يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

أوبتوجينيتيك الرائعة للذبذبات ثيتا هيبوكامبال في التصرف الفئران

11.7K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/57349

⸱

يونيو 29, 2018

 ,  , 
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty, Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group, Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group, Max Planck Institute for Metabolism Research

في هذه المقالة

ملخص

يصف لنا استخدام أوبتوجينيتيكس والتسجيلات الكهربية للتلاعب الانتقائي للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (5-10 هرتز) في سلوك الفئران. ويتم رصد فعالية الرائعة إيقاع استخدام الإمكانات الميدانية المحلية. ويتناول مزيجاً من علم البصريات وتثبيط فارماكوجينيتيك قراءات ناقل هيبوكامبال التزامن.

الملخص

استدعاء بيانات مستفيضة عن علاقات ذبذبات الشبكات العصبية للسلوك وتنظيم أداء الخلايا العصبية عبر مناطق الدماغ لأدوات جديدة للتلاعب بشكل انتقائي بايقاعات المخ. هنا يصف لنا نهجاً يجمع بين أوبتوجينيتيكس الخاصة بالإسقاط مع الخلية الكهربية للتحكم عالية الدقة للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (5-10 هرتز) في سلوك الفئران. خصوصية الرائعة أوبتوجينيتيك ويتحقق من خلال استهداف تشانيلرهودوبسين-2 (ChR2) للسكان جابايرجيك من خلايا الحاجز الآنسي، المشاركة الحاسمة في توليد ذبذبات هيبوكامبال ثيتا، ومزامنة محلي التنشيط مجموعة فرعية من أفيرينتس الحاجز المثبطة في الحصين. يتم التحقق من فعالية مراقبة إيقاع أوبتوجينيتيك بالرصد المتزامن من مجال المحلية المحتملة (طابعات الحجم الكبير) عبر الصفيحة المنطقة CA1 و/أو التفريغ الخلايا العصبية. باستخدام هذا الإعداد سهولة قابلة للتنفيذ نحن إظهار فعالية مختلف البروتوكولات التحفيز أوبتوجينيتيك لتنظيم دورات تعريفية للذبذبات ثيتا والتلاعب بتواترها وانتظامها. وأخيراً، يتناول مزيجاً من إيقاع ثيتا عنصر التحكم مع تثبيط الخاصة بالإسقاط قراءات جوانب معينة من عملية المزامنة هيبوكامبال حسب المناطق ناقل.

المقدمة

بذبذبات شبكة، التي تساعد على نقل المعلومات داخل وبين الدماغ مناطق1،2،،من34تنسيق نشاط الخلايا العصبية في الثدييات. وتشمل إيقاعات المخ ذبذبات تتراوح بطيئة جداً (< 0.8 هرتز) يصل إلى فائق السرعة (> 200 هرتز) الترددات. مجموعة كبيرة من الأدلة تؤيد مشاركة شبكة التذبذبات في وظائف الدماغ المتنوعة، بما في ذلك الإدراك5،،من67،،من89،10 ، السلوكيات الفطرية11،12 ، فضلا عن الاضطرابات العصبية مثل مرض باركنسون والصرع13،،من1415. ولذلك أساليب انتقائية ودقة وقتيا للتلاعب التجريبية من ذبذبات شبكة أساسية لتطوير نماذج معقولة من الناحية الفسيولوجية للمزامنة وإقامة روابط سببية مع السلوك.

مزامنة شبكة الاتصال هو بوساطة ركائز البيولوجية المتنوعة والعمليات، بدءاً من هوية القنوات الأيونية الجزيئية وعلى حركية neuromodulation استثارة واتصالات شبكة الاتصال. تصميم البيولوجية إيقاع غالباً ما تكون مولدات تم كشف16 للعديد من إيقاعات المخ، والجوانب المتميزة التي (مثلاً، التردد، السعة) التي أحدثتها ديناميات أنواع متميزة من الخلايا والشبكات. على سبيل المثال، إينتيرنيورونس المثبطة استهداف سوماتا الخلايا الرئيسية هي أهم اللاعبين عبر نطاقات التردد والدماغ مناطق17،18، بما في ذلك ثيتا19،20، غاما20 , 21، وذبذبات22 تموج (140-200 هرتز). وفي المقابل، تكفل المرحلة المزامنة من الخلايا البعيدة قوية تغذية إلى الأمام مما يشير إلى الخلايا الهرمية، الذي يعيد إطلاق إينتيرنيورونس. معلمة حاسمة للذبذبات، حجم السكان العصبية متزامنة، يرتبط ارتباطاً وثيقا بالسعة بقياس التذبذب طابعات الحجم الكبير، وعلى الأقل لذبذبات سريعة، يعتمد على محرك الأقراص ضادات على إينتيرنيورونس2. وفي المقابل، ذبذبات أبطأ، مثل دلتا وايقاعات ثيتا، يتم إنشاؤها بواسطة الحلقات عنها بعيد المدى، التي شكلتها كورتيكو-ثالاميك23،24 وإسقاطات الحاجز هيبوكامبال الآنسي25، 2627من،، على التوالي. التذبذبات في هذه الدوائر هي التي أحدثتها تفاعلات تأخير نشر الإشارات والردود منفعل وتفضيلها التردد في المشاركة الخلايا28،،من2930، 31 , 32-إسقاطات المثبطة من جابايرجيك بارفالبومين (PV)-إيجابية الخلايا من حاجز وسطى (مللي ثانية) إلى إينتيرنيورونس في25،الحصين33ومناطق باراهيبوكامبال و قشرة انتورهينال26 أساسي لتوليد الذبذبات ثيتا في الفص الصدغي الآنسي. وهكذا، يمكن التلاعب الآليات الفيزيولوجية ذبذبات شبكة الاتصال والمزامنة الخلايا العصبية باستخدام أوبتوجينيتيكس مع دقة في الوقت الحقيقي.

وطبقت التلاعب أوبتوجينيتيك الخاصة بنوع الخلية للدراسات وذبذبات هيبوكامبال والقشرية في المختبر34،35،36،،من3738 المجراة في30،39،40،41،42،43،،من4445، بما في ذلك الوظيفية التحقيقات من غاما5،12،36،،من4647،،من4849،50، 51،52 وتموج ذبذبات40،،من5354 والنوم مغزل55،56. نحن أعرب مؤخرا عن فيروس ChR2 تعتمد على لجنة المساواة العرقية في MS، منطقة رئيسية لتوليد إيقاع ثيتا هيبوكامبال، من الفئران الكهروضوئية-لجنة المساواة العرقية. باستخدام هذا الإعداد، ميزات للذبذبات ثيتا هيبوكامبال (التردد والاستقرار الزمني) تسيطر عليها تحفيز أوبتوجينيتيك من إسقاطات المثبطة لمرض التصلب العصبي المتعدد في الحصين11. وعلاوة على ذلك، أثارت ثيتا التردد أوبتوجينيتيك التحفيز من إسقاطات المثبطة مثل هيبوكامبال إيقاع ثيتا خلال الجمود مستيقظا. أوبتوجينيتيكالي العالق إيقاع ثيتا عرض الخصائص للذبذبات ثيتا عفوية في الماوس في طابعات الحجم الكبير ومستويات نشاط الخلايا العصبية.

الميزات الرئيسية لهذا البروتوكول ما يلي: (1) استخدام طريقا المثبطة التي أمر بالغ الأهمية الفيزيولوجية للذبذبات ثيتا عفوية مع تجنب الآثار غير محدد على استثارة هيبوكامبال؛ (2) محواري، أي، وتحفيز إسقاطات محددة للتقليل من تأثير مباشر على غير هيبوكامبال MS افيرينتس؛ (3) المحلي التحفيز الخفيفة ثيتا الإيقاعي، ضمان تدخل مباشر الحد أدنى مع ديناميات مثل هيبوكامبال ثيتا الإيقاعي والرائعة ثنائية عالمية للذبذبات ثيتا؛ (4) حدودي مراقبة تردد الذبذبات ثيتا وانتظامها؛ والكمي (5) الدقة الرائعة مع عالية الدقة الزمنية باستخدام طابعات الحجم الكبير لتمكين تحليل العلاقة السببية الكمية في سلوك الحيوانات. منذ إعداد هذا يستغل أساسا على دور معروفة جيدا لإزالة التثبيط مثل هيبوكامبال في ثيتا توليد25،30، وهي تمكن سيطرة قوية على العديد من المعلمات للذبذبات ثيتا في سلوك الفئران. دراسات أخرى أقل مسارات التحقيق وأنواع الخلايا من الدوائر مثل هيبوكامبال فيها التلاعب38،39،،من4749،،من5051 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 تكشف عن المزيد من آليات لإيقاع ثيتا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

واستخدمت الكهروضوئية-Cre تدق في الفئران الذكور59، الأسابيع 10-25 عاماً. كانت الفئران تحت الظروف القياسية في منشأة الحيوان وأبقى في دائرة ضوء/الظلام ح 12. جميع الإجراءات تم تنفيذها وفقا للمبادئ التوجيهية الوطنية والدولية، وقد وافقت السلطات الصحية المحلية (لانديسامت für Natur، أومويلت und فيربراوتشيرشوتز، نوردراين-فيستفالن).

1-الفيروسية حقن

  1. أثناء الإجراء بأكمله، اتبع إرشادات السلامة البيولوجية60. ارتداء معطف مختبر وقناع جراحية، هايرنيت، واثنين من أزواج من القفازات.
  2. قطع الأنابيب مع مشرط معقم أو المقص بطول متر واحد تقريبا وأدخله في كتلة حامل حقنه من المضخة وإصلاحه.
    1. ملء الأنبوب تماما مع زيت السيليكون باستخدام المحاقن.
    2. التحقق من ما إذا كانت تظهر فقاعات الهواء في الأنبوب. إذا كان يتم ملاحظة فقاعات الهواء، تعبئة الأنبوب مرة أخرى مع النفط.
    3. إصلاح الغطاس إلى كتلة دافع.
    4. ببطء التقدم دافع نحو كتلة حامل حقنه حتى اللمسات غيض المكبس الأنبوب.
    5. إدراج تلميح المكبس في الأنبوب وتلقائياً نقل كتلة دافع إلى الأمام بسرعة بطيئة بتحديد "صب" في إطار الأوامر ومعدل ضخ منخفضة (مثلاً، 500 nL/دقيقة) حتى تصل إلى كتلة حامل حقنه.
  3. إعداد إبرة حقن (34 ز).
    1. إزالة لوحة الوصل إبرة مع خفض واضح باستخدام دقة حفر/طاحونة متصل إلى قرص قطع. إذا لزم الأمر، استخدم إبرة لإزالة بقايا معدنية من سطح قطع طازجة.
    2. مؤشر ترابط الأنابيب الشعرية (طول 3-4 سم) عن طريق الإبرة.
    3. الصق الإبرة للأنبوب مع سوبر الغراء.
    4. قم بتوصيل إبرة حقن نهاية الأنبوب، الذي يتصل بالمضخة ميكروسيرينجي.
  4. إرفاق الإبرة لصاحب ستيريوتاكسيك.
  5. سحب الهواء حتى مرئياً فقاعة هواء في أنبوب شفاف فوق الإبرة.
  6. تخدير الماوس مع isoflurane 1.5-3% في الأوكسجين. الانتظار حوالي 2-3 دقيقة، ثم تأكيد أن الماوس هو تماما تخديره بتقييم ردها على السؤال أخمص القدمين. طوال عملية جراحية مراقبة التنفس للحيوان وضبط تركيز isoflurane إذا لزم الأمر.
  7. ضع الماوس في الإطار المناظير باستخدام الأشعة باستخدام أصحاب الإذن غير المؤذية.
  8. حماية العينين للماوس مع هلام دهن.
  9. حقن 0.1 مل ليدوكائين intradermally تحت الجلد الرأس 0.01-1 باستخدام المحاقن مل وقنية حقن ز 26.
  10. حلاقة وتطهير رأس الماوس استخدام الحل الإيثانول. ثم البديل الكلورهيكسيدين 2% ثلاث مرات مع الإيثانول لتطهير الموقع الجراحي.
  11. تنفيذ شق خط الوسط استخدام مقص حادة وغرامة تسير بين الجزء الخلفي الأذنين إلى مستوى العينين بريجما وامدا مرئية.
  12. تنظيف الجمجمة بتطبيق ما يقرب من 50 ميليلتر من كلوريد الصوديوم باستخدام المحاقن وجاف مع نسيج ورقة والنفخ هواء.
  13. ضع رأس الماوس عن طريق ضبط مستوى المشبك الآنف دورسو البطني حيث تكون بريجما وامدا على نفس مستوى دورسو البطني (± 0.3 مم).
  14. حفر حفرة أعلاه مرض التصلب العصبي المتعدد (AP 0.98 و L 0.5 مم في إشارة إلى بريجما).
  15. عند هذه النقطة، تذويب قاسمة الفيروس (ينبغي أن تتضمن على الأقل 2 ميليلتر من AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato.WPRESV40) لمدة حوالي 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة (RT).
  16. الطرد المركزي قاسمة في 4,000 تقريبا x ز على RT لمدة 1 دقيقة.
  17. ماصة 2 ميليلتر للفيروس على قطعة من بارافيلم؛ استخدم الجانب محمية سابقا.
  18. غمر غيض إبرة حقن السائل وتسحب بعناية في حوالي 500 nL/دقيقة أثناء مراقبة مستوى السائل. لمنع المص الهواء، وقف الانسحاب قبل الفيروس يتم تناولها تماما. ضبط معدل الانسحاب وفقا للزوجة الحل؛ بمعدل أسرع يمكن تسهيل انسحاب فيروس مع اللزوجة أعلى.
  19. تنظيف الإبرة مع نسيج ورقة.
  20. تحقق من أن الفيروس هو الوارد في الأنبوب والفيروسات والنفط مفصولة فقاعة هواء. علامة مستوى الفيروس في الأنبوب من أجل التحكم في ما إذا كان الفيروس هي التي غرست بنجاح خلال الحقن.
  21. ضع الإبرة أعلاه اوديما وأدخله ببطء في الدماغ عند نقطة الحقن الأولى (AP 0.98، L 0.5 V-5.2، الجانبي 5.5 °).
  22. حقن 450 nL الفيروس بمعدل 100-150 nL/دقيقة انتظر 10 دقيقة بعناية تحريك الإبرة حتى 0.1 ملم والانتظار مدة 5 دقائق أخرى.
    1. تحريك الإبرة حقن النقطة الثانية (AP 0.98، L 0.5 V-4.6) وحقن 450 آخر nL في 100-150 nL/دقيقة.
    2. الانتظار مرة أخرى لمدة 10 دقائق قبل أن ينتقل الإبرة حتى 0.1 مم. انتظر 5 دقائق أخرى قبل إزالة الإبرة.
  23. خياطة الشق مع خياطة "الحرير الأسود مزين" باستخدام عقده مربعة. حرارة الحيوان مع مصباح أحمر لتسريع الانتعاش. إدارة القائمة والايبوبروفين والمضادات الحيوية (0.3 مل اريسينوم (1:4 في كلوريد الصوديوم عقيمة)) يومي 2-3 أيام بعد الجراحة.
  24. قطع الأنبوب فوق علامة تشير إلى مستوى الفيروس. يمكن استخدام الأنبوب لمزيد من الحقن. إعداد إبرة حقن جديدة قبل كل حقنه.
    ملاحظة: هذه الجراحة تستغرق حوالي 1-1.5 ساعة. الحيوان يستيقظ عادة في غضون 5 دقائق بعد الجراحة. الانتظار الحد أدنى الوقت من 6 أسابيع للتعبير محواري كافية ولكن ليس أطول من 5 أشهر قبل تنفيذ عللها المناظير باستخدام الأشعة، حيث تبدأ مستويات التعبير إنقاص حوالي 6 أشهر بعد حقن الفيروس.

2-إعداد الألياف البصرية (الشكل 1A)

  1. استخدام الألياف البصرية المتعدد (105 ميكرون الأساسية، الزجاج يرتدون مع السليكا الأساسية، نا 0.22). قطاع 125 ميكرومتر الكسوة الألياف الأساسية استخدام متجرد في الدقيقة بينما يزال مربوطا الألياف إلى التخزين المؤقت الألياف.
  2. قص الألياف بطول حوالي 2-3 سم باستخدام سكين الماس.
  3. أدخل الألياف في التسليح عصا سيراميك زركونيا (معرف: 126 ميكرومتر). حوالي 0.5-1 ينبغي أن تبرز مم الألياف البصرية من جانب محدب التسليح.
  4. باستخدام إبرة، تطبيق قطره واحدة من الغراء الإيبوكسي على كلا طرفي التسليح ولكن ليس على جانبي التسليح. وبدلاً من ذلك، استخدم سوبر الغراء.
  5. تسمح الغراء لتجف لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  6. البولندية في الجانب المحدب من التسليح استخدام الماس اللف الألياف التلميع الفيلم (3 ميكرومتر الحصى).
  7. اختبار الإخلاص لنقل الضوء باستخدام مقياس طاقة ضوئية.
    1. تعيين الطول الموجي على مقياس الطاقة على نفس الموجه بالليزر المستخدمة.
    2. ضع الحبل التصحيح مع تلميح التي تواجه المركز من أجهزة الاستشعار. طاقة الليزر وقراءة الإخراج الخفيفة من مقياس الطاقة. سجل القيمة.
    3. توصيل الألياف البصرية إلى الحبل التصحيح عن طريق التزاوج الأكمام ووضعه مع غيض الألياف التي تواجه المركز من أجهزة الاستشعار. طاقة الليزر وقراءة الإخراج الخفيفة من مقياس الطاقة. سجل القيمة.
    4. حساب معدل انتقال: تقسيم القيمة الثانية بالقيمة الأولى. إذا كان معدل انتقال أقل من 0.5، تجاهل هذه الألياف، وإلا تستخدم لغرس.
    5. اختبار معدل انتقال العدوى لكل من الألياف قبل غرس.
    6. لتجارب لاحقة، ضبط شدة الضوء الناتج من الليزر لأن معدل انتقال العدوى من الألياف البصرية: تعيين إخراج الضوء من طرف الحبل التصحيح إلى 5-15، مقسوماً على معدل انتقال العدوى تحقيق ناتج نهائي خفيفة من طرف الألياف 5-15 ميغاواط.
      ملاحظة: انظر أيضا الرقم 61 تحضيرا للألياف البصرية.

3-إعداد سلك التنغستن صفائف لطابعات الحجم الكبير التسجيلات (الشكل 1B)

  1. الصق عدة (على سبيل المثال 6) 100 ميكرومتر والسليكا أنبوب أدلة بالتوازي مع الجانب sticky قطعة من الشريط. قص قطعة واحدة، حوالي 4-6 مم، لسلك واحد الصفيف الجمعية.
  2. مؤشر ترابط فورمفار معزول الأسلاك التنغستن ميكرومتر 45 من خلال أنابيب دليل استخدام الملقط.
  3. قطاع ستة معزول المينا غرامة النحاس الترابط الأسلاك (حوالي 5 مم طويل) وسلك تأريض (حوالي 2-3 سم) باستخدام مشرط كشط بعيداً من العزل في كلا طرفي. جندي منهم إلى دبابيس نانوكونيكتور.
  4. قم بتوصيل كل سلك الربط سلك التنغستن واحد استخدام قطره واحدة من الفضة الطلاء موصلة، على التوالي. واسمحوا جافة لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  5. تطبيق الحد أدنى من الأسمنت لتغطية الأسلاك. لا يتم تطبيق الأسمنت على الأسلاك التنغستن، التي سيتم إدراجها في أنسجة المخ أو في الجزء العلوي من نانوكونيكتور. اسمحوا الأسمنت الجاف لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  6. القيام قص زاوي (5-20°) من الأسلاك التنغستن استخدام مقص الفولاذ المقاوم للصدأ صريحا لتمكين غرس موثوقة من الأسلاك أدناه أو أعلاه في المنطقة المتاخمة بطنيا pyramidale الطبقة، حيث السعة ثيتا منخفض جداً للتقدير الدقة الرائعة.
  7. دينسولاتي التلميح (حوالي 2 مم) من السلك الأرض باستخدام مشرط كشط بعيداً من العزل. تعامل مع التمويه وبريسولدير.
  8. الاختيار المحتملة عبر محادثات بين أقطاب رقمية باستخدام متعدد. للقيام بذلك، الاتصال دبابيس رابط المتعدد، الذي يجب أن يتم تعيين إلى وضع قياس المقاومة. تحقق من تركيبات عشوائية من القنوات؛ قراءة على المتعدد أدناه 5 MΩ يشير إلى كبيرة عبر الحديث.
  9. فحص مقاومة كل القطب الأسلاك في استخدام المالحة مقياس مقاومة. قيم مقاومة نموذجية أقل من 100 kΩ.
  10. لتسهيل غرس، الصق أحد الألياف البصرية إلى الصفيف سلك ذلك غيض الألياف على مستوى السلك أقصر ونصيحة الألياف في القرب، ولكن عدم لمس الأسلاك التنغستن. الاحتفاظ زاوية الألياف صغيرة بقدر الإمكان للحيلولة دون تلف الأنسجة أثناء غرس.
    ملاحظة: انظر أيضا الرقم 62 لتلفيق صفائف سلك التنغستن.

4-ستيريوتاكسيك عللها

  1. أداء الأعمال التحضيرية كما هو موضح في الخطوات 1، 6-1، 13.
  2. إزالة النسيج الضام من الجزء العلوي من الجمجمة، ودفع أسفل عضلات الرقبة جيدا بما يقرب من 2 ملم لمنع العضلات القطع الأثرية أثناء التسجيل.
  3. تنظيف الجمجمة باستخدام المحاليل القطن-نصيحة والمالحة، وحفر ثقوب 4 (2 في الجبهة) و 2 أعلاه المخيخ، قطرها 0.8 ملم مكان مسامير الفولاذ المقاوم للصدأ العظام (00-96 x 1/16) للأرض، وتحقيق الاستقرار في عملية الزرع (الشكل 1). ضع المسمار الأرض، متصلاً بأحد الأسلاك النحاسية (حوالي 2-3 سم طول) أعلاه المخيخ.
  4. تغطية الأرضية-المسمار تماما مع الأسمنت لمنع العضلات التحف خلال التسجيلات الكهربية. بناء أسمنت حلقة ربط جميع المسامير (الشكل 1E).
  5. أداء اوديما أعلاه على غرس الجانب (الحصين، AP-1.94، 1.4 لتر، 1.4 V إشارة إلى بريجما). تطبيق حوالي 5 ميليلتر من كلوريد الصوديوم العقيمة على سطح أنسجة المخ.
  6. انخفاض ببطء سلك الصفيف باستخدام ستيريوتاكسيس في اوديما. لتسجيلات الوحدوي، زرع مجس سيليكون بدلاً من أسلاك صفيف63؛ منعا للتحف الخفيفة أوبتويليكتريك، زرع الألياف البصرية بشكل منفصل في قرن آمون مع تلميح الألياف تواجه عدم مباشرة التحقيق (الشكل 1 --أنا). للتحقيق في تنسيق الرائعة بين نصفي الكرة الأرضية، زرع ألياف بصرية إضافية في منطقة CA1 هيبوكامبال contralateral.
  7. تطبيق حوالي 5 ميليلتر من زيت الشمع السائل الحار/البارافين، يسخن عند 70 درجة مئوية، مع حقنه فوق موقع زرع لحماية أنسجة المخ.
  8. تطبيق الأسمنت حول الصفيف الأسلاك وتغطية الجمجمة بالأسمنت.
  9. تطبيق قطره واحدة من التمويه على أسلاك بريسولديريد والمراجع الأرض والسلك بريسولديريد متصل بالمسمار الأرض على سبيل المثال باستخدام إبرة، والصمامات الأسلاك باستخدام ماكينة لحام.
  10. تغطية السلك كامل الأرض بالأسمنت.
  11. إدارة 0.3 مل اريسينوم (1:4 في العقيمة كلوريد الصوديوم) والقائمة والايبوبروفين (5 ملغ/مل) بعد الجراحة، وعلى الأقل بعد يومين. عادة ما يستيقظ الماوس ضمن 15 دقيقة بعد عملية جراحية. حرارة الحيوان مع مصباح أحمر لتسريع الانتعاش.
  12. مراقبة وزن الماوس يوميا في الأسبوع الأول بعد الجراحة، أو حتى الوزن مستقر. الوزن يجب أن لا تتجاوز 10% من وزن الماوس المسجلة قبل الجراحة. للإسراع في تحقيق الاستقرار في الوزن، توريد الماوس مع الغذاء الرطب والحليب المكثف خلال الأيام الأولى التالية للجراحة.
  13. لتسجيل النشاط الخلوي هيبوكامبال خلال الرائعة، زرع مجس سيليكون في قرن آمون (AP-1.94، 1.4 لتر، 1 الخامس، مع تخفيض اللاحقة) كما هو موضح في الرقم 62 (الشكل 1 --أنا). زرع الألياف البصرية في الحصين في AP-3، 1.4 لتر، V 1.6، 39 ° والذيلية روسترال. زرع ألياف بصرية إضافية في مرض التصلب العصبي المتعدد (AP +0.98، L 1، V 3.9, 15 ° الجانبي) إذا كان المطلوب هو تنشيط خلية سوماتى.

5-أوبتوجينيتيك التحفيز والحصول على البيانات الكهربية

  1. روض الماوس لتسجيل الإعداد (مثلاً، دورات 15 دقيقة، ودورات 1-2 يوميا لمدة 3 أيام). دراسة سلوك الحيوان قبل البدء بالتجارب الأولى. إذا كان الماوس يتحرك في الدائرة، استكشاف البيئة، واستنشاق، وأداء ريرينجس، و ما إلى ذلك، تبدأ الدورة التجريبية الأولى.
  2. ضع الماوس في دائرة مألوفة في غياب الحيوانات الأخرى في نفس الغرفة.
  3. إرفاق الصمام المرحلة الرأس باستخدام الشريط اللاصق لتتبع موقف الحيوان. تأكد من أن ضوء الصمام هو الملتقطة بواسطة الكاميرا طوال الفترة أن الحيوان هو استكشاف في دائرة التسجيل قبل بدء التجارب. تسجيل في الظلام من أجل تعقب على ضوء الصمام. ضع كاميرا أعلاه دائرة التسجيل.
  4. تحقق من إخراج الضوء من الحبل التصحيح. تقدير ناتج الضوء من طرف الألياف بعد اتصال تبعاً لمعدل انتقال العدوى من الألياف مزروع. ضمان أن الإخراج الخفيفة من غيض الألياف ما بين 5-15 ميغاواط، لتمكين الرائعة موثوق بها.
  5. قم بتوصيل المضخم هيدستاجي موصل مزروع مزمن. قم بتوصيل سلك التصحيح اليافي الألياف هيبوكامبال مزروع مزمن لتجارب التحفيز أوبتوجينيتيك. في تجارب التحفيز الخفيفة التحكم، الاتصال الألياف البصرية التسليح دمية متصلة بسماعات الرأس.
  6. ضع الماوس في دائرة التسجيل.
  7. قم بفتح البرنامج للتحكم في مولد حافزا لإنشاء البروتوكول التحفيز.
  8. قم بتحديد القناة الذي يتحكم بالليزر والعسف 473 شمال البحر الأبيض المتوسط. في الصف الأول أدخل 3,000 mV (العمود 1)، الوقت 30 مللي ثانية (العمود 2)، mV القيمة 0 (العمود 3)، وقت 112 مرض التصلب العصبي المتعدد (العمود 4)، صف 840 تكرار، والمجموعة 1 تكرار، لإنشاء بروتوكول 2 دقيقة من التحفيز 7 هرتز مع نبضات طويلة 30 مللي ثانية. ضبط المدة الزمنية في العمود الرابع وعدد التكرار الصف إذا كان مطلوباً التحفيز على تردد آخر أو مدة مختلفة. ميغاواط حدد 0 الصف الثاني في (العمود 1)، الوقت ح 500 (العمود 2)، كرر الصف 1، والفريق أكرر 1، لضمان أن الليزر هو يجري مغلقا بعد أن تم إنهاء بروتوكول التحفيز.
  9. انقر فوق "ملف > حفظ باسم" وحفظ الملف باسم المطلوب.
  10. أؤكد أن مشجعا TTL إخراج تحريك الليزر متصلاً بالمجلس "الوشق الرقمية" التناظرية الإدخال لمزامنة الحصول على الكهربية والبيانات أوبتوجينيتيك.
  11. بدلاً من ذلك، تنظيم باراميتريكالي مدى تغير التردد التذبذب ثيتا، تطبيق القطارات من نبضات الضوء في اختلاف النبض بين الفواصل الزمنية، مع فترات بعد توزيع غاوسي. تعديل تشتت نبض بين الفواصل الزمنية لبروتوكولات مختلفة، مثلاً، من الخطوة2من 3.2 إلى 15.1 ms. وتنطبق هذه البروتوكولات لتوليد الحقبات ثيتا مع تقلب مختلفة من تواتر ثيتا (الشكل 6).
  12. قم بفتح البرنامج لنظام التسجيل. انقر فوق "ACQ" للحصول على "تفصيل" لتسجيل. الانتظار قبل البدء بتحفيز الضوء لتسجيل سلوك خط الأساس (مثلاً، 2 دقيقة لاسترداد سرعة خط الأساس أو 30 دقيقة لاستخراج حقول الأساس للمكان).
  13. قم بفتح البرنامج للتحكم في مولد التحفيز. انقر فوق "ملف > فتح" وقم بتحديد الملف البروتوكول الاختيار. انقر فوق "تحميل وابدأ" للبدء في تحفيز الضوء.
    ملاحظة: يمكن مسح التجربة، والتحفيز بدأت عن طريق التحكم عن بعد؛ ويستثنى من ذلك تأثير وجود المجرب على سلوك الحيوان. حسب هدف الدراسة، يمكن بدأت التحفيز وإنهاؤها خلال سلوكيات معينة.

6-نهج موحد أوبتوجينيتيك الرائعة وتثبيط الخاصة بالإسقاط من إخراج هيبوكامبال

  1. التعبير عن ChR2 في جابايرجيك مرض التصلب العصبي المتعدد الخلايا الفلطائية الضوئية-Cre الفئران، كما هو موضح في المقطع 1.
  2. وباﻹضافة إلى ذلك، ضخ ما مجموعة 2.4 ميليلتر من CamKIIα التابعة هالورهودوبسين (eNpHR3.0، AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH) في نصفي هيبوكامبال الظهرية (AP-1.7؛ L ± 1.05؛ V-2.05-و 1.4 مم؛ AP-1.7؛ L ± 1.7؛ V-2.05 و-1.55 مم؛ AP-2.3؛ L ± 1.5؛ V-2.2-و 1.3 مم؛ AP-2.3؛ L ± 2.2؛ V-1.65-و 2.45 مم).
  3. تسمح 6 أسابيع وقت التعبير.
  4. زرع مجموعة سلك تنغستن مع الألياف البصرية في منطقة CA1 هيبوكامبال، كما هو موضح في القسم 4. بالإضافة إلى ذلك، زرع الألياف البصرية على الصعيد الثنائي في حاجز الأفقي (LS، ل 0.25 V، AP 0.1 مم-2.250، ووكالة اسوشييتد برس 0.5 لتر-0.3، V مم-2.70).
  5. القيام بتجارب الرائعة ثيتا أوبتوجينيتيك كما هو موضح في الخطوات 5.4 5.5.
    1. لتثبيط متزامنة هيبوكامبال الإخراج LS، يولد جيل تحفيز بروتوكول: مثلاً، يؤدي ظهور قناة المخرجات متصلة s الليزر 15 والعسف نانومتر 593 مع نبض مستمر دائم في المجموع 45 ق، قبل تحريك الإخراج البقول إلى 473 نانومتر الليزر والعسف.
    2. قم بتوصيل كل الألياف في LS عبر الحبال التصحيح استخدام مقرنة الألياف بصرية لليزر والعسف نانومتر 593 ألياف المتعدد.
    3. بدء التسجيل وتحميل وتشغيل بروتوكول التحكم في توليد الحافز.

7-معالجة البيانات

  1. تحويل الإشارات الكهربية ووضع بيانات التعقب مع إدارة البيانات العصبية (ND) إلى صيغ dat. و.pos، على التوالي64.
  2. الحصول على طابعات الحجم الكبير تصفية تمرير المنخفضة وأسفل-أخذ العينات من إشارة واسعة النطاق لهرتز 1,250 باستخدام مدير ND66.
  3. في كل تسجيل، حدد القناة مع السعة القصوى ثيتا ذبذبات (باستخدام نيوروسكوبي)19.
  4. الكشف عن الطوابع الزمنية نبضات الليزر والحقبات التحفيز لعتبة الكشف عن خوارزمية (استخدام MATLAB الدالة findpeaks.m أو ما شابه ذلك)11.
  5. لاستيراد ملف.dat في برنامج تحليل بيانات المتعددة القنوات، انقر فوق "ملف > استيراد"، حدد "ملفات ثنائية" كنوع البيانات، وحدد الملف.dat. في مربع الحوار تكوين، قم بإدخال العدد الصحيح من القنوات ومعدل أخذ عينات هرتز 1,250، انقر فوق "موافق"، وحفظ كملف.smr. ارسم أطياف الطاقة عن طريق تحديد "تحليل > جديد نتيجة عرض > بوويرسبيكتروم". في الإعدادات، قم بتحديد القناة مع السعة ثيتا أعلى وحجم الاتحاد الفرنسي للتنس 16,384، انقر فوق "جديد"، وتعرف بأنها "وقت بدء" بداية العصر التحفيز واعتبارها "وقت الانتهاء" نهاية عصر التحفيز، وانقر فوق "عملية".
  6. حساب الدقة الرائعة كنسبة كثافة الطاقة التراكمي الطيفي (PSD) ضمن نطاق التردد التحفيز أوبتوجينيتيك (التحفيز تردد ± 0.5 هرتز)، إلى مديرية الأمن العام التراكمي في الفرقة ثيتا (5-12 هرتز) مع أسلوب مولتيتابير (شمال غرب = 3، حجم الإطار 8,192) للحقبات s 10 (مثلاً، أدوات < http://chronux.org/>).
  7. استبعاد الحقبات تسجيل ذروة مديرية الأمن العام السائد فيها ≤ 5 هرتز من التحليل (العهود غير ثيتا، استخدام MATLAB الدالة find.m).
  8. ارسم نقطية أطياف الطاقة طابعات الحجم الكبير لجميع الأزمان المسجلة وفقا للدقة الرائعة محسوبة (باستخدام MATLAB وظائف sortrows.m و pcolor.m). تحميل أطياف الطاقة والرائعة الإخلاص بواسطة النقر فوق "> فتح ملف"، تخزين تلبيتها، متغير "نوع الطاقة" = sortrows(In,1)؛ pcolor(Power(:,2:end)).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

ويتضح استهداف ChR2 للخلايا جابايرجيك في مرض التصلب العصبي المتعدد كما هو موضح في المقطع 1 في الشكل 2 ألف. أوبتوجينيتيك الحث على محاور عصبية خلايا جابايرجيك مرض التصلب العصبي المتعدد في الحصين الظهرية عبر ألياف بصرية التي يتم زرعها فوق منطقة CA1 انتراينس الذبذبات ثيتا في تواتر الحافز في عن (الشكل 2) فضلا عن كونترالاتيرال نصف الكرة الأرضية (الشكل 2). يمكن أن يكون أكثر أو أقل كفاءة العالق الذبذبات ثيتا ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هنا عرضنا منهجية متاحة على نطاق واسع انتراين والحصول على ذبذبات ثيتا هيبوكامبال في سلوك الحيوان. وهذا النهج يمكن أن تكون مفيدة لإجراء دراسات لدالات ثيتا الإيقاع في تجهيز المعلومات والسلوك. وتشمل الجوانب الحرجة لهذا الأسلوب: (1) اختيار أوبسين واستهداف ChR2 إلى محاور عصبية من مرض التصلب العصبي المتعدد الخلايا في قرن آمون، ميزات الأجهزة البصرية والكهربائية (2) قوية للتجميعات الصفيف مزروع أسلاك الألياف البصرية لضمان استمرار التحفيز وطابعات الحجم الكبير تسجيل في التصرف الفئران، (3) تطبيق مبلغ الأمثل للضوء على ترددات ثيتا، وال...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

نود أن نشكر جورباتى ماريا لمساعدة الخبراء في تحليل البيانات وجينيفر كفرمان للتعليقات على المخطوطة. هذا العمل كان يدعمها الأوقيانوغرافية الألمانية (DFG؛ نيوروكوري Exc 257، والمعارف التقليدية، ووكالة اسوشييتد برس؛ برنامج الأولوية 1665، 1799/1-1(2)، برنامج هيسينبيرج، 1799/2-1، وكالة اسوشييتد برس)، المؤسسة الألمانية-الإسرائيلية للبحث العلمي والتطوير (GIF؛ أنا-1326-421.13/2015، المعارف التقليدية) وبرنامج العلوم البشرية الحدودية (هفسب؛ RGY0076/2012، والمعارف التقليدية).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
الفئران الكهروضوئية Creمختبر جاكسونB6 ؛ 129P2-Pvalbtm1 (cre) Arbr / J
الاسم < / strong> الشركة < / strong> رقم الكتالوج < / strong> تعليقات < / strong>
Surgery < / u >
StereotaxisDavid Kopf Instruments ، Tujunga ، CA ، الولايات المتحدة الأمريكيةموديل 963تجسيمية للحيوانات الصغيرة فائقة الدقة
لقم الثقب ، 0.8 ممBijoutil ، Allschwil ، سويسرا49080HM
0.01-1 مل حقنةبراون ، Melsungen ، ألمانيا9161406V
Cannulas StericanBraun26 G ، 0.45x25 mm BL / LB
مقص ناعم وحادFine Science Tools Inc. ، فانكوفر ، كندا14060-09
ملقطأدوات العلوم الدقيقة Inc.11210-10Dumont AA - ملقط مطلي بالإيبوكسي
مقص من الفولاذ المقاوم للصدأ بلانتFine Science Tools Inc.14018-14
محطة لحامWeller Tools GmbH ، Besigheim ، ألمانياWSD 81
ErythromycinRotexmedica GmbH ، Trittau ، ألمانياPZN: 10823932مسحوق 1g لمحلول التسريب
Name< / strong><strong>Company< / strong> Catalog NumberComments
مضخة البصريات الوراثي< / u>
هاميلتونمضخة PHD Ultra ، جهاز هارفارد ، هوليستون ، ماساتشوستس ، الولايات المتحدة الأمريكيةنموذج 703008حقنة فائقة PHD مع آلية دفع / سحب
هاميلتون 5 & مايكرو ؛ L حقنة ، 26 مقياسPHD Ultra ، هارفارد موديلجهاز 75 RN SYR
هاميلتون 5 & مايكرو ؛ L الغطاسPHD الترا ، هارفارد موديل75 RN SYR
الأنابيبفيشر العلمية ، بيتسبرغ ، الولايات المتحدة الأمريكيةPE 20القطر الداخلي 0.38 مم (.015 بوصة) ، القطر الخارجي 1.09 مم (.043 بوصة)
قنيات StericanBraun ، Melsungen ، ألمانيا27 جم ، 25x0.40 مم ،
/ مطحنة دقيقةحادة Proxxon ، Wecker ، Luxemburgfbs 240 / e
Cutting أقراصProxxonNO 28812
Cre القناة المعتمدة على rhodopsinPenn Vector Core ، فيلادلفيا ، بنسلفانيا ، الولايات المتحدة الأمريكيةAV-1-18917Pاسم البناء: AAV2 / 1.CAGGS.flex.ChR2.tdالطماطم ، العيار: 1.42x1013 vg / ml
Cam kinase المعتمد على halorhodopsinPenn Vector CoreAV-1-26971Pاسم البناء: eNpHR3.0 ، AAV2 / 1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH ، العيار: 2.08_1012 vg / ml
الألياف البصرية متعددة الأوضاعThorLabs ، داخاو ، ألمانياFG105LCA0.22 NA ، Low-OH ، & Oslash ؛ 105 وميكرو ؛ m Core ، 400 - 2400 نانومتر
الطويق عصا السيراميكمنتجات الألياف الدقيقة ، Milpitas ، CA ، الولايات المتحدة الأمريكيةCFLC126السيراميك LC MM الطويق ، ID 126um
ورق تلميعThorlabsLF3D6 "× 6" الماس اللف (تلميع) ورقة
مقياس الطاقةThorlabsPM100Dوحدة التحكم في عداد الطاقة والطاقة المدمجة Thorlabs PM100D ، رقمي 4 "LCD
متعدد الأوضاع الألياف البصرية مقرنةThorlabsمقرنة FCMM50-50A-FC1x2 مم ، نسبة انقسام 50:50 ، 50 وميكرو ؛ m GI Fibers ، FC / PC
الألياف البصرية التصحيح الحبلThorlabsFG105LCA CUSTOM-MUCحسب الطلب ، بطول 3 أمتار ، مع أنابيب واقية ، الأنابيب: FT030 ، الموصل 1: FC / PC ، الموصل 2: 1.25 مم (LC) السيراميك الطويق
كم منتجات الألياف الدقيقة ، Milpitas ، CA ، الولايات المتحدة الأمريكيةADAL1الأكمام التزاوج المنفصلة الخزفية ل & Oslash ؛ 1.25 مم (LC / PC) حلقات
473 نانومتر DPSS ليزرLaserglow Technologies ، تورنتو ، أونتاريو ، كنداR471005FXLRS-0473 Series
593 نانومتر DPSS ليزرLaserglow TechnologiesR591005FXLRS-0594 Series
MC_Stimulus IIأنظمة متعددة القنوات ، رويتلينجن ، ألمانياSTG 4004
وحدة تكييف المعاوقةNeural microTargeting في جميع أنحاء العالم ، بودوين ، الولايات المتحدة الأمريكيةICM
NameCompanyCatalog NumberComments
Electrophysiology
Tungsten WiresCalifornia Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USACFW001095440 & micro; م ، 99.95٪
أنابيب شعريةOptronics1068150020ID: 100.4 & micro ؛ م
Omnetics nanoconnectorOmnetics Connector Corporation ، مينيابوليس ، الولايات المتحدة الأمريكيةA79038-001
مساميرBilane ، D & uuml ؛ سلدورف ، ألمانيا00-96x1 / 16سيليكون من الفولاذ المقاوم
للصدأ NeuroNexus Technologies ، آن أربور ، ميشيغان ، الولايات المتحدة الأمريكيةB32
HeadstageNeuralynx ، Bozeman ، مونتانا الولايات المتحدة الأمريكيةHS-8مصغرة مصغرة مكاسب وحدة الرأس مكبرات
الطلاء الموصل الفضيكونراد الإلكترونيات ، ألمانيا530042
التدفق السائلFelder GMBH L & ouml ؛ ttechnik, Oberhausen, GermanyLö tö l STDIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LEDNeuralynxHS-LED-Red-omni-10V
NameCompanyCatalog NumberComments
Software
MATLABMathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus برنامجمتعدد القنوات ، إدارة
NDManager ، http://neurosuite.sourceforge.net
برنامج تحليل البيانات متعدد القنواتCambridge Electronic Design Limited ، كامبريدج ، GBSpike2
أداة مضخة جهاز حفر مسبار الصوت البيانات الفيزيولوجية العصبية للأنظمة Klusters http://neurosuite.sourceforge.net ، Hazan et al. ، 2006 برنامج نظام التسجيل Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah

المراجع

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521(2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson's disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson's disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563(2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159(2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568(2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49(2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , Springer Science. Series Neuromethods (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, American Journal of Physics. (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

2
أوبتوجينيتيك الرائعة للذبذبات ثيتا هيبوكامبال في التصرف الفئران
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.