مقالة منهجية

RGB والتصوير الطيفي الجذر فينوتيبينج النباتية والبحوث الفسيولوجية: الإعداد التجريبية والتصوير البروتوكولات

17.3K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/56251

⸱

أغسطس 8, 2017

 ,  ,  ,  , 
1Division of Agronomy, Department of Crop Sciences, University of Natural Resources and Life Sciences, 2Carinthian Tech Research AG, High Tech Campus Villach, 3Computational Science Center, University of Vienna, 4Simulationswerkstatt

في هذه المقالة

ملخص

ويرد بروتوكولا تجريبية لتقييم التربة نمت نظم جذور النباتات مع RGB والتصوير الطيفي. مزيج من الوقت صورة RGB سلسلة مع معلومات تشيموميتريك من الطيفي بالأشعة يحسن ثاقبة ديناميات جذر النبات.

الملخص

من الضروري فهم أفضل لديناميات جذر النبات تحسين كفاءة استخدام الموارد للنظم الزراعية، وزيادة المقاومة لأصناف المحاصيل ضد الضغوط البيئية. ويرد بروتوكولا تجريبية RGB والتصوير الطيفي للنظم الجذرية. ويستخدم النهج رهيزوبوكسيس حيث تنمو النباتات في التربة الطبيعية على مدى فترة زمنية أطول لمراقبة نظم جذور نمواً كاملا. ومن الأمثلة على إعدادات تجريبي لتقييم النباتات رهيزوبوكس تحت ضغط المياه ودراسة دور الجذور. ويرد بإعداد الصور RGB للتحديد الكمي رخيصة وسريعة للتنمية الجذرية على مر الزمن. التصوير الطيفي يحسن تجزئة الجذر من التربة الخلفية مقارنة بمستوى العتبة على أساس لون RGB. قوة خاصة للتصوير الطيفي هو الحصول على تشيموميتريك من المعلومات عن نظام التربة الجذر لفهم الوظيفية. ويتجلى هذا مع تعيين محتوى المياه عالية الدقة. ومع ذلك التصوير الطيفي أكثر تعقيداً في الحصول على الصور، ومعالجة وتحليل مقارنة بالنهج RGB. يمكن تحسين مزيج من كلا أساليب تقييم شامل لنظام الجذر. وترد أمثلة التطبيق تكامل الجذر والصفات سطحي لسياق بحوث النبات الفسيولوجية فينوتيبينج والنباتات. يمكن الحصول على مزيد من التحسين لتصوير الجذر بتحسين جودة الصورة RGB مع إضاءة أفضل استخدام مصادر الضوء المختلفة، واستطراداً لأساليب تحليل صورة للاستدلال على خصائص منطقة الجذر من البيانات الطيفية.

المقدمة

جذور توفير العديد من الوظائف الأساسية للنباتات مثل التخزين لتستوعب، مرسى للنباتات الأرضية في التربة، وامتصاص ونقل المياه والمواد الغذائية1. من وجهة نظر تطورية، يعتبر تشكيل محاور الجذرية شرط مسبق أساسي للأصل من النباتات البرية2. وعلى الرغم من هذا الدور الهام، تاريخيا احتلت جذور فقط موقعا هامشيا في الأبحاث البيولوجية. ومع ذلك، في الآونة الأخيرة، يتزايد الاهتمام العلمي في نظم جذور النباتات كما يتضح في الشكل 1.

figure-introduction-1
الشكل 1: أهمية الدراسات الجذرية في علوم النبات.
عدد الجذر الدراسات ذات الصلة كنسبة مئوية من جميع الدراسات النباتية المنشورة في المجلات العلمية العقود الماضية. البحث عن النتيجة من المكبر باستخدام كلمات "المصنع" و "النبات الجذر". الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-

ويمكن الافتراض سببين رئيسيين تكمن وراء أوجه التقدم الأخيرة في بحوث الجذر. يتعرض الغطاء النباتي الأرضي، والأول أكثر تواترا من الضغوط البيئية نتيجة للتغير العالمي3. في سياق إنتاج المحاصيل الزراعية ومن المقدر أن محدودة عالمياً حوالي 30% المساحة الزراعية بالمياه والفوسفور4،5. الحد من الإجهاد من غلة المحاصيل هي سبب الرئيسي للثغرات الغلة كبيرة أن يتم على الصعيد العالمي تقدر بأقل من 50% من الإنتاجية المحتملة ل النظم الإيكولوجية الزراعية البعلية6. بالإضافة إلى توافر الموارد منخفضة، يرتبط هذا أيضا إلى كفاءة استخدام الموارد الفقيرة، أي عدم كفاية قدرة محطة لاستغلال الموارد المتاحة7. هذا يؤدي إلى خسائر موارد المتنقلة مثل النترات التي يمكن أن تؤثر سلبا على النظم الإيكولوجية الأخرى. فعلى سبيل المثال يقدر كفاءة استخدام النتروجين العالمية الحالية 47%8. كفاءة عن طريق أساليب تحسين إدارة استخدام الموارد أفضل وأصناف لذلك من أهمية كبيرة لكل نمو النواتج الزراعية، وكذلك فيما يتعلق بالاستدامة البيئية. في هذا السياق النبات جذور تعتبر هدفا أساسيا لتحسين المحاصيل ونظم زراعة المحاصيل9،10.

خلفية هامة ثانية لمصلحة الأخيرة في جذور النباتات من التقدم التكنولوجي في طرق القياس. الأساليب الجذرية طويلة قد تم تقييدها من قبل اثنين من التحديات الرئيسية: القياس للجذور من النباتات التي تنمو في التربة التي ينبغي أن تكون معزولة للقياس الكمي، غالباً بواسطة الغسيل11، وبالتالي الإخلال بترتيب محاور الجذرية المعمارية. المراقبة جذر في الموقع باستخدام الحفر الأساليب، وبالتالي المحافظة على الموقع الطبيعي من الجذور في التربة، وقد استخدمت لوصف النباتية12. لا يزال وهي تستغرق وقتاً طويلاً جداً وهكذا لا تفي بمتطلبات الإنتاجية من التحليل المقارن الهيكلية الوظيفية جذر النظام. من ناحية أخرى أساليب الفائق لقياس الهيكل الجذر معظمها أجريت على وسائط مصطنعة وشتلات النباتات13 حيث يتم الاستقراء لبيئة النمو الطبيعي للنباتات مشكوك فيها14.

الطفرة الأخيرة من البحوث الجذرية محكم مرتبط بالتقدم في التصوير أساليب15. التصوير النهج في الدراسات الجذرية يمكن تقريبا تجميعها في ثلاثة أنواع. أولاً هناك طرق عالية الدقة 3D مثل الأشعة المقطعية والتصوير بالرنين المغناطيسي16. هذه الأساليب الأكثر ملاءمة لدراسة عمليات التفاعل لجذور النباتات مع التربة، مثل الجفاف الناجم عن الانسداد الخشب17. عادة ما يتم تطبيقها على عينات صغيرة نسبيا حيث أنها تسمح للملاحظات التفصيلية. وترد مقارنة بين الأشعة المقطعية والتصوير بالرنين المغناطيسي للأواني مختلفة الحجم والجذر خير تصوير في18. وثانيا، هناك أساليب التصوير الفائق19،20. هذه الأساليب معظمها على أساس المشترك 2D RGB تصوير الجذور تنمو على وسائط اصطناعية (هلام، ورقة الإنبات) حيث يسمح التباين العالي تشريح بسيط نسبيا بين جذور وخلفية. ومناسبة لمقارنة إنتاجية عالية بين الشتلات الجذر الصفات الوراثية محاصيل مختلفة تحت موحدة اصطناعية المتنامي الشروط13. ما بين هذين النهجين هي الأساليب رهيزوبوكس: أنها تستخدم التصوير 2D من جذور تنمو في التربة على مدى فترة زمنية أطول والإنتاجية المتوسطة21،22. تحديا الأخيرة إلى الجذر (2D) تصوير لالتقاط أيضا مؤشرات لوظائف الجذر بالإضافة إلى وصف لهيكل23.

في هذه الورقة نقدم البروتوكولات التجريبية للتصوير رهيزوبوكس نمت النظم الجذر باستخدام (ط) رخيصة وبسيطة مصنوعة خصيصا RGB تصوير وإعداد إعداد تصوير أكثر تعقيداً (ثانيا) قوائم الجرد الوطنية. مثال على النتائج التي تم الحصول عليها من هذه الأجهزة اثنين تظهر ومناقشتها في سياق phenotyping النبات وبحوث النبات الفسيولوجية.

البروتوكول

1. صناديق الجذور لنمو النبات

ملاحظة: يستخدم النظام التجريبي صناديق جذورية (rhizoboxes) لزراعة النباتات لغرض تصوير الجذور. يتم أولاً وصف تصميم الصناديق والركيزة المستخدمة، ثم تُذكر تفاصيل إجراءات التعبئة.

  1. تصميم صناديق الريزوبوكس (rhizoboxes)
    1. قم بتصنيع صناديق الريزوبوكس (الشكل 2) بحيث تتكون اللوحة الخلفية والإطارات الجانبية من مادة PVC رمادية بقوة 15 mm. استخدم صندوقاً بحجم 30 mm x 10 mm. بالنسبة للنافذة الأمامية، استخدم زجاجاً معدنياً بسماكة 6 mm يتم تثبيته في إطار PVC بواسطة قضبان معدنية مثبتة ببراغي في الجدران الجانبية.
    2. اصنع ثلاثة ثقوب في الإطار السفلي للسماح بتصريف المياه الزائدة. يمكن إغلاق هذه الثقوب اختيارياً باستخدام براغي بلاستيكية.
    3. قبل الملء، قم بتعديل القطر الداخلي لصندوق الريزوبوكس (ما بين 10 mm و 30 mm) عن طريق إدراج ألواح PC متعددة الجدران. يُوصى بترك مساحة داخلية قدرها 10 mm لمعظم المحاصيل لتقليل وزن النظام بأكمله (وزن صندوق الريزوبوكس بدون تربة هو 13.2 kg).

مخطط لبنية الجدار مع PVC، والزجاج، وألواح متعددة الجدران؛ تصميم نظام التصريف؛ مع توضيح القياسات.
الشكل 2: النظام التجريبي لصندوق الجذور (Rhizobox) ومكوناته.
يظهر الشكل الأيسر أبعاد صندوق الجذور (rhizobox)، بينما يظهر الشكل الأيمن مكوناته المنفردة، وهي عبارة عن لوحة خلفية رمادية من مادة PVC مع إطار جانبي، ولوح زجاجي أمامي معدني، وصفائح متعددة الجدران لتغيير القطر الداخلي، وزوايا معدنية لتثبيت الزجاج الأمامي بالقسم الخلفي. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

  1. الركيزة
    1. املأ صناديق الجذور (rhizoboxes) بتربة حقلية (لهذه التجربة: تربة سطحية طميية لومية من تربة تشيرنوزيم كلسية) مَنخُولة إلى حجم حبيبات 2 mm.
    2. افتح صناديق الجذور لملء الركيزة في المقصورة الداخلية (اللوحة الخلفية مع الإطارات الجانبية) في وضع أفقي باستخدام ركيزة مبللة مسبقاً. املأ الصناديق أفقياً لتجنب تكون طبقات وانفصال بين الحبيبات الناعمة والخشنة، وهو ما يحدث عند الملء في وضع رأسي عن طريق صب الركيزة من الفتحة العلوية.
    3. بلل الركيزة مسبقاً قبل الملء. وبناءً على نوع الركيزة (خاصة محتوى الطمي والطين فيها)، لا تتجاوز محتوى مائي قدره 0.12-0.18 cm3*cm-3 لتجنب التلطيخ وتدهور البنية. أضف الفرق بين المحتوى المائي للخلط المسبق والمحتوى المائي المستهدف بعد ملء الركيزة في صناديق الجذور.
      ملاحظة: لا يُنصح بالملء باستخدام ركيزة جافة (مجففة في الفرن) ثم إضافة كامل كمية الماء لاحقاً، لأن ذلك قد يؤدي إلى هبوط شديد في الركيزة وتكون شقوق كبيرة.
  2. مثال تفصيلي لعملية الملء
    1. حدد المحتوى المائي المستهدف. هنا تم ضبطه مبدئياً عند 80% من الماء المتاح للنبات (PAW) حيث لا تعاني النباتات من أي نقص مائي.
    2. حدد السعة الحقلية (FC) ونقطة الذبول الدائم (PWP) للركيزة. هنا تم الحصول على FC باستخدام أنبوب PVC بارتفاع مكافئ (10 cm) لصناديق الجذور.
      1. أغلق الأنبوب من الأسفل بسدادة تحتوي على فتحات تصريف صغيرة، وأضف 1 cm من الحصى لتجنب انسداد الفتحات بالركيزة الناعمة، ثم املأ الركيزة بنفس الكثافة الظاهرية المستخدمة لصناديق الجذور (1.3 g cm-3).
      2. أشبع الأنبوب بالماء حتى يحدث التصريف واتركه لمدة يومين للوصول إلى حالة التوازن (المحتوى المائي الناتج يعادل تعريفياً السعة الحقلية)، مع تغطية الفتحة العلوية بغشاء بلاستيكي (cling-film) لتجنب التبخر. كانت قيمة السعة الحقلية التي تم تحقيقها للتربة في هذه التجربة 0.357 cm3 cm-3.
        ملاحظة: يجب معرفة المحتوى المائي عند PWP مسبقاً من خلال الطرق الفيزيائية القياسية للتربة (مثل قياسات لوح الضغط24) أو من وظائف انتقال التربة القائمة على القوام25. وهنا كانت القيمة تساوي 0.12 cm3 cm-3 للتربة المستخدمة.
      3. عند قياس FC بواسطة استخلاص لوح الضغط أيضاً، خذ المحتوى المائي عند جهد مصفوفي h=-100 hPa وليس h=-330 hPa ليتوافق مع هندسة صندوق الجذور (ارتفاع 10 cm = 100 hPa).
      4. احسب المحتوى المائي (WC) عند 80% PAW: WC (cm3 cm-3) = 0.80 (FC-PWP) + PWP. بالنسبة للحدود الهيدروليكية للتربة المستخدمة هنا، يعطي هذا محتوى مائي حجمي عند 80% PAW قدره 0.31 cm3 cm-3.
      5. احسب كمية الماء لحجم صندوق جذور قدره 2850 cm3 (عرض 30 cm، مساحة داخلية 1 cm، ارتفاع 95 cm، مع ترك أعلى 5 cm خالية من الركيزة للري). وهذا يعطي حجماً مائياً قدره 83.5 cm3 وهو ما يعادل 83.5 g نظراً لأن كثافة الماء هي 1.0 g cm-3 عند 20 °C.
    3. حدد الكثافة الظاهرية (db) لملء صناديق الجذور. هنا، تم ضبطها عند 1.3 g cm-3 بما يتوافق مع القيم الموجودة عادة في الترب الزراعية الحقلية. وتساوي كمية الركيزة الجافة المطلوبة لملء حجم صندوق جذور قدره 2850 cm3 عند هذه db قيمة 3705 g من التربة الجافة.
    4. بلل التربة الجافة مسبقاً لتصل إلى محتوى مائي وزني قدره 0.108 g-1 (يعادل محتوى مائي حجمي قدره 0.14 cm3 cm-3) عن طريق إضافة 40 g من الماء لكل 3705 g من التربة الجافة، واخلطها بلطف للحصول على توزيع مائي متجانس. قم بتفتيت التجمعات الكبيرة يدوياً للحفاظ على حجم الحبيبات ≤ 2 mm.
    5. املأ التربة المبللة مسبقاً في صناديق الجذور المفتوحة واضغطها بلطف باستخدام لوح بوليسترين (30 x 10 x 1.5 cm) لتغطية الحجم الداخلي للصندوق، مما يؤدي إلى الحصول على db متجانسة قدرها 1.3 g cm-3.
    6. أضف كمية الماء المتبقية (483.2 g) لتحقيق المحتوى المائي المستهدف 0.31 cm3 cm-3 عن طريق الرش على السطح باستخدام زجاجة رش. تأكد من صغر حجم القطرات لتجنب تدهور بنية السطح ولضمان الترطيب المتجانس. أبقِ الصندوق على الميزان أثناء الرش لمراقبة كمية الماء المضافة فعلياً إلى الركيزة.
    7. اترك الماء ليعيد التوزع لمدة 10 دقائق ثم اضغط الزجاج على السطح وثبته بالسكك المعدنية الجانبية. كان متوسط الوزن النهائي لصناديق الجذور مع الركيزة المبللة 17818 ± 68 g (وزن صندوق الجذور 13230 g + تربة جافة 3705 g + ماء 83 g).
      ملاحظة: المحتوى المائي المتجانس الذي تم ملؤه في الصناديق الأفقية سيعيد التوزع عند وضع الصناديق في وضعها النهائي وفقاً لتدرج الجهد الناتج. هذه عملية فيزيائية تحدث في جميع أواني نمو النباتات وفقاً لهندستها (الارتفاع)، ويجب على الباحثين أن يكونوا مدركين للهيدروليكا الخاصة بأوانيهم26.

2. تجهيز غرفة المناخ

  1. قم بتجهيز غرفة المناخ (الشكل 3) بـ 8 مصابيح LED توفر إضاءة متجانسة بقدر 450 μmol m-2 s-1 مع قمم طيفية عند 40 (أزرق) و 60 (أحمر) nm لضمان النمو الأمثل للنبات.

مخطط تجربة إجهاد النبات؛ إعداد مصابيح LED، محطة أرصاد جوية، الموصلية الثغرية، مخطط العجز البخاري.
الشكل 3: غرفة مناخية تحتوي على صناديق جذورية (rhizoboxes) لتجربة الإجهاد.
(أ) منظر جانبي للغرفة بأكملها مع إضاءة LED ومحطة رصد جوي وجهاز كمبيوتر (يُستخدم هنا لتسجيل بيانات مقاييس رطوبة الأوراق)؛ ومنظر أيمن يظهر لقطة مقربة للإطار المعدني الذي يحمل صناديق الجذور (rhizoboxes) بداخله. 45 ° الميل والألواح الخشبية المستخدمة لحماية النافذة الزجاجية لصندوق الجذور (rhizobox) من الضوء. (ب) تجربة إجهاد على بنجر السكر تجمع بين أربع مراحل من الإجهاد الناتج عن تباين الطلب الجوي (مرتفع/منخفض) وتوافر مياه التربة (مرتفع/منخفض). وتعطي الأشرطة الخضراء لمتوسط الموصلية الثغرية مؤشراً على استجابة النبات للإجهاد. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

  1. اضبط المعايير البيئية وفقاً لاحتياجات النبات/التجربة. في هذه الحالة، استخدم 14 ساعة من الضوء و10 ساعات من الظلام للإضاءة. وخلال مرحلة تثبيت النبات وقبل بدء معالجات الإجهاد، اضبط درجة الحرارة على 20° C نهاراً و15° C ليلاً، وحافظ على الرطوبة النسبية عند 50 ± 8%.
  2. ضع صناديق الريزوبوكس (rhizoboxes) بميل قدره 45° باستخدام إطار معدني مناسب؛ وذلك لتحقيق أقصى قدر من نمو الجذور باتجاه السطح الزجاجي بفعل الانتحاء الأرضي.
  3. قم بتغطية النافذة الزجاجية بلوح خشبي للحفاظ على منطقة الجذور في الظلام وتجنب نمو الطحالب الناتج عن نفاذ الضوء عبر السطح الزجاجي.

3. إعداد ومعالجات مثال بنجر السكر

  1. قم بإنبات بذور بنجر السكر مسبقاً على ورق ترشيح رطب لمدة ثلاثة أيام عند 20 °C في حاضنة حتى يبرز الجذير. يضمن ذلك الزراعة بنباتات قابلة للحياة.
    ملحوظة: الإنبات المسبق غير مطلوب للنباتات ذات قوة الإنبات العالية، وذلك لتجنب خطر إتلاف الجذير عند الزراعة. ومع ذلك، بالنسبة لبذور بنجر السكر ذات الغلاف الثمري السميك، يكون خطر وجود بذور غير قابلة للحياة مرتفعاً، ويؤدي الإنبات المسبق إلى تسريع ظهور الجذير بشكل كبير مقارنة بالزراعة المباشرة في التربة.
  2. اصنع ثقباً صغيراً بعمق تربة يصل إلى حوالي 1.5 cm في منتصف صندوق الجذور (rhizobox) باستخدام مفك براغي، وضع بذرة واحدة فيه باستخدام ملقط مع توجيه الجذير نحو الأسفل وبجوار النافذة الزجاجية (هذا يحسن الرؤية الأولية)، ثم غطها بالتربة بلطف.
  3. أضف طبقة بسمك 0.5 cm من الحصى الناعم (2-4 mm) فوق التربة لحماية تجمعات التربة من التفتت أثناء الري وتقليل خسائر التبخر. ولتسهيل البزوغ، حافظ على سطح التربة خالياً من الحصى في الموضع الذي وضعت فيه البذرة.
  4. أضف 10 g من الماء لتعزيز عملية التثبيت.
  5. خلال مرحلتي التثبيت والنمو المبكر وحتى بدء معالجات الإجهاد التجريبية، قم بري صناديق الجذور كل 2-4 أيام للحفاظ على محتوى الرطوبة الأولي بنسبة 80% PAW.
    1. حدد كمية مياه الري المطلوبة عن طريق وزن صناديق الجذور وإضافة الماء حتى الوصول إلى الوزن الأولي لكل صندوق على حدة. بالنسبة للري اليدوي، استخدم ماصة لتجنب تدهور بنية السطح أثناء الري.
  6. رتب صناديق الجذور وفقاً للتصميم المقرر في غرفة المناخ. يعتمد البروتوكول المذكور هنا على تجربة شملت ستة أصناف من بنجر السكر في خمس مكررات بتصميم عشوائي تام (CRD).
    1. أعد تغيير مواضع صناديق الجذور في كل مرة يتم فيها إخراجها من الحامل المعدني للوزن والري. وهذا يتجنب أي تأثيرات ناتجة عن عدم تجانس (الضوء) المتبقي داخل غرفة المناخ.
  7. حدد وقت بدء معالجات الإجهاد ونوع الإجهاد. تم استخدام الإعدادات التالية (الشكل 4) هنا.
    1. ابدأ القياسات عند مرحلة BBCH 15 (انفتاح خمس أوراق) مع تغطية الجذور لحوالي 75% من عمق صندوق الجذور، وبشرط أن يكون المجموع الخضري متطوراً بما يكفي لإجراء القياسات على الأوراق. حافظ على كل مرحلة لمدة ثلاثة أيام على الأقل لضمان التكيف مع الإعدادات الجديدة وإجراء القياس.
    2. بالنسبة لملاحظات عدم الإجهاد، حافظ على الإعدادات الأولية مع رطوبة تربة مثالية (80% PAW) وظروف محيطة (درجة حرارة 20° C/15° C، ورطوبة نسبية 50 ± 8% rH)، مما يعطي عجز ضغط بخار (VPD) نهاري قدره 1.28 ± 0.1 kPa (راجع الشكل 3 C).
    3. ارفع الطلب الجوي إلى VPD نهاري قدره 2.45 ± 0.4 kPa عن طريق زيادة درجة الحرارة إلى 27°C/20°C وخفض rH إلى 35%، مع الحفاظ على رطوبة التربة عند 80% PAW.
    4. بعد ذلك، قم بتجفيف صناديق الجذور حتى تصل إلى 40% PAW، ما يعادل محتوى مائي قدره 0.215 cm3 cm-3 عن طريق وقف الري. أعد ضبط الظروف المحيطة الأولية بطلب جوي منخفض (VPD قدره 1.28 kPa).
    5. ادمج الإجهادات عن طريق زيادة الطلب الجوي إلى VPD قدره 2.45 kPa والحفاظ على رطوبة التربة عند 40% PAW.

4. طرق تصوير الجذور

  1. ادمج طرق التصوير للاستفادة من المزايا الخاصة بكل منها وبناءً على المعلومات المستهدفة.
    1. طبق التصوير بنظام RGB في نطاق الطيف المرئي (VIS) لتتبع نمو الجذور وبنيتها وشكلها المورفولوجي بمرور الوقت، وهو ما يتطلب ضمناً إجراء قياسات متكررة. وتتمثل مزايا التصوير بنظام RGB في: (1) التكاليف المنخفضة، (2) سرعة التقاط الصور، (3) المتطلبات المنخفضة لمساحة القرص الصلب (حجم الصورة: 48 ميجابايت)، و(4) الدقة العالية (3648 × 5472 بكسل).
    2. استخدم التصوير فرط الطيفي (HSI) في نطاق الأشعة تحت الحمراء القريبة (NIR) عندما تكون هناك حاجة إلى الميزات الكيميائية القياسية للجذور والتربة. وتتمثل المزايا في: (1) الميزات الطيفية للتقسيم بين الجذور وخلفية التربة، و(2) إمكانية الوصول إلى خصائص النظام الفيزيائية-الكيميائية (على سبيل المثال: محتوى الماء في التربة، وعمر الجذور). أما العيوب فهي: (1) زيادة وقت المسح (حوالي 16 دقيقة لكل صندوق جذور/rhizobox)، و(2) الحجم الكبير لمجموعات البيانات (13.7 جيجابايت لصورة صندوق الجذور الواحد)، و(3) انخفاض دقة كاميرا الأشعة تحت الحمراء القريبة (320 × 256 بكسل)، و(4) زيادة تعقيد تحليل البيانات.
  2. تصوير الجذور بنظام RGB
    1. استخدم صندوق تصوير (الشكل 4) التي تحجب الضوء المحيط وتثبت موضع الكاميرا، وهي تتكون من إطار معدني بعرض 1 متر وارتفاع 1 متر، مع جدران جانبية مبطنة بألواح ضغط. وفي الطرف الأمامي، يتم تثبيت الكاميرا في موضعين على مسافة 80 سم من صندوق الجذور (rhizobox).
      1. ثبّت شريط قياس على إطار صندوق الجذور (rhizobox) باستخدام شريط لاصق شفاف، ثم ضع صندوق الجذور في حامل صندوق التصوير.
      2. قم بإضاءة صندوق الجذور (rhizobox) باستخدام أربعة أنابيب إضاءة فلورسنت بقدرة 24 وات مثبتة على مسافة 80 سم من الصندوق. كما يجب تركيب أربعة أنابيب أشعة فوق بنفسجية بقدرة 15 وات على مسافة 20 سم من صندوق الجذور كإضاءة بديلة للاستفادة من التألق الذاتي للجذور في حالة انخفاض التباين بين الجذور وخلفية الركيزة (ذات الألوان الفاتحة).
      3. التقط صورتين (في الوضعين العلوي والسفلي) لتغطية النصف العلوي والنصف السفلي من صندوق الجذور (rhizobox) مع تداخل يبلغ حوالي 3 سم.
    2. التقط صور RGB باستخدام كاميرا رقمية ذات عدسة واحدة عاكسة (DSLR) مثبتة بواسطة لوحات تحرير سريع في المواضع المخصصة لها في صندوق التصوير.
      1. طبِّق الإعدادات التالية عند استخدام أنابيب الإضاءة الفلورية. وقم بتعديل هذه الإعدادات النموذجية وفقاً لأي تغييرات في الأبعاد والإضاءة، وكذلك طراز الكاميرا.
        1. قم بإيقاف تشغيل التركيز التلقائي والمثبت في عدسة الكاميرا، ثم اضبط الكاميرا على الوضع اليدوي.
        2. اضبط سرعة ISO على 50. اضبط سرعة الغالق على 13. اضبط فتحة العدسة على 5.6.
        3. قم بإيقاف تشغيل قفل المرآة. واضبط توازن اللون الأبيض على خيار توازن اللون الأبيض التلقائي.
      2. استخدم الإعدادات التالية للإضاءة باستخدام أنابيب الأشعة فوق البنفسجية (UV):
        1. قم بإيقاف تشغيل التركيز التلقائي ومثبت الصورة في عدسة الكاميرا. واضبط الكاميرا على الوضع اليدوي.
        2. اضبط سرعة ISO على 10. اضبط سرعة الغالق على 13. اضبط فتحة العدسة على 5.6.
        3. أوقف تشغيل قفل المرآة. اضبط التوازن الأبيض على وضع الفلورية.
    3. قم بدمج صور RGB المأخوذة من أعلى وأسفل صندوق الجذور (rhizobox) في صورة واحدة باستخدام برنامج لتحرير الصور (مثل Adobe Photoshop). استخدم شريط القياس الموجود على الإطار الجانبي لصناديق الجذور، وقم بضبط الأجسام المتداخلة (معالم الجذور والتربة).
      1. انسخ الصورتين المنفصلتين، التي يبلغ حجم كل منهما 3648 × 5472 بكسل، في ملف جديد بحجم 3648 × 1094 بكسل وخلفية بيضاء.
      2. قم بتقليل شفافية الطبقة لإحدى الصور إلى 60%، وقم بمحاذاة الأجزاء المتداخلة من الصور (شريط القياس، والأجسام). بعد ذلك، أعد شفافية الطبقة إلى 10%.
      3. استناداً إلى المسطرة الموجودة في الصورة، أضف خطين باللون الأحمر بطول 1 سم بالضبط إلى الجزء العلوي من الصورة حيث لا توجد جذور. تُستخدم هذه الخطوط لاحقاً عند تحليل الصورة لضبط مقياس الصورة إلى أبعاد الطول الصحيحة.
      4. ادمج جميع الطبقات، وأزل أجزاء الصورة الواقعة خارج النافذة المملوءة بالتربة باستخدام أداة القص.
      5. احفظ الصورة بتنسيق ملف tiff لإجراء مزيد من التحليل.
      6. في حالة الصور ذات الإضاءة بالأشعة فوق البنفسجية (UV)، قم بتحويل الألوان إلى التدرج الرمادي قبل الحفظ باستخدام شريط الأدوات. تعديلات-أسود & أبيض، واختيار القيم المحددة مسبقاً أزرق عالي التباين مرشح
    4. لإجراء عملية الفصل بين الجذور وخلفية التربة، وكذلك لقياس سمات الجذور المطلوبة كمياً (مثل: الطول، والمساحة السطحية، والقطر، والتفرع)، استخدم أي برنامج لتحليل الجذور (راجع www.plant-image-analysis.org للاطلاع على الأدوات المتاحة). تم استخدام برنامج WinRhizo في هذه التجربة.
      1. افتح برنامج صور rhizobox tiff.
      2. قم بمعايرة مقياس الطول للصورة باستخدام أشرطة القياس المضافة إلى الصورة.
      3. تحديد بناءً على اللون في قائمة التحليل (Analysis)، حيث يتم اختيار جذر & تمييز الخلفية.
      4. حدد ملف معايرة يحتوي على فئات لونية تقابل الجذور والتربة (الخلفية). بالنسبة للصور النموذجية المستخدمة هنا (قارن بـ الشكل 8تَمّ تحديد ثلاث فئات لألوان الجذور (الجذور الجانبية القديمة، والجذور الجانبية الفتية، والجذر الوتدي) وثلاث فئات لألوان التربة.
      5. بالنسبة للصور ذات التدرج الرمادي (الإضاءة بالأشعة فوق البنفسجية)، اختر (i) بناءً على مستويات التدرج الرمادي، و(2) جذر شاحب على خلفية سوداء في الـ جذر & تمييز الخلفية القائمة واستخدام عتبة شدة Lagarde المحلية للتجزئة.
      6. افتح ملف البيانات الذي حُفظت فيه النتائج.
      7. قم بإجراء التحليل، ومن ثم تحقق مما إذا كانت هناك مناطق (على سبيل المثال عند الحواف) غير متطابقة. في هذه الحالة، حدد منطقة استبعاد وأعد تشغيل التحليل. وبالنسبة للجذور التي لم يتم تصنيفها، أضف فئات ألوان إضافية وأعد تشغيل التحليل. أما بالنسبة للعناصر التي صُنفت خطأً على أنها جذور، فقم بتنشيط/زيادة الـ الحطام & حواف خشنة خيارات التصفية.

إعداد تصوير النبات باستخدام مصابيح الأشعة فوق البنفسجية (UV) والمصابيح الهالوجينية؛ وحامل صندوق الجذور (rhizobox)، وقواعد تثبيت الكاميرا لتحليل الجذور والمجموع الخضري.
الشكل 4: صندوق تصوير لالتقاط صور ملونة (RGB) لصناديق الجذور (rhizoboxes).
منظر يساري للجانب الأمامي حيث تظهر صناديق الجذور (rhizoboxes) المثبتة للتصوير مع وجود مصادر ضوئية بالداخل؛ ومنظر يميني للجانب الخلفي حيث تظهر الكاميرا المثبتة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

  1. التصوير الفائق الطيفي للجذور
    1. إعداد الأجهزة
      1. استخدم نظام تصوير فائق الطيفي للجذور (الشكل 5) يتكون من (1) كاميرا NIR أحادية اللون بدقة 14-بت مبردة كهروحرارياً بمدى طيفي من 90 nm إلى 170 nm، وبدقة 320 × 256 بكسل ومعدل إطارات 10Hz و (2) مطياف تصوير بمدى طيفي من 90 nm إلى 250 nm ودقة طيفية تبلغ 3.6 nm. رتب مصدر إضاءة خطي بالهالوجين (أربع بقع هالوجين بقدرة 50 W) في هندسة 45°/-45°. قم بتركيب مستشعر التصوير على نظام تحديد مواقع ثنائي المحور. تبلغ مساحة نافذة المسح 240 × 100 mm، أي أن 30 mm عند كل حافة من صندوق الجذور (rhizobox) لا تغطيها الصورة.
      2. تحكم في النظام بواسطة نص Matlab برمجياً من أجل (1) الحصول على المعايير البيضاء والسوداء، (2) ضبط وقت تكامل الكاميرا، (3) اختيار الدقة المكانية (حجم البكسل 0.1 mm؛ حجم البكسل 1.0 mm) والدقة الطيفية (كافة النطاقات الطيفية الـ 22 بدقة 3.6 nm؛ طيف منعم بـ 54 نطاقاً ودقة 14.8 nm)، و (4) تحديد منطقة المسح في صندوق الجذور.
      3. احفظ الصور كملفات SIF. لتجنب المشكلات أثناء حفظ الملفات الكبيرة، قم بتقسيم كل شريحة صورة ممسوحة (9 شرائح لكل صندوق جذور) إلى أربعة أجزاء (ثلاثة بطول 30 mm وواحد بطول 10 mm) واحفظها بشكل منفصل باسم ملف فريد يتكون من رقم الشريحة (من 1 إلى 9) والجزء (من 1 إلى 4) بالإضافة إلى التاريخ والوقت (YYYY.MM.DD HH:MM:SS). يتطلب مسح صندوق جذور كامل مساحة قرص صلب تبلغ 13.7 GB.
    2. التقاط الصور وتحليلها.
      ملاحظة: يوضح الشكل 6 خطوات التقاط الصور وتقسيمها وتحليلها.
      1. يشمل التقاط الصور اختيار إعدادات الكاميرا لضمان جودة الصورة المثلى وتحديد معاملات المسح.
        1. حدد أوقات تكامل الكاميرا لمسح صندوق الجذور والمعيار الأبيض في برنامج الكاميرا.
          1. افتح واجهة المستخدم الرسومية للتصوير وحرك الكاميرا إلى موضع في صندوق الجذور حيث توجد الجذور.
          2. اضبط وقت تكامل الكاميرا باستهداف جسم فاتح (أي جذر) بحيث يتم استخدام ما يقرب من 85% من النطاق الديناميكي الكامل للكاميرا في المخطط التكراري (histogram) الذي يعرضه البرنامج. كرر العملية للمعيار الأبيض عن طريق تحريك نظام تحديد مواقع الكاميرا لاستهداف المعيار الأبيض. ثم أغلق برنامج الكاميرا.
        2. افتح واجهة مستخدم التصوير في Matlab وقم بإجراء جميع الإعدادات لمسح صندوق الجذور الحالي. بالنسبة للبيانات الواردة هنا، استخدم الإعدادات التالية:
          وقت تكامل المعيار الأبيض: 100
          وقت تكامل صندوق الجذور: 40
          الدقة الطيفية: الدقة الكاملة (أي 2 نطاقاً طيفياً ضيق المدى)
          الدقة المكانية الكاملة (حجم البكسل 0.1 mm)
          1. احصل على المعايير السوداء والبيضاء قبل كل عملية تصوير، على سبيل المثال مرة واحدة يومياً. يمثل المعيار الأسود ضوضاء الكاميرا، بينما يعطي المعيار الأبيض أقصى انعكاس. هذه البيانات مطلوبة لتطبيع (normalization) الصور أثناء المعالجة المسبقة.
          2. حدد ما إذا كان سيتم مسح صندوق الجذور بالكامل أو جزء منه فقط. في الحالة الحالية، يتم تصوير صناديق جذور كاملة. ثم ابدأ المسح.
      2. قم بمعالجة الصورة باستخدام نص Matlab برمجياً. وفيما يلي وصف للعمليات التي يقوم بها النص البرمجي.
        ملاحظة: النصوص البرمجية حالياً في إصدار غير موثق ويمكن الحصول عليها من المؤلف المسؤول. وبعد التوثيق المناسب، ستكون متاحة للتنزيل من الموقع الإلكتروني لمؤسسة المؤلف المسؤول (www.dnw.boku.ac.at/pb/).
        1. قم بتكوين شريحة صورة كاملة من مركز صندوق الجذور (التي تحتوي على الجذور) عن طريق دمج الأجزاء الأربعة للشريحة.
          ملاحظة: في هذه المرحلة، ليس من الضروري ولا من المستحسن استخدام صورة طيفية لصندوق جذور كامل (أي جميع الشرائح التسع) لأن حجم الملف سيجعل كل خطوة حسابية في Matlab تستهلك وقتاً طويلاً جداً، والمعلومات الواردة في شريحة مركزية واحدة كافية للخطوات الأولى من تحليل الصور.
        2. قم بتطبيع الصورة باستخدام المعايير السوداء والبيضاء المكتسبة، مع مراعاة أوقات التكامل المختلفة للمعيار الأبيض ومسوحات صندوق الجذور التي تُحفظ تلقائياً أثناء المسح في ملف.
        3. اختيارياً، قم بتطبيق مرشح تنعيم (smoothing filter) لإزالة الضوضاء من الصورة. يوفر النص البرمجي حالياً ترشيح الوسيط (median filtering) بنواة 3x3 وتصحيح التشتت المتعدد. بالنسبة لتقييم الصور المعروض هنا، لم يتم تطبيق أي مرشحات.
        4. اعرض الصورة عند جميع النطاقات الطيفية المسجلة للحصول على رؤية أولية وتحديد طول موجي لعرضه لاختيار المناطق ذات الأهمية (انظر تقسيم الصور).
      3. قم بإجراء التقسيم بين الجذور وخلفية التربة في نص برمجي منفصل باتباع الخطوات التالية.
        1. حدد المناطق ذات الأهمية (ROI) للجذر والتربة للعثور على السمات الطيفية للتقسيم. استخدم أداة التحديد اليدوي لتمييز منطقة ذات أهمية على الصورة المعروضة عند طول موجي تم تحديده مسبقاً بتباين جيد بين الجذور والتربة. هنا، استخدم ثلاث مناطق ذات أهمية على الجذر (جذور جانبية قديمة وشابة، وجذر وتدي) ومنطقتين في التربة (منطقة جافة ورطبة).
        2. اعرض مستطيلاً يحتوي على المناطق المختارة كأهمية وبقية الجزء كقناع أسود، وقم بتصور صورة المنطقة المختارة عند جميع الأطوال الموجية.
        3. أزل جميع الخطوط في مصفوفة الصورة التي تحتوي على بكسلات ذات كثافة طيفية = 0 (البكسلات السوداء).
        4. ادمج مناطق الأهمية للجذور والتربة في مصفوفة أمامية واحدة (الجذر) ومصفوفة خلفية واحدة (التربة) من أجل التقسيم.
        5. ابحث عن النطاقات الطيفية (كثافة الأطياف الفردية أو النسب الطيفية) التي توفر أفضل فصل بين مقدمة الجذر وخلفية التربة27. قم بقياس التمييز بين المخططات التكرارية للبكسلات الناتجة للجذر والتربة باستخدام مسافة Bhattacharyya28.
        6. اختر قيمة كثافة عتبية (threshold) تفصل بين المخططين التكراريين.
        7. أنشئ صورة ثنائية (binary image) عن طريق تطبيق العتبة المختارة على الصورة الأصلية. يؤدي هذا إلى ضبط جميع البكسلات التي لها كثافة أقل من العتبة على صفر وتلك التي لها كثافة أعلى على واحد (يتم ذلك تلقائياً بواسطة النص البرمجي).
        8. احفظ الصورة الثنائية كملف tiff.
      4. افتح الصورة الثنائية وحلل سمات الجذور. اختر (1) بناءً على المستويات الرمادية (Based on grey levels)، و (2) جذر شاحب على خلفية سوداء (Pale Root on Black Background) في قائمة التمييز بين الجذر والخلفية (Root & Background Distinction) واستخدم عتبة الكثافة العالمية (global intensity threshold) (الصورة ثنائية بالفعل).
      5. لرسم خريطة لمحتوى الماء من البيانات فائقة الطيفية، احصل على مجموعة بيانات معايرة وطبّق معادلة معايرة على صورة صندوق جذور.
        1. قسم صندوق الجذور إلى مقصورات بحجم 5 cm باستخدام ألواح البوليسترين لملئها بالتربة (نفس الركيزة و db المستخدمين في التجربة) بمحتويات مائية مختلفة (الشكل 8).
        2. احسب كميات المياه المقابلة التي سيتم خلطها مع التربة واملأ المقصورات (نفس الإجراء الموصوف في 1.3 لصندوق الجذور الكامل).
        3. امسح صندوق معايرة الجذور بنفس الإعدادات المستخدمة لصناديق الجذور المزروعة.
        4. قم بإجراء الخطوات التالية باستخدام نص برمجي.
          1. ادمج الأجزاء الأربعة لشريحة من صندوق معايرة المياه في شريحة واحدة وقم بتطبيعها باستخدام المعايير السوداء والبيضاء.
          2. حدد صناديق مستطيلة عند كل مقصورة بمحتوى مائي مختلف واحفظها في مصفوفة هيكلية.
          3. حدد السمة الطيفية التي تفصل مقصورات محتوى الماء بشكل أفضل. يتم ذلك باستخدام خوارزمية بحث عن الحد الأقصى العالمي لفروق الكثافة بين الأطياف المتوسطة لمحتويات المياه المتجاورة.
          4. احسب قيمة الكثافة الطيفية المتوسطة لهذه السمة لكل مقصورة محتوى مائي في صندوق معايرة الجذور.
          5. قم بملاءمة معادلة انحدار من خلال محتوى الماء المقاس مباشرة والمؤشر الطيفي المقابل.
          6. طبق معادلة الانحدار على كل بكسل غير مصنف كجذر في صورة صندوق الجذور وللسمة الطيفية (النطاق) المحددة أعلاه والتي ترتبط بشكل أفضل بمحتوى الماء.

إعداد المطياف للتحليل البصري؛ إضاءة الهالوجين، وصندوق الجذور (rhizobox)، ووحدة التحكم في الطاقة والحركة.
الشكل 5: ماسح الجذور فائق الطيف.
تظهر المكونات الرئيسية للماسح الضوئي. وتوضح الصورة الصغيرة الكاميرا أثناء تصوير صندوق الجذور (rhizobox). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

مخطط تحليل التصوير فرط الطيفي: إعداد الاكتساب، التجزئة، رسم خرائط المياه، التحليل الكيميائي القياسي.
الشكل 6: خطوات التصوير الفائق الطيفي للجذور.
يتكون التصوير فرط الطيفي للجذور من ثلاث خطوات رئيسية هي: (1) التقاط الصور، و(2) تقسيم الصور، و(3) تحليل البيانات الطيفية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تجربة إنبات البذور؛ تدرجات الرطوبة على البوليسترين وورق الإنبات.
الشكل 7: صندوق الجذور (Rhizobox) لمعايرة المياه.
يحتوي صندوق الجذور (rhizobox) على مقصورات بها ركيزة بمحتويات مائية مختلفة، تفصل بينها رقائق من البوليسترين. وتضمن أوراق الإنبات الموجودة في المقصورات الجافة عدم جرف جزيئات التربة إلى المقصورات المجاورة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

5. أمثلة تطبيقية

ملاحظة: تُطبق المعلومات الكمية للجذور في سياق التنميط الظاهري للنبات (مقارنة الأصناف) وفي أبحاث الفسيولوجيا النباتية. ويرد فيما يلي عرض للبيانات الخاصة بالأجزاء الهوائية لتوضيح هذه الحالات.

  1. مساحة الورقة: يتم قياس مساحة الورقة بطريقة غير إتلافية في مراحل مختارة أثناء التجربة من خلال قياس طول وعرض الأوراق كمعيار تقريبي. وبدلاً من ذلك، يمكن استخدام صور المظلة النباتية29.
    1. في نهاية التجربة، يتم قياس طول وعرض الورقة بالإضافة إلى مساحة الأوراق المقصوصة باستخدام مقياس مساحة الورقة. ثم يتم معايرة الطريقة غير الإتلافية بتطبيق معادلة انحدار على أزواج البيانات.
  2. المادة الجافة: في نهاية التجربة، يتم قياس المادة الجافة فوق سطح الأرض عن طريق قص النباتات باستخدام مقص، ثم تجفيفها لمدة 24 ساعة عند 105 °C في فرن.
  3. الموصلية الثغرية: يتم قياس الموصلية الثغرية باستخدام مقياس مسامية الأوراق (leaf porometer). قبل القياس، يجب وضع الجهاز لمدة ساعة واحدة على الأقل في غرفة المناخ للسماح للمستشعرات بالوصول إلى حالة التوازن مع الظروف المحيطة، كما يجب معايرة الجهاز في كل مرة تتغير فيها الإعدادات المحيطة في غرفة المناخ. تؤخذ القياسات من ثلاث أوراق على الأقل لكل نبات.

النتائج

تُعرض نتائج نموذجية لتقسيم الجذور بناءً على التصوير بنظام RGB وHS. وبالنسبة للتصوير الطيفي، تم تقديم نموذج لرسم خرائط المياه عالية الدقة. وأخيراً، تظهر النتائج السياق العلمي الذي تُطبق فيه بيانات الجذور المستندة إلى الصور.

قياس الجذور القائم على نظام RGB

الشكل 8 يوضح سلسلة زمنية لصور RGB لجذور صنف بنجر السكر Ferrara. وتكشف الصور عن بعض الشوائب الناتجة عن الإضاءة غير المتجانسة لصناديق الجذور (rhizoboxes)، مع وجود مناطق أكثر سطوعاً على الجانب الأيسر واختلاف في السطوع عند منطقة التداخل بين الصور العلوية والسفلية.

دراسة نمو الجذور بتقنية RGB، بنجر السكر 'Ferrara'، الأيام 20-35، تحليل التصوير الزمني، مخطط النمو.
الشكل 8: سلسلة زمنية لنمو الجذور من التصوير بنظام RGB.
تظهر الصور صنف بنجر السكر Ferrara في أيام مختلفة بعد الزراعة (DAS). وتُظهر الصور بعض العيوب الناتجة عن الإضاءة غير المتجانسة في الجانب الأيسر من الصورة وبين الصور العلوية والسفلية. أشرطة القياس، 2 سم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

يقدم الشكل 9 تفاصيل حول تجزئة الجذور بناءً على عتبة اللون للصنف Ferrara في اليوم 35 بعد الزراعة (DAS). كمرجع (الشكل 9A)، تم استخدام صورة ثنائية حيث تم تتبع جميع الجذور يدويًا باستخدام جهاز لوحي رسومي. استغرق الوقت اللازم للتتبع اليدوي للمجموع الجذري الكامل والمكتمل النمو والكثيف لبنجر السكر حوالي أربع ساعات. يعطي الشكل 9B عرضًا تفصيليًا لمنطقة مختارة في الجزء العلوي من الصورة حيث توجد جذور جانبية قديمة. هنا، لم يتم تصنيف العديد من محاور الجذور بواسطة عتبة اللون. وعلى العكس من ذلك، في الجزء السفلي (الشكل 9C)، حيث تسود الجذور الفتية البيضاء، تقوم التجزئة القائمة على اللون بتصنيف جميع محاور الجذور بشكل صحيح. يظهر المجموع الجذري الثنائي (الشكل 9D) منطقة سوداء على الجانب الأيسر ناتجة عن أثر إضاءة تم تحديدها كمنطقة استبعاد قبل إجراء التحليل الكمي. يوضح الشكل 9E المدرجات التكرارية للبكسل المقابلة لسمات مختارة (الجذور مقابل التربة) للقناة الحمراء من صورة RGB لصنف Ferrara في اليوم 35 بعد الزراعة. تظهر بكسلات الجذور (اللون الأزرق) بوضوح ثلاث قمم تقابل الجذور الجانبية الفتية الساطعة، والجذور الجانبية القديمة الداكنة، والجذر الوتدي. ويعد التداخل بين الجذور الجانبية القديمة وخلفية التربة قويًا جدًا، مما يؤدي إلى وجود محاور جذور غير مصنفة (راجع الشكل 9B).

مخطط تجزئة الجذور القائم على نظام الألوان RGB مع تحليل مدرج تكراري لأنواع الجذور والتمييز بينها وبين التربة.
الشكل 9: تقسيم الجذور باستخدام عتبة اللون.
(أ) تجزئة يدوية للمجموعة الجذرية باستخدام جهاز لوحي رسومي، (ب) منطقة تحتوي على محاور جذور قديمة ذات تقسيم ضعيف في الأعلى و (ج) محاور فتية مجزأة بشكل صحيح في الجزء السفلي من الصورة، و (د) صورة ثنائية تم الحصول عليها من خلال العتبة القائمة على اللون. (هـ) المخططات التكرارية للبكسل لميزات مختارة من صورة RGB. تُمثل الجذور بالأعمدة الزرقاء مع الإشارة إلى أنواع الجذور المختلفة؛ بينما تُمثل التربة بالأعمدة الحمراء. أشرطة المقياس في A وD هي 2 سم؛ وأشرطة المقياس في B وC هي 1 سم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

بلغ إجمالي طول الجذور المرئية الذي تم قياسه للصورة المرجعية التي جُزئت يدويًا 1534.1 cm، بينما أعطى التجزئة الآلية القائمة على اللون إجمالي طول جذور قدره 1427.6 cm.

لا توفر الصور ذات التدرج الرمادي الناتجة عن الإضاءة بالأشعة فوق البنفسجية (UV) أي ميزة في الحالة المعروضة هنا، بل كان أداؤها أسوأ مقارنة بالعتبة اللونية (طول الجذور: 1679.7 cm). ولم يكن من الممكن تقسيم الجذور القديمة، كما ظهر المزيد من الضجيج في الصورة، ويرجع ذلك على الأرجح إلى انخفاض شدة الضوء في مصابيح UV. ومع ذلك، في حالة الجذور الصغيرة ذات التألق الذاتي العالي والركيزة ذات الخلفية الساطعة، تظل الإضاءة بالأشعة فوق البنفسجية خياراً متاحاً، كما يظهر في الصورة التي تم الحصول عليها من تجربة أخرى حيث استُخدم الرمل كركيزة للخلفية (الشكل 10).

المجهر الفلوري؛ بنية الجذر؛ اليسار: صورة مجهرية بؤرية زرقاء اللون، اليمين: صورة بالمجال المضيء.
الشكل 10: الإضاءة بالأشعة فوق البنفسجية لتصور الجذور على خلفية مضيئة.
مثال لمجموع جذري لقمح المعكرونة ينمو في صندوق جذور (rhizobox) مملوء برمل الكوارتز. تم تصوير صندوق الجذور باستخدام إضاءة لـ (أ) الأشعة فوق البنفسجية و (ب) ضوء فلوري (نهاري). أشرطة المقياس، 2 سم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

قياسات الجذور القائمة على التصوير فرط الطيفي (HSI)

الشكل 1 يوضح متوسطات الأطياف لثلاث مناطق اهتمام (ROI) في الجذور (جذر جانبي قديم وجذر جانبي حديث، وجذر وتدي) ومنطقتي اهتمام (ROI) في التربة (أعلى وأسفل صندوق الجذور).

رسم بياني للتحليل الطيفي للجذور، الانعكاسية الموحدة مقابل الطول الموجي، مقارنات بين التربة والجذور.
الشكل 11: متوسط الأطياف للجذر والتربة.
الأطياف المأخوذة من المناطق ذات الأهمية (ROIs) في الجذر (ثلاثة أنواع من الجذور) وفي التربة (الجزء العلوي والسفلي من صندوق ريزوبوكس). تم اختيار المناطق ذات الأهمية لتحديد معيار تقسيم أمثل بين الجذر والتربة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

من الواضح أن الجذر الوتدي والجذور الجانبية الفتية تختلف بشكل جوهري عن الخلفية في كثافة معظم النطاقات الطيفية. أما بالنسبة للجذور الجانبية الهرمة، فإن فروق الكثافة تكون أقل بكثير. وهناك ميزة يمكن استنتاجها بصرياً وهي الاختلاف في ميل الطيف حول منطقة امتصاص الماء (1450 nm)؛ حيث يكون ميل أطياف الجذور هنا أعلى مقارنة بأطياف التربة. علاوة على ذلك، يمكن تحديد تغير في أطياف الجذر الوتدي والجذور الجانبية الفتية في المنطقة المحيطة بـ 10 nm، وهو تغير لا يحدث في الجذور الجانبية الهرمة.

يوضح الشكل 12A نتيجة خوارزمية البحث في تحديد نسبة طيفية تحقق أقوى تباين بين المقدمة والخلفية. وتوفر نسبة الأطياف عند 1476 nm إلى 1076 nm أفضل فصل بين الجذور والتربة. ويظهر المدرج التكراري الناتج لبكسلات مقدمة الجذور وخلفية التربة في الشكل 12B. وعلى الرغم من وجود بعض التداخل، فإن معظم البكسلات مفصولة بوضوح عن خلفية التربة. ومن خلال ملاءمة منحنى غاوسي ثنائي المنوال عبر المدرج التكراري واستخدام مسافة Bhattacharyya للتقدير الكمي، تم الحصول على قيمة 7.80. وتشير القيمة التي تزيد عن 3.0 إلى تباين قوي في الصورة يسمح بفصل موثوق28.

خريطة حرارية طيفية ومخطط تكراري لتحليل شدة الطول الموجي؛ تحليل بيانات الانبعاث الضوئي.
الشكل 12: الفرق في الانعكاسية بين مقدمة الجذر وخلفية التربة لنسب نطاقات طيفية مختلفة، والمخطط التكراري للبكسل عند النسبة الطيفية المستخدمة في عملية التجزئة.
(أ) تظهر الألوان الزاهية (الأصفر) تبايناً عالياً بين المقدمة والخلفية، بينما تظهر الألوان الداكنة (الأزرق) تبايناً منخفضاً. تم استبعاد النطاقات الخمسة عشر الأولى بسبب الضجيج. وتشير الخطوط الحمراء إلى نسبة النطاق ذات التباين الأعلى. (ب) مخطط توزيع البكسلات (Pixel histogram) للجذور (باللون الأزرق) والتربة (باللون الأحمر) عند نسبة الطيف الخاصة بالتجزئة. تمثل الأعمدة الزرقاء الجذور، بينما تمثل الأعمدة الحمراء التربة. وتقابل قيمة الكثافة النسبة بين النطاق الطيفي 160 والنطاق الطيفي 49. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

تم إنشاء الصورة الثنائية (الشكل 13) من خلال تطبيق عتبة كثافة عالمية للنسبة الطيفية المحددة عند قيمة 1.08 تم حسابها من مسافة المدرج التكراري27. ويُظهر تحليل طول الجذر لهذه الصورة طولاً إجمالياً قدره 157.3 cm، وهو ما يمثل خطأً بنسبة 1.5% فقط مقارنة بالصورة المرجعية التي تم تتبعها يدوياً.

مخطط بنية الشبكة العصبية؛ الشجرة الشجرية؛ صورة مجهرية؛ تصور الاتصال العصبي.
الشكل 13: صورة ثنائية للنظام الجذري لصنف بنجر السكر Ferrara.
يتم الحصول على الصورة عن طريق تطبيق عتبة طيفية شاملة. شريط المقياس (في الزاوية السفلية اليسرى)، 2 سم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

على الرغم من أن تقسيم الجذور قد تحسن باستخدام المعلومات الطيفية مقارنة بالمعلومات القائمة على اللون، فإن الهدف الرئيسي من التصوير الفائق الطيفية (HS imaging) هو تحليل خصائص الصور الكيميائية المترية. ويتضح ذلك من خلال رسم خرائط لمحتوى الماء في صورة صندوق جذري (rhizobox).

يوضح الشكل 14A متوسط الأطياف للمقصورات في صندوق جذور المعايرة (قارن مع الشكل 7) المملوء بتربة ذات محتويات مائية مختلفة. يتشابه شكل الأطياف بين المقصورات، أي أن النسبة الطيفية هنا لا توفر بالضرورة معيار تصنيف أكثر استقراراً. وبناءً على ذلك، تم تحديد الكثافة عند نطاق طيفي واحد (1680 nm)، حيث يصل متوسط الفرق بين المحتويات المائية المتجاورة إلى أقصى حد، كأفضل معيار للفصل. وتظهر المدرجات التكرارية للبكسلات الناتجة لهذا الطول الموجي الطيفي في الشكل 14B.

رسوم بيانية للتحليل الطيفي؛ (أ) أطياف الامتصاص، (ب) توزيع الشدة للحالات الرطبة والجافة.
الشكل 14: الخصائص الطيفية لمعايرة محتوى الماء.
(أ) أطياف متوسطة لتسع حجرات مائية من صندوق جذور المعايرة بمحتويات مائية مختلفة؛ (ب) المدرجات التكرارية للبكسلات (Pixel histograms) لمقصورات المياه عند النطاق 216، حيث يكون متوسط المسافة بين المقصورات المتجاورة في أقصى حد له. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

توضح الشكل 15 العلاقة بين متوسط كثافة البكسل عند 1680 nm ومحتوى الماء المقاس.

رسم بياني لرطوبة التربة؛ ملاءمة أسية، ملاءمة خطية. المحتوى المائي مقابل الانعكاس؛ السعة الحقلية، نقطة الذبول.
الشكل 15: العلاقة بين الانعكاس الطيفي والمحتوى المائي الحجمي.
يوضح الشكل أزواج البيانات الخاصة بمحتوى الماء المقاس والانعكاس الطيفي، مع منحنيات تجريبية (خطية وأسّية) مُطابقة للبيانات باستثناء أعلى مستويات محتوى الماء (المثلثات الحمراء). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

يصبح تمييز المحتويات المائية الأعلى بناءً على كثافة الطيف أمرًا صعبًا. ويمكن تطبيق نموذج انحدار معنوي (سواء كان خطياً أو أسياً) بقيمة R2 مرتفعة على المحتويات المائية التي تصل إلى حوالي 0.30 cm3 cm-3. ولا يمكن التنبؤ بظروف التربة الأكثر رطوبة بشكل موثوق من خلال قيمة الكثافة. كما لوحظ سلوك مماثل لعلاقة أسية بين الانعكاسية والمحتوى المائي مع انخفاض الاستجابة للمحتويات المائية التي تتجاوز 0.30 cm3 cm-3 في دراسات أخرى30.

تظهر في الشكل 16 صورة لصندوق جذور (rhizobox) مع رسم خرائط دقيق لمحتوى الماء. وهناك أربعة جوانب تجب ملاحظتها؛ أولاً، يمكن رؤية منطقة ذات محتوى مائي منخفض في الأجزاء التي تحتوي على جذور في صندوق الجذور. ثانياً، يتركز الاستنزاف الأقوى في المنطقة المجاورة لمحاور الجذور الفردية. ثالثاً، تظهر مناطق الاستنزاف أيضاً حيث لا تكون محاور الجذور مرئية على السطح، مما يشير إلى المناطق التي تكون فيها الجذور مخفية في التربة. رابعاً، يؤدي رسم خرائط المياه دون معالجة إضافية للصور إلى مظهر متقطع بسبب تكتل التربة. يمكن أن يشير ذلك إلى توزيع غير متجانس لمحتوى الماء على نطاق التكتلات، ولكن أيضاً إلى تأثير مورفولوجيا السطح على جودة الصورة. تعد تقنيات معالجة الصور الكيميائية المترية (Chemometric image-processing) خياراً للتغلب على مثل هذه التأثيرات المورفولوجية في الصور الطيفية31، ولكنها لم تُطبق حتى الآن في برمجيات Matlab المستخدمة هنا.

مخطط بنية العصبون؛ تفصيل للتفرعات الشجيرية في تحليل الشبكة العصبية.
الشكل 16: رسم خرائط محتوى الماء في صندوق جذور (rhizobox).
تمثل الألوان الزرقاء الداكنة المناطق ذات المحتوى المائي العالي، بينما تشير المناطق الممتدة من اللون الأخضر إلى الأحمر إلى المناطق ذات المحتوى المائي المنخفض. وجذر النبات مُسقط على الصورة باللون الأسود. شريط المقياس (في الزاوية السفلية اليسرى)، 2 سم. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

أمثلة على التطبيق

يربط الشكل 17 بين سمات الجذور الكمية المستخلصة من تحليل الصور والقياسات فوق الأرض.

تحليل بيانات نمو النبات؛ رسوم بيانية لطول الجذور، ونسبة مساحة السطح، والمادة الجافة، وموصلية الثغور.
الشكل 17: أمثلة تطبيقية نموذجية لبيانات الجذور.
(أ) و (ب) عرض معلومات الجذور المستخدمة في توصيف النباتات فوق الأرض وتحت الأرض في سياق التنميط المظهري. (أ) يمثل نمو الجذور لصنف بنجر السكر Ferrara، (ب) يقارن بين ستة أصناف من بنجر السكر منمّاة في صناديق جذورية (rhizobox) باستخدام نسبة مساحة الأوراق إلى الجذور (بيانات من مكررة واحدة). (ج) و (د) علاقات وظيفية بين السمات كما هو موجود في أبحاث الفسيولوجيا النباتية. (ج) يوضح تأثير نسبة مساحة الأوراق إلى الجذور على إنتاج المادة الجافة و (د) العلاقة بين مساحة سطح الجذر وموصلية الثغور. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

الشكل 17أ و ١٧ ب ذات صلة بالتنميط الظاهري الذي يركز على التوصيف الشامل للنباتات فوق الأرض وتحت الأرض. الشكل 17أ يوضح نمو جذور صنف بنجر السكر Ferrara (قارن الشكل 8 (للصور). ويشير تمدد المجموع الجذري إلى قدرة الصنف النباتي على استكشاف حجم التربة خلال فترة زمنية محددة من موسم النمو. الشكل 17ب يوضح نسبة مساحة سطح الأوراق إلى الجذور لستة أصناف من بنجر السكر، مما يوفر مؤشراً للتوازن بين إمدادات النبات (الجذر) والطلب (الأوراق).

تقدم الشكلان 17C و17D أمثلة على العلاقات الوظيفية ذات الأهمية في الأبحاث الفسيولوجية. في الشكل 17C، ترتبط نسبة مساحة سطح الأوراق إلى الجذور بالمادة الجافة المتكونة أثناء التجربة، مما يشير إلى الدور السائد لمساحة التمثيل الضوئي كعامل محدد لتراكم المادة الجافة. ويعود عدم وجود دلالة إحصائية على الرغم من قيمة R2 المرتفعة نسبيًا إلى العدد المنخفض من البيانات المزدوجة (n=6) المستخدمة هنا. ويكشف الشكل 17D أن الأصناف ذات مساحة سطح الجذور الأكبر (امتصاص محسّن) تمتلك متوسط موصلية ثغرية أعلى على مدار التجربة. ويبدو أن مساحة الجذر الأكبر تدعم استخلاص المياه، مما يؤدي إلى إطالة مدة فتح الثغور.

المناقشة

توفر البروتوكولات نهجين متكاملين للتربة نمت تصوير جذر النظام. يتم ملء خطوة حاسمة لموثوقية النتائج التجريبية رهيزوبوكسيس له لضمان طبقة الركيزة بل ومتجانسة في الزجاج الأمامي لتوفير الاتصال التربة جذر ضيقة في إطار المراقبة وتجنب الثغرات الجوية. وهذا هو السبب الرئيسي لاستخدام التربة ينخل جيد نسبيا من < 2 مم: ينتج أكبر المجاميع مورفولوجيا سطح أعلى في إطار المراقبة مع فراغات بين المجاميع. بالإضافة إلى ارتفاع خطر الإصابة بالجفاف تلميح الجذر، وهذا يتطلب أيضا تقنيات تجهيز الصورة أكثر تعقيداً ل رسم خرائط المياه31.

إدخال تعديلات على البروتوكول ولذلك يركز على ملء سريع وتحسين رهيزوبوكسيس. ملء الوقت حاليا حوالي 30 دقيقة لكل مربع. وعلاوة على ذلك يتم اختبار استخدام رهيزوبوكسيس مع اثنين من النوافذ الزجاجية للتصوير من كلا الجانبين وتعديلات لتحسين تجانس الإضاءة لأفضل صور RGB. تمديد الأجهزة قد تنظر أيضا في التكامل أوبتوديس مستو32 ، فضلا عن السعة التصوير33 في النظام رهيزوبوكس. ولكن هذا وراء الأنشطة الحالية للترقية.

تعديلات البرمجيات تركز على تسجيل الصور تلقائياً لالصمامات الأعلى وأسفل RBG الصور34. الطيفي النهج التصوير ميزة متقدمة دون إشراف استخراج28 فضلا عن أساليب الكشف المستهدف تحت إشراف أكثر حساسية مثل اختبار سفمس35 . وبالتالي من المحتمل أن يسمح البيانات الفائقة الطيفية لتقييم خصائص التربة ورهيزوسفيري وجذور متعددة36. وعلاوة على ذلك فإنه يهدف إلى تطوير (شبه) الخاص برامج للصور الجذر رهيزوبوكس استناداً إلى نسخة معدلة من "محلل نظام الجذر"37 لقياس الخصائص المورفولوجية (الطول، وقطر، والسطح) فضلا عن الصفات المعمارية (تردد التفريع، المتفرعة من زوايا).

القيد الرئيسي من البروتوكول بالمقارنة مع النهج التصوير ثلاثي الأبعاد هو تقييد إلى سطح الجذر مرئية وخصائص رهيزوسفيري. ومع ذلك قد ثبت أن سمات مرئية الجذر وكيل موثوق بها ل كل جذر النظام21. هو الجمع بين تقنية رهيزوبوكس بسهولة مع أخذ العينات المدمرة التقليدية (الغسيل) في نهاية النمو الديناميكي التصوير من أجل التحقق من صحة علاقة مرئية مقابل الصفات الإجمالية جذر النظام. كما قد تختلف هذه العلاقة بين الأنواع21، يوصي بأخذ العينات المدمرة لضمان استدلال موثوق بها من سمات مرئية لأي سلسلة phenotyping جديدة مع أنواع مختلفة من محاصيل.

أن الميزة الأساسية للبروتوكول المعروضة هنا هو المزيج من ظروف النمو واقعية (التربة)، عالية نسبيا الإنتاجية المحتملة لتصوير RGB والاستدلال على وظائف الجذر (مثل امتصاص الماء) عن طريق البيانات الجذر ورهيزوسفيري تشيموميتريك من التصوير الطيفي حلها وقتيا. وبالتالي يتغلب الأساليب الاستدلال القيود في الشتلات إنتاجية عالية والجذر غير التربة التصوير14من أساليب، في حين أنه يسمح جزئيا أفكاراً phenotyping العميق في العمليات الفنية مع تعقيد أقل تجريبية وإنتاجية أعلى مقارنة بأساليب متقدمة 3D15.

سيتم استخدام البروتوكول في التجارب القادمة لدراسة تأثير ميكورهيزا على جذر نظام التنمية والأداء الوظيفي من البقوليات، وكذلك فيما يتعلق بالخصائص الجذرية phenotyping الأنواع تغطية المحاصيل فيما يتعلق ببنية التربة والنيتروجين والكربون ركوب الدراجات.

الإفصاحات

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

الكتاب نعترف بتمويل من FWF العلوم النمساوية على الصندوق عن طريق "المشروع رقم ف" 25190-B16 (جذور مقاومة الجفاف). وأيد إنشاء البنية التحتية التصوير الطيفي ماليا "حكومة أقل النمسا الاتحادية" (Niederösterreich الأرض) عن طريق المشروع K3-و-282/001-2012. تمويل إضافي للتجربة بنجر السكر وردت من "البحوث اغرنا" & GmbH مركز الابتكار (يدرون). يشكر المؤلفون جاكسون كريغ للدعم التقني خلال التجربة وتصحيح اللغة الإنجليزية للمخطوطة. نعترف أيضا ماركوس فريودوفماير الذين أسهموا في إنشاء برنامج الإعداد التصوير RGB وجوزيف شودل للبناء لتركيب رهيزوبوكس.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
RhizoboxTechnisches Bü RO F&UUML; r BodenkulturExperimental builder
مصابيح LED ATUM HORTI 600KlutronicAHI10600F
أنبوب ضوء الفلورسنت HiLite T5 DayJuwel Aquarium86324
أنبوب ضوء الأشعة فوق البنفسجية Eurolite 45 سم نحيف 15 واطكونراد593384 - 62
كانون EOS 6DCanon Austria GmbH8035B024
Adobe Photoshop CS5 Extended Version 12.0 x 32شركة Adobe Systems Software Ireland Ltd.
WinRhizo Pro v. 2013Regent Instruments Inc.
كاميرا Xeva-1.7-320 SWIRXenicsXEN-000105
Spectrograph Imspector N25Eعينة
ماسح التصوير الفائق الطيفيCarinthian Tech Research AGمنشئ تجريبيتصميم وتجميع ماسح التصوير الفائق الطيفي والبرامج
Matlab R2106aMathworksبما في ذلك صناديق الأدوات لمعالجة الصور ومعالجة الإشارات والإحصاء والتعلم الآلي
AP4 PoromoeterDelta-T-Devices
LI-3100C مساحة مترLI-COR
BASF Styradur ألواح البوليسترينObi Baumarkt9706318استخدام أنواع مختلفة من صفائح البوليسترين أو غيرها من المواد التي تفصل التربة ذات الرطوبة المختلفة
يمكن

المراجع

  1. Kutschera, L. Wurzelatlas mitteleuropäischer Ackerunkräuter und Kulturpflanzen. , DLG-Verlags-GmbH, Frankfurt am Main. (1960).
  2. Kenrick, P., Strullu-Derrien, C. The origin and early evolution of roots. Plant Physiol. 166, 570-580 (2014).
  3. Franklin, J., Serra-Diaz, J. M., Syphard, A. D., Regan, H. M. Global change and terrestrial plant community dynamics. PNAS. 113, 3725-3734 (2016).
  4. MacDonald, G. K., Bennett, E. M., Potter, P. A., Ramankutty, N. Agronomic phosphorus imbalances across the world's croplands. PNAS. 108, 3086-3091 (2011).
  5. Vörösmarty, C. J., Green, P., Salisbury, J., Lammers, R. B. Global water resources: vulnerability from climate change and population growth. Science. 289, 284(2000).
  6. Lobell, D. B., Cassman, K. G., Field, C. B. Crop yield gaps: their importance, magnitudes, and causes. Annu. Rev. Environ. Resour. 34, 179-204 (2009).
  7. Angus, J. F., Van Herwaarden, A. F. Increasing water use and water use efficiency in dryland wheat. Agron. J. 93, 290-298 (2001).
  8. Lassaletta, L., Billen, G., Grizzetti, B., Anglade, J., Garnier, J. 50 year trends in nitrogen use efficiency of world cropping systems: the relationship between yield and nitrogen input to cropland. Environ. Res. Lett. 9 (10), 105011(2014).
  9. Lynch, J. P. Roots of the second green revolution. Aust. J Bot. 55, 493-512 (2007).
  10. Comas, L. H., Becker, S. R., Von Mark, V. C., Byrne, P. F., Dierig, D. A. Root traits contributing to plant productivity under drought. Front. Plant Sci. 4, 442(2013).
  11. Metcalfe, D. B., et al. A method for extracting plant roots from soil which facilitates rapid sample processing without compromising measurement accuracy. New Phytol. 174, 697-703 (2007).
  12. Kutschera, L., Lichtenegger, E., Sobotik, M. Wurzelatlas der Kulturpflanzen gemäßigter Gebiete mit Arten des Feldgemüsebaues. , DLG-Verlag, Frankfurt am Main. (2009).
  13. Gioia, T., et al. GrowScreen-PaGe, a non-invasive, high-throughput phenotyping system based on germination paper to quantify crop phenotypic diversity and plasticity of root traits under varying nutrient supply. Funct. Plant Biol. 44, 76-93 (2017).
  14. Watt, M., et al. A rapid, controlled-environment seedling root screen for wheat correlates well with rooting depths at vegetative, but not reproductive, stages at two field sites. Ann. Bot. 112, 447-455 (2013).
  15. Fiorani, F., Schurr, U. Future scenarios for plant phenotyping. Annu. Rev Plant Biol. 64, 267-291 (2013).
  16. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 1(2015).
  17. Choat, B., Badel, E., Burlett, R., Delzon, S., Cochard, H., Jansen, S. Non-invasive measurement of vulnerability to drought induced embolism by X-ray microtomography. Plant Physiol. 170, 273-282 (2015).
  18. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 1(2015).
  19. Le Marié, C., Kirchgessner, N., Marschall, D., Walter, A., Hund, A. Rhizoslides: paper-based growth system for non-destructive, high throughput phenotyping of root development by means of image analysis. Plant Methods. 10, 1(2014).
  20. Bengough, A. G., et al. Gel observation chamber for rapid screening of root traits in cereal seedlings. Plant Soil. 262, 63-70 (2004).
  21. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Funct. Plant Biol. 39, 891-904 (2012).
  22. Price, A. H., et al. Upland rice grown in soil-filled chambers and exposed to contrasting water-deficit regimes: I. Root distribution, water use and plant water status. Field Crops Res. 76, 11-24 (2002).
  23. Vadez, V. Root hydraulics: the forgotten side of roots in drought adaptation. Field Crops Res. 165, 15-24 (2014).
  24. Dane, J. H., Hopmans, J. W. Pressure plate extractor. Methods of soil analysis. Part 4. Physical methods. Dane, J. H., Topp, G. C. , SSSA Inc. Madison, Wisconsin, USA. 688-690 (2002).
  25. Wösten, J. H. M., Pachepsky, Y. A., Rawls, W. J. Pedotransfer functions: bridging the gap between available basic soil data and missing soil hydraulic characteristics. J. Hydrol. 251, 123-150 (2001).
  26. Passioura, J. B. The perils of pot experiments. Funct. Plant Biol. 33, 1075-1079 (2006).
  27. Dorrepaal, R., Malegori, C., Gowen, A. Tutorial: Time series hyperspectral image analysis. J. Near Infrared Spec. 24, 89-107 (2016).
  28. Kim, D. M., et al. Highly sensitive image-derived indices of water-stressed plants using hyperspectral imaging in SWIR and histogram analysis. Scie rep. 5, (2015).
  29. Humplík, J. F., Lazár, D., Husičková, A., Spíchal, L. Automated phenotyping of plant shoots using imaging methods for analysis of plant stress responses-a review. Plant Methods. 11, 29(2015).
  30. Lobell, D. B., Asner, G. P. Moisture effects on soil reflectance. Soil Sci. Soc. Am. J. 66, 722-727 (2002).
  31. Esquerre, C., Gowen, A. A., Burger, J., Downey, G., O'Donnell, C. P. Suppressing sample morphology effects in near infrared spectral imaging using chemometric data pre-treatments. Chemometr. Intell. Lab. 117, 129-137 (2012).
  32. Williams, P. N., et al. Localized flux maxima of arsenic, lead, and iron around root apices in flooded lowland rice. Environ Sci. Technol. 48, 8498-8506 (2014).
  33. Cseresnyés, I., Takács, T., Végh, K. R., Anton, A., Rajkai, K. Electrical impedance and capacitance method: a new approach for detection of functional aspects of arbuscular mycorrhizal colonization in maize. Eur. J Soil Biol. 54, 25-31 (2013).
  34. Brown, M., Lowe, D. G. Automatic panoramic image stitching using invariant features. Int. J. Comput. Vision. 74, 59-73 (2007).
  35. Jiang, Y., Li, C., Takeda, F. Nondestructive detection and quantification of blueberry bruising using near-infrared (NIR) hyperspectral reflectance imaging. Scientific Reports. 6, 35679(2016).
  36. Chang, C. -W., Laird, D. A., Mausbach, M. J., Hurburgh, C. R. Near-infrared reflectance spectroscopy-principal components regression analyses of soil properties. Soil Sci. Soc. Am. J. 65, 480-490 (2001).
  37. Leitner, D., Felderer, B., Vontobel, P., Schnepf, A. Recovering root system traits using image analysis exemplified by two-dimensional neutron radiography images of lupine. Plant Physiol. 164 (1), 24-35 (2014).

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

RGB
RGB والتصوير الطيفي الجذر فينوتيبينج النباتية والبحوث الفسيولوجية: الإعداد التجريبية والتصوير البروتوكولات
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.