفخذ قريب في حالة من الحلقة شرياني وكلاهما قريب وبشكل أقصى في حالة من اله التدفق من خلال التكوين، وإزالة غرف مع تحتوي على الأنسجة ككل.
  4. في نهاية التجربة، الموت ببطء الحيوان باستخدام جرعة قاتلة من حقن lethobarb داخل الصفاق (163 ملغ / كغ في 0.25 مل بنسبة 23 إبرة G).
  5. إصلاح الأنسجة في 4٪ امتصاص العرق في درجة حرارة الغرفة لمدة 24 ساعة. الأنسجة تقسيمها إلى أقسام عرضية متعددة (1-2 مم) وتضمينها في شمع البارافين أو الأمثل مجمع درجة حرارة القطع لأقسام البارافين (5 ميكرون) أو أقسام المجمدة (10 ميكرون)، على التوالي. 3،4،8،17،22، 24
  6. أداء تلطيخ النسيجي الروتينية مثل الهيماتوكسيلين ويوزين لدراسة مورفولوجية العام للأنسجة. أداء تلطيخ المناعى مع الأجسام المضادة المحددة لتحديد نوع الخلية من الفائدة، 3،4،8،17،22،24،29 على سبيل المثال التروبونين القلبي T المناعية للالعضلية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تنفيذ إنشاء المجهرية غرف هندسة الأنسجة كما هو موضح في البروتوكول أعلاه. الأنسجة المولدة داخل غرف يمكن فحص تشريحيا كما وصف في خطوة بروتوكول تم 3. أنواع الأنسجة المختلفة هندسيا بنجاح باستخدام المجراة غرفة أوعية دموية (الشكل 2). وتشمل هذه الأنسجة القلبية مع العضلية حديثي الولادة الفئران (الشكل 2A)، الأنسجة العضلية مع الفئران myoblasts الهيكل العظمي (الشكل 2B)، والأنسجة الدهنية مع هيدروجيل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويجري حاليا التحقيق في الهندسة من دوران الأوعية الدقيقة أساسا من خلال نهجين. الأول ينطوي على تطوير شبكة الأوعية الدموية المتشابكة للغاية ضمن التركيبة في المختبر بحيث عندما زرعت، الشعيرات الدموية من السرير الوعائي المضيفة التواصل مع تلك التي زرعها بناء من خلال عملية تسمى مفاغمة، وبالتالي ضمان إيصال المواد الغذائية ليس فقط إلى المحيط ولكن أيضا في 21،32،33 الأساسية. وهذا ما يسمى بمرحلة ما قبل الأوعية الدموية. يحاول النهج الثاني لتعزيز الأوعية الدموية المضيف نفسه م...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب تعلن أي المصالح المتنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأيد هذا العمل من قبل منح التمويل من NHMRC ومؤسسة ستافورد فوكس الطبية. المؤلفون تقر المساعدة الجراحية سو مكاي، ليليانا بيبي، آنا Deftereos وأماندا RIXON من التجارب الطبية وحدة الجراحة، مستشفى سانت فنسنت في ملبورن. ويقدم الدعم أيضا من قبل وزارة حكومة ولاية فيكتوريا في الابتكار والصناعة وبرنامج دعم البنية التحتية التشغيلي التنمية الإقليمي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
1 15 شفرة مشرطبراونBB515
1 ملقط Adson مسننبراونBD527R
1 حامل إبرةبراونBM201R
1 جهاز تخثر ثنائي القطب  مايكرو براونUS335
1 B-15-8.3S & T00763
1 ملقط موسع دقيق D-5A.2S & T00125
1 ملقط صائغ صغير JF-5S & T00108
1 مقص صغير - مستقيم SAS-11S & T00098
1 مقص دقيق - منحني SDC-11S & T00090
2 مشابك مفردة B-3S & أمبير T00400
2 10/0 خياطة نايلونS & T03199
1 6/0 خياطة نايلونبراونG2095469
2 4/0 خيوط حريريةبراونC0760145
زيلوكائين 1٪Dealmed150733 10 مجم / مل
هيبارين صوديومDealmed272301 5,000 UI / مل
Ringer LactateBaxterJB2323500 مل
1 هندسة أنسجة على شكل قبة غرفةمخصصة مصنوعة
1 غرفة التدفقمن خلال العرف
ليكتين الأول ، Griffonia Simplicifolia   ؛مختبرات ناقلاتB-11051.67 & mu; جم / مل
تروبونين T الجسم المضادAbcamAb82954 & mu ؛ جم / مل
الجسم المضاد Ku80 الخاص بالإنسانAbcamAb805920.06 & mu ؛ جم / مل
الجسم المضاد DesminDakoM07602.55 & جم / مل
Cell Tracker CM-DiI صبغةThermo Fisher ScientificC-70003 مجم / 106< / sup> خلايا
Lethabarb (بنتوباربيتون الصوديوم) figure-materials-1 Virbac Animal HealthLETHA450325 مجم / مل
وسادة حرارية مرنة< href = "http://www.redzoneheating.com.au" الهدف = "_blank" >figure-materials-2 Redzone HeatingRZ / متوسط
حامل إبرة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Spiliopoulos, K., et al. Current status of mechanical circulatory support: A systematic review. Cardiol Res Pract. , 574198(2012).
  2. Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook. Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).
  3. Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct. FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).
  4. Morritt, A. N., et al. Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber. Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).
  5. Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report. B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).
  6. Cronin, K. J., et al. New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials. Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).
  7. Forster, N. A., et al. A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice. Islets. 3 (5), 271-283 (2011).
  8. Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells. Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).
  9. Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).
  10. Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  11. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  12. Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration. Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).
  13. Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. Progress in adipose tissue construct development. Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).
  14. Vunjak-Novakovic, G., et al. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).
  15. Garcia, J. R., Garcia, A. J. Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair. Drug Deliv Transl Res. , (2015).
  16. Forster, N., et al. Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice. Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).
  17. Tilkorn, D. J., et al. Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model. Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).
  18. Chang, Q., Lu, F. A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold. Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).
  19. Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. De novo adipose formation in a vascularized engineered construct. Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).
  20. Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model. J Tissue Eng Regen Med. , (2015).
  21. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  22. Yap, K. K., et al. Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber. Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).
  23. Findlay, M. W., et al. Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans. Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).
  24. Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats. Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).
  25. Dolderer, J. H., et al. Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber. Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).
  26. Sekine, H., et al. Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts. Circulation. 118, (14 Suppl) 145-152 (2008).
  27. Ting, A. C., et al. The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber. Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).
  28. Zhan, W., et al. Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber. Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).
  29. Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source. FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).
  30. Lim, S. Y., Hernández, D., Dusting, G. J. Growing vascularized heart tissue from stem cells. J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).
  31. Poon, C. J., et al. Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue. Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).
  32. Dilley, R. J., Morrison, W. A. Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair. Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).
  33. Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs. Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).
  34. Hussey, A. J., et al. Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers. Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).
  35. Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts. Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).
  36. Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature. Methods. 56 (3), 440-451 (2012).
  37. Dolderer, J. H., et al. Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space. Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).
  38. Wei, F. C., Lin Tay, S. K. Principles and techniques of microvascular surgery. Plastic Surgery. Volume 1. Neligan, P. C., Gurtner, G. C. , Elsevier. Chapter 26 587-620 (2013).
  39. Sekine, H., et al. In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels. Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).
  40. Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., Pébay, A., Dilley, R. J. Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering. Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).
  41. Lim, S. Y., et al. In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation. Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).
  42. Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors. Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة