مقالة منهجية

تحديد نوع الخلايا العصبية مع أوبترودي زجاج في الفئران مستيقظا أوبتوجينيتيكس

DOI:

10.3791/57781

⸱

يونيو 28, 2018

 ,  ,  , 
1Department of Physiology, Kanazawa Medical University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويدخل هذا العمل وسيلة لأداء وحدة-أوبتوجينيتيك واحد تسجيل موثوق من ماوس مستيقظا استخدام أوبترودي من زجاج مصنوعة خصيصا.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مصدر قلق كبير في علم الأعصاب كيف مختلف أنواع الخلايا العصبية تعمل في الدوائر العصبية. وقد مكنت التقدم الذي أحرز مؤخرا في أوبتوجينيتيكس تحديد نوع الخلايا العصبية في فيفو التجارب الكهربية في مناطق واسعة من الدماغ. في تجارب أوبتوجينيتيكس، أنها حاسمة بالنسبة لإيصال الضوء إلى موقع التسجيل. ومع ذلك، من الصعب غالباً ما يسلم على ضوء التحفيز في المناطق العميقة من الدماغ من سطح الدماغ. وبخاصة، من الصعب على ضوء التحفيز للوصول إلى مناطق الدماغ العميق عند الشفافية الضوئية من سطح الدماغ منخفض، كما الحال بالنسبة لتسجيلات من الحيوانات مستيقظا غالباً. هنا، نحن تصف طريقة لتسجيل استجابات سبايك للضوء من ماوس مستيقظا استخدام أوبترودي من زجاج مصنوعة خصيصا. في هذا الأسلوب، يتم تسليم الضوء من خلال تسجيل الزجاج الكهربائي حيث أنه من الممكن أن تحفز موثوق العصبية مسجل مع الضوء في المناطق العميقة من الدماغ. هذا النظام أوبترودي مصنوعة خصيصا ويتألف من مواد متاحة وغير مكلفة وسهلة لتجميع.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الجهاز العصبي المركزي يتكون من أنواع مختلفة من الخلايا العصبية، التي لها وظائف مختلفة. كيف تعمل هذه الأنواع المختلفة من الخلايا العصبية داخل الدائرة العصبية أحد الشواغل الرئيسية في علم الأعصاب. ومع ذلك، في العديد من مناطق الدماغ، كان من المستحيل التمييز بين أنواع الخلايا العصبية في التسجيلات في فيفو الأنشطة الكهربائية لأنه لا يوجد أي اختلاف واضح في الإشارة الكهربائية سبايك نفسها، مع بعض الاستثناءات. التقدم الذي أحرز مؤخرا في أوبتوجينيتيكس جعلت اختراق1،2. استخدام الحيوانات المعدلة وراثيا التي يتم التعبير عن أوبسين حساسة للضوء (مثلاً، تشانيلرهودوبسين-2) في أنواع معينة من الخلايا العصبية، أصبح من الممكن التمييز بين أنواع الخلايا العصبية في كفاءة في فيفو تسجيلات3، 45،،6. في هذه الحيوانات، متحمسون الخلايا العصبية مع opsin حساسة للضوء بإعطاء المنبهات الخفيفة خلال التسجيلات الكهربائية، ولكن لا تكون الخلايا العصبية الأخرى. الخلايا العصبية أوبسين-إيجابية، ولذلك بسهولة تتميز عن سائر أنواع الخلايا العصبية بردودهم على ضوء.

في تجارب أوبتوجينيتيكس، أنها حاسمة بالنسبة لإيصال الضوء إلى موقع التسجيل. كطريقة غير الغازية، كثيرا ما يوجه الضوء من سطح الدماغ. ومع ذلك، لأنه يقلل القوة على ضوء ما يذهب من خلال أنسجة المخ، من الصعب أن تحفيز مناطق الدماغ العميقة من السطح في الدماغ. وبخاصة، من الصعب على ضوء التحفيز للوصول إلى مناطق الدماغ العميق عند الشفافية الضوئية من سطح الدماغ منخفض، كما الحال بالنسبة لتسجيلات من الحيوانات مستيقظا غالباً. وكثيراً ما تم إجراء التجارب الكهربية على الحيوانات تخديره لحركة الجسم يسبب الضوضاء في التسجيلات. كما هو موثق جيدا، إلا أن التخدير المعروف لتغيير الاستجابات العصبية7،،من89،10. وبالتالي، من الضروري استخدام الحيوانات مستيقظا من أجل دراسة الاستجابات العصبية دون آثار التخدير الاصطناعي. على عكس التجارب مع الحيوانات تخديره، تتم التسجيلات الكهربية بعد الشفاء من جراحة في التجارب مع الحيوانات مستيقظا. أثناء الفاصل الزمني بين الجراحة والتسجيلات، الإفرازات الأنسجة كثيرا ما يتراكم على سطح الدماغ ويجعل الشفافية الضوئية من سطح الدماغ منخفضة.

هنا، نحن تصف طريقة لتسجيل تسجيلات وحدة واحدة من ماوس مستيقظا استخدام أوبترودي من زجاج مصنوعة خصيصا. في هذا الأسلوب، يتم تسليم الضوء من خلال تسجيل الزجاج الكهربائي حيث أنه من الممكن أن تحفز موثوق العصبية مسجل مع الضوء في المناطق العميقة من الدماغ. هذا النظام أوبترودي مصنوعة خصيصا ويتألف من مواد متاحة وغير مكلفة وسهلة لتجميع.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وتتم جميع الإجراءات وفقا للمبادئ التوجيهية من "المجتمع اليابانية الفيزيولوجية" ومع الموافقة على الحيوان رعاية اللجنة كانازاوا الطبية جامعة.

1-بناء على حامل أوبترودي الزجاج

ملاحظة: لإنشاء حامل أوبترودي زجاج، حامل قطب تجاري يستخدم (الشكل 1A).

  1. بلطف سحب أنبوب الصلب للتحكم في الضغط من فوهة الحامل.
  2. بالحفر وتوسيع ثقب الجانب المقعد دبوس في برميل حامل. جعل الحفرة 3 مم وقطرها 12 مم في العمق.
  3. وضع أنابيب الفولاذ المقاوم للصدأ (3 مم في القطر 0.5 مم في السمك و 8 مم في الطول؛ الشكل 1A 2) في الحفرة.
  4. إدراج سيراميك تقسيم الحفرة الأكمام التزاوج للحلقات, ومم ⌀2.5 (1A الشكل1).
  5. إصلاح ماسورة صاحب القطب إلى وصلة على شكل L مع لاصق الإيبوكسي.
  6. جعل الثقوب (3 مم في القطر) في وصلة وإرفاقه مناور بمسامير.

2-رئيس مرحلة ما بعد التثبيت

  1. تعد وظيفة رئيس مبنية خصيصا لفاصل حلبة المجلس. جعل فاصل عمودي مجلس الدائرة إلى شكل كوبويدال مع قطع طحن ومقطعة 2 وظيفة الرأس مع رأي (الشكل 1B). تسطيح الجزء السفلي من وظيفة الرأس مع قطع طحن.
  2. إعداد الحيوانات المحورة وراثيا الذي أعرب فيه عن أوبسين حساسة للضوء في نوع معين من الخلايا العصبية للدراسة. في هذا العمل، استخدام الماوس المحورة وراثيا (الفئران ChR2 فجأت) الذي يعرب عن الخلايا العصبية المثبطة تشانيلرهودوبسين-2 (ChR2)11 .
  3. تخدير الحيوان مع خليط من 0.3 ملغ/كغ ميديتوميديني و 4.0 مغ/كغ من الميدازولام 5.0 مغ/كغ من بوتورفانول داخل الإدارة. للتأكد من أن الحيوان تم تخديره تماما، اختبار ردود أفعاله إلى الذيل معسر.
  4. ضع الماوس في إطار ستيريوتاكسيك على وسادة تدفئة. تنظيف الإطار ستيريوتاكسيك والتدفئة لوحة بالكحول 70% مقدما. وضع الأسنان في الحفرة الشريط لدغة، وتشديد طفيفة المشبك الآنف. إصلاح كلا الجانبين من الرأس باستخدام أشرطة الإذن. عند الرأس ثابتة بشكل صحيح بأشرطة الإذن، تشديد المشبك الآنف. تطبيق مرهم العيون إلى العيون.
  5. الحلاقة جلد الرأس مع مقص صغير وتنظيف فروة الرأس مع مسحه القطن من غلوكونات الكلورهيكسيدين. قبل الجراحة، تعقيم جميع الأدوات الجراحية ورأس آخر مع اﻷوتوكﻻف (121 درجة مئوية، 15 دقيقة).
  6. قص فروة الرأس على طول خط الوسط مع المقص ودفعها جانبا. جعل الشق من الجزء الخلفي الرأس إلى العيون (حوالي 20 مم). إزالة في السمحاق مع مسحه القطن مغموسة في الكحول 70% وجاف في الجمجمة.
  7. إرفاق منصب رئيس المناول. ضع منصب رئيس شقة في الجمجمة حول بريجما استخدام المناول.
  8. مزيج مركب (4 قطرات)، ومحفِّز (قطره 1)، والبوليمر (1 ملعقة صغيرة) من الأسمنت الأسنان على طبق صغير هو مبردة في الثلاجة مسبقاً. وضع الأسمنت الأسنان (أقل من 1 غ) أمامي والعظم الجداري الجمجمة لإصلاح هذا المنصب الرئيسي في الجمجمة.
  9. بعد أن يصبح الأسمنت الأسنان الثابت، إزالة الماوس من الإطار ستيريوتاكسيك. وضع مرهم مضاد حيوي على البشرة المكشوفة. إدخال خصم ميديتوميديني (0.3 مغ/كغ) والمضادات الحيوية (أوكسي تتراسيكيلين؛ 20 مغ/كغ). وضع ورصد الماوس على لوحة الحرارة في قفص حتى أنه يصحو، وإعادته إلى قفص إسكان.
  10. بيت الحيوان في قفص إسكان فردية مع بعض الأجهزة في تخصيب اليورانيوم. تغيير الورقة الحيوان الفراش يوميا الحفاظ على نظافة القفص ومنع العدوى. ترصد بدقة ما إذا كان هذا الحيوان يظهر أي علامة على عدم الراحة. تطبيق ليدوكائين على الجرح إذا كان يشتبه بأي ألم. ميلوكسيكام إدارة أو والايبوبروفين مرة كل 24 ساعة عن 48 ساعة بعد كل رئيس بعد جراحات التثبيت واوديما. يمكن إعطاء الليدوكايين المحلية بالإضافة إلى ذلك إذا لم تكن كافية الأدوية المضادة للالتهاب.

3-التأقلم

  1. (الحد الأدنى) بعد يومين التعافي من التخدير، تأقلم الحيوانات للدولة رئيس--الثابتة في دائرة التسجيل. إجراء دورات التأقلم لمدة 5 أيام على الأقل.
  2. خلال دورات التأقلم، وضع الحيوان في دائرة تسجيل مع منصب رئيس ثابت المشبك مبنية خصيصا. خلال الدورة، بغية الحد من الحركة، التي تغطي الجسم مع أنبوب نصف راتنج مصنوعة خصيصا (الشكل 1)، استخدام طابعة ثلاثية الأبعاد.
    ملاحظة: في يوم 1، ينبغي أن تكون الدورة التأقلم 5 دقيقة طويلة. فإنه ثم تزداد يوميا إلى 10 و 20, 40، و 60 دقيقة لأيام 2، 3، 4، و 5، على التوالي.
  3. في نهاية كل دورة، إعطاء الحيوان مكافأة غذاء. إذا كان الحيوان تناضل باستمرار خلال التأقلم، توقف الدورة.

4-اوديما

ملاحظة: بعد التأقلم، يرصد اوديما عبر منطقة الدماغ لتسجيل. يتم تنفيذ في اوديما في الإطار ستيريوتاكسيك تحت التخدير، كما مع الرئيس آخر التثبيت. إجراءات ما بعد العملية هو نفسه كالرئيس في مرحلة ما بعد التثبيت.

  1. قبل اوديما، تنظيف الجمجمة مع مسحه القطن بالكحول 70% وغلوكونات الكلورهيكسيدين.
  2. كشط الجمجمة عبر موقع التسجيل مع حفر أسنان بعناية. عندما تصبح العظام رقيقة ما يكفي، قطع عليه مع طرف دون مشرط وإزالته.
  3. وضع الأسمنت الأسنان حول منطقة مكشوفة وتعزيزا للجمجمة.
  4. تغطي منطقة الدماغ مكشوفة مع لاصق السيليكون بعد الأسمنت الأسنان يصبح من الصعب. يتم إجراء جراحة بعد كما هو موضح في الخطوة 2.8.

5-تسجيل الكهربية

  1. السماح للحيوان لاسترداد لمدة يوم واحد على الأقل بعد اوديما قبل إجراء تسجيل الكهربية. ضع الحيوان في قاعة التسجيل بنفس الطريقة التي تم القيام به خلال دورات التأقلم عند بدء تشغيل التسجيل.
  2. جعل الزجاج الماصات من زجاج البورسليكات الشعيرات الدموية (OD = 1.5 ملم، معرف = 0.9 مم، طويلة 90.0 مم) سحبت على ساحبة كهربائي. هو تلميح قطرها 2 – 3 ميكرومتر، ومقاومتهم MΩ 4 – 6 عندما كانت تمتلئ 10 ملم برنامج تلفزيوني. طول مسرى 40-50 ملم. في بعض التسجيلات، تتم إضافة نيوروبيوتين 2% إلى 10 ملم من برنامج تلفزيوني.
  3. إرفاق ماصة زجاجية مليئة بحامل أوبترودي مصنوعة خصيصا.
  4. وضع سلك الفضة Ag-Cl المغلفة (0.2 مم في القطر) ماصة زجاجية. قم بتوصيل الأسلاك الفضية دبوس عبر أسلاك كهربائية مغلفة رقيقة. قم بتوصيل pin هيدستاجي لتسجيل مكبر للصوت.
  5. قم بتوصيل سلك التصحيح الألياف البصرية (الأساسية = 960 ميكرومتر، الكسوة = 1,000 ميكرومتر، غ = 0.63) مع التسليح زركونيا (OD = 2.5 ملم) إلى سبليت التزاوج الأكمام على حامل أوبترودي. ادفع الحبل التصحيح في الأكمام حتى اتصالات غيض التسليح الجزء الخلفي ماصة زجاجية. يسلم الحبل التصحيح الضوء (الطول الموجي = 465 nm) من الصمام. ويسيطر على ضوء LED برنامج تشغيل الصمام قناة واحدة.
  6. إزالة لاصق السيليكون اوديما. وضع حرارة المحلول الملحي (38 درجة مئوية) على سطح الدماغ دورياً لمنع سطح الدماغ من جفاف خلال الدورة تسجيل. إذا لزم الأمر، إزالة في بلده دوراً بالملقط حادة.
  7. إدراج مسرى الزجاج في أنسجة المخ مع مناور. رصد مقاومة قطب كهربائي عندما يتم إدراجها. استبدال الكهربائي عند المقاومة أقل مما كان متوقعا لأنه قد يكون معطوباً غيض مسرى. في عمق الفائدة، البحث وعزل التموج وحدة واحدة عن طريق ضبط العمق في الخطوات 2 إلى 5 ميكرومتر.
  8. بعد وحدة وحيدة منعزلة، تسليم الصمام الخفيفة ومراقبة الاستجابة للمحفزات الخفيفة.
  9. سجل الأنشطة العصبية بعد تحديد أنواع الخلايا. إجراء التسجيلات ح 2 – 3. إذا كان يتم إجراء التسجيل في أيام متتالية (الحد الأقصى من أيام 2)، تغطي اوديما مع لاصق سيليكون. عند الانتهاء من التسجيل، وهو التضحية بالحيوان، استرداد منصب رئيس ووضعها في الأسيتون تغسل وإعادة استخدامها.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

في الشكل 2، قمنا بدراسة آثار حجم تلميح وطول الماصات الزجاجية على طاقة الضوء في غيض الماصات (الشكل 2 أ-ب). تم قياس قوة الضوء بعداد طاقة ضوئية وضع 1 ملم بعيداً عن الحافة. تم تعيين طول كامل إلى 50 ± 2 مم عند اختلاف حجم تلميح، بينما تم تعيين حجم تلميح إلى 2.5 ميكرون عند تفاوت طول كامل. وكان تعيين عرقوب ماصة زجاجية إلى 8 مم. سلطة خفيفة على طرف تتراوح من 3 – 5 ميغاواط (يعني ± التنمية المستدامة؛ الش...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أوبتوجينيتيكس أصبحت أداة قوية في علم الأعصاب. وقد استخدمت لتحديد الخلايا العصبية محددة أنواع في فيفو ، فضلا عن التلاعب بأنشطة محددة المسارات العصبية. توضيح الأنشطة العصبية من مختلف أنواع الخلايا العصبية تعزز فهم إليه الدوائر العصبية. هنا، نحن أثبتت طريقة لإيصال الضوء إلى موقع التسجيل عن طريق قطب زجاج في IC مستيقظا ChR2 فجأت الفئران.

وهناك العديد من الخطوات الهامة في الطريقة الموضحة. أولاً، شرط لاستخدام الحيوانات مع تعبير كافية ومحددة من أوبسينس في الخلايا العصبية المستهدفة. لتحديد الا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب تؤيدها الجمعية اليابانية لتعزيز العلوم كاكينهي منحة JP16K11200 وح 17 02223، والمنحة لتمويل البحوث من كانازاوا الطبية جامعة S2016-8 و C2017 3. ونشكر يوهيتشي كودا لدعمه في أخذ الصور.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
حامل القطبالكهربائي الجهاز الجزيئيحامل ماصة 1-HL-Uلمضخم القطب الكهربائي
الصغير غلاف التزاوج المنفصل الخزفيThorlabsADAF1f2.5 مم الطويق
فاصل لوحة الدوائرTeishin DenkiSPA-320f8.0 مم ، بطول 20.0 مم
إطار مجسم للفئرانNarishigeSR-6M-HTأدوات تجسيمية للفئران
مناورNarishigeNAمناور يدوي
SuperbondSun MedicalM: 204610557أسمنت راتنج لاصق للأسنان
Form2FormlabsNAطابعة ثلاثية الأبعاد
Kwik-SilWPIKWIK-SILلاصق سيليكون منخفض السمية
الشعيرات الدموية الزجاجية البورسليكاتNarishigeGD-1.5OD 1.5 مم ، معرف 0.9 مم ، طول 90.0 مم
عدسات دوريك السلك التصحيح من الأليافالبصرية MFP_960 / 1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5سلك تصحيح أحادي الألياف البصرية ، OD ، 2.5 مم ، النواة = 960 مم ، الكسوة = 1000 مم ، NA = 0.63
عدسات دوريكLEDLEDC-1B_FCطول الموجة المركزية = 465 نانومتر ، طاقة الإخراج = 45 ميجاوات (Core 960 مم 0.63 NA) سائق
LEDعدسات دوريكLEDRV_1CH_10001 قناة سائق LED ، الحد الأقصى للإخراج = 1000 مللي أمبير
مجتذب القطب الكهربائيNarishigePB-7مجتذب زجاج ماصة زجاجي مزدوج
شعريزجاجي NarishigeGD-1.5شعرية زجاجية من البولسليكات ، OD ، 1.5 مم ، ID ، 0.9 مم ، 90.0 مم
طول GENTACINMSD CO.،LTD مرهم مضاد حيوي
185711173 Terramycin & reg ؛ -LAZoetisG 333Oxytetracycline
Tg (Slc32a1- COP4 * H134R / EYFP) 8Gfng / Jجاكسون لابرز# 14548VGAT-ChR2 الفئران
Multiclamp 700Bالأجهزة الجزيئية2500-0157مضخم القطب الكهربائي
المتصلة المرحلة الدقيق

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K. Targeting neural circuits. Cell. 165 (3), 524-534 (2016).
  2. Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216(2015).
  3. Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
  4. Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757(2016).
  5. Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
  6. Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099(2009).
  7. Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
  8. Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
  9. Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
  10. Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
  11. Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
  12. Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
  13. Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
  14. Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
  15. Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
  16. LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
  17. Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
  18. Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

VGAT Channelrhodopsin II

مقالات ذات صلة