Method Article

للدائرة للتخصيص لقياس الهجرة الخلية

DOI:

10.3791/55264

⸱

March 12th, 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, Clemson University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تفاصيل هذا البروتوكول طريقة تخصيص لقياس الهجرة الخلية ردا على chemoattractants التي يمكن أن تستخدم أيضا لتحديد معدل انتشار المخدرات من البوليمر.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هجرة الخلايا هي جزء حيوي من الاستجابات المناعية، والنمو، والتئام الجروح. هجرة الخلية هي عملية معقدة تنطوي على تفاعلات بين الخلايا، المصفوفة خارج الخلية، والعوامل الكيميائية القابلة للذوبان وغير القابلة للذوبان (على سبيل المثال، chemoattractants). طرق معيارية لقياس الهجرة من الخلايا، مثل فحص غرفة بويدن، والعمل عن طريق عد الخلايا على جانبي الفاصل. هذه التقنيات هي سهلة الاستخدام. ومع ذلك، وأنها توفر القليل من التعديل الهندسي لمختلف التطبيقات. في المقابل، وأجهزة ميكروفلويديك يمكن استخدامها لمراقبة الهجرة الخلية مع التدرجات تركيز قابلة للتخصيص من العوامل القابلة للذوبان 1 و 2. ومع ذلك، يمكن أساليب لجعل فحوصات على microfluidics أساس أن يكون من الصعب معرفة.

هنا، نحن تصف طريقة سهلة لإنشاء غرف زراعة الخلايا لقياس الهجرة الخلية ردا على التدرجات تركيز الكيميائية. لدينا ميل خليةغرايشن طريقة الغرفة يمكن أن تخلق مختلفة التدرجات تركيز الخطية لدراسة الهجرة خلية لمجموعة متنوعة من التطبيقات. هذه الطريقة سهلة نسبيا للاستخدام، وعادة ما يقوم بها طلاب المرحلة الجامعية.

تم إنشاء غرفة متناهية عن طريق وضع إدراج الاكريليك على شكل غرفة متناهية النهائية جيدا في طبق بيتري. بعد ذلك، تم صب بولي (dimethylsiloxane) (PDMS) على رأس إدراج. سمح للPDMS لتتصلب ومن ثم تم إزالة إدراج. وهذا ما سمح لإنشاء الآبار في أي الشكل المطلوب أو الحجم. ويمكن إضافة الخلايا بعد ذلك إلى غرفة متناهية، ويمكن إضافة عوامل قابلة للذوبان في واحدة من الآبار عن طريق نقع كتلة الاغاروز في عامل المرجوة. يضاف كتلة الاغاروز إلى إحدى الآبار، والصور الوقت الفاصل يمكن اتخاذها للغرفة متناهية من أجل تحديد الهجرة الخلية. الاختلافات إلى هذا الأسلوب يمكن أن يتم لتطبيق معين، مما يجعل هذه الطريقة المهزومةHLY للتخصيص.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

من أجل حدوث العمليات الحيوية مثل التئام الجروح والاستجابات المناعية والتطور الجنيني ، يجب أن تحدث هجرة الخلايا. تتضمن هجرة الخلايا التفاعل بين الخلايا والخلايا المجاورة ، والمصفوفة خارج الخلية ، والإشارات الكيميائية القابلة للذوبان (الجاذبات أو المواد الطاردة). على سبيل المثال ، في عملية التئام الجروح ، تلعب الخلايا الليفية دورا أساسيا في تكوين الليف وتقلص الجرح ، حيث يتم تجنيد الخلايا في موقع الإصابة لتصنيع الكولاجين من أجل تشكيل المصفوفة خارج الخلية<فئة الدعم = 'xref'>3. تمت دراسة العديد من الآليات الكامنة وراء هجرة الخلايا الليفية إلى موقع الجرح ، وهي تشمل عوامل ميكانيكية وفيزيائية وكهربائية وكيميائية مختلفة< فئة الدعم = 'xref'>4. تستجيب الخلايا الليفية بشكل جيد بشكل خاص لتدرجات التركيز المختلفة لعوامل النمو. تعمل عوامل النمو المختلفة هذه معا لتحسين تجديد الأنسجة < فئة الرفع = 'xref'>5. أثناء مراقبة الاستجابة الكيميائية للأرومات الليفية لتركيزات عامل النمو ، يمكن للمرء أن يدرس نمط الهجرة الاتجاهية للأرومات الليفية وكيف توجه نفسها حول العوائق المادية من أجل الوصول إلى وجهتها. لذلك ، كانت أهداف هذه الدراسة هي أولا تطوير نظام يمكن من خلاله تتبع نمو الخلايا الليفية تحت إشراف الحواجز الفيزيائية وثانيا نمذجة نمو الخلايا الليفية أثناء تنقلها عبر النظام.

حاليا ، يعد اختبار غرفة Boyden هو النظام الأكثر استخداما لقياس هجرة الخلايا < فئة sup = 'xref'>6. تتكون غرفة Boyden من صفيحة متعددة الآبار مكونة من غرفتين حيث قد يحتوي كل بئر على وسط مع أو بدون جاذبات كيميائية < sup class = 'xref'>7. يوفر غشاء المرشح واجهة مسامية بين الغرفتين في كل بئر. هذا يخلق حاجزا بحيث لا يمكن للخلايا المرور ما لم يكن ذلك عن طريق الهجرة النشطة. عادة ، بالنسبة لغرفة Boyden ، تتم إضافة جاذب كيميائي إلى الغرفة السفلية ، ويسمح للنظام بالتوازن لتشكيل تدرج بين الآبار العلوية والسفلية< فئة sup = 'xref'>4. تتمثل إحدى مشكلات اختبار غرفة Boyden في أن التدرجات شديدة الانحدار تنتهي بالتشكل على طول محور واحد عمودي على سطح الغشاء. يؤدي هذا إلى أن يكون الاختلاف في تركيز الجاذب الكيميائي بين الآبار العلوية والسفلية أقل مما كان متوقعا في الأصل. بسبب هذا القيد ، فإن مقايسة غرفة Boyden تجعل من الصعب ربط استجابات خلية معينة بخصائص تدرج معينة ، مثل المنحدر وفرق التركيز. بدون هذه القياسات ، من الصعب دراسة تكامل الإشارات متعددة التدرجات.

لمعالجة بعض قيود مقايسة غرفة Boyden التقليدية ، تم تطوير فحوصات الموائع الدقيقة لتشكيل تدرجات تركيز قابلة للتخصيص < فئة sup = 'xref'>1. تتطلب الطرق القياسية لإنشاء أنظمة الموائع الدقيقة غرفا نظيفة لتقنيات الطباعة الحجرية. قد يكون من الصعب تعلم هذه التقنيات خاصة في بيئة الفصل الدراسي القياسية. وبالتالي ، قمنا بتصميم نظام غرفة لقياس هجرة الخلايا يمكن إجراؤه دون استخدام غرفة نظيفة. باستخدام نظامنا ، يمكن تعديل آبار الفحص إلى الحجم المفضل ، ويمكن إنتاج تدرج تركيز خطي للمنحدر المخصص. هذا يسمح بالقياس الدقيق للانجذاب الكيميائي من الحركة العشوائية. التصميم هو نظام غير مكلف وسهل الاستخدام لنمذجة نمو الخلايا استجابة للمنبهات الكيميائية المختلفة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. إعداد وثيقة غرفة متناهية لإنشاء التدرج تركيز

  1. قطع العفن قطعة الاكريليك
    1. الحصول على قطعة من الاكريليك من العرض المطلوب. عادة ما تستخدم ورقة 1 الاكريليك / 16 بوصة سميكة. ورقة سميكة يصعب خفض جيدا ورقيقة جدا ورقة لم يكن لديك القوة الميكانيكية المطلوبة، مما يسبب لهم لكسر أو تشوه أثناء العملية.
    2. إنشاء ملف CAD مع الشكل المطلوب للقطعة الاكريليك لإنتاج تجويف داخل ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان (PDMS). ضبط عرض القناة وطول لتحقيق التدرج المطلوب صلة البروتوكولات التجريبية الفردية.
      1. هنا، استخدم قطعة الاكريليك من الأبعاد التالية: مربعين (0،254 سم × 0.254 سم) متصلة بواسطة 0.127 سم قناة واسعة (0.254 سم) (الشكل 1).
    3. استيراد ملف CAD في الجهاز القطع بالليزر ووضع قطعة الاكريليك في قطع الليزر وفقا لمانوبروتوكول facturer و.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، 3D-طباعة قطعة من تصميم CAD. وميزة هذه الطريقة هي أن المواد بديلة يمكن استخدامها لالقالب. ومع ذلك، يمكن تخفيض هذا القرار، واستنساخ مع 3D الطباعة بالمقارنة مع القطع بالليزر.

figure-protocol-1
الشكل 1: (CAD) التمثيل بمساعدة الحاسوب تصميم غرفة متناهية. هذه الصورة يصور الرسم CAD من إدراج الاكريليك اللازمة لإنشاء غرفة متناهية. 1 أ) أعلى نظرا CAD الرسم، 1B) منظر جانبي من CAD الرسم مع أبعاد بوصة، 1C) أعلى نظرا CAD الرسم مع أبعاد بوصة الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

    صب ثنائي ميثيل بولي سيلوكسان (PDMS)
    1. في وزن القارب، مزيج 10 أجزاء وزنا من قاعدة المرنة التجارية (مثل Sylgard 184) مع 1 جزء وزنا من وكيل علاج التجارية المرنة (على سبيل المثال Sylgard 194). عادة، مزج 10 غراما من قاعدة المرنة إلى 1 غرام من وكيل علاج المرنة.
    2. يحرك المزيج حتى الجمع بين القاعدة وكيل علاج مع micropipette لمدة 5 دقائق.
    3. اقامة جرس فراغ ووضع وزن القارب مع PDMS في فراغ لمدة 30 دقيقة لإزالة فقاعات الهواء المحاصرين.
    4. إيقاف الفراغ وإزالة وزن القارب. صب PDMS على أعلى من الاكريليك خفض التدريجي في طبق بيتري صغيرة. تأكد من أن PDMS يغطي كامل إدراج.
    5. السماح للPDMS لعلاج بين عشية وضحاها (لا يقل عن 18 ساعة) في درجة حرارة الغرفة.
  1. إزالة إدراج من PDMS
    1. بعد الشفاء من PDMS، وإزالة إدراج عن طريق قطع بعناية PDMS حول قطعة الاكريليك مع مشرط.

2. تصفيح خلايا في غرفة متناهية

  1. تعقيم الغرفة لخلايا الطلاء.
    ملاحظة: في حين PDMS يمكن تعقيمها باستخدام أكسيد الإثيلين أو غيرها من التقنيات، والعلاج بالأشعة فوق البنفسجية سريعة سريعة وغير مكلفة، والكافية لدراسات ثقافة الخلية. وقال إن مدة العلاج بالأشعة فوق البنفسجية قصيرة لا يؤثر سلبا على هيكل أو الميكانيكية سلامة قطعة PDMS.
    1. في خزانة زراعة الخلايا القياسية، وتغطي تماما الغرفة مع 70٪ من الإيثانول.
    2. وضع طبق بتري في غطاء تدفق الصفحي مع الأغطية قبالة.
    3. اغلاق غطاء محرك السيارة وتشغيل ضوء الأشعة فوق البنفسجية. فضح لضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة 1-2 ساعة.
    4. فتح غطاء محرك السيارة تدفق الصفحي وانتظر 15 دقيقة لإعادة التدفق.
    5. إزالة الايثانول 70٪.
    6. غسل غرف مرتين مع العقيمة الفوسفات مخزنة المالحة (PBS). استخدام 1 مل من برنامج تلفزيوني لكل غسل. إزالة برنامج تلفزيوني والسماح غرف لتجف بين عشية وضحاها مع الأغطية قبالة.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، بدلا من ذلكاستخدام تدفق غطاء محرك السيارة الصفحي، استخدم مربع غرفة للأشعة فوق البنفسجية لتعقيم إذا كان متوفرا. جعل مربع الأشعة فوق البنفسجية عن طريق وضع مصدر ضوء الأشعة فوق البنفسجية في الجزء الخلفي من صندوق من الورق المقوى مبطنة بورق الألمنيوم. رقائق الألومنيوم يعكس ضوء للسماح حتى الإضاءة من العينة.
  2. طلاء الخلايا في الغرفة
    1. عد الخلايا باستخدام التريبان الأزرق وعدادة الكريات.
      1. إضافة 100 ميكرولتر من تعليق خلية إلى 400 ميكرولتر من 0.4٪ التريبان الأزرق وتخلط بلطف. تطبيق 100 ميكرولتر من هذا الحل إلى عدادة الكريات عن طريق ملء بلطف مجلسي تحت ساترة الزجاج.
      2. استخدام المجهر مع الهدف 10X للتركيز على الشبكة على عدادة الكريات. استخدام عداد اليد رصيده إلى عدد الخلايا غير ملوثين الحية داخل مجموعة واحدة من 16 الساحات على عدادة الكريات.
      3. عدد الخلايا في كل مجموعات 4 من 16 الساحات. أخذ متوسط عدد خلايا من 4 مجموعات من 16 الساحات وضرب من قبل 5X10 4. هذا العدد النهائي هو العدد. dص من خلية / مل في التعليق الخلية.
    2. إضافة 2500 الخلايا لبئر واحدة في كل غرفة. هذا يترجم إلى كثافة الخلايا شبه متموجة من ~ 30000 / سم 2.
    3. تسمح للخلايا للجلوس في الغرفة لمدة 60 دقيقة قبل إضافة وسائل الإعلام (Dulbecco لتعديل النسر متوسطة، و10٪ مصل بقري جنيني، 1٪ البنسلين ستربتومايسين).

3. كتل الاغاروز ديكستران غارقة

  1. إنشاء كتلة الاغاروز
    1. صب 3٪ الاغاروز في قالب 3D المطبوعة (2 مم × 2 مم × 2 مم).
    2. السماح للالاغاروز ليصلب في فراغ الغرفة لمدة 30 دقيقة لإزالة أي فقاعات.
    3. إزالة كتلة agarose من العفن.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، صب 3٪ الاغاروز في طبق بيتري صغيرة في سمك 2 مم. قطع 2 مم كتلة × 2 مم × 2 مم باستخدام مشرط أو غيرها من أدوات القطع. هذه ليست دقيقة مثل نظام العفن ولكن يمكن أن يكون أسهل قليلا للقيام به.
  2. submerg تماماه كتلة الاغاروز في إيجاد حل للتركيز المطلوب من العامل الكيميائي. لتقييم تشكيل التدرج التركيز، وتدفق الغرفة الأولى مع ديكستران الفلورسنت. تركيز والوزن الجزيئي للديكستران يجب أن تتطابق أن عامل للذوبان أو المخدرات من اهتمام.
  3. نقع كتلة بين عشية وضحاها الاغاروز.

4. وقت الفاصل بين نشر دكستران لتقييم تركيز التدرج القابلة للذوبان عامل

  1. وضع ديكستران غارقة كتلة الاغاروز في بئر مربع صغير من غرفة متناهية.
  2. ضع دائرة متناهية في نظام التصوير الخلية أو استخدام المجهر الفلورسنت آخر مع القدرة على مرور الزمن. بدء مرور الزمن وفقا لتعليمات الشركة الصانعة.
    تؤخذ نتائج تظهر مع مرشح GFP، وعلى ضوء 50٪، 10/04 درجة الحموضة، و4X التكبير: ملاحظة.

5. الوقت الفاصل بين نمو الخلايا

  1. لوحة الخلايا في غرفة متناهية في واحدة من نهايةغرفة. هنا، استخدم 3T3 الخلايا الليفية. إضافة 2500 الخلايا لبئر واحدة في غرفة متناهية. عدد الخلايا كما هو موضح في 2.2.1.
    1. تسمح للخلايا للجلوس في الغرفة لمدة 60 دقيقة قبل إضافة وسائل الإعلام (Dulbecco لتعديل النسر متوسطة، و10٪ مصل بقري جنيني، 1٪ البنسلين ستربتومايسين). الحفاظ على غرفة متناهية مع خلايا مطلي عند 37 درجة مئوية في 5٪ CO 2. هجرة الخلايا من خلال قناة ويمكن الاطلاع مع المجهر.
    2. إضافة علامة أو استخدام خلل المجهري في غرفة كعلامة لتكون بمثابة مكان الانطلاق لتحديد المسافة التي قطعتها خلية الجبهة.
  2. إنشاء التدرج عن طريق وضع agarose هلام (8 مم 3 كتلة) التي تحتوي على عامل النمو المركزة، والكيماوي جاذبة، المخدرات، أو العوامل الأخرى التي يجري اختبارها (هنا، و 40٪ يستخدم FBS كمثال) في واحدة من نهاية متناهية غرفة.
  3. خذ الوقت الفاصل بين الصور من أمام خلية تتحرك. هنا، فقد بينت النتائج صور من الخلية جيئة وذهاباالإقليم الشمالي التي تم اتخاذها كل 12 ساعة باستخدام نظام التصوير.
  4. استخدام الصور من أمام خلية لتحديد معدل نمو الخلايا. حساب معدل النمو أولا باستخدام وظيفة polyfit MATLAB (roipoly) لإنشاء قناع المضلعة التي حددها أمام الزنزانة، جدران القناة، وعلامة مرجعية. أبعاد هذا القناع تسفر عن بعد الهجرة من الجبهة التي يتم احتساب متوسط ​​سرعة خلية الجبهة. وقد استخدمت دراسات أخرى طريقة مشابهة 8.
    ملاحظة: مقارنة حافة الجبهة نمو الخلايا على كل إطار لتركيز عامل للذوبان في تلك المسافة نفسها. ويحسب للذوبان التدرج تركيز عامل باستخدام 1D نموذج نشر التقريب.
  5. التقاط صور الفلورسنت من الخلايا باستخدام Phalloidin وتلطيخ دابي.
    1. إصلاح الخلايا قبل تلطيخ مع Phalloidin.
      1. دافئ 4٪ امتصاص العرق عند 37 درجة مئوية.
      2. إضافة ما يكفي من 4٪ لامتصاص العرق لتغطية الخلايا. إبقاء الخلايا فيامتصاص العرق لمدة 10 دقيقة.
      3. شطف مرتين مع برنامج تلفزيوني لمدة 15 دقيقة في كل مرة. استخدام ما يكفي من برنامج تلفزيوني لتغطية الخلايا.
    2. إزالة برنامج تلفزيوني من الخلايا وإضافة حل permeabilizing ما يكفي من (0.1٪ تريتون X-100 في برنامج تلفزيوني) لتغطية الخلايا. ترك حل لمدة 10 دقيقة.
    3. يغسل مرتين مع برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق في كل مرة. استخدام ما يكفي من برنامج تلفزيوني لتغطية الخلايا.
    4. إزالة برنامج تلفزيوني من الخلايا وإضافة عرقلة الحل (1٪ ألبومين المصل البقري في برنامج تلفزيوني) لمدة 20 دقيقة.
    5. إزالة حل الحجب وغسل 2 مرات مع برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق في كل مرة. استخدام ما يكفي من برنامج تلفزيوني لتغطية الخلايا.
    6. من هذه النقطة، وحماية الخلايا من الضوء بورق الألمنيوم عندما لم يتم استخدامها. إزالة برنامج تلفزيوني من الخلايا وإضافة Phalloidin 488 المخفف 01:50 في برنامج تلفزيوني لمدة 1 ساعة.
    7. غسل 2 مرات في برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق لكل يغسل. استخدام ما يكفي من برنامج تلفزيوني لتغطية الخلايا. ثم إزالة برنامج تلفزيوني من الخلايا.
    8. إضافة دابي (4، 6 diamidino-2-phenylindole) المخفف 1: 1000 في برنامج تلفزيوني إلى الخلايا لمدة 15 دقيقة.
    9. إزالة دابي وغسل الخلايا مرتين مع برنامج تلفزيوني لمدة 5 دقائق لكل يغسل.
    10. إزالة غسل الماضي وإضافة ما يكفي من برنامج تلفزيوني لتغطية الخلايا. ويمكن الآن خلايا يمكن تصوير مع المجهر مضان.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويبين الشكل 2 حركة الجبهة الخلية عبر القناة ردا على التدرج من المصل البقري الجنين وضعت في الطرف المقابل من القناة من حيث مطلي الخلايا. يظهر أمام الخلية في 48 ساعة (الشكل 2A)، 72 ساعة (الشكل 2B)، 96 ساعة (الشكل 2C)، و 120 ساعة (الشكل 2D) وظيفة الطلاء. وقد تتبعت حركة أمام الزنزانة مع هذه الصور الوقت الفاصل بين، وحسبت معدل المسافة الهجرة والنمو من خلال وظيفة polyfit M...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويمكن استخدام لدينا غرفة متناهية للعديد من الأغراض، بما في ذلك تحديد معدل هجرة الخلايا استجابة لعوامل النمو وchemoattractants وقياس معدل انتشار المخدرات من البوليمر. ومن الممكن الاستفادة من غرفة متناهية لدينا لزراعة الخلايا ووضع جاذب كيميائي في واحدة من نهاية الغرفة. تنمو الخلايا في الاستجابة للجاذب كيميائي، وهجرة الخلايا يمكن كميا من خلال اتخاذ الوقت الفاصل بين الصور التي يمكن تحليلها من أجل تحديد معدل الهجرة الخلية. وتظهر نتائج تمثيلية لهذه الطريقة في الشكل 3، ح...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب يقر البرنامج الإبداعي رسالتك جامعة كليمسون وجبهة الخلاص الوطني CBET1254609 لتوفير التمويل اللازم لهذا المشروع.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sylgard 184 سيليكون المطاط الصناعي كيتسيجما ألدريتش761036بولي (ثنائي ميثيل سيلوكسان) طقم من جزأين بما في ذلك قاعدة المطاط الصناعي السيليكون وعامل معالجة المطاط الصناعي السيليكوني
صفائح الأكريليكالبلاستيك الأمريكي44200
أطباق بتري يمكن التخلص منها   ؛فالكون 25373-041
الفلورسين إيزوثيوسيانات– ديكسترانسيجما ألدريتشFD20s-100MG
Agarose ، النوع الأول ، منخفض EEOSigma-AldrichA6013-100G
11965092شرمن Dulbecco Modified Dolbeccoوسائط
الخلية الأبقار الأبقار الجنينية سيريومفيشر 16000036 المكوناتالإعلامية الخلوية
البنسلين الستربتومايسينفيشر العلمية15140148مكونات وسائط الخلية
محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS)نظام تصويرScientific BP24384
EVOS XLأداة AME3300 علميةThermo Fisher المستخدمة لالتقاط صور الفاصل الزمني
Versa LaserUniversal Laser Systems, Inc.  رقم الموديل VLS2.30قاطع ليزر يستخدم لقطع البلاستيك
مكونات وسائط الخلية المتوسطة في العلمية مكونات الخلية Fisher

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Sia, S. K., Whitesides, G. M. Microfluidic devices fabricated in poly (dimethylsiloxane) for biological studies. Electrophoresis. 24 (21), 3563-3576 (2003).
  2. Lin, F., et al. Generation of dynamic temporal and spatial concentration gradients using microfluidic devices. Lab Chip. 4 (3), 164-167 (2004).
  3. Darby, I., Hewitson, T. Fibroblast Differentiation in Wound Healing and Fibrosis. Int Rev Cytol. 257, 143-179 (2007).
  4. Thampatty, B. P., Wang, J. H. -C. A new approach to study fibroblast migration. Cell Motil Cytoskel. 64, 1-5 (2007).
  5. Discher, D., Mooney, D., Zandstra, P. Growth Factors, Matrices, and Forces Combine and Control Stem Cells. Science. 324, 1673-1677 (2009).
  6. Zengel, P., et al. µ-Slide Chemotaxis: A new chamber for long-term chemotaxis studies. BMC Cell Biol. , (2011).
  7. Chen, H. Boyden Chamber Assay. Methods Molec Biol. 2, 15-22 (2005).
  8. Safferling, K., et al. Wound healing revised: A novel reepithelialization mechanism revealed by in vitro and in silico models. JCB. 203 (4), 691-709 (2013).
  9. Saadi, W., et al. Generation of stable concentration gradients in 2D and 3D environments using a microfluidic ladder chamber. Biomed Microdevices. 9, 627-635 (2007).
  10. Cammer, M., Cox, D. Chemotactic Responses by Macrophages to a Directional Source of a Cytokine Delivered by a Micropipette. Methods Mol Biol. , 125-135 (2014).
  11. Zicha, D., Dunn, G. A., Brown, A. F. A new direct-viewing chemotaxis chamber. J Cell Sci. 99 (4), 769-775 (1991).
  12. Wells, C. M., Ridley, A. J. Analysis of cell migration using the Dunn chemotaxis chamber and time-lapse microscopy. Methods Mol Biol. , 31-41 (2005).
  13. Liang, C. C., Park, A. Y., Guan, J. L. In vitro scratch assay: a convenient and inexpensive method for analysis of cell migration in vitro. Nat. Protoc. 2, 329-333 (2007).
  14. Chen, Y. C., et al. Single-cell migration chip for chemotaxis-based microfluidic selection of heterogeneous cell populations. Sci. Rep. 5, (2015).
  15. Wright, G. A., et al. On-chip open microfluidic devices for chemotaxis studies. Microsc. Microanal. 18 (04), 816-828 (2012).
  16. Adler, M., Polinkovsky, M., Gutierrez, E., Groisman, A. Generation of oxygen gradients with arbitrary shapes in a microfluidic device. Lab Chip. 10 (3), 388-391 (2010).
  17. Huang, Y., Agrawal, B., Sun, D., Kuo, J. S., Williams, J. C. Microfluidics-based devices: New tools for studying cancer and cancer stem cell migration. Biomicrofluidics. 5 (1), 013412(2011).
  18. Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. Microfluidic chambers for cell migration and neuroscience research. Microfluid Tech: Rev Protoc. , 167-177 (2006).
  19. Tang, S. K., Whitesides, G. M. Basic microfluidic and soft lithographic techniques. Optofluidics: Fundamentals, Devices and Applications. Fainman, Y., Lee, L., Psaltis, D., Yang, C. , McGraw-Hill, 2010. (2010).
  20. Taylor, A. M., et al. Microfluidic multicompartment device for neuroscience research). Langmuir. 19 (5), 1551-1556 (2003).
  21. Aidelberg, G., Goldshmidt, Y., Nachman, I. A Microfluidic Device for Studying Multiple Distinct Strains. JoVE. (69), (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cell Migration ChamberMicrochannel ChamberPDMS MoldingAgarose GradientChemotactic AssayTime Lapse ImagingHemocytometer CountingLaser CuttingVacuum DegassingUV Sterilization

Related Articles