مقالة منهجية

في فيفو تقييم التنمية دشبذ الكسر أثناء التئام العظام في الفئران باستخدام جهاز الصدمة المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لعظم الفخذ الماوس

9K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/56679

⸱

نوفمبر 14, 2017

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Orthopedic Research and Biomechanics, University Medical Center Ulm, 2RISystem, 3Core Facility Small Animal MRI, University Medical Center Ulm, 4Department of Traumatology, Hand-, Plastic-, and Reconstructive Surgery, University Medical Center Ulm

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

تقييم التنمية الأنسجة في دشبذ الكسر أثناء التئام العظام endochondral ضروري لرصد عملية الشفاء. وهنا، نحن تقرير استخدام الرنين المغناطيسي التصوير (التصوير بالرنين المغناطيسي)-التبعي الخارجية متوافقة لعظم الفخذ الماوس للسماح للتصوير بالرنين المغناطيسي بالأشعة أثناء تجديد العظام في الفئران.

الملخص

اندوتشوندرال شفاء الكسر عملية معقدة تنطوي على تطوير أنسجة ليفية وعنقيه العظمى في دشبذ الكسر. كمية الأنسجة المختلفة في دشبذ يوفر معلومات هامة في كسر الشفاء التقدم. وتشمل التقنيات المتوفرة في فيفو طوليا رصد التنمية دشبذ في الأنسجة في الدراسات الإكلينيكية شفاء الكسر باستخدام الحيوانات الصغيرة التصوير الشعاعي الرقمي والتصوير µCT. ومع ذلك، كلا التقنيات فقط قادرة على التمييز بين الأنسجة التعدينية والمعادن. ونتيجة لذلك، من المستحيل أن تميز الغضروف من أنسجة ليفية. وفي المقابل، التصوير بالرنين المغناطيسي (التصوير بالرنين المغناطيسي) يتصور الهياكل التشريحية استناداً إلى المحتوى الخاص بهم المياه ولذلك قد تكون قادرة على تحديد نونينفاسيفيلي الأنسجة اللينة والغضاريف في دشبذ الكسر. هنا، نحن تقرير استخدام التبعي الخارجية المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لعظم الفخذ الماوس للسماح بفحص التصوير بالرنين المغناطيسي أثناء تجديد العظام في الفئران. أثبتت التجارب أن التبعي وجهاز تركيب مصنوعة خصيصا تسمح الرنين المتكرر، مما مكن التحليل الطولي للتنمية دشبذ كسر الأنسجة.

المقدمة

شفاء الكسر الثانوي هو الشكل الأكثر شيوعاً لشفاء العظام. أنها عملية معقدة محاكاة جوانب محددة من endochondral التحور التحجر1،،من23. ورم دموي كسر أوائل غالباً يتكون من الخلايا المناعية، وتحبيب وأنسجة ليفية. التوتر المنخفض الأكسجين وسلالات عالية النشاط الحيوي تعوق osteoblast التمايز في كسر الفجوة، ولكن تعزيز التفريق بين الخلايا السلف في تشوندروسيتيس4،،من56. تبدأ هذه الخلايا تنتشر في موقع الإصابة شكل مصفوفة عنقية توفير الاستقرار الأولية لكسور العظام. أثناء نضج دشبذ، chondrocytes الضخامي، يصبح الخضوع للمبرمج، أو عبر-التفريق في خلايا الاوستيوبلاستس. نيوفاسكولاريزيشن في منطقة انتقالية الغضاريف للعظام يوفر مستويات مرتفعة من الأكسجين، السماح بتكوين نسيج عظمى7. بعد عظمى سد الفجوة الكسر، هو زيادة استقرار النشاط الحيوي ويعيد البناء أوستيوكلاستيك من دشبذ كسر خارجي يحدث للحصول على العظام الفسيولوجية الكنتورية وهيكل3. ولذلك، توفر كميات الأنسجة الليفية وعنقيه عظمى في دشبذ الكسر معلومات هامة حول عملية شفاء العظام. اضطراب أو تأخر الشفاء تصبح مرئية بالتعديلات دشبذ الأنسجة التنمية سواء في البشر والفئران8،9،،من1011. وتشمل التقنيات المتوفرة في فيفو طوليا رصد التنمية دشبذ الأنسجة في الكسر السريري شفاء دراسات استخدام الحيوانات الصغيرة التصوير الشعاعي الرقمي والتصوير،من1213µCT. ومع ذلك، كلا التقنيات فقط قادرة على التمييز بين الأنسجة التعدينية والمعادن. في المقابل، التصوير بالرنين المغناطيسي يوفر تباين الأنسجة اللينة ممتازة ولذلك قد تكون قادرة على تحديد الأنسجة اللينة والغضاريف في دشبذ الكسر.

الأعمال السابقة أظهرت نتائج واعدة التشريح التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران مع كسور مفصلي14 و في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي في الفئران خلال intramembranous العظام-عيب الشفاء15. ومع ذلك، ذكر كلتا الدراستين أيضا محدودة المكانية القرار والأنسجة على النقيض. سبق أثبتنا جدوى عالية الدقة في فيفو التصوير بالرنين المغناطيسي لتقييم طولية لتشكيل دشبذ لينة خلال كسر endochondral مورين شفاء16. هنا، نحن تقرير البروتوكول المتعلق باستخدام التبعي خارجية متوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي لعظم الفخذ العظم في الفئران بغية رصد التنمية دشبذ النسيج طوليا خلال كسر endochondral عملية الشفاء. تصميم جهاز تركيب مصنوعة خصيصا للإدراج التبعي الخارجية ضمان موقف موحد أثناء المسح المتكررة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

جميع الحيوانات التجارب الامتثال للأنظمة الدولية لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية، ووافقت عليها السلطات التنظيمية الإقليمية (رقم 1250، Regierungspräsidium توبنغن، ألمانيا). أبقى جميع الفئران في مجموعات من اثنين إلى خمسة الحيوانات في قفص على ضوء ح 14، 10-ح إيقاع circadian الظلام مع الماء والغذاء المقدمة الإعلانية libitum.

1-إعداد المواد الجراحية والمعالجة المسبقة للفئران

  1. تعقيم جراحي جميع المواد. استخدام درجة حرارة التعقيم 120-135 درجة مئوية لمدة 20-30 دقيقة من وقت التعقيم.
    2. الفئران
  2. الشراء C57BL/6 أو الفئران من سلالة أخرى ما بين 19-35 غرام وزن الجسم. متابعة الرعاية الحيوانية المناسبة والبروتوكولات التجريبية وفقا لمبادئ توجيهية وطنية يوافق عليه المحقق ' s "المؤسسية رعاية الحيوانات" و "استخدام اللجنة". السماح بالحد ني فترة تأقلم 7 أيام قبل بدء الإجراء.
  3. يقدم التسكين لجميع الفئران عن طريق مياه الشرب يوم واحد قبل الجراحة حتى اليوم الثالث بعد العملية الجراحية.

2. الإجراءات الجراحية وتطبيق "التبعي الخارجية"

  1. مكان الماوس في أنبوب مسبقة مع الأكسجين إيسوفلوراني و 60 مل/دقيقة 5-7%. بعد فقدان ردود الفعل الوضعي، إزالة الماوس من الأنبوب تحريض التخدير والحفاظ على التخدير عن طريق قناع استنشاق توفير الأوكسجين isoflurane ومل 60 بالدقيقة 1-3%. نمط
    1. جهاز التنفس وهند مخلب منعكس أثناء التخدير. التأكد من أن معدل التنفس حوالي 100 دورة/دقيقة والمعاكسة مخلب هند غائب.
      ​ ملاحظة: كمية الغاز اللازمة يتوقف على السن والجنس، ووزن الجسم والسلالة من الماوس-
  2. قبل جراحة، حقن الماوس مع جرعة واحدة من المضادات الحيوية تحت الجلد (الكليندامايسين، 45 مغ/كغ). وعلاوة على ذلك، للحفاظ على توازن السوائل الفيزيولوجية، حقن الماوس مع مستودع السائل تحت الجلد من 500 ميليلتر المالحة (0.9% كلوريد الصوديوم)-
  3. لمنع القرنية التجفيف، تطبيق مرهم العين لعيون الماوس. ضع الماوس على لوحة تدفئة في 37 درجة مئوية أثناء التخدير وإجراء العمليات الجراحية للمحافظة على فسيولوجية الجسم درجة الحرارة-
    4. إزالة الفراء من أطرافهم هند حق
  4. وفرك المنطقة الجراحية بمطهر المستندة إلى الكحول. تغطية مخلب حق هند مع جزء صغير من القفازات المعقمة لتجنب المناطق غير معقمة. تطهير أطرافهم هند الحق ثلاث مرات. ضع ثني عقيمة على الماوس كله باستثناء منطقة الجراحية.
  5. جداً الجلد ما يقرب من 1 سم طوليا على طول الجانب الأمامي من عظم الفخذ الأيسر مع مشرط. فصل صراحة م-العضلة ذات الرأسين الفخذية و lateralis فستوس m. مع مايكرو مقص وملقط. قطع الجانب المنشأ وتر في trochanter عظم الفخذ مع مقص الجزئي السماح بحرية الوصول إلى الجزء أنتيرولاتيرال من العظام. تأكد من أن يتم الاحتفاظ بالعصب الوركي.
  6. موقف التبعي الخارجية (صلابة محوري 3 ن/مم، الرقم 1 ألف) موازية لعظم الفخذ. يدوياً حفر الآبار عن طريق اللحاء مع قليلاً حفر 0.45 ملم والسيراميك تركيب دبابيس في الآبار. تبدأ مع دبوس الأكثر الدانية، متبوعاً بدبوس الأكثر القاصي، ودبابيس اثنين بينهما.
    1. تأكد من أن هناك لا توتر أو ضغط أو إجهاد القص على التبعي أثناء عملية التركيب، خلاف ذلك الفجوة العظم يتحقق لن يكون كافياً نظراً لتخفيف التبعي.
  7. يرطب العظام مع كمية صغيرة من كلوريد الصوديوم العقيمة لتجنب الجفاف أثناء الإجراء سونج-
  8. إنشاء العظم 0.4 مم عن طريق العظم كله بين اثنين دبابيس الداخلية باستخدام منشار سلك الزنابق 0.4 مم-
    ملاحظة: بشكل اختياري، منشار الصغير تتأرجح استخدامها لإنشاء في العظم. تأكد لتجنب أي رقائق معدنية من شاهد في منطقة العظم.
  9. استواء الفجوة العظم بعناية مع 2 مل من كلوريد الصوديوم المعقم لإزالة رقائق العظام بين كورتيسيس كسر اثنين.
  10. تكييف العضلات باستخدام خياطة مستمرة مع خياطة ريسوربابل (انظر الجدول للمواد). ثم تكييف الجلد باستخدام خيوط غير ريسوربابل المنقطعة (انظر الجدول للمواد). تجنب عض الجرح، لا تضع في الخياطة في الجزء الجمجمة من الجرح.
    ملاحظة: لا تستخدم غراء الجلد أو مقاطع منذ الفئران عادة إزالته من التسبب في جرح كذلك الضرر الذي يلحق بالبشرة.
  11. تنظيف المنطقة الجراحية بمطهر ثم ضع الماوس إلى في القفص. رصد الماوس والحرارة إمدادات كافية (مثلاً بالأشعة تحت الحمراء) حتى يكون مستيقظا تماما. رصد المياه وتناول الطعام، ووزن الجسم بعد الجراحة إلى تأكد من أن الحيوان ليس في الألم والحزن. تقديم التسكين لجميع الفئران عن طريق مياه الشرب حتى اليوم الثالث بعد العملية الجراحية.
    ملاحظة: يجوز إيواء الفئران في مجموعات من الحيوانات يصل إلى أربعة-
  12. رصد الماوس ' s النشاط في الأيام 1 إلى 5 بعد الجراحة. أثناء هذا الوقت، يجب أن تتحمل الماوس الوزن على أطرافهم تعمل. وبخلاف ذلك، يجب استبعاد الماوس من مزيد من التحليل.

3. إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي وتحليل الصور

  1. مسبق للتصوير بالرنين المغناطيسي مسح الداخلي، تخدير الماوس وفقا للبروتوكول في الخطوات 2، 1 و 2-3، والإبقاء على معدل التنفس حوالي 100 إدراج دورات/دقيقة التبعي الخارجية في أطرافهم هند الحق الماوس بعناية في جهاز تركيب مصنوعة خصيصا ( الشكل 1 ب، ج).
    1. تأكد من تجنب الانحناء أو ضغط التبعي أثناء هذه الخطوة منذ ذلك قد تتداخل مع شفاء الكسر.
      ملاحظة: يمكن إجراء فحص التصوير بالرنين المغناطيسي لها في أقرب وقت 3 أيام بعد الجراحة، واعتماداً على رعاية الحيوان وبروتوكول تجريبي.
  2. ضع الماوس على مهد مقطورات لعرضه على جهاز التصوير بالرنين المغناطيسي. قم بتوصيل الجهاز تصاعد التشدد بلفائف الرأس أربعة-العنصر.
  3. البيانات "الحصول على التصوير بالرنين المغناطيسي" باستخدام نظام التصوير بالرنين المغناطيسي الحيوانات صغيرة عالية-حقل مخصص العاملة على 11.7. ت.
    ​ ملاحظة: الهندسة اقتناء بيانات "التصوير بالرنين المغناطيسي" محاذاة مع عظم الفخذ، أورثوجونالي بالمسامير.
    1. الحصول على البيانات عن طريق تطبيق كثافة بروتون قمعت الدهون شريحة متعددة تسي تسلسل (PD-تسي) باستخدام معلمات اقتناء: صدى/التكرار الوقت TE = 5.8 مللي/TR = 2,500 مرض التصلب العصبي المتعدد، Δr القرار = 52 × 52 × 350 µm³، حقل من عرض (FOV) = 20 × 20 ملم ²، وعرض النطاق الترددي Δω = 150 كيلو هرتز-
    2. ملاحظة: لقد حان وقت الحصول على مجموع الشرائح 22 دقيقة 36
  4. فتح البيانات المكتسبة مع برمجيات تحليل الصورة. قم بإدخال الحجم فوكسل ك 0.05 × 0.05 × 0.35 مم 3. الجزء أنسجة مختلفة في كسر دشبذ (العظام، الغضاريف، والأنسجة الليفية/النخاع العظمى) استناداً إلى قوتها مع مستوى العتبة شبه التلقائي كما يلي.
    1. انقر " "تحرير حقل التسمية الجديدة" "، انقر فوق " "إضافة المواد" "، وتسمية المواد إلى " callus ". يميز منطقة دشبذ من الأنسجة المحيطة بها استناداً إلى إشارة هيبو مكثفة من السمحاق باستخدام " ﻻسو " أداة.
    2. انقر فوق " إضافة إلى المواد ". انقر فوق " "إضافة مادة" "، وإعادة تسمية المواد التي " الغضروف ". الجزء الغضروف باستخدام " عتبة " أداة و " حدد المواد الحالية فقط " من " كلوس ". انقر فوق " غضروف " و " إضافة إلى المواد ". كرر هذه الخطوات مع " العظام " و " النسيج الليفي/نخاع العظم ".
  5. توليد عمليات إعادة البناء ثلاثي الأبعاد لقصبة مكسور استناداً إلى البيانات تجزئة النسيج باستخدام برمجيات تحليل الصورة. انقر فوق " "سطح توليد" "، تطبيق " بلا " ل " "نوع تجانس" " انقر فوق " "عرض سطح" ".
    ملاحظة: مناطق صغيرة جداً، وفرط مكثفة المحيطة أونس كورتيسيس مكسور يرجح أن القطع الأثرية بسبب الانتقال من عظمى إلى الأنسجة اللينة. هذه المجالات ينبغي أن تستبعد من مزيد من التحليل. مناطق الإفراط الشديد في منتصف الكسر كالوس خلال المرحلة اندوتشوندرال من كسر شفاء الأنسجة عنقية تمثل. المناطق هيبو مكثفة في كسر دشبذ القاصي من الفجوة العظم في مرحلة التحجر endochondral والمناطق بنفس الكثافة في جميع أنحاء دشبذ الكسر كله في الشفاء بعد مراحل تمثل الأنسجة دشبذ عظمى المنشأ حديثا. على الرغم من أن هذه المناطق قد إشارة هيبو مكثفة، حتى أدنى بكثافة إشارة من العظام ناضجة (اللحاء). بعد العتبة كثافة إشارة للأنسجة العظمية والأنسجة عنقية في دشبذ الكسر، مارك الأنسجة المتبقية نخاع العظام وأنسجة ليفية. قيم تجزئة الأنسجة: الأنسجة العظمية (بما في ذلك القشرة الناضجة وترابيكولار العظام والأنسجة العظمية دشبذ) مجزأة ضمن النطاق من 1-3-3 (كثافة إشارة طبيعية للقشرة الناضجة)، النسيج الليفي/نخاع العظام داخل نطاق 3، 4-5-4، و دشبذ عنقية الأنسجة داخل نطاق 5.5-6-2-
  6. إذا لزم الأمر، كرر التصوير بالرنين المغناطيسي طوليا خلال كسر عملية الشفاء. لرصد التنمية دشبذ عنقية، تفحص الفئران في أيام 10 و 14، و 21 بعد الجراحة-
    ملاحظة: النقاط الزمنية التي قد تعتمد على رعاية الحيوان وبروتوكول تجريبي.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

أولاً، يمكن تأكيد نجاح العملية الجراحية بتحليل لفحص التصوير بالرنين المغناطيسي (انظر المثال في الشكل 2). ينبغي أن تكون جميع المسامير الأربعة تقع في منتصف الفخذ رمح. وينبغي أن يكون حجم الفجوة العظم بين 0.3 0.5 مم. إذا كان حجم الفجوة العظم يختلف إلى حد كبير من هذه القيم، ينبغي أن تستبعد الماوس من مزيد من التحليل.

وثانيا، تقييم عمليات التفحص الطولي خلال كسر شفاء العملية في الحيوان نفسه يوفر معلومات حول...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

التعديلات واستكشاف الأخطاء وإصلاحها:

وكان الهدف الرئيسي لهذه الدراسة لوصف بروتوكول لاستخدام للتبعي الخارجية المتوافقة مع التصوير بالرنين المغناطيسي للعظم عظم الفخذ في الماوس مع القدرة على رصد التنمية دشبذ النسيج طوليا خلال عملية التئام الكسر endochondral. تصميم جهاز تركيب مصنوعة خصيصا للإدراج التبعي الخارجية ضمان موقف موحد أثناء المسح المتكررة. تقسيم الأنسجة شبه التلقائي يسمح تحليل كميات الأنسجة الليفية وعنقيه عظمى في دشبذ الكسر. وعلاوة على ذلك، تسمح إعادة البناء ثلاثي الأبعاد...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ماثسي رومانو صاحب البلاغ هو موظف ريسيستيم AG دافوس، سويسرا التي تنتج يزرع وزرع الصكوك المحددة المستخدمة في هذه المقالة. جميع مؤلفين آخرين قد لا يوجد تضارب المصالح المالية.

شكر وتقدير

ونحن نشكر أسيج سيفيل، ستيفاني شروث، فيرينا فيشر، كاتيا بريستاز، إيفون Hägele، وسوبجانج أن للدعم الفني الممتاز. كما نشكر مؤسسة البحوث الألمانية (CRC1149، INST40/499-1) وألمانيا AO الصدمة مؤسسة لتمويل هذه الدراسة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

أنبوب
قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
التخديرFMI, Seeheim, ألمانياZUA-82-ANA-TUB-Mouse
آلة التخدير FMI, Seeheim, ألمانياZUA-82-GME-MA
ملقط الشريان Aesculap ، Tuttlingen ، ألمانياBH104R
AutoclaveSysetc ، Wettenberg ، ألمانياDX-150
تغليف التعقيمStericlin ، Feuchtwangen ، ألمانيا2301-04 / 06/10/12/16
برنامج AvizoFEI ، برلنغتون ، الولايات المتحدة الأمريكية-الإصدار 8.0.1
BioSpec 117/16 نظام التصوير بالرنينالمغناطيسي Bruker Biospin ، Ettlingen ، ألمانيا117/16
مشبك البلدغ Aesculap ، Tuttlingen ، ألمانياBH 021R
مشرط فولاذي كربوني رقم 11/15Aesculap ، Tuttlingen ، ألمانياBA211 / 215
دبوس تركيب سيراميك 0.45 مم   ؛RISystem, دافوس, سويسراHS691490
كليندامايسين (300 مجم / 2 مل)Ratiopharm, Ulm,ألمانيا-ملقط
خلع الملابس 115 مم Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBD210R
ملقط خلع الملابس 130 مم  Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBD025R
مثقاب مطلي 0.45 مم  RISystem, دافوس, سويسراHS820420
حامل إبرة Durogrip 125 mm Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBM024R
Foliodrape هارتمان ، هايدنهايم ، ألمانيا2513026
FrekadermFresenius ، باد هومبورغ ، ألمانيا4928211
Gigli رأى 0.44 مم   ؛RISystem, دافوس, سويسراRIS.590.110.25
مثقاب يدويRISystem, دافوس, سويسراRIS.390.130-01
لوحة تسخين FMI, Seeheim, ألمانياIOW-3704
قفازات Hygonorm Hygi, Telgte, Germany2706
IsofluraneAbbot, London, UKForene
Micro ملقط 155 mm Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBD343R
مقص مايكرو 120 مم Aesculap, Tuttlingen, ألمانياFD013R
Mouse FixEx L 0.7 mm RISystem, Davos, SwitzerlandRIS.611.300-10
حالة إبرة للمثاقب Aesculap ، Tuttlingen ، ألمانياBL911R
حامل إبرةAesculap ، Tuttlingen ، ألمانياBB078R
OcteniseptSch ü. lke, Norderstedt, ألمانيا121403
برنامج OsirixPixmeo SARL, Bernex,Switzerland-Version4.0
Oxygen, Medical gradeMTI, Ulm,Germany-Resolon
5/0Resorba, Nü rnberg, ألمانيا88143
Saline 0.9٪Braun, Melsungen, Germany3570350
مقبض مشرط 125 ممAesculap, Tuttlingen, ألمانياBB073R
مقص 150 مم Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBC006R
السدادة لتغليف الأوتوكلاف Hawo GmbH ، Obrigheim ، ألمانياHM500
Sterican 27 G & nbsp ؛براون ، ميلسونجن ، ألمانيا4657705
شفرات جراحية معقمة رقم 11/15   ؛Aesculap, Tuttlingen, ألمانياBB511/515
قفازات جراحية Hartmann, Heidenheim, GermanyPeha-micron 9425712
Surgical light ماكيه SA, أردون, فرنسابلو لاين 80
حقنة 5 مل Braun, Melsungen, GermanyInjekt 4606051V
ملقط الأنسجة 80 مم Aesculap ، Tuttlingen ، ألمانياOC091R
ترامادول 25 مجم / لترGr ü. نينثال ، آخن ، ألمانيا100 مجم / مل
Vasofix Safety   ؛براون ، ميلسونجن ، ألمانيا4268113S-01
Vicryl 5-0 Ethicon, Norderstedt, ألمانياV30371
مرهم العين Visdisic Bausch & أمبير لومب ، برلين ، ألمانيا3099559

المراجع

  1. Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. Fracture healing under healthy and inflammatory conditions. Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).
  2. Einhorn, T. A. The cell and molecular biology of fracture healing. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).
  3. Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: mechanisms and interventions. Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).
  4. Augat, P., et al. Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap. J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).
  5. Claes, L. E., Heigele, C. A. Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing. J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).
  6. Claes, L. E., et al. Effects of mechanical factors on the fracture healing process. Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).
  7. Hu, D. P., et al. Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes. Development. 144 (2), 221-234 (2017).
  8. Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. Biological perspectives of delayed fracture healing. Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).
  9. Meyer, R. A., et al. Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats. J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).
  10. Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time. Injury. 40 (6), 663-668 (2009).
  11. Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. Mouse Models in Bone Fracture Healing Research. Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).
  12. Garcia, P., et al. Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review. Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).
  13. Histing, T., et al. Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
  14. Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. Rodent models for the study of articular fracture healing. J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).
  15. Taha, M. A., et al. Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury. J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).
  16. Haffner-Luntzer, M., et al. Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice. PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).
  17. Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis. Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).
  18. Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI. PLoS One. 9 (3), 90829(2014).
  19. Rolle, A. M., et al. ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).
  20. Niemeyer, M., et al. Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging. Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة