مقالة منهجية

مكافحة القوارض السلوكية اختبار لتقييم العجز الوظيفي الناجم عن زرع ميكروليكترودي في القشرة الحركية الفئران

DOI:

10.3791/57829

⸱

أغسطس 18, 2018

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Advanced Platform Technology Center, Rehabilitation Research and Development, Louis Stokes Cleveland Department of Veterans Affairs Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Case Western Reserve University

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أظهرنا أن غرس ميكروليكترودي في القشرة الحركية الفئران يسبب العجز الحركي فورية ودائمة. الأساليب المقترحة هنا الخطوط العريضة جراحة زرع ميكروليكترودي وثلاث مهام السلوكية القوارض توضيح التغييرات المحتملة في الدالة موتور غرامة أو الإجمالي بسبب الأضرار التي تسببت في زرع للقشرة الحركية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الأجهزة الطبية مزروع في المخ من إمكانات هائلة. كجزء من نظام واجهة الجهاز الدماغ (BMI)، ميكرويليكتروديس إينتراكورتيكال إثبات القدرة على تسجيل إمكانات العمل من الفئات الفردية أو الصغيرة من الخلايا العصبية. قد استخدمت بنجاح مثل هذه الإشارات المسجلة السماح للمرضى إلى الواجهة مع أو التحكم في أجهزة الكمبيوتر وأطرافه الروبوتية وأطرافه الخاصة بهم. ومع ذلك، أظهرت الدراسات السابقة على الحيوانات أن زرع ميكروليكترودي في الدماغ لا يضر الأنسجة المحيطة فحسب بل يمكن أن يؤدي أيضا إلى عجز وظيفي. وهنا، نحن نناقش سلسلة من الاختبارات السلوكية التحديد الكمي للعاهات الحركية المحتملة بعد غرس ميكروليكتروديس إينتراكورتيكال في القشرة الحركية للفئران. الأساليب للشبكة فتح الحقل وسلم عبور، واختبار قوة قبضة توفر معلومات قيمة فيما يتعلق بالمضاعفات المحتملة الناجمة عن زرع ميكرويليكترودي. نتائج اختبار سلوكية ترتبط بعلم الأنسجة نقطة النهاية، تقديم معلومات إضافية عن النتائج المرضية والآثار المترتبة على هذا الإجراء في النسيج المجاور.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

واستخدمت ميكروليكتروديس إينتراكورتيكال أصلاً لخريطة دوائر الدماغ، وتحولت إلى أداة قيمة لتمكين الكشف عن نوايا السيارات التي يمكن استخدامها لإنتاج النواتج الفنية1. يمكن أن تقدم النواتج الفنية الكشف عن الأفراد الذين يعانون من إصابات النخاع الشوكي، والشلل الدماغي، والتصلب العضلي الجانبي (المرض)، أو غيرها من الشروط التي تحد من حركة عنصر التحكم من الكمبيوتر المؤشر2،3 أو إليه (روبوت) ذراع4،،من56، أو استعادة وظيفة إلى بهم ذوي أطرافهم7. ولذلك، برزت التكنولوجيا ميكروليكترودي إينتراكورتيكال كمبشرة بالخير، وتنمو بسرعة الميدان8.

بسبب النجاحات التي ينظر إليها في هذا المجال، تجري الدراسات السريرية لتحسين وفهم أفضل لإمكانيات مؤشر كتلة الجسم التكنولوجيا5،،من910. بتحقيق الإمكانات الكاملة للاتصالات مع الخلايا العصبية في المخ، تعتبر طلبات التأهيل بلا حدود8. على الرغم من وجود قدر كبير من التفاؤل لمستقبل التكنولوجيا ميكروليكترودي إينتراكورتيكال، كما أنها معروفة جيدا أن ميكروليكتروديس تفشل في نهاية المطاف11، ربما بسبب استجابة نيوروينفلاماتوري حاد بعد زرع. غرس مادة أجنبية في الدماغ ينتج الضرر الفوري للأنسجة المحيطة، ويؤدي إلى مزيد من الأضرار الناجمة عن الاستجابة نيوروينفلاماتوري التي تختلف تبعاً لخصائص من زرع12. وباﻹضافة إلى ذلك، زرع في الدماغ يمكن أن تسبب أثرا ميكروليسيون: انخفاض الجلوكوز الأيض يعتقد أن يكون سبب بذمة الحادة ونزيف بسبب الإدراج الجهاز13. وعلاوة على ذلك، جودة الإشارة وطول الفترة الزمنية التي يمكن أن تسجل إشارات مفيدة غير متناسقة، بغض النظر عن نموذج الحيوان11،14،،من1516. أظهرت العديد من الدراسات العلاقة بين نيوروينفلاميشن وميكروليكترودي الأداء17،،من1819. ولذلك، هو توافق آراء المجتمع أن الاستجابة الالتهابية من الأنسجة العصبية التي تحيط ميكروليكتروديس، جزئيا على الأقل، يمس موثوقية القطب.

العديد من الدراسات قد فحصت التهاب المحلية11،20،،من2122 أو استكشاف أساليب للحد من الأضرار في الدماغ الناجم عن الإدراج11،23، 24،25، بهدف تحسين أداء تسجيل على مر الوقت14،26. بالإضافة إلى ذلك، نحن قد أظهرت مؤخرا أن أسباب علاجية المنشأ ضرر ناجم إدراج ميكرويليكترودي في القشرة الحركية للفئران عجز الحركي غرامة فورية ودائمة27. ولذلك غرض البروتوكولات المقدمة هنا إعطاء الباحثين أسلوب كمي لتقييم العجز الحركي ممكن نتيجة صدمات الدماغ بعد زرع والتواجد المستمر لأجهزة إينتراكورتيكال (ميكروليكتروديس في حالة هذه المخطوطة). اختبارات السلوك الموصوف هنا صممت لندف من كل العاهات الدالة الحركية الجسيمة وغرامة، ويمكن أن تستخدم في نماذج عديدة لإصابة في الدماغ. هذه الأساليب هي واضحة، واستنساخه، ويمكن تنفيذها بسهولة في نموذج القوارض. علاوة على ذلك، تسمح الأساليب المقدمة هنا لارتباط السلوك الحركي لنتائج النسيجي، استحقاقا أنه حتى مؤخرا، لم نر الكتاب المنشورة في مجال مؤشر كتلة الجسم. وأخيراً، كما تم تصميم هذه الأساليب لاختبار وظيفة الحركية الدقيقة28، الدالة السيارات الإجمالي29، والإجهاد والقلق السلوك29،30، الأساليب المعروضة هنا يمكن أيضا تنفيذها في مجموعة متنوعة من نماذج إصابة في الرأس حيث تريد الباحثون أن القاعدة بها (أو في) أي عجز وظيفة الحركة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

جميع إجراءات وممارسات رعاية الحيوان كانت وافقت عليها وتنفيذها وفقا للويس ستوكس كليفلاند الإدارة من قدامى المحاربين في الشؤون الطبية مركز الحيوان الرعاية المؤسسية واستخدام لجان.

ملاحظة: لتوعية الباحثين بشأن القرار حول الاستخدام نموذج إصابة طعنه كعنصر تحكم، ينصح باستعراض العمل الذي أنجزه بوتر et al. 21.

1-ميكروليكترودي غرس إجراء العمليات الجراحية

  1. إعداد الحيوانات قبل العمليات الجراحية
    1. تخدير الحيوان في دائرة التعريفي استخدام إيسوفلوراني (2-4%). بينما تحت التخدير، ترصد باستمرار الحيوان باستخدام نظام قياس حيوي لرصد معدل ضربات القلب ومحتوى الأكسجين الدم.
    2. نقل الحيوانات إلى مخروط الآنف مواصلة المخدر. تحت الجلد (ميدان) حقن السيفالوسبورينات المضادات الحيوية، مثل سيفازولين (25 ملغ/كغ) وغير الستيرويدية المضادة للالتهابات، مثل والايبوبروفين (5 مغ/كغ) لمنع العدوى وإدارة الألم، على التوالي.
    3. تحرر تطبيق مرهم العيون إلى العيون للحيوان لمنعها من التجفيف.
    4. باستخدام مقص أظافر الحيوانات الصغيرة، تقليم أظافر لمنع الحيوان من الخدش خياطة الجروح أثناء التئام الجرح. ضمان أن الأظافر لا يتم قص قصيرة جداً، وهذا يمكن أن يؤدي إلى الألم والنزيف للحيوان.
    5. يحلق رأس الحيوان تماما من وراء الأذنين إلى بين العينين استخدام المتقلب الكهربائية أسلاك شائكة.
    6. تقديم من تسكين محلية مع حقن مربعا من bupivacaine (0.3 مل من 0.125% bupivacaine المخفف من حل الأسهم) في الجزء العلوي من الرأس للحيوان في منطقة الشق.
    7. جبل الحيوان في إطار ستيريوتاكسيك، باستخدام أشرطة الإذن للحفاظ على الرأس من التحرك أثناء الجراحة. ضع مياه المتداولة تدفئة وسادة تحت الحيوان للحفاظ على درجة الحرارة الداخلية للحيوان.
    8. تطبيق ثني عقيمة، مثلاً، وافق مؤسسياً العقيمة من البلاستيك، لعزل ميدان العمليات الجراحية.
    9. فرك المنطقة الجراحية باستخدام حل تدين بتناوب ويدعك الايزوبروبانول.
    10. إجراء رشة إصبع القدم وفقا للبروتوكول المؤسسي للتأكد من الحيوان تحت الطائرة الجراحية.
  2. إعداد الحيوانات لغرس
    1. إنشاء شق ما يقرب من 1 في أسفل خط الوسط تعريض الجمجمة باستخدام شفرة المبضع رقم 10. إزالة السمحاق استخدام قضيب القطن ذات الرؤوس بصراحة، والتوقف عن استخدام أي النزيف وسادة شاش. التراجع عن الأنسجة المحيطة باستخدام مقاطع التمساح ونظيفة ويذوي في الجمجمة مع بيروكسيد الهيدروجين.
    2. ضع بضع قطرات من لاصق النسيج المستندة إلى cyanoacrylate في الجمجمة المكشوفة لتحسين الأسمنت الأسنان الترابط في خطوات لاحقة.
    3. في نصف الكرة الغربي الذي اخترته، علامة المنطقة القشرة الحركية المقابلة للحركة فوربو حوالي 3 مم الأفقي لخط الوسط و 2 مم عرفت بريجما عن طريق إنشاء نك في العظام.
    4. إزالة جزء من الجمجمة استخدام حفر أسنان نصيحة مدورة 1.75 ملم، ومع أخذ اعتبار خاص لا للحفر بسرعة كبيرة جداً أو عميقا جداً ودعم يدا واحدة على الإطار ستيريوتاكسيك. وينبغي تطبيق التدريبات في الجمجمة بشكل متقطع لتجنب ارتفاع درجة حرارة31.
    5. وتعكس دوراً استخدام اختر دوراً مدمن مخدرات غرامة 45°.
    6. تنظيف أي استخدام النزيف قضيب القطن ذات الرؤوس والمالحة، مع الحرص على عدم مباشرة على اتصال سطح الدماغ.
  3. إدراج ميكروليكترودي في القشرة الحركية
    1. عناية جبل ميكرويليكترودي معقمة في حامل العالمي على الإطار ستيريوتاكسيك، مع أخذ الحذر لا على نتوء عرقوب القطب. ضمان أن موصل واجهة هيدستاجي القطب إيمانا راسخا حوزة صاحب.
      ملاحظة: هنا، استخدمت غير وظيفية ميشيغان على غرار سيليكون عرقوب قطب قياس ميكرومتر µm x 15 2 مم × 123، وعرقوب كان إدراجها باستخدام الملقط غرامة.
    2. باستخدام ميكرومانيبولاتورس على الإطار ستيريوتاكسيك، بعناية ضع غيض مسرى اوديما مفتوحة.
    3. السفلي بلطف مسرى حوالي 2 مم في الدماغ باستخدام ميكرومانيبولاتورس كدليل قياس (اعتماداً على اختيار القطب، إدراج الآلي في المعدلات التي تسيطر عليها قد تكون المطلوبة.) أخذ الحيطة والحذر لتجنب أي المفرج وضوحاً كلما كان ذلك ممكناً. بمجرد مسرى في المكان، بعناية تحرير الموصل من صاحب العالمي وسحب الذراع الإدراج.
    4. بعناية قم بتنظيف أي نزيف من حولها الكهربائي باستخدام المحاليل القطن ذات الرؤوس والمالحة.
    5. إغلاق اوديما حول مسرى مزروع باستخدام سيليكون الاستومر.
    6. إصلاح مسرى في الجمجمة باستخدام الأسمنت الأسنان.
    7. مرة واحدة الأسمنت جافة تماما، تجمع حواف الشق في الجزء الأمامي والخلفي للإسمنت هيدكاب وخياطة لهم إيقاف تشغيل.
  4. الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية
    1. السماح للحيوان لاسترداد في مياه تعميم التدفئة لوحة مع الاستمرار في رصد العلامات الحيوية. تجنب استخدام مصابيح الحرارة درجة الحرارة من المصابيح من الصعب السيطرة عليها، ويمكن أن أسخن الحيوانات.
    2. وبمجرد الحيوان مستيقظا تماما، نقل الحيوان إلى قفص نظيف مع سهولة الوصول إلى الغذاء والماء.
    3. خلال الأيام التالية للجراحة 1-3، تزويد الحيوانات بالمضادات الحيوية السيفالوسبورينات مربعا (25 ملغ/كغ) و للالتهابات غير الستيرويدية (5 مغ/كغ) لمنع العدوى وإدارة آلامهم.
    4. مراقبة الحيوانات يوميا لعلامات الألم أو الانزعاج أو النزيف، تغير الوزن أو خياطة القضايا من خلال 5 يوم على الأقل بعد العمليات الجراحية.

2-الاختبار السلوكية

  1. لكل اختبار السلوك، اختبار الحيوانات 2 x كل اختبار في الأسبوع السابق لجراحة زرع قطب كهربائي لحساب نتائجهم الأساس قبل الجراحة. وبعد الجراحة، السماح للحيوانات للراحة لمدة أسبوع واحد قبل بدء الاختبار x 2 في الأسبوع في كل اختبار السلوك. ينبغي أن تستخدم شروط الاختبار متسقا طوال فترة الدراسة لما قبل وبعد الجراحة اختبار للتقليل من آثار الإجهاد على الأداء، مما قد يؤدي إلى مقياس للقلق على حد سواء.
    1. تنظيف المعدات كل اختبار مع المعقمات المستندة إلى ثاني أكسيد كلور في البداية كل دورة الاختبار وبعد كل الحيوانات.
    2. فيلم حقل مفتوح الشبكة وسلم الاختبار. تتطلب هذه الاختبارات كاميرا فيديو (1080p، الحد الأدنى من 15 إطارا في الثانية، مجال الرؤية قطري 78°)، كمبيوتر محمول، وغرفة لتخزين بيانات الفيديو.
    3. في بداية كل يوم الاختبار، جلب الحيوانات إلى غرفة الاختبار والسماح لهم بتأقلم لمدة 20 دقيقة على الأقل قبل بدء الاختبار. ينبغي أن تكون الغرفة الخفيفة والتحكم في درجة الحرارة، ونفس الموظفين ينبغي استكمال جميع التجارب. ومن الناحية المثالية، سيتم استخدام نفس الغرفة لجميع الحيوانات طوال فترة اختبار مع أية تغييرات إلى الغرفة.
    4. استخدام الأغذية المكافآت لتشجيع الحيوانات لإكمال المهام، لا سيما من خلال تدريب سلم. الحبوب أو قطع صغيرة من رقائق الموز أو المفرقعات تقديم مكافآت جيدة.
    5. تطبيع جميع العروض اختبار أسبوعية لعشرات قبل الجراحة لكل الحيوانات الفردية (المعادلة 1).
      المعادلة 1:figure-protocol-1
  2. فتح حقل اختبار الشبكة
    ملاحظة: اختبار الشبكة فتح الحقل تم بناؤه داخل المنظمة وقد قيد تشغيل مساحة 1 م2 مع الجدران الجانبية كامد ارتفاع 40 سم تقريبا. أسفل تشغيل سطح الشبكة مقسمة إلى 9 مربعات متساوية من الجانب السفلي باستخدام الشريط (الشكل 1أ). الكاميرا تسجيل محمل بشكل دائم فوق مركز الشبكة على السقالات.
    1. لبدء الاختبار الميداني فتح الشبكة، وضع الحيوان في مركز الشبكة التي تواجه بعيداً عن المختبر.
    2. السماح للحيوان لتشغيل بحرية لمدة 3 دقائق أثناء تسجيل فيديو.
    3. عند اكتمال هذا الحيوان اختبار، إزالة الحيوان من الشبكة وإعادته إلى القفص. تنظيف الشبكة جيدا بالمعقمات المستندة إلى ثاني أكسيد الكلور.
    4. اختبار كل الحيوانات 1 x كل اختبار اليوم.
    5. تحليل عدد خطوط الشبكة عبر الحدود والمسافة الإجمالية سافر والسرعة القصوى للحيوان كالمقاييس الدالة السيارات الإجمالي باستخدام فيديو تتبع البرمجيات.
      ملاحظة: تم قياس كمية البيانات المعروضة هنا يدوياً من الباحثين المدربين، ولكن من المفضل استخدام وضعت مؤخرا داخل المنظمة تتبع خوارزمية32.
  3. اختبار سلم
    ملاحظة: الاختبار سلم بنيت داخل المنظمة ويتألف من الجدران الجانبية واضحة اﻷكريليك 2، كل 1 متر في الطول، متصلة بواسطة الدرجات قطرها 3 مم متباعدة في 2 سم عن بعضها البعض (الشكل 2أ). سلم الاختبار هو اختبار مهارات، ويتطلب بالتالي 1 أسبوع تدريب قبل تسجيل عشرات الأساس قبل الجراحة. البروتوكول المتعلق بالتدريب والاختبار هو نفسه.
    1. نقل الحيوانات إلى قفص عقد نظيفة مؤقت لبدء اختبار سلم.
    2. إعداد السلم حيث أنه يسد أقفاص 2. بداية نهاية السلم تقع في قفص نظيف، ونهاية النهاية تقع في قفص الحيوان المنزلية لتكون بمثابة حافز لإكمال التشغيل.
    3. ضع كاميرا الفيديو نفسه (أو ما شابه) على ترايبود في مركز للسلم. ينبغي وضع الكاميرا في ارتفاع درجة والسماح لسلم كله أن نرى.
    4. مع كاميرا الفيديو قيد التشغيل، عقد الحيوان إلى خط البداية في السلم، السماح ببراثنهم الجبهة اللمس درجة أولى.
    5. السماح للحيوان بعبور السلم في وتيرتها. في الوقت الذي انقضى بين اللحظة مخلب الحيوان يمس الدرجة الأولى وخط النهاية في الثالث إلى آخر درجة ستحدد الوقت الحيوان بالعبور.
    6. إذا كان الحيوان يستدير على السلم أو عدم التحرك لمدة 20 ثانية، النظر في الحيوان فشل التشغيل. تعيين الحيوانات عقوبة نقاط الوقت لكل فشل تشغيل. تحديد وقت عقوبة الأداء الأبطأ المسجلة خلال اختبار جراحة قبل27.
    7. السماح لكل الحيوانات عبر سلم 5 x كل يوم مع حوالي 1 دقيقة في بقية الفترات الفاصلة بين كل تشغيل اختبار.
    8. متوسط 3 يعمل أسرع يوميا كمقياس وظيفة الحركية الدقيقة. بالإضافة إلى ذلك، سجل عدد مرات كل من الجبهة الكفوف زلات قبالة الدرجات استخدام فيديو تتبع البرمجيات.
      ملاحظة: تم قياس كمية البيانات المعروضة هنا يدوياً من الباحثين المدربين، ولكن من المفضل استخدام خوارزمية تتبع داخلية وضعت مؤخرا استخدام دونا et al. 32.
  4. اختبار قوة قبضة
    1. معايرة مقياس قوة قبضة قبل كل جلسة الاختبار، وقياس القوة في غرام.
    2. ضع مقياس قوة قبضة على حافة منضدة مع المقاود قبضة امتدت للكلمة.
    3. السماح للحيوان للاستيلاء على المقاود مع كل آثار أقدام الجبهة بينما يمسك الحيوان بقاعدة الذيل (الشكل 3أ).
    4. مرة واحدة لدى الحيوان من أحكام قبضتهم مع كل مخلب، سحب الحيوان بعيداً عن المتر من قاعدة الذيل مع قوة بطيئا ومطردا.
    5. تسجيل الحد الأقصى من قبضة قوة تمارسها الحيوانات التي يتم عرضها على التكنولوجيا الرقمية الإنتاج من خلال مقياس قوة قبضة.
    6. اختبار كل الحيوانات 3 x كل اختبار اليوم مع حوالي 2 دقيقة في بقية الفترات الفاصلة بين كل اختبار.
    7. كمقياس وظيفة الحركية الدقيقة، تسجيل وقوة قبضة الحد الأقصى الإخراج من كل من المحاكمات 3 في المتوسط.

3-مرحلة ما بعد السلوكية البروتوكول

  1. بعد اختبار جميع السلوكية (على سبيل المثال، 8-16 أسبوعا بعد غرس)، تخدير الحيوانات شدة استخدام الكيتامين (160 ملغ/كغ) وإكسيلازيني (20 مغ/كغ)، ترانسكارديالي نتخلل لهم، والحصاد على العقول والبرد-شريحة منهم، ووصمة عار الأنسجة استخدام علامات المناعي لقياس الاستجابة الخلوية المحيطة بموقع غرس33،34،35،36،،من3738.

4. تحليل إحصائي

ملاحظة: يقترح إجراء تحليل طاقة المرتقب بشدة لأي دراسات تسعى للإجابة على سؤال معين لبحث. تحليل السلطة، التي يبلغ عدد الحيوانات اللازمة لتحقيق دلالة إحصائية لتصميم دراسة معينة، ينبغي أن يستند إلى فرضية بحثية خاصة، تصميم التجربة، وحجم الأثر المقدر وتقلب العلاجات المقصود، جيدا حجم التأثير المطلوب لتحقيق جدوى علاجية أو علمية.

  1. إجراء التحليلات الإحصائية باستخدام البرامج الإحصائية المشتركة.
  2. جدولة إحصائيات وصفية وعرضها كمتوسط ± الخطأ القياسي.
  3. تحليل الأداء السلوكي [في حقل مفتوح الشبكة (الخطوة 2، 2) وسلم (الخطوة 2، 3)، وقبضة قوة الاختبار (الخطوة 2.4)] عند كل نقطة وقت التنزيلات لمقارنة مراقبة المجموعات مقابل مزروع باستخدام اختبار t عينة اثنين. النظر في كل نقطة وقت التنزيلات تدبير مستقل.
  4. قياس أداء طولية باستخدام نموذج خطي أثر مختلطة. يحدد الأسبوع والمجموعة العوامل والحيوانات تجريبية متداخلاً ضمن المجموعة كأثر عشوائي. يتم استخدام تحليل تباين (ANOVA) لتحديد مدى تأثير عامل مع مستوى الأهمية 0.05 < p .
  5. مقارنة الأداء سلم مع إيمونوجلوبين ز (IgG) كثافة استخدام تحليل انحدار خطي. حساب معامل الارتباط بطريقة بيرسون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام الأساليب المعروضة هنا، جراحة زرع ميكروليكترودي في القشرة الحركية هو المكتمل التالية الإجراءات المعمول بها39،40،41،42، متبوعاً بالاختبار الميداني فتح الشبكة تقييم الدالة الحركية الجسيمة وسلم وقبضة تعمل قوة اختبار لتقييم السيارات الجميلة27. كان اختبار وظيفة الحركة المكتملة 2 x أسبوعيا لجراحة بعد 16 أسبوعا في الحيوانات مزروع، مع أي ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

البروتوكول الواردة هنا قد استخدمت لقياس فعالية وتكاثر العجز الحركي كل خير وإجمالي في نموذج لإصابة في الدماغ القوارض. بالإضافة إلى ذلك، فإنه يسمح للترابط بين السلوك الحركي غرامة النسيجي النتائج التالية غرس ميكرويليكترودي في القشرة الحركية. الطرق سهلة لمتابعة، وغير مكلفة لإعداد، ويمكن تعديلها لتناسب الاحتياجات الفردية للباحث. علاوة على ذلك، اختبار السلوك لا تسبب ضغطاً شديدا أو الألم للحيوانات؛ بدلاً من ذلك، يعتقد الباحثون الحيوانات نما للتمتع بممارسة والمكافآت التي جاءت مع الاختبار. اقترحت دراسات سابقة أن تلف القشرة الحركي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هذه الدراسة وأيده في الجزء "استعراض جائزة الجدارة" #B1495-R (كابادونا) وجائزة الوظيفي المبكر الرئاسية للعلماء والمهندسين (بيكاس، كابادونا) من "الولايات المتحدة" (الولايات المتحدة) إدارة "المحاربين القدماء شؤون التأهيل البحوث" و خدمة التنمية. بالإضافة إلى ذلك، هذا العمل كان في الجزء التي يدعمها المكتب من مساعد وزير الدفاع "الشؤون الصحية" عن طريق "الأقران استعرض الطبية برنامج البحوث" تحت "رقم الجائزة" W81XWH-15-1-0608. المحتويات لا تمثل وجهات نظر حكومة الولايات المتحدة أو إدارة شؤون قدامى المحاربين في الولايات المتحدة. المؤلف يود أن يشكر الدكتور هيرويوكي Arakawa في "صميم سلوك القوارض كورو" لقيادته في تصميم واختبار بروتوكولات السلوكية القوارض. الكتاب أيضا يود أن يشكر جيمس دريك وكيفن تالبوت من كورو الإدارة الميكانيكية وهندسة الطيران للمساعدة في تصميم وتصنيع اختبار سلم القوارض.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
فئران Sprague Dawley ، ذكر ، 201-225 جرامنظام تخدير Charles RiverCD
Compac5Vetequip901812
قادين كهربائيةWahl9918-6171
إطار تجسيميDavid Kopf Instruments1760
Gaymar وسادة مياه ساخنة ومضخةBraintree Scientific Inc  ؛ TP-700
لاصق الأنسجة Vetbond3M07-805-5031
مثقاب الأسنانPearson DentalO60-0045
Dura pickأدوات العلوم الدقيقة10064-14
قطب كهربائي دقيق لعرقوب السيليكونصنع داخليا في مركز كليفلاند فيرجينيا الطبيN / A
KwikCast سيليكون مطاطللأدواتالدقيقة العالميةKWIK-CAST
Teets الأسمنت للأسنان  أنظمة AM525000
كاميرا ويب HD Pro c920Logitec960-000764
مقياس قوة القبضةهارفارد565084
Minitab 17 البرنامج الإحصائيMinitab Inc
اختبار شبكة المجال المفتوحصنع داخليا في جامعة كيس ويسترن ريزيرفغير
سلمصنع داخليا في القضية جامعة ويسترن ريزيرفN / A
أرنب مضاد للفئران IgG الأجسام المضادةBio-Rad618501
صناعي جهاز متاح اختبار

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Donoghue, J. P. Bridging the brain to the world: a perspective on neural interface systems. Neuron. 60 (3), 511-521 (2008).
  2. McFarland, D. J., Sarnacki, W. A., Wolpaw, J. R. Electroencephalographic (EEG) control of three-dimensional movement. Journal of Neural Engineering. 7 (3), 036007(2010).
  3. Wolpaw, J. R., McFarland, D. J. Control of a two-dimensional movement signal by a noninvasive brain-computer interface in humans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (51), 17849-17854 (2004).
  4. Bell, C. J., Shenoy, P., Chalodhorn, R., Rao, R. P. Control of a humanoid robot by a noninvasive brain-computer interface in humans. Journal of Neural Engineering. 5 (2), 214-220 (2008).
  5. Collinger, J. L., et al. High-performance neuroprosthetic control by an individual with tetraplegia. The Lancet. 381 (9866), 557-564 (2013).
  6. Hochberg, L. R., et al. Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm. Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).
  7. Ajiboye, A. B., et al. Restoration of reaching and grasping movements through brain-controlled muscle stimulation in a person with tetraplegia: a proof-of-concept demonstration. The Lancet. 389 (10081), 1821-1830 (2017).
  8. Bowsher, K., et al. Brain-computer interface devices for patients with paralysis and amputation: a meeting report. Journal of Neural Engineering. 13 (2), 023001(2016).
  9. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Direct cortical control of 3D neuroprosthetic devices. Science. 296 (5574), 1829-1832 (2002).
  10. Taylor, D. M., Tillery, S. I., Schwartz, A. B. Information conveyed through brain-control: cursor versus robot. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 11 (2), 195-199 (2003).
  11. Jorfi, M., Skousen, J. L., Weder, C., Capadona, J. R. Progress towards biocompatible intracortical microelectrodes for neural interfacing applications. Journal of Neural Engineering. 12 (1), 011001(2015).
  12. Anderson, D. J. Penetrating multichannel stimulation and recording electrodes in auditory prosthesis research. Hearing Research. 242 (1-2), 31-41 (2008).
  13. Pourfar, M., et al. Assessing the microlesion effect of subthalamic deep brain stimulation surgery with FDG PET. Journal of Neurosurgery. 110 (6), 1278-1282 (2009).
  14. Hermann, J. K., et al. Inhibition of the cluster of differentiation 14 innate immunity pathway with IAXO-101 improves chronic microelectrode performance. Journal of Neural Engineering. , (2018).
  15. Bedell, H. W., et al. Targeting CD14 on blood derived cells improves chronic intracortical microelectrode performance in chronic modified state of neuroinflammation. Biomaterials. 163, 163-173 (2018).
  16. Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 48-67 (2015).
  17. Rennaker, R. L., Miller, J., Tang, H., Wilson, D. A. Minocycline increases quality and longevity of chronic neural recordings. Journal of Neural Engineering. 4 (2), 1-5 (2007).
  18. Saxena, T., et al. The impact of chronic blood-brain barrier breach on intracortical electrode function. Biomaterials. 34 (20), 4703-4713 (2013).
  19. Kozai, T. D., et al. Effects of caspase-1 knockout on chronic neural recording quality and longevity: insight into cellular and molecular mechanisms of the reactive tissue response. Biomaterials. 35 (36), 9620-9634 (2014).
  20. Biran, R., Martin, D., Tresco, P. Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays. Experimental Neurology. 195 (1), 115-126 (2005).
  21. Potter, K. A., Buck, A. C., Self, W. K., Capadona, J. R. Stab injury and device implantation within the brain results in inversely multiphasic neuroinflammatory and neurodegenerative responses. Journal of Neural Engineering. 9 (4), 046020(2012).
  22. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  23. Gunasekera, B., Saxena, T., Bellamkonda, R., Karumbaiah, L. Intracortical recording interfaces: current challenges to chronic recording function. ACS Chemical Neuroscience. 6 (1), 68-83 (2015).
  24. Villalobos, J., et al. Preclinical evaluation of a miniaturized Deep Brain Stimulation electrode lead. Conference Proceedings: Annual International Conferences of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2015, 6908-6911 (2015).
  25. Zhong, Y., Bellamkonda, R. V. Controlled release of anti-inflammatory agent alpha-MSH from neural implants. Journal of Controlled Release. 106 (3), 309-318 (2005).
  26. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), e3565(2012).
  27. Goss-Varley, M., et al. Microelectrode implantation in motor cortex causes fine motor deficit: implications on potential considerations to brain computer interfacing and human augmentation. Scientific Reports. 7, 15254(2017).
  28. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
  29. Bailey, K. R., Crawley, J. N. Anxiety-related behaviors in mice. Methods of Behavior Analysis in Neuroscience. Buccafusco, J. J. , CRC Press. Boca Raton, FL. chapter 5 (2009).
  30. Prut, L., Belzung, C. The open field as a paradigm to measure the effects of drugs on anxiety-like behaviors: a review. European Journal of Pharmacology. 463 (1-3), 3-33 (2003).
  31. Shoffstall, A. J., et al. Potential for thermal damage to the blood-brain barrier during craniotomy procedure: implications for intracortical recording microelectrodes. Journal of Neural Engineering. , (2017).
  32. Dona, K. R., et al. A novel single animal motor function tracking system using MATLAB's computer vision toolbox to assess functional deficits. Journal of Visualized Experiments. , Under Review (2018).
  33. Ereifej, E. S., et al. Implantation of neural probes in the brain elicits oxidative stress. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. , (2018).
  34. Ereifej, E. S., et al. The neuroinflammatory response to nanopatterning parallel grooves into the surface structure of intracortical microelectrodes. Advanced Functional Materials. , (2017).
  35. Ravikumar, M., et al. The roles of blood-derived macrophages and resident microglia in the neuroinflammatory response to implanted intracortical microelectrodes. Biomaterials. 0142-9612 (35), 8049-8064 (2014).
  36. Potter-Baker, K. A., et al. A comparison of neuroinflammation to implanted microelectrodes in rat and mouse models. Biomaterials. 34, 5637-5646 (2014).
  37. Nguyen, J. K., et al. Influence of resveratrol release on the tissue response to mechanically adaptive cortical implants. Acta Biomaterialia. 29, 81-93 (2016).
  38. Ravikumar, M., et al. The effect of residual endotoxin contamination on the neuroinflammatory response to sterilized intracortical microelectrodes. Journal of Materials Chemistry B. 2, 2517-2529 (2014).
  39. Potter, K. A., Simon, J. S., Velagapudi, B., Capadona, J. R. Reduction of autofluorescence at the microelectrode-cortical tissue interface improves antibody detection. Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 96-105 (2012).
  40. Potter, K. A., et al. Curcumin-releasing mechanically-adaptive intracortical implants improve the proximal neuronal density and blood-brain barrier stability. Acta Biomaterialia. 10 (5), 2209-2222 (2014).
  41. Nguyen, J. K., et al. Mechanically-compliant intracortical implants reduce the neuroinflammatory response. Journal of Neural Engineering. 11, 056014(2014).
  42. Potter, K. A., et al. The effect of resveratrol on neurodegeneration and blood brain barrier stability surrounding intracortical microelectrodes. Biomaterials. 34, 7001-7015 (2013).
  43. McConnell, G. C., et al. Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration. Journal of Neural Engineering. 6 (5), 056003(2009).
  44. Hamm, R. J., Pike, B. R., O'Dell, D. M., Lyeth, B. G., Jenkins, L. W. The rotarod test: an evaluation of its effectiveness in assessing motor deficits following traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 11 (2), 187-196 (1994).
  45. Teuber, H. L. Recovery of function after brain injury in man. Ciba Foundation Symposium. (34), 159-190 (1975).
  46. Carmel, J. B., Kimura, H., Martin, J. H. Electrical stimulation of motor cortex in the uninjured hemisphere after chronic unilateral injury promotes recovery of skilled locomotion through ipsilateral control. Journal of Neuroscience. 34 (2), 462-466 (2014).
  47. Hayn, L., Koch, M. Suppression of excitotoxicity and foreign body response by memantine in chronic cannula implantation into the rat brain. Brain Research Bulletin. 117, 54-68 (2015).
  48. Marklund, N. Rodent models of traumatic brain injury: methods and challenges. Methods in Molecular Biology. 1462, 29-46 (2016).
  49. Metz, G. A., Whishaw, I. Q. The ladder rung walking task: a scoring system and its practical application. Journal of Visualized Experiments. (28), e1204(2009).
  50. Pajoohesh-Ganji, A., Byrnes, K. R., Fatemi, G., Faden, A. I. A combined scoring method to assess behavioral recovery after mouse spinal cord injury. Neuroscience Research. 67 (2), 117-125 (2010).
  51. Chesler, E. J., Wilson, S. G., Lariviere, W. R., Rodriguez-Zas, S. L., Mogil, J. S. Influences of laboratory environment on behavior. Nature Neuroscience. 5 (11), 1101-1102 (2002).
  52. Crabbe, J. C., Wahlsten, D., Dudek, B. C. Genetics of mouse behavior: interactions with laboratory environment. Science. 284 (5420), 1670-1672 (1999).
  53. Richter, S. H., Garner, J. P., Auer, C., Kunert, J., Wurbel, H. Systematic variation improves reproducibility of animal experiments. Nature Methods. 7 (3), 167-168 (2010).
  54. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  55. Osier, N. D., Dixon, C. E. The controlled cortical impact model: applications, considerations for researchers, and future directions. Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).
  56. Harrison, F. E., Hosseini, A. H., McDonald, M. P. Endogenous anxiety and stress responses in water maze and Barnes maze spatial memory tasks. Behavioural Brain Research. 198 (1), 247-251 (2009).
  57. Jackson, J. R., et al. Reduced voluntary running performance is associated with impaired coordination as a result of muscle satellite cell depletion in adult mice. Skeletal Muscle. 5, 41(2015).
  58. Potter-Baker, K. A., et al. Implications of chronic daily anti-oxidant administration on the inflammatory response to intracortical microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 12 (4), 046002(2015).
  59. Ware, T., Simon, D., Rennaker, R. L., Voit, W. Smart polymers for neural interfaces. Polymer Reviews. 53 (1), 108-129 (2013).
  60. Ecker, M., et al. Sterilization of thiol-ene/acrylate based shape memory polymers for biomedical applications. Macromolecular Materials and Engineering. 302 (2), 160331(2017).
  61. Kozai, T., et al. Reduction of neurovascular damage resulting from microelectrode insertion into the cerebral cortex using in vivo two-photon mapping. Journal of Neural Engineering. 7 (4), 046011(2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة