يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

حلقة شرياني (AV) في نموذج الحيوانات الصغيرة لدراسة الأوعية الدموية وهندسة الأنسجة أوعية دموية

12.2K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/54676

⸱

نوفمبر 2, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Hand Surgery and Laboratory for Tissue Engineering and Regenerative Medicine, University Hospital of Erlangen, Friedrich-Alexander University of Erlangen-Nürnberg (FAU), 2Genetic Engineering and Biotechnology Institute for Postgraduate Studies, Baghdad University, 3Department of Plastic, Hand and Microsurgery, Sana Klinikum Hof GmbH

في هذه المقالة

ملخص

وصفنا نهج المجهرية لتوليد حلقة شرياني (AV) كنموذج للتحليل الأوعية الدموية في الجسم الحي في بيئة معزولة، وتميزت بشكل جيد. هذا النموذج هو ليس فقط مفيدا للتحقيق في الأوعية الدموية، ولكن أيضا مناسبة بشكل مثالي للهندسة أوعية دموية محوريا والأنسجة استنساخها.

الملخص

تعد شبكة الأوعية الدموية الوظيفية شرطا أساسيا لبقاء ونمو جميع الأنسجة والأعضاء في جسم الإنسان تقريبا. علاوة على ذلك ، في الحالات المرضية مثل السرطان ، تلعب الأوعية الدموية دورا رائدا في تطور المرض. وبالتالي ، هناك حاجة ماسة لنموذج موحد ومميز جيدا في الجسم الحي من أجل توضيح آليات الأوعية الدموية الجديدة وتطوير مناهج مختلفة للأوعية الدموية لهندسة الأنسجة والطب التجديدي.

نصف نهج الجراحة المجهرية لنموذج حيواني صغير لتحريض محور الأوعية الدموية الذي يتكون من وريد وشيان مفغر في حلقة شريانية وريدية (AV). يتم نقل حلقة AV إلى غرفة زرع مغلقة لإنشاء بيئة مكروية معزولة في الجسم الحي ، والتي لا تتصل بالكائن الحي إلا عن طريق محور الأوعية الدموية. باستخدام التصوير ثلاثي الأبعاد (التصوير بالرنين المغناطيسي ، التصوير المقطعي المحوسب الصغير) وعلم الأنسجة المناعية ، يمكن تصور الأوعية الدموية المتنامية بمرور الوقت. من خلال زرع خلايا مختلفة وعوامل نمو ومصفوفات ، يمكن تحليل وظيفتها في تكوين شبكة الأوعية الدموية دون أي تأثيرات مزعجة من المناطق المحيطة في بيئة يمكن التحكم فيها جيدا.

بالإضافة إلى دراسات تكوين الأوعية الدموية ومضادات تكوين الأوعية ، فإن نموذج حلقة AV مناسب تماما أيضا لهندسة الأنسجة الوعائية. بعد وقت معين قبل الأوعية الدموية ، يمكن زرع الأنسجة المتولدة في موقع العيب وتوصيلها جراحيا مجهريا بالأوعية المحلية ، وبالتالي ضمان إمداد الدم الفوري وتكامل الأنسجة الهندسية. من خلال تغيير المصفوفات والخلايا وعوامل النمو وبنية الغرفة ، من الممكن توليد أنسجة مختلفة ، والتي يمكن بعد ذلك تخصيصها وفقا لاحتياجات المريض الفردية.

المقدمة

معظم الأنسجة والأعضاء في جسم الإنسان تعتمد على شبكة الاوعية الدموية الوظيفية التي تزود المواد الغذائية، وتتبادل الغازات ويزيل النفايات. خلل في هذا النظام بسبب مشاكل في الأوعية الدموية المحلية أو النظامية يمكن أن يؤدي إلى العديد من الأمراض الحادة. وعلاوة على ذلك، في المجالات البحثية مثل هندسة الأنسجة والطب التجديدي، شبكة الأوعية الدموية وظيفية داخل أنسجة ولدت بشكل مصطنع أو الأعضاء المزروعة لا غنى عنها لتطبيق السريرية ناجح.

على مدى عقود كان الباحثون بالتحقيق في الآليات الدقيقة تشارك في الأوعية الدموية المتزايدة للحصول على نظرة أعمق في حالات المرضية من أجل إيجاد تدخلات علاجية جديدة وتوفير الوقاية أفضل من اضطرابات الأوعية الدموية. في الخطوة الأولى، العمليات الأساسية مثل التفاعلات خلية خلية أو تأثير الجزيئات في خلايا الأوعية الدموية وعادة ما تكون حققت فيها في المختبر 2D أو 3Dالتجارب. نماذج 2D التقليدية من السهل القيام بها، راسخة، وساهمت إلى حد كبير في فهم أفضل لهذه العمليات. لأول مرة في عام 1980، فوكمان وآخرون. ذكرت في البذر الأوعية الدموية في المختبر من خلايا بطانة الأوعية الدموية الشعرية في الجيلاتين لوحات المغلفة 1. هذا أعطى على الفور وسيلة لنشر العديد من تجارب أخرى الأوعية الدموية 2D على أنبوب الخلايا البطانية تشكيل فحص 2، فحص الهجرة (3) وشارك في زراعة أنواع مختلفة من الخلايا 4، فضلا عن غيرهم. لا تزال تستخدم هذه المقايسات اليوم ومقبولة وفقا لمعايير في أساليب المختبر.

ومع ذلك، هذا الإعداد التجريبية ليست دائما ملائمة لدراسة في الجسم الحي سلوك الخلية لأن معظم أنواع الخلايا تتطلب بيئة 3D لتشكيل هياكل الأنسجة الفسيولوجية ذات الصلة 5. ويمكن أن يتبين أن بنية مصفوفة 3D هي حاسمة لmorphogenesi الشعريةالصورة 6 و أن التفاعلات خلايا إضافية مصفوفة الخلوية (ECM) والثقافة 3D الظروف تنظم العوامل الهامة التي ينطوي عليها ورم الأوعية الدموية 7. تقدم مصفوفة 3D المدخلات الميكانيكية المعقدة، يمكن ربط البروتينات المستجيب وإقامة الأنسجة على نطاق التدرجات تركيز المذاب. وعلاوة على ذلك، يعتبر أنه من الضروري من أجل التشبه في المخلق الجسم الحي وخطوات إعادة عرض في أنسجة معقدة 5. في هذه الأنظمة، سواء الأوعية الدموية وتكون الأوعية يمكن دراستها. بينما يصف الأوعية الدموية وتنتشر من الشعيرات الدموية من قبل الإيجاد الأوعية الدموية 8، يشير تكون الأوعية في دي نوفو تشكيل الأوعية الدموية من خلال الخلايا البطانية أو الأسلاف من 9،10. يوصف نضوج السفن في عملية تسمى "تخلق الشرايين" عبر تجنيد خلايا العضلات الملساء 11. وعائي المنشأ النموذجية في نموذج المختبر هو تنتشر الخلايا البطانية من أحادي الطبقة الحاليةالصورة المصنف كما أحادي الطبقة على الأسطح هلام، على سطح المجهرية جزءا لا يتجزأ من داخل هلام أو عن طريق بناء الأجسام الشبه الكروية خلية البطانية 12. في نماذج vasculogenic وشرك الخلايا البطانية واحدة في هلام 3D. تفاعلها مع الخلايا البطانية المجاورة لتشكيل الهياكل والشبكات دي نوفو الأوعية الدموية، وعادة في تركيبة مع خلايا داعمة 12.

ومع ذلك، حتى معقدة 3D نماذج في المختبر لا يمكن أن تحاكي في إعدادات الجسم الحي تعطى تماما وافر من خلية خلية وخلية ECM التفاعلات 13. المواد مع ارتفاع النشاط في المختبر لا تظهر تلقائيا على نفس الآثار في الجسم الحي، والعكس بالعكس (14). للاطلاع على تحليل شامل من الأوعية الدموية العمليات هناك حاجة ملحة إلى تطوير في النماذج الحية التي تحاكي الوضع على نحو أفضل في الجسم. وصفت مجموعة كبيرة من الجسم الحي في فحوصات الأوعية الدموية في الأدب، بما في ذلكالفرخ فحص مشيمائي غشاء (CAM)، ونموذج الزرد، والأوعية الدموية فحص القرنية، الظهرية نموذج كيس الهواء، وغرفة ظهري طبقات الجلد، ونماذج ورم تحت الجلد 14. ومع ذلك، غالبا ما ترتبط هذه المقايسات مع القيود، مثل التغيرات المورفولوجية السريعة، ومشاكل في الشعيرات الدموية الجديدة المميزة من تلك الموجودة بالفعل في مقايسة كأم، أو مساحة محدودة في القرنية الأوعية الدموية فحص 15. وعلاوة على ذلك، يتم استخدام أنظمة غير الثدييات (على سبيل المثال، نموذج الزرد 16)، الأمر الذي يؤدي إلى مشاكل في زرع الأعضاء 17. في نموذج ورم تحت الجلد، الأوعية الدموية التي تنشأ فقط من الورم نفسه لا يمكن تحليلها منذ الأنسجة المجاورة يساهم إلى حد كبير في عملية الأوعية الدموية. وعلاوة على ذلك، يمكن الأنسجة المحيطة لها دور حاسم في تشكيل المكروية ورم 18.

ليس فقط لدراسة الأوعية الدموية أو تكون الأوعية هناك شمال شرق قويإد لموحدة وتتميز بشكل جيد في نموذج الجسم الحي ولكن أيضا لدراسة استراتيجيات الأوعية الدموية المختلفة في هندسة الأنسجة والطب التجديدي. اليوم، الجيل من الأعضاء أو الأنسجة الاصطناعية معقدة ممكن سواء في التجارب المختبرية والحية. يوفر 3D bioprinting تقنية تصنيع حسب الطلب لتوليد معقدة 3D الأنسجة الحية وظيفية (19). وعلاوة على ذلك، المفاعلات الحيوية يمكن استخدامها لتوليد الأنسجة 20 أو حتى جسده يمكن استخدامها في مفاعل حيوي 21. ومع ذلك، فإن العائق الرئيسي لنجاح تطبيق الأنسجة ولدت بشكل مصطنع هو عدم وجود الأوعية الدموية داخل بنيات هندسيا. الاتصال الفوري إلى الأوعية الدموية المضيف بعد زرع هو شرط أساسي للبقاء على قيد الحياة، وخاصة في حالة الأنسجة الاصطناعية على نطاق واسع أو الأجهزة.

مختلفة في المختبر أو في استراتيجيات prevascularization الجسم الحي كانت جمعةطورت لإنشاء الأوعية الدموية الدقيقة وظيفي في بنيات قبل زرع 22. أدى غرس سقالة مع المختبر في الشعيرات الدموية المهندسة متشكلة على الجلد الظهرية من الفئران لمفاغرة السريعة من الأوعية الدموية الفئران خلال يوم واحد 23. في المقابل، كروي ثقافة مشتركة تتألف من خلايا الجذعية الوسيطة الإنسان والوريد السري الخلايا البطانية الإنسان تجميعها في شبكة prevascular ثلاثية الأبعاد تطورت أكثر بعد في الجسم الحي زرع. ومع ذلك، مفاغرة مع الأوعية الدموية المضيف اقتصر 24. قبل كل شيء، في عيوب سيئة أوعية دموية، مثل المناطق الميتة أو المشع، وهذا ما يسمى الأوعية الدموية خارجي - لنشوب السفن من المنطقة المحيطة بها إلى السقالة - غالبا ما يفشل. الأوعية الدموية جوهري، من ناحية أخرى، تقوم على محور الأوعية الدموية كمصدر الشعرية الجديدة تنتشر في سقالة 25. باستخدام نهج الأوعية الدموية محوري، والأنسجة المهندسة يمكن زرعها مع محور الأوعية الدموية وتوصيل سفن محلية في موقع المتلقي. مباشرة بعد الزرع، ويدعم الأنسجة كافية من الأوكسجين والمواد المغذية، مما يخلق الظروف المناسبة لتحقيق التكامل الأمثل.

نظرا لمحدودية توافر نماذج للتحقيق في الجسم الحي الأوعية الدموية واعترافا بالأهمية المتزايدة لتوليد الأنسجة أوعية دموية محوريا، قمنا بتطوير نهج المجهرية من إيرول وسبيرا أيضا على توليد (AV) حلقة شرياني في نموذج حيواني 26. استخدام غرفة زرع مغلقة تماما يجعل هذه الطريقة مناسبة تماما للغاية لدراسة تشكيل الأوعية الدموية تحت "رقابة"، وتتميز بشكل جيد في ظروف الجسم الحي (الشكل 1). هذا النموذج ليس مفيدا فقط للتحقيق في الأوعية الدموية ولكن أيضا مناسبة بشكل مثالي لالأوعية الدموية المحوري السقالات لانجين الأنسجةأغراض eering.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وافقت لجنة رعاية الحيوان من جامعة فريدريش ألكسندر إيرلانغن نورنبرغ (وحدة التحليل المالي) وحكومة فرانكونيا الأوسط، ألمانيا، كل هذه التجارب. للتجارب، ذكور فئران لويس مع وزن الجسم من 300 - استخدمت 350 غرام.

1. حلقة نموذج شرياني في الجرذ

  1. إجراء زرع (الشكل 2)
    1. للتخدير استخدام مربع بلاستيكي خاص متصلة عبر أنبوب إلى المرذاذ الأيزوفلورين وأغلقت غطاء. بدوره على إمدادات الغاز وتدفق متر بين 0،8-1،5 لتر / دقيقة.
    2. وضع الفئران في مربع من البلاستيك الحث وختم أعلى. تشغيل المرذاذ الأيزوفلورين إلى 5٪.
    3. مراقبة بعناية الجرذ أثناء التخدير. بعد 3-4 دقائق، سيتم تخدير الفئران.
    4. تأكيد التخدير المناسبة: فقدان المنعكس التقويمي، وفقدان منعكس الجفن، منعكسة الانسحاب، منعكسة القرنية إيجابي.
    5. إزالة الفئران من منطقة الجزاء، وتحقق لهاالوزن لحساب المخدرات. تطبيق مرهم العين لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
    6. إدارة الدواء الألم والمضادات الحيوية (مثل، 7.5 ملغ / كغ إينروفلوكساسين تحت الجلد (SC)، 12.5 ملجم / كجم ترامادول و 100 ملغم / كغم ميتاميزول على حد سواء عن طريق الوريد (رابعا)). إدارة بلورانيات-تكييفها الوزن أثناء التشغيل (على سبيل المثال، 30 مل / كغ الشوري).
    7. وضع فأر على ظهرها على لوحة ظاهرة الاحتباس عند 37 درجة مئوية تحت التخدير مع 1-2٪ استنشاق الأيزوفلورين تدار عن طريق قناع.
    8. مراقبة التخدير بشكل صحيح وزيادة الأيزوفلورين إذا كان مستوى التخدير منخفض جدا (حركة الفئران، استجابة للألم، لهجة الفك، أي خسارة من ردود الفعل (انظر 1.1.4.)، معدل ضربات القلب تزداد). يجب الحرص على عدم جرعة زائدة الأيزوفلورين (فقدان ردود الفعل القرنية، وارتفاع معدل ضربات القلب، وانخفاض في تشبع الأكسجين). استخدام عداد نبض خاص للحيوانات الصغيرة للتحقق من تشبع الأكسجين (95-100٪) ومعدل ضربات القلب (250-450 / دقيقة) من الفئران. خلال operatiعلى درجة حرارة رصد من الفئران (36 - 40 درجة مئوية) وضبط درجة حرارة لوحة ظاهرة الاحتباس إذا لزم الأمر.
    9. حلق الجوانب الداخلية من الأطراف الخلفية مع الحلاقة الكهربائية وتطهير المنطقة مع المطهرات. نشر أطرافه الخلفية واصلاحها مع شريط لاصق.
    10. وضع الفئران تحت المجهر الجراحي وتغطية الفئران مع اللف العقيمة. ضمان أن يتم تنفيذ الإجراء عملية كله تحت ظروف معقمة.
    11. فتح الجلد في منتصف الفخذ الأيسر مع شق طولي من الركبة العليا إلى أعلى الفخذ باستخدام مشرط (رقم 10).
    12. قطع الأنسجة تحت الجلد واللفافة في طبقات من حوالي 3 سم في الطول باستخدام مقص تشريح وmicroforceps حتى يتعرض الحزمة الوعائية الفخذ من الشريان الحوض في الفخذ إلى التشعب من الشريان الفخذي في الركبة.
    13. فصل السفن وإزالة البرانية باستخدام مقص البرانية وmicroforceps.
    14. تخثر الجانب بالمرابع باستخدام تخثر كهربائي. تغطية مجال التعاون مع ضغط رطبة.
    15. فتح الجلد على الجانب الأيمن كما هو موضح في الجانب الأيسر، 1.1.11 - 1.1.14.
    16. حصاد الكسب غير المشروع وريدي، ligate الوريد الفخذي الأيمن من تخثر كهربائي على الداني والقاصي الغايات على مسافة من 1 - 1.5 سم.
    17. إزالة الكسب غير المشروع وريدي مع microforceps وتدفق الكسب غير المشروع وريدي مع الحل الهيبارين (50 وحدة دولية / مل في 0.9٪ محلول كلوريد الصوديوم) باستخدام قنية الري وتحويلها إلى الفخذ الأيسر. تغطية ميدانية عملية في الجانب الأيمن مع ضغط رطبة.
    18. Ligate الوريد الفخذي على الجانب الأيسر قريب في المنطقة الأربية مع المشبك microvessel. تخثر الوريد الفخذي بشكل أقصى من التخثر الكهربائي، في الركبة العليا قبل المتفرعة، على مسافة حوالي 2 سم.
    19. لمفاغرة ربط نهاية القريبة من الكسب غير المشروع وريدي مع نهاية القريبة من الوريد بحلول نهاية إلى نهاية مفاغرة مع sutur 11-0ه. استخدام حوالي 8 غرز توقف. بادئ ذي بدء وضع الغرز الأولين في المواقف 12:00 و06:00. ثم، وضعت في 2-3 الغرز المزيد من بين هذه النقاط على الجانب الأمامي ومن ثم وضعت 2-3 الغرز أكثر في الجانب الخلفي.
    20. Ligate الشريان الفخذي في نفس الطريق وصفها لالوريد الفخذي (1.1.18). تأكد من عدم والملتوية السفن حلقة. يفاغر النهاية البعيدة من الكسب غير المشروع وريدي مع نهاية القريبة من الشريان كما هو موضح في الوريد الفخذي (الخطوات 1.1.19).
    21. إدارة 25 وحدة دولية الهيبارين عن طريق الوريد. تأكد مرة أخرى لا يتم تحريفها السفن حلقة، إزالة المشابك والتحقق من وجود تسرب والمباح من الحلقة لمدة 5 دقائق.
    22. بابافيرين سال لعابه (على سبيل المثال، 4 ملغ / مل) على السفن لمنع تقلصات في الأوعية الدموية. إذا كان هناك المباح، حلقة توسع ونبض الشريان يمكن ملاحظة.
    23. ملء مسبق غرفة زرع مع النصف الأول (حوالي 500 ميكرولتر) من المصفوفة (على سبيل المثال </ م>، هيدروجيل أو مصفوفة العظام مع أو بدون خلايا). تضمين حلقة في غرفة الزرع.
    24. تملأ الغرفة زرع مع النصف الثاني من المصفوفة إلى إجمالي حجم 1000 ميكرولتر. ختم الغرفة مع غطاء غرفة.
    25. إصلاح غرفة زرع على الفخذ مع غير قابل للامتصاص 6-0 خياطة. إصلاح غطاء غرفة مع غير قابل للامتصاص 6-0 خياطة. وقف نزيف ممكن مع تخثر كهربائي.
    26. إغلاق الجلد مع امتصاص 4-0 الغرز. تغطية الجرح مع رذاذ الألمنيوم.
    27. إدارة المضادات الحيوية والمسكنات (على سبيل المثال، 7.5 ملغ / كغ إينروفلوكساسين الشوري، ترامادول 12.5 ملغ / كغ في نظام التشغيل (ص) (من خلال مياه الشرب) لمدة 3 - 5 ايام وبعد ذلك يتوقف على سلوك الفئران).
    28. تحويل المرذاذ خارج والسماح للجرذ للتنفس إمدادات الغاز حتى يبدأ لإيقاظ.
    29. وضع الفئران في مربع مع دعم الحراري ومراقبة بعناية حتى تعافى تماما.
    30. لا تترك الامم المتحدة الفئرانحضر حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية.
    31. لا عودة الفئران للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.
  2. الإجراءات Explantation
    1. أداء explantation بعد وقت قصير أو زرع منذ فترة طويلة (وفقا لتصميم الدراسة، للحصول على أمثلة من فضلك انظر المراجع 27-32). تخدير الفئران وفقا لخطوات 1.1.1.-1.1.9.
    2. فتح جلد البطن مع مشرط (رقم 10)، وتحرك الأمعاء جانبا مع ضغط. فضح الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف الذنبية باستخدام قطعة قطن.
    3. يقني؛ يدخل القنية الشريان الأورطي البطني (على سبيل المثال، قياس 24 قنية البلاستيك) وقطع الوريد الأجوف الذنبية مع مقص تشريح.
    4. تدفق الشريان الأورطي البطني مع 0.9٪ محلول كلوريد الصوديوم تحتوي على 100 وحدة دولية / مل الهيبارين حتى السائل تسرب واضح. يروي الشريان الأورطي مع 30 مل من محلول الارواء (على سبيل المثال، على النقيض من وكيل أو الهند فيك).
    5. الموت ببطء الفئران عن طريق الحقن من جرعة قاتلة من embutramide، يوديد mebezonium، حل تتراكائين هيدروكلوريد عن طريق الحقن (0،1-0،2 مل / كغ) في التخدير العميق.
    6. Ligate الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف الذنبية مع غير قابل للامتصاص خياطة 4-0.
    7. إغلاق منطقة الجرح المفتوح مع 1-2 المشابك. تخزين الفئران لمدة 24 ساعة في 4 درجات مئوية (علاج من حل التروية).
    8. وضع فأر على ظهرها. نشر أطرافه الخلفية واصلاحها مع شريط لاصق.
    9. فتح الجلد فوق غرفة مع شق طولي مع مشرط (رقم 10).
    10. إزالة النسيج الضام من الغرفة وعنيق حلقة باستخدام مقص تشريح وmicroforceps. قطع عنيق حلقة على مسافة 1 سم من افتتاح غرفة مع مقص تشريح وإزالة الغرفة.
    11. فتح غطاء غرفة وإزالة بعناية بناء من غرفة مع ملقط وإصلاحه في 4٪ محلول الفورمالين مخزنة لمدة 24 ساعة في غرفةدرجة الحرارة. بعد ذلك استخدم بناء على التصوير المقطعي المحسوبة الصغيرة 3D أو البارافين جزءا لا يتجزأ للتحليل النسيجي 30.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

هندسة الانسجة
لأغراض هندسة الأنسجة العظمية، تم زرع عدد من بدائل العظام المختلفة في الصغيرة الفئران نموذج حيواني AV حلقة 27،28،33،34. يمكن تماما أن أظهرت الأوعية الدموية التي كتبها 3D التصوير المقطعي المحسوبة الصغرى (الدقيقة CT) (الشكل 3A). وكانت الأوعية الدموية مصفوفة البقري معالجة العظام إسفنجي (PBCB) أعلى بكثير في مجموعة حلقة مقارنة بالمجموعة دون الأوعية الدموية. شبكة الأوعية الدموية المتزايدة ب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

لأكثر من عقد من الزمان، وقد استخدمنا بنجاح شرياني (AV) حلقة لأغراض هندسة الأنسجة ودراسة الأوعية الدموية في الجسم الحي في نموذج حيوان صغير. نحن يمكن إثبات أن هذا النموذج المجهرية جدا مناسب تماما لهندسة الأنسجة المختلفة، وأنها يمكن أن تستخدم أيضا لتكوين الأوعية الدموية أو antiangiogenesis الدراسات.

أهمية تقنية مع الاحترام لالحالية / الطرق البديلة
الأنسجة أو الأعضاء المهندسة تتطلب شب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

ونود أن نشكر المؤسسات التالية لدعم أبحاثنا AV حلقة: STAEDTLER ستيفتونغ، الدكتور فريتز ايرلر فون، عدا ذلك كرونة Fesenius ستيفتونغ، باكستر للرعاية الصحية محدودة، DFG، IZKF / ELAN / EFI / مكتب الجنس والتنوع، وForschungsstiftung طبية ، جامعة فريدريش ألكسندر إيرلانغن نورنبرغ (وحدة التحليل المالي)، ومؤسسة AO، مانفريد روث ستيفتونغ، شيويه كونغ، مؤسسة هانز جورج غايس، دويتشر Akademischer Austauschdienst (DAAD)، وألمانيا، ووزارة التعليم العالي والبحث العلمي، العراق. ونود أن نشكر ستيفان فليتشر، مارينا Milde، كاترين كون وإلسي أرنولد-Herberth حصول على الدعم الفني الممتاز.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.9٪ كلوريد الصوديومBerlin-Chemie AG34592508
11-0 Ethilon / Polyamide 6/6EthiconEH7438G
4-0 Vicryl / polygalactin 910EthiconV392H
6-0 Prolene / PolypropyleneEthicon8695H
رذاذ الألومنيومPharma Partner Vertriebs-GmbH1020
المطهرات BODE Chemie GmbH 
القسطرة B Braun Meslungen AG4251612-02
عامل التباينFlowtech  MV-122
إيبوتراميد ، يوديد ميبيزونيوم ، محلول حقن هيدروكلوريد التتراكائين   ؛Intervet International GmbH
encre de chine Indian Ink IntenseLefranc & Bourgeois
EnrofloxacinBayer AG
مرهم العينBayer AG
Formalin 4٪Carl Roth GmbH & Co. KGP087.4
HeparinRatiopharm GmbH
isoflurane مختبرات أبوت6055482
لويس الفئران ، ذكورمختبرات
Metamizol-Natrium  ؛Ratiopharm GmbH
papaverine / Paveron NLinden Arzneimittel-Vertrieb-GmbH
tramadol / TramalGrü nenthal GmbH
تشارلز ريفر

المراجع

  1. Folkman, J., Haudenschild, C. Angiogenesis in vitro. Nature. 288 (5791), 551-556 (1980).
  2. DeCicco-Skinner, K. L., et al. Endothelial cell tube formation assay for the in vitro study of angiogenesis. J Vis Exp. (91), e51312(2014).
  3. Puddu, A., Sanguineti, R., Traverso, C. E., Viviani, G. L., Nicolo, M. Response to anti-VEGF-A treatment of endothelial cells in vitro. Exp Eye Res. 146, 128-136 (2016).
  4. Li, H., Daculsi, R., Bareille, R., Bourget, C., Amedee, J. uPA and MMP-2 were involved in self-assembled network formation in a two dimensional co-culture model of bone marrow stromal cells and endothelial cells. J Cell Biochem. 114 (3), 650-657 (2013).
  5. Griffith, L. G., Swartz, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat Rev Mol Cell Biol. 7 (3), 211-224 (2006).
  6. Nehls, V., Herrmann, R. The configuration of fibrin clots determines capillary morphogenesis and endothelial cell migration. Microvasc Res. 51 (3), 347-364 (1996).
  7. Fischbach, C., et al. Cancer cell angiogenic capability is regulated by 3D culture and integrin engagement. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (2), 399-404 (2009).
  8. Logsdon, E. A., Finley, S. D., Popel, A. S., Mac Gabhann, F. A systems biology view of blood vessel growth and remodelling. J Cell Mol Med. 18 (8), 1491-1508 (2014).
  9. Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. Vascularization--the conduit to viable engineered tissues. Tissue Eng Part B Rev. 15 (2), 159-169 (2009).
  10. Risau, W. Mechanisms of angiogenesis. Nature. 386 (6626), 671-674 (1997).
  11. Carmeliet, P. Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis. Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).
  12. Morin, K. T., Tranquillo, R. T. In vitro models of angiogenesis and vasculogenesis in fibrin gel. Exp Cell Res. 319 (16), 2409-2417 (2013).
  13. Ucuzian, A. A., Greisler, H. P. In vitro models of angiogenesis. World J Surg. 31 (4), 654-663 (2007).
  14. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int J Exp Pathol. 90 (3), 195-221 (2009).
  15. Tahergorabi, Z., Khazaei, M. A review on angiogenesis and its assays. Iran J Basic Med Sci. 15 (6), 1110-1126 (2012).
  16. Agostini, S., et al. Barley beta-glucan promotes MnSOD expression and enhances angiogenesis under oxidative microenvironment. J Cell Mol Med. 19 (1), 227-238 (2015).
  17. Zhang, B., Xuan, C., Ji, Y., Zhang, W., Wang, D. Zebrafish xenotransplantation as a tool for in vivo cancer study. Fam Cancer. 14 (3), 487-493 (2015).
  18. Devaud, C., et al. Tissues in different anatomical sites can sculpt and vary the tumor microenvironment to affect responses to therapy. Mol Ther. 22 (1), 18-27 (2014).
  19. Min, Z., Shichang, Z., Chen, X., Yufang, Z., Changqing, Z. 3D-printed dimethyloxallyl glycine delivery scaffolds to improve angiogenesis and osteogenesis. Biomater Sci. 3 (8), 1236-1244 (2015).
  20. Sundaram, S., et al. Tissue-engineered vascular grafts created from human induced pluripotent stem cells. Stem Cells Transl Med. 3 (12), 1535-1543 (2014).
  21. Hori, A., Agata, H., Takaoka, M., Tojo, A., Kagami, H. Effect of Cell Seeding Conditions on the Efficiency of In Vivo Bone Formation. Int J Oral Maxillofac Implants. 31 (1), 232-239 (2016).
  22. Laschke, M. W., Menger, M. D. Prevascularization in tissue engineering: Current concepts and future directions. Biotechnol Adv. , (2015).
  23. Wong, H. K., et al. Novel method to improve vascularization of tissue engineered constructs with biodegradable fibers. Biofabrication. 8 (1), 015004(2016).
  24. Rouwkema, J., de Boer, J., Van Blitterswijk, C. A. Endothelial cells assemble into a 3-dimensional prevascular network in a bone tissue engineering construct. Tissue Eng. 12 (9), 2685-2693 (2006).
  25. Lokmic, Z., Mitchell, G. M. Engineering the microcirculation. Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).
  26. Erol, O. O., Spira, M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Surg Forum. 30, 530-531 (1979).
  27. Arkudas, A., et al. Evaluation of angiogenesis of bioactive glass in the arteriovenous loop model. Tissue Eng Part C Methods. 19 (6), 479-486 (2013).
  28. Arkudas, A., et al. Axial prevascularization of porous matrices using an arteriovenous loop promotes survival and differentiation of transplanted autologous osteoblasts. Tissue Eng. 13 (7), 1549-1560 (2007).
  29. Arkudas, A., et al. Composition of fibrin glues significantly influences axial vascularization and degradation in isolation chamber model. Blood Coagul Fibrinolysis. 23 (5), 419-427 (2012).
  30. Arkudas, A., et al. Dose-finding study of fibrin gel-immobilized vascular endothelial growth factor 165 and basic fibroblast growth factor in the arteriovenous loop rat model. Tissue Eng Part A. 15 (9), 2501-2511 (2009).
  31. Arkudas, A., et al. Fibrin gel-immobilized VEGF and bFGF efficiently stimulate angiogenesis in the AV loop model. Mol Med. 13 (9-10), 480-487 (2007).
  32. Buehrer, G., et al. Combination of BMP2 and MSCs significantly increases bone formation in the rat arterio-venous loop model. Tissue Eng Part A. 21 (1-2), 96-105 (2015).
  33. Kneser, U., et al. Engineering of vascularized transplantable bone tissues: induction of axial vascularization in an osteoconductive matrix using an arteriovenous loop. Tissue Eng. 12 (7), 1721-1731 (2006).
  34. Arkudas, A., et al. Combination of extrinsic and intrinsic pathways significantly accelerates axial vascularization of bioartificial tissues. Plast Reconstr Surg. 129 (1), 55e-65e (2012).
  35. Bach, A. D., et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med. 10 (3), 716-726 (2006).
  36. Bitto, F. F., et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells in a newly developed neurotised AV-loop model. Biomed Res Int. 2013, 935046(2013).
  37. Fiegel, H. C., et al. Foetal hepatocyte transplantation in a vascularized AV-Loop transplantation model in the rat. J Cell Mol Med. 14 (1-2), 267-274 (2010).
  38. Polykandriotis, E., et al. The venous graft as an effector of early angiogenesis in a fibrin matrix. Microvasc Res. 75 (1), 25-33 (2008).
  39. Polykandriotis, E., et al. Regression and persistence: remodelling in a tissue engineered axial vascular assembly. J Cell Mol Med. 13 (10), 4166-4175 (2009).
  40. Yuan, Q., et al. PHDs inhibitor DMOG promotes the vascularization process in the AV loop by HIF-1a up-regulation and the preliminary discussion on its kinetics in rat. BMC Biotechnol. 14, 112(2014).
  41. Dew, L., MacNeil, S., Chong, C. K. Vascularization strategies for tissue engineers. Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).
  42. Kang, Y., Mochizuki, N., Khademhosseini, A., Fukuda, J., Yang, Y. Engineering a vascularized collagen-beta-tricalcium phosphate graft using an electrochemical approach. Acta Biomater. 11, 449-458 (2015).
  43. Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev. 63 (4-5), 300-311 (2011).
  44. Zimmerer, R., Jehn, P., Spalthoff, S., Kokemuller, H., Gellrich, N. C. Prefabrication of vascularized facial bones. Chirurg. 86 (3), 254-258 (2015).
  45. Dunda, S. E., et al. In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix Structure. Handchir Mikrochir Plast Chir. 47 (6), 378-383 (2015).
  46. Tanaka, Y., et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue generation? Plast Reconstr Surg. 112 (6), 1636-1644 (2003).
  47. Dong, Q. S., et al. Prefabrication of axial vascularized tissue engineering coral bone by an arteriovenous loop: a better model. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 32 (6), 1536-1541 (2012).
  48. Polykandriotis, E., et al. Prevascularisation strategies in tissue engineering. Handchir Mikrochir Plast Chir. 38 (4), 217-223 (2006).
  49. Mofikoya, B. O., Ugburo, A. O., Bankole, O. B. Does open guide suture technique improve the patency rate in submillimeter rat artery anastomosis? Handchir Mikrochir Plast Chir. 46 (2), 105-107 (2014).
  50. Manasseri, B., et al. Microsurgical arterovenous loops and biological templates: a novel in vivo chamber for tissue engineering. Microsurgery. 27 (7), 623-629 (2007).
  51. Moimas, S., et al. AAV vector encoding human VEGF165-transduced pectineus muscular flaps increase the formation of new tissue through induction of angiogenesis in an in vivo chamber for tissue engineering: A technique to enhance tissue and vessels in microsurgically engineered tissue. J Tissue Eng. 6, (2015).
  52. Fan, J., et al. Microsurgical techniques used to construct the vascularized and neurotized tissue engineered bone. Biomed Res Int. 2014, 281872(2014).
  53. Bleiziffer, O., et al. Guanylate-binding protein 1 expression from embryonal endothelial progenitor cells reduces blood vessel density and cellular apoptosis in an axially vascularised tissue-engineered construct. BMC Biotechnol. 12, 94(2012).
  54. Horch, R. E., et al. Cancer research by means of tissue engineering--is there a rationale? J Cell Mol Med. 17 (10), 1197-1206 (2013).
  55. Lee, H. Genetically engineered mouse models for drug development and preclinical trials. Biomol Ther (Seoul). 22 (4), 267-274 (2014).
  56. Willey, C. D., Gilbert, A. N., Anderson, J. C., Gillespie, G. Y. Patient-Derived Xenografts as a Model System for Radiation Research). Semin Radiat Oncol. 25 (4), 273-280 (2015).
  57. Guiro, K., Arinzeh, T. L. Bioengineering Models for Breast Cancer Research. Breast Cancer (Auckl). 9 (Suppl 2), 57-70 (2015).
  58. Ghajar, C. M., Bissell, M. J. Tumor engineering: the other face of tissue engineering. Tissue Eng Part A. 16 (7), 2153-2156 (2010).
  59. Boos, A. M., et al. Engineering axially vascularized bone in the sheep arteriovenous-loop model. J Tissue Eng Regen Med. 7 (8), 654-664 (2013).
  60. Weigand, A., et al. Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization. Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).
  61. Horch, R. E., Beier, J. P., Kneser, U., Arkudas, A. Successful human long-term application of in situ bone tissue engineering. J Cell Mol Med. 18 (7), 1478-1485 (2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

حلقة شرياني (AV) في نموذج الحيوانات الصغيرة لدراسة الأوعية الدموية وهندسة الأنسجة أوعية دموية
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.