Method Article

سيميوتوماتيد طولية المستندة إلى التصوير المقطعي ميكروكومبوتيد التحليل الكمي لهيكلية نموذج كسر العمود الفقري المتصلة بمرض هشاشة العظام في الفئران عارية

DOI:

10.3791/55928

⸱

September 28th, 2017

 ,  ,  ,  ,  , 
1Skeletal Biotech Laboratory, Hebrew University-Hadassah Faculty of Dental Medicine, 2Department of Surgery, Cedars-Sinai Medical Center, 3Board of Governors Regenerative Medicine Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 4Biomedical Imaging Research Institute, Cedars-Sinai Medical Center, 5Department of Orthopedics, Cedars-Sinai Medical Center

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

والهدف من هذا البروتوكول هو إنشاء نموذج كسر ضغط الفقرات المتعلقة بهشاشة العظام التي يمكن تقييمها طوليا في فيفو استخدام ميكروكومبوتيد سيميوتوماتيد على أساس التصوير المقطعي كمي هيكلية تحليل الفئران عارية.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكسور المتعلقة بهشاشة العظام ضغط العمود الفقري (أوفكفس) حاجة لم تلب سريرياً والمشتركة مع زيادة انتشار كسن سكان العالم. نماذج حيوانية أوفكف ضرورية لتطوير استراتيجيات هندسة الأنسجة متعدية الإكلينيكية. على الرغم من وجود عدد من نماذج حاليا، يصف هذا البروتوكول أسلوب أمثل لحمل عدة عيوب العمود الفقري استنساخه بدرجة عالية في الفئران عارية واحدة. ميكروكومبوتيد سيمياوتوماتيد طولية رواية التصوير المقطعي (µCT)-كما هو مفصل استناداً إلى التحليل الهيكلي الكمية من عيوب العمود الفقري. باختصار، تم تصويرها الفئران في نقاط متعددة وقت بعد العملية. المسح يوم 1 توجيه إلى موضع قياسية، ومعرف وحدة تخزين قياسية للفائدة. وسجلت µCT اللاحقة بالأشعة لكل الفئران تلقائياً للمسح يوم 1 حيث كان ثم تحليل نفس الحجم من الاهتمام تقييم لتكوين العظام الجديدة. هذا النهج متعدد الاستخدامات يمكن تكييفها مع مجموعة متنوعة من نماذج أخرى حيث يمكن أن تستفيد التحليل القائم على التصوير الطولي من محاذاة سيميوتوماتيد 3D دقيقة. أخذت معا، يصف هذا البروتوكول نظام سهولة قابلة للقياس الكمي واستنساخه بسهولة لأبحاث هشاشة العظام والعظام. البروتوكول المقترح يأخذ 4 أشهر للحث على هشاشة العظام في الفئران ovariectomized عارية وبين 2.7 و 4 ح لتوليد والصورة، وتحليل عيوب العمود الفقري اثنين، تبعاً لحجم الأنسجة والمعدات.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أكثر من 200 مليون شخص في العالم يعانون من مرض هشاشة العظام1. المرضية الكامنة وراء الانخفاض في كثافة المعادن في العظام (BMD)، وزيادة المصغرة غيرت العظام وهشاشة العظام، ونتيجة لذلك، الخطر النسبي للكسر2. ترقق العظام من ذلك انتشارا ومضرة بالصحة أن منظمة الصحة العالمية قد عرف أنه أحد الشواغل رئيسية لصحة العامة. وعلاوة على ذلك، كما سكان العالم المتوقع أن العمر، ترقق العظام يتوقع أن تصبح أكثر شيوعاً.

كسور في العظام هشاشة ضغط العمود الفقري هي كسور هشاشة الأكثر شيوعاً، ﺑ أكثر من 000 750 سنوياً في الولايات المتحدة. أنها ترتبط باعتلال كبير وقدر حسب معدل وفيات أعلى تسع مرات3. حاليا في التجارب السريرية، وعثر على التدخلات الجراحية المتاحة، مثل فيرتيبروبلاستي وكيفوبلاستي، أن يكون لا أكثر فعالية من شام معاملة4،5، تاركة فقط إدارة الألم المتاحة لهؤلاء المرضى. حيث أن العلاجات أوفكف الحالية محدودة، من الضروري استحداث نموذج لحيوانات التي يمكن إجراء نسخ متماثل اضطراب6،،من78. ويمكن تسهيل هذه النماذج الحيوانية التحقيق في أساليب العلاج الحالية وتطوير علاجات جديدة سوف تترجم إلى الممارسة السريرية. تم التي يسببها ترقق العظام والمستدام في الحيوانات النموذجية من خلال إدارة نظام غذائي منخفض الكالسيوم (LCD) بالاقتران مع أوفاريكتومي1،،من910،11، 12 , 13 , 14 , 15-كذلك نموذج فقدان العظام المرتبطة أوفكفس، أنشئ عيوب العمود الفقري العظام في الفئران الأشخاص العظام هشاشة 16،17،،من1819، 20،،من2122،،من2324. في هذا العمل، يقدم نموذجا عيب العمود الفقري للفئران المناعة مع هشاشة العظام على غرار. يمكن استخدام هذا النموذج الجديد لتقييم يستند إلى الخلية العلاجات المتعلقة بالخلايا الجذعية المشتقة من مختلف المصادر والأنواع للإصلاح الكسور الصعبة، مثل أوفكفس.

تصوير العظام جزء حاسم من تقييم الكسور وأمراض العظام. تم وضع أساليب التصوير المتقدم للتقييم الدقيق للتغيرات الهيكلية العظام و استراتيجيات التجديد25. فيما بينها، برز تصوير µCT كطريقة غير الغازية، وسهلة الاستخدام، وغير مكلفة توفر صور ثلاثية الأبعاد عالية الدقة. تصوير µCT مزايا عديدة على طرائق أخرى في تقييم مرضى هشاشة العظام، كما أنها توفر 3D عالية الدقة العظام المصغرة26 ثم يمكن تحليلها كمياً. هذا الأخير يمكن ثم استخدامها لمقارنة الآثار العلاجية من العلاجات المقترحة. وفي الواقع، في فيفو التصوير µCT معيار الذهب للتجديد عيب العمود الفقري رصد1،،من1627. ومع ذلك، استخدمت بعض المنشورات28،،29،30،31 أدوات التسجيل الآلي للتقليل من المستخدم-تبعية، والتحيز الاستيفاء، وخطأ الدقة من µCT التحليل القائم على التصوير. في الآونة الأخيرة، كنا الأول من استخدم إجراء تسجيل لتحسين تحليل التجدد العظام في العظام موحدة باطلة، كما هو موضح في هذا البروتوكول32 .

يمكن استخدامها لدراسة أثر العلاجات خلية رواية عن أوفكفس الطريقة الموضحة هنا، دون عوائق من المضيف تي خلية الردود التي قد ترفض الخلايا إكسينوجينيك أو متمكنة. هي التي يسببها ترقق العظام في الفئران الصغار عن طريق أوفاريكتومي (أف) و 4 أشهر من شاشات الكريستال السائل. يسمح سن مبكرة من الفئران أوفكس، جنبا إلى جنب مع شاشات الكريستال السائل، تمكننا من الوصول إلى كتلة عظم ذروة منخفض، محاكاة ترقق العظام بعد سن إلياس التي تؤدي إلى فقدان العظام لا رجعة فيه. وهذا يمكن تفسيره جزئيا بحقيقة أنه خلال شاشات الكريستال السائل، وفي حوالي 3 أشهر من العمر، الانتقال الفئران من العظم والنمذجة لإعادة عرض المرحلة في الفقرات القطنية33، مما يزيد من احتمالات الاحتفاظ هشاشة العظام على الوقت. استخدام الحيوانات الشباب يجعل هذا النموذج أكثر فعالة من حيث التكلفة، كما أنها أقل تكلفة. على الرغم من ذلك، فإنه محدود بطبيعته لا تستأثر بالتغيرات البيولوجية في الحيوان الشيخوخة.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أجريت جميع التجارب على الحيوانات تحت بروتوكول أقرته "رعاية الحيوان المؤسسية" واستخدام اللجنة (إياكوك) من مركز سيدرز-سيناء الطبي (البروتوكول رقم 3609). تدار التخدير لجميع الإجراءات الجراحية والتصوير. تم إيواء جميع الحيوانات وفقا للبروتوكولات المعتمدة في إياكوك-

ملاحظة: التصميم التجريبي لهذا البروتوكول ويرد في الشكل 1. شراء الفئران عمرها ست الأسبوع مع المبايض إزالتها جراحيا وإطعامهم شاشات الكريستال السائل تتكون من فوسفات الكالسيوم و 0.77 في المائة 0.01 في المائة. وبعد فترة 4 أشهر من شاشات الكريستال السائل، حفر عيب الحرجة حجم العمود الفقري في الرابعة والخامسة القطنية العمود الفقري الهيئات (L4-L5). في أعقاب عملية جراحية، صورة الفئران في اليوم الأول وبعد أسابيع من 2, 4 و 8 و 12 إنشاء عيب. تحديد هوامش عيب على الفحص يوم 1 وإعادة توجيه إلى وضع معيار وتحديد وحدة تخزين أسطواني للفائدة (أصوات العراق). تسجيل تلقائياً بمسح µCT اللاحقة (أي لمدة أسابيع 2، 4 و 8 و 12) من كل الفئران إلى موقف القياسية المحددة للمسح يوم 1 المقابلة. تطبيق اليوم 1 مسبقاً أصوات العراق لفحص المسجلين. تقييم كثافة العظام بحجم وكثافة الظاهر فويس-

1-"التعريفي ترقق العظام"

  1. وضعت عمرها ست الأسبوع athymic ovariectomized الفئران في 4 أشهر من شاشات الكريستال السائل تتكون من فوسفات الكالسيوم و 0.77 في المائة 0.01 ٪.
  2. التبديل مرة أخرى إلى اتباع نظام غذائي عادي.
    ملاحظة: هذه الفئران وسوف يشار إليها " الفئران العظام هشاشة " الآخرة.

2. نموذج عيب العمود الفقري

ملاحظة: التوقيت 40-50 دقيقة للحيوان الواحد.

  1. اﻷوتوكﻻف الجراحية جميع الأدوات السابقة للجراحة-
  2. في حالة عمليات جراحية متعددة، تعقيم جميع الأدوات الجراحية.
    1. تغسل الأدوات اللازمة ووضعها في حمام سونيكاتور لمكان لهم في مجموعة معقم حبة حار إلى 250 درجة مئوية للسماح س. 20 دقيقة 5 الأدوات اللازمة لتهدئة للحد الأدنى 5
  3. التخدير الحث.
    1. مكان الفئران العظام هشاشة في قاعة توجيهي يعلق على جهاز تخدير مع نظام مركزي للمسح. حمل التخدير استخدام isoflurane 5% في الأكسجين 100% والمحافظة عليها عن طريق الآنف مخروط في إيسوفلوراني 2-3%. استخدام مرهم البيطرية على العينين لمنع جفاف بينما تحت التخدير.
    2. تطبيق حافز تو-قرصه لضمان الطائرة كافية للتخدير. إذا لوحظ أي رد، الشروع في الإجراءات.
  4. أنيسثيتيزيد الفئران في ريكومبينسي الظهرية على وسادة تدفئة (37 درجة مئوية) وتمتد أطرافه باستخدام نظام سحب التبعي المغنطيسي ( الشكل 2A).
    ملاحظة: درجة الحرارة لوحة تدفئة مهم للوقاية من انخفاض درجة حرارة الجسم، إذ هو جرذ أنيسثيتيزيد غير قادرة على تنظيم درجة حرارة الجسم.
  5. يحلق في منطقة البطن باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية. مسحه مع غلوكونات الكلورهيكسيدين ومطهر اليود-على أساس 0.5% تليها الإيثانول 70%-
  6. حقن الفئران مع والايبوبروفين (وزن الجسم 5 مغ/كغ (الأسلحة البيولوجية)، تحت الجلد (ميدان)) قبل بداية العملية الجراحية.
  7. استخدام مشرط معقم لقطع الجلد. يبدأ شق 1 سم تحت عملية الرهابه وقطع طريق خط الوسط (~ 5-8 سم) ( الشكل 2)-
  8. استخدام مقص الجراحية جعل شق من أبونيوروسيس عن طريق ينيا ألبا الوصول إلى تجويف البطن ( الشكل 2).
  9. فضح تجويف البطن باستخدام الكامشات ( الشكل 2D).
  10. يصرف الأمعاء بحق الفئران في فضح الشريان الاورطي البطني واستئصال كليته اليسرى ( الشكل 2E). جس العمود الفقري القطني قبل الشروع في الكشف عن ذلك. لتجنب الجفاف، استخدم جاوزيس غارقة العقيمة مع المحلول الملحي المعقم لالتفاف الأجهزة الداخلية-
  11. استخدام ثيرموكوتيري فضح في طبقات الجانب الأمامي من الهيئات الفقري القطنية L4-5 وعزلها من العضلات والنسيج الضام المحيطة بها ( الشكل 2 واو -ز)-
    ملاحظة: يجب استخدام ثيرموكوتيري للتحكم في النزيف أثناء التشريح.
  12. استخدام مسحه القطن معقمة مشبعة بالمحلول الملحي المعقم لإزالة أنسجة الدم وبقايا من الفقرات L4. استخدام بر حفر ترفين عقيمة (~ 2 ملم في القطر) لحفر عيب 5 مم عمق العظام في وسط الجانب الأمامي المكشوفة من الجسم الفقري (الشكل 2 ح-أنا)-
    ملاحظة: تطبيق ضغط الحد الأدنى لحفر من خلال فقط قشرة البطني وعظم trabecular الكامنة؛ تجنب الحفر من خلال القشرة الظهرية. علما بأن فقرات الفئران العظام هشاشة هشة جداً. استخدم مسحه القطن لتنظيف العيب وممارسة الضغط لوقف النزيف، إذا كان موجوداً.
  13. كرر الخطوة 2.11 في فقرة L5 لإنشاء مجموعة عيوب 2 كل الفئران ( 2J الشكل)-
  14. إرجاع الأمعاء إلى تجويف البطن.
  15. استخدام فيكريل اصطناعية قابلة لامتصاص جراحية خياطة (فيكريل 3-0 أوندييد 27 " تفتق SH) في نمط مستمر خياطة أبونيوروسيس ( الشكل 2 ك)-
  16. إغلاق الجلد باستخدام 4-0 شعيرات نايلون خياطة غير امتصاص في نمط توقف بسيطة ( الشكل 2 لتر).
  17. تطبيق 100 ميليلتر من لاصق الجلد الموضعية على رأس خيوط الجلد وفيما بينها لضمان الإغلاق الكامل للجلد.
  18. حقن الفئران بالحارة (37 درجة مئوية) في المسابقة لاكتاتيد ' s الحل (1CC/100 جرام وزن الجسم، مربعا) لمنع انخفاض حرارة الجسم والجفاف-
  19. حقن الفئران البوبرينورفين (0.5 ملغ/كغ وزن الجسم، ميدان) قبل الجراحة وكل ح 8-12 لتخفيف الألم بعد العملية حسب الحاجة.
  20. لا تترك الحيوان غير المراقب حتى قد وعيه كافية للحفاظ على ريكومبينسي القصية. أيضا، لا يعود حيوان الذي خضع لجراحة لشركة الحيوانات الأخرى حتى أنه قد تعافي تماما.
  21. بعد أن تعافي الحيوان على منصة التدفئة، إعادته إلى قفصة.
    ملاحظة: بيت الفئران على حدة (أي، في أقفاص منفصلة) لمنع تشويه الفئران للفئران خياطة الجروح والجرح.
  22. مكان تشو غارقة في الماء في طبق بتري في الطابق قفص لبضعة أيام بعد العملية لمساعدة الفئران الوصول إلى الغذاء-
  23. إدارة والايبوبروفين (5 مغ/كغ وزن الجسم، ميدان) 24 ساعة ما بعد الجراحة لتخفيف الألم كل 24 ساعة حسب الحاجة.
  24. إزالة خيوط الجلد بينما يكون الحيوان تحت 2% isoflurane التخدير 10-14 يوما بعد انتهاء العملية.

3. مسح ميكروكت

ملاحظة: التوقيت 30-40 دقيقة للحيوان الواحد.

  1. في اليوم التالي للعملية الجراحية، ضع الفئران العظام هشاشة في قاعة توجيهي يعلق على جهاز تخدير مع نظام مركزي للمسح. حمل التخدير استخدام isoflurane 5% في الأكسجين 100% والحفاظ على عن طريق الآنف مخروط في 2-3% إيسوفلوراني-
  2. تفحص الفئران باستخدام ماسح µCT في فيفو. كرر المسح الضوئي للتحليل الطولي للتجدد العظام.
    ملاحظة: تأكد من أن جميع الحيوانات هي الممسوحة ضوئياً باستخدام نفس الإعدادات (أي الطاقة الأشعة السينية، مسح المتوسطة وكثافة وحجم فوكسل ودقة وضوح الصورة) وفي لعاتجاه البحث والتطوير. فعلى سبيل المثال: الطاقة الأشعة السينية، كفب 55؛ الحالي, µA 145؛ حجم فوكسل، 35 ميكرون؛ زيادات، ميكرومتر 115؛ ووقت التكامل، 200 مرض التصلب العصبي المتعدد؛ مع العينات في برنامج تلفزيوني. الرجوع إلى بوكستين et al. 34 لمزيد من الإيضاحات واعتبارات في القوارض µCT مسح لتقييم المجهرية العظام. ومن الناحية المثالية، ستستخدم أعلى دقة المسح الضوئي متاح لجميع عمليات التفحص؛ ومع ذلك، فحص دقة أعلى تحتاج إلى وقت أطول للحصول على توليد مجموعات كبيرة من البيانات وتعرض الحيوانات للإشعاع المؤين أكثر. قد يعرض الآثار غير المرغوب فيها، بما في ذلك تناقص الكسر الشفاء. ولذلك ينبغي إمعان النظر المفاضلة بين بيانات إضافية والمسح الضوئي الوقت.

4. فصل العمود الفقري

ملاحظة: التوقيت 20-30 دقيقة كل عينة.

  1. كفاف الفقرة الاهتمام، كما هو موضح في الشكل 3 ألف-"أولاً تأكد من" أن تشمل جميع أجزاء من الفقرة مع استبعاد الأجزاء التي تنتمي إلى فقرات المجاورة.
    1. فوق " برنامج التقييم µCT " وحدد النموذج من القائمة.
    2. كفاف كل شريحة باستخدام الماوس.
    3. استخدام " Z " بار للانتقال إلى الشريحة التالية.
  2. فقرة أحيط بحفظ كملف منفصل ( 3J الرقم -ك) بالنقر فوق " ملف " → " "جوبي حفظ" " كل زوجين من شرائح.

5. تعريف أصوات العراق "التقييم الكمي طولية"

ملاحظة: الخطوات التالية تتوقف على ما إذا كان المسح الضوئي من اليوم الأول بعد الجراحة (فقرة مرجع) أو من (النقاط في وقت لاحق الهدف لفقرات).

  1. فقرة مرجع.
    ملاحظة: التوقيت 20-30 دقيقة كل عينة.
    1. ض--التناوب، قياس زاوية الهوامش باستخدام شريحة س وص من مركز العيب ( 4A الرقم -ب).
      1. في Z-الطائرة، اذهب إلى منطقة الفقرة أين هو العيب واضح وشاشة القبض على معظم الفقرة.
      2. في برنامج العرض تقديمي، إعداد كائن مستطيل الشكل التي سوف تدخل في العيب.
      3. تدوير الصورة للفقرة أن العيب يواجه صعودا والهوامش عيب في موازاة جانبي المستطيل.
      4. قياس زاوية الدوران (انقر بالزر الأيمن على الصورة → " "تنسيق الصورة" " → " حجم ").
      5. استخدام زاوية قياسها لتدوير الفقرة ( الشكل 4).
        1. فتح نافذة جديدة من ديكتيرم (" مدير الدورة " → " تطبيقات " → " ديكتيرم ")-
        2. تشغيل " الشعيرات ":
        3. الشعيرات > turn3d
        4. -الإدخال [في] >
        5. --إخراج [خارج] >
        6. -turnaxis_angles [0.000 90.000 90.000] > 90 90 0
        7. -تورنانجلي [0.000] > قياس زاوية
        8. -img_interpol_option [1] >
    2. للعاشر--التناوب، قياس زاوية الهوامش باستخدام شريحة YZ من مركز العيب ( الشكل 4 -E). استخدام زاوية قياسها لتدوير الفقرة ( 4F الشكل).
      1. فوق " YZ " في " uCT تقييم برنامج " وكرر الخطوات 5.1.1.1-5.1.1.5.2.
      2. الشعيرات > إيسق
      3. -aim_name [في] >
      4. -isq_filename [default_file_name] > إدراج دليل ملف إيسك (مثلاً، " DK0: [ميكروكت. البيانات. غازيت. MAXIM.80.DAY1]Z2102970. إيسك ")
      5. -نقاط البيع [0 0 0] >
      6. -تعتيم [-1-1-1] >
    3. الوجه فقرة تدويرها عن طريق تغيير تخطيط س ص-الطائرة إلى زد إكس-الطائرة.
      1. فتح نافذة جديدة من ديكتيرم (" مدير الدورة " → " تطبيقات " → " ديكتيرم ")-
      2. تشغيل " الشعيرات ":
      3. الشعيرات > الوجه
      4. -الإدخال [في] > على
      5. -الإدخال [خارج] > out2
      6. -new_xydir [yz] > zx
    4. تعريف أصوات العراق. كفاف
      1. رسم تعميما العيب باستخدام شريحة من مركز العيب عن طريق تحديد رمز مخطط دائري في " uCT تقييم برنامج " ( الشكل 6A). نسخة كفاف ولصقه في كل الشرائح في العيب ( الشكل 6B).
        ملاحظة: نظراً لجميع العيوب تم إنشاؤها باستخدام نفس الإجراء، تحليل نفس العدد من الشرائح، وفي وقت لاحق، الحجم الإجمالي (التلفزيون) لجميع العينات-
  2. فقرة الهدف.
    ملاحظة: التوقيت 10-20 دقيقة لكل عينة. ملفات
    1. تحميل DICOM الهدف والفقرات الإشارة إلى الإطار الرئيسي لبرنامج تحليل الصور-
      ملاحظة: لتجنب تغيير قيمة الرمادي، قم بتعريف نفسه إخراج نوع البيانات كملفات DICOM الأصلي في القائمة تحميل.
      2. فقرة
    2. السجل للإشارة.
      1. إطلاق " ثلاثي الأبعاد فوكسل التسجيل " الوحدة النمطية وإدخال فقرة مرجع " "حجم قاعدة" " وفقرة المستهدفة " مباراة وحدة التخزين. " انقر فوق " تسجيل " تسجيل الفقرات ( الشكل 5)-
    3. حفظ الملف المسجل باستخدام كتابة نفس البيانات واستيرادها إلى بيئة µCT.
    4. تنطبق أصوات العراق.
      1. تطبيق أصوات العراق تعريفها لفقرة إشارة إلى فقرة الهدف المسجل بواسطة النقر فوق " uCT تقييم برنامج " → " ملف " → " "جوبي تحميل" " وتحديد جوبي التي تم إنشاؤها مسبقاً. تحقق من أن أصوات العراق وعيب متحدة.

6. تحليل ميكروكت

ملاحظة: التوقيت 10-20 دقيقة لكل عينة.

  1. إرسال أصوات العراق لتقييم استخدام برنامج تقييم µCT ( الشكل 6).
    ملاحظة: تأكد من استخدام نفس المعلمات عند تحليل جميع فويس. تأكد من تعيين العتبة عالية بما فيه الكفاية لحذف الضوضاء الخلفية مع فقدان الحد الأدنى من العظام. إذا تم استخدام مادة بيولوجية راديوباك، يمكن استخدام عدد من الاستراتيجيات لتحليل تكوين العظام. إذا كان هناك اختلاف في كثافة بين الأنسجة مادة بيولوجية والعظام، يمكن مجزأة مادة بيولوجية من 35 ، 36. خلاف ذلك، يمكن أن المحققين نوعيا إلى تقييم الاختلافات في تكوين العظام بين المجموعات التجريبية.

7. القتل الرحيم

  1. بليس الفئران العظام هشاشة في قاعة التعريفي المرفقة بجهاز تخدير. حمل التخدير استخدام isoflurane 5% في الأكسجين 100%-
  2. المحافظة على التخدير عن طريق الآنف مخروط وتنفيذ القتل الرحيم قبل إينسيسينج تجويف الصدر لإنتاج استرواح الصدر ثنائية 37-

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام هذا البروتوكول، واحد صورة والتحديد الكمي لتجديد n = 8 عيوب العمود الفقري العظام هشاشة على غرار عبر نقاط زمنية مختلفة. المباراة التشريحية التي حصل عليها إجراءات التسجيل يسمح بتحليل أصوات العراق نفسه عند كل من النقاط الزمنية. يؤدي هذا إلى تحليل هيستومورفوميتريك 3D طولية دقيقة للغاية، حتى عندما لم يعد معترف بها على هامش العيب الأصلي. كنا خمس نقاط الوقت (اليوم 1 والأسبوع الثاني والأسبوع 4، الأسبوع 8 والأسبوع 12) كمثال لتقييم طولية التجدد العظام (الشكل 7)...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ترقق العظام هو السبب الأكثر شيوعاً لكسور العمود الفقري ضغط نتيجة زيادة العبء على العمود الفقري وتؤدي إلى انهيار الجسم الفقري. ومع ذلك، من المستحيل عمليا لتوليد ضرر في القوارض التي يتطابق أصلي من انهيار العمود الفقري مماثلة. بدلاً من ذلك، إنشاء الباحثين فراغاً أسطواني في مركز الهيئة العمود الفقري لتقليد16،أوفكفس،من1719،18،20،،من

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأيد هذا البحث بمنحه من معهد كاليفورنيا للتجدد الطب (سيرم) (TR2-01780).

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأيد البحث على منحة من معهد كاليفورنيا للتجدد الطب (سيرم) (TR2-01780).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
IsofluraneMWI Animal Health ، باسادينا ، كاليفورنيا501017
BetadineSolutionMWI Animal Health ، باسادينا ، كاليفورنيا4677
كلورهيكسيدين غلوكونات 2٪ فركMWI Animal Health ، باسادينا ، كاليفورنيا510083
كحول الأيزوبروبيل 70٪ - لترMWI لصحة ، باسادينا ، كاليفورنيا501044
كاربروفينMWI صحة ، باسادينا ، كاليفورنيا26357
بوبرينورفين 0.3 مجم / ملMWI صحة ، باسادينا ، كاليفورنيا56163
الفئران العارية المبيض المبيضمختبرات هارلان ، إنديانابوليس ، إنديانابوليس ،إنديانا HSD: RH-Foxn1 rnu
طعام منخفض الكالسيومNewco Distributors، Inc. ، CA1814948 (5AV8 AIN-93M مع كالسيوم
شركة تقنيات الحياة المالحة المخزنة بالفوسفات14190250
DermabondJ and J EthiconDHVM12
آلة التخديرباترسون ScientificTEC 3EX
غرف الحث العلوي الشريحةباترسون العلمية78917833
ProStation محطة عمل ساخنةباترسون العلمية78914731
الستارة الجراحيةHALYARD HEALTH INC89101
نظام سحب المثبت المغناطيسيFine Science Tools، Inc.، CA18200-50
مقص تشريح ، 10 سم ، منحني ، SSWorld Precision Instruments ، FL14394
مقص قزحية ، 11.5 سم ، 45 درجة ؛ أدوات الدقة العالمية ذات الزاوية ، المسننة ، الحادة / الحادة، ملقط FL503225
، رقم 5World Precision Instruments ، FL555048FT
Mosquito HemostapsWorld Precision Instruments ، FL503360
شاش قطني معقمMedtronic ، مينيابوليس ، مينيسوتا9024
رماح امتصاص - علوم دقيقة مثبتة / معقمة أدوات ، حقنة CA18105-01
، إبرة 1 ملتيرومو تيرومو ميدSS-01T
، 25 مقياسBD MED SYS INJECTION SYS
التدفق الصفحيبيكرSterilGARD e3-Class II Type A2
الحفر الحراريللأدوات الدقيقة العالمية ، FL501292
Micro-Drill OmniDrill115 / 230Vالأدوات الدقيقة العالمية ، FL503598
Trephines للحفر الصغير ، أدوات العلوم الدقيقة بقطر 2 مم، CA18004-20
3-0 Vicryl غير مصبوغ 27 بوصة SH تفتقJ و J ETHICON1663G
4-0 Ethilon أسود 18 " قطع PC3 التقليديJ AND JETHICON 1954G
Conebeam in vivo microCT (vivaCT 40)مجموعةvivaCT 40
الطبي الحيوي ، Mayo Clinic ، روتشستر ، مينيسوتاتحليل 12برنامج
تحليل الصور مرهمالعين البيطري
منخفض) Micro 305127 غطاء وحدة برامج أنظمة التصوير المقطعي المحوسب الطبي من Scanco Medical برنامج تحليل التصوير

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wang, M. L., Massie, J., Perry, A., Garfin, S. R., Kim, C. W. A rat osteoporotic spine model for the evaluation of bioresorbable bone cements. Spine J. 7 (4), 466-474 (2007).
  2. Consensus development conference: prophylaxis and treatment of osteoporosis. Am J Med. 90 (1), 107-110 (1991).
  3. Center, J. R., Nguyen, T. V., Schneider, D., Sambrook, P. N., Eisman, J. A. Mortality after all major types of osteoporotic fracture in men and women: an observational study. Lancet. 353 (9156), 878-882 (1999).
  4. Buchbinder, R., et al. A randomized trial of vertebroplasty for painful osteoporotic vertebral fractures. N Engl J Med. 361 (6), 557-568 (2009).
  5. Kallmes, D. F., et al. A randomized trial of vertebroplasty for osteoporotic spinal fractures. N Engl J Med. 361 (6), 569-579 (2009).
  6. Kado, D. M., et al. Vertebral fractures and mortality in older women: a prospective study. Study of Osteoporotic Fractures Research Group. Arch Intern Med. 159 (11), 1215-1220 (1999).
  7. Silverman, S. L. The clinical consequences of vertebral compression fracture. Bone. 13, Suppl 2. S27-S31 (1992).
  8. Ross, P. D. Clinical consequences of vertebral fractures. Am J Med. 103 (2A), 30S-43S (1997).
  9. Saito, T., Kin, Y., Koshino, T. Osteogenic response of hydroxyapatite cement implanted into the femur of rats with experimentally induced osteoporosis. Biomaterials. 23 (13), 2711-2716 (2002).
  10. Koshihara, M., Masuyama, R., Uehara, M., Suzuki, K. Effect of dietary calcium: Phosphorus ratio on bone mineralization and intestinal calcium absorption in ovariectomized rats. Biofactors. 22 (1-4), 39-42 (2004).
  11. Martin-Monge, E., et al. Validation of an osteoporotic animal model for dental implant analyses: an in vivo densitometric study in rabbits. Int J Oral Maxillofac Implants. 26 (4), 725-730 (2011).
  12. Agata, U., et al. The effect of different amounts of calcium intake on bone metabolism and arterial calcification in ovariectomized rats. J Nutr Sci Vitaminol (Tokyo). 59 (1), 29-36 (2013).
  13. Govindarajan, P., et al. Bone matrix, cellularity, and structural changes in a rat model with high-turnover osteoporosis induced by combined ovariectomy and a multiple-deficient diet. Am J Pathol. 184 (3), 765-777 (2014).
  14. Govindarajan, P., et al. Implications of combined ovariectomy/multi-deficiency diet on rat bone with age-related variation in bone parameters and bone loss at multiple skeletal sites by DEXA. Med Sci Monit Basic Res. 19, 76-86 (2013).
  15. Alt, V., et al. A new metaphyseal bone defect model in osteoporotic rats to study biomaterials for the enhancement of bone healing in osteoporotic fractures. Acta Biomater. 9 (6), 7035-7042 (2013).
  16. Liang, H., et al. Use of a bioactive scaffold for the repair of bone defects in a novel reproducible vertebral body defect. Bone. 47 (2), 197-204 (2010).
  17. Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells. Spine J. 14 (3), 445-454 (2014).
  18. Fujishiro, T., et al. Histological evaluation of an impacted bone graft substitute composed of a combination of mineralized and demineralized allograft in a sheep vertebral bone defect. J Biomed Mater Res A. 82 (3), 538-544 (2007).
  19. Sheyn, D., et al. Gene-modified adult stem cells regenerate vertebral bone defect in a rat model. Mol Pharm. 8 (5), 1592-1601 (2011).
  20. Phillips, F. M., et al. In vivo BMP-7 (OP-1) enhancement of osteoporotic vertebral bodies in an ovine model. Spine J. 6 (5), 500-506 (2006).
  21. Kobayashi, H., et al. Long-term evaluation of a calcium phosphate bone cement with carboxymethyl cellulose in a vertebral defect model. J Biomed Mater Res A. 88 (4), 880-888 (2009).
  22. Turner, T. M., et al. Vertebroplasty comparing injectable calcium phosphate cement compared with polymethylmethacrylate in a unique canine vertebral body large defect model. Spine J. 8 (3), 482-487 (2008).
  23. Zhu, X. S., et al. A novel sheep vertebral bone defect model for injectable bioactive vertebral augmentation materials. J Mater Sci Mater Med. 22 (1), 159-164 (2011).
  24. Vanecek, V., et al. The combination of mesenchymal stem cells and a bone scaffold in the treatment of vertebral body defects. Eur Spine J. 22 (12), 2777-2786 (2013).
  25. Geusens, P., et al. High-resolution in vivo imaging of bone and joints: a window to microarchitecture. Nat Rev Rheumatol. 10 (5), 304-313 (2014).
  26. Genant, H. K., Engelke, K., Prevrhal, S. Advanced CT bone imaging in osteoporosis. Rheumatology (Oxford). 47, Suppl 4. 9-16 (2008).
  27. Kallai, I., et al. Microcomputed tomography-based structural analysis of various bone tissue regeneration models. Nature Protocols. 6 (1), 105-110 (2011).
  28. Lambers, F. M., Kuhn, G., Schulte, F. A., Koch, K., Muller, R. Longitudinal assessment of in vivo bone dynamics in a mouse tail model of postmenopausal osteoporosis. Calcif Tissue Int. 90 (2), 108-119 (2012).
  29. de Bakker, C. M., et al. muCT-based, in vivo dynamic bone histomorphometry allows 3D evaluation of the early responses of bone resorption and formation to PTH and alendronate combination therapy. Bone. 73, 198-207 (2015).
  30. Lan, S. H., et al. 3D image registration is critical to ensure accurate detection of longitudinal changes in trabecular bone density, microstructure, and stiffness measurements in rat tibiae by in vivo microcomputed tomography (μCT). Bone. 56 (1), 83-90 (2013).
  31. Nishiyama, K. K., Campbell, G. M., Klinck, R. J., Boyd, S. K. Reproducibility of bone micro-architecture measurements in rodents by in vivo micro-computed tomography is maximized with three-dimensional image registration. Bone. 46 (1), 155-161 (2010).
  32. Sheyn, D., et al. PTH Induces Systemically Administered Mesenchymal Stem Cells to Migrate to and Regenerate Spine Injuries. Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2016).
  33. Lelovas, P. P., Xanthos, T. T., Thoma, S. E., Lyritis, G. P., Dontas, I. A. The laboratory rat as an animal model for osteoporosis research. Comp Med. 58 (5), 424-430 (2008).
  34. Bouxsein, M. L., et al. Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography. J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).
  35. de Lange, G. L., et al. A histomorphometric and micro-computed tomography study of bone regeneration in the maxillary sinus comparing biphasic calcium phosphate and deproteinized cancellous bovine bone in a human split-mouth model. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol. 117 (1), 8-22 (2014).
  36. Ramalingam, S., et al. Guided bone regeneration in standardized calvarial defects using beta-tricalcium phosphate and collagen membrane: a real-time in vivo micro-computed tomographic experiment in rats. Odontology. 104 (2), 199-210 (2016).
  37. Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. , (2013).
  38. Wang, M. L., Massie, J., Allen, R. T., Lee, Y. P., Kim, C. W. Altered bioreactivity and limited osteoconductivity of calcium sulfate-based bone cements in the osteoporotic rat spine. Spine J. 8 (2), 340-350 (2008).
  39. Liang, H., Li, X., Shimer, A. L., Balian, G., Shen, F. H. A novel strategy of spine defect repair with a degradable bioactive scaffold preloaded with adipose-derived stromal cells. Spine J. 14 (3), 445-454 (2013).
  40. Sheyn, D., et al. PTH induces systemically administered mesenchymal stem cells to migrate to and regenerate spine injuries. Mol Ther. 24 (2), 318-330 (2015).
  41. Matthieu, R., et al. A new rat model for translational research in bone regeneration. Tissue Eng Part C Methods. , (2015).
  42. Turner, A. S. Animal models of osteoporosis--necessity and limitations. Eur Cell Mater. 1, 66-81 (2001).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Osteoporosis ModelVertebral FractureMicrocomputed TomographyBone RegenerationNude RatsLongitudinal ImagingSemiautomated AnalysisBone DefectBone Volume DensityApparent Density

Related Articles