مقالة منهجية

فحص الأنماط الجينية القطنية لمقاومة النيماتود الرينيفورم

DOI:

10.3791/58577

⸱

مايو 2, 2019

 , 
1Crop Genetics Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

هنا، يتم تقديم بروتوكول للفحص السريع غير المدمر للأنماط الجينية القطنية لمقاومة الديدان الخيطية الرنيومفورمية. ويشمل البروتوكول الفحص البصري لجذور شتلات القطن المصابة بالديدان الخيطية لتحديد استجابة العدوى. ثم يتم نشر تبادل لاطلاق النار النباتية من كل مصنع لاسترداد النباتات لإنتاج البذور.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وهناك حاجة إلى النيماتود reniform سريعة(Rotylenchulus reniformis)بروتوكول الفرز لتطوير القطن المقاوم(Gossypium hirsutum)أصناف لتحسين إدارة الديدان الخيطية. وتشمل معظم البروتوكولات استخراج الديدان الخيطية أو البيض من نظام جذر القطن أو التربة القدور لتحديد الكثافة السكانية أو معدل التكاثر. وتستغرق هذه النهج عموما ً وقتاً طويلاً مع تقييم عدد صغير من الأنماط الجينية. ويرد هنا وصف لنهج بديل يتم فيه فحص نظام الجذر بصريا ً للكشف عن عدوى الديدان الخيطية. ويشمل البروتوكول تلقيح شتلات القطن بعد 7 أيام من الزراعة مع الديدان الخيطية فيرميفورم وتحديد عدد الإناث المرتبطة بنظام الجذر بعد 28 يوما من التلقيح. يتم التعبير عن البيانات كعدد الإناث لكل غرام من الوزن الجذر الطازج لضبط للتغير في نمو الجذر. ويوفر البروتوكول طريقة ممتازة لتقييم مقاومة النبات المضيف المرتبطة بقدرة الديدان الخيطية على إنشاء موقع للعدوى؛ ومع ذلك، لا يتم تقييم المقاومة التي تعوق استنساخ الديدان الخيطية. وكما هو الحال مع بروتوكولات الفحص الأخرى، يلاحظ الاختلاف عادة في عدوى الديدان الخيطية بين الأنماط الجينية الفردية داخل التجارب وفيما بينها. وتُعرض البيانات لتوضيح نطاق التباين اتُهم باستخدام البروتوكول. لضبط هذا الاختلاف، يتم تضمين الأنماط الجينية للتحكم في التجارب. ومع ذلك، يوفر البروتوكول طريقة بسيطة وسريعة لتقييم مقاومة النبات المضيف. وقد استخدم البروتوكول بنجاح لتحديد حالات الانضمام المقاومة من G. جمع الجراثيم مشتل وتقييم فصل السكان من أكثر من 300 فرد لتحديد علم الوراثة من المقاومة. كما تم تطوير طريقة انتشار نباتية لاستعادة النباتات من أجل التكاثر المقاوم. بعد إزالة نظام الجذر لتقييم الديدان الخيطية، يتم إعادة زرع تبادل لاطلاق النار الخضري للسماح بتطوير نظام جذر جديد. أكثر من 95٪ من يطلق النار عادة تطوير نظام جذر جديد مع النباتات تصل إلى مرحلة النضج.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

روتيلنشولوس رينيفورميس (لينفورد وأوليفيرا)، ويشار إليها عادة باسم الديدان الخيطية reniform، هي واحدة من الأنواع الرئيسية الديدان الخيطية الطفيلية الموجودة في التربة في جنوب شرق الولايات المتحدة1،2،3. وnematode هو ملزمة، المستقرة شبه endoparasite تتطلب النبات المضيف لإكمال دورة حياتها2،4. فيرميفورم الديدان الخيطية الإناث قبل البالغين تخترق نظام الجذر المضيف لإنشاء موقع تغذية في stele2,3. كما يغذي الديدان الخيطية وينضج، فإن الجزء الخلفي المتبقية خارج الجذر المضيف تنتفخ عندإنتاج البيض، وتشكيل شكل الكلى مميزة (الشكل 1). Rotylenchulus reniformis قادر ة على التغذية على نظام الجذر لأكثر من300 نوع من النباتات، بما في ذلك القطن 4. ويزرع القطن في المرتفعات(Gossypium hirsutum L.) على نطاق واسع في جنوب شرق الولايات المتحدة، ولكن عدم وجود R. أصناف مقاومة النيوروميس تعيق إدارةالديدان الخيطية 2،3. وقد استخدمت استراتيجيات الإدارة مثل معالجة النيماتيكيد والتناوب مع أنواع المحاصيل غير المضيفة للحد من التربة R. الكثافات السكانية reniformis 5،6، ولكن البذور خسائر غلة القطن يمكن أن تتراوح عادة من 1 إلى 5 ٪2. أعراض R. يمكن أن تشمل عدوى النيورومبيس التقزم النباتي، ونمو الجذور المكبوتة، ونقص التغذية، وإجهاض الفاكهة، وتأخر النضج2. ومع ذلك، قد لا تكون الأعراض واضحة بسبب توحيد الأعراض في جميع أنحاء الميدان; لذلك، نُهج تقييم R. هناك حاجة إلى عدوى الرينيفورميس لتحديد وتطوير أصناف القطن المرتفعات المقاومة. تقييم R. ويعتبر مقاومة النيوروميس في القطن صعبة7، لأن نظام الجذر المصاب قد يبدو طبيعيا على الرغم من أن النبات قد تظهر أعراض العدوى8.

يلزم وضع بروتوكول فعال لفحص الديدان الخيطية لتحديد R. [رنفورمس] انضمامات مقاومة من القطن [جرمبلازم] تجميع, وللتعيين من المقاومة علم وراثة ل هذا انضمامات. ومن شأن هذا البروتوكول أن يساعد في نقل جينات المقاومة إلى القطن في المرتفعات. وقد استخدمت أساليب مختلفة للاختبار البيولوجي لتقييم R. reniformis العدوى في القطن8،9،10،11،12،13،14،15. وبوجه عام، استخدم نهجان رئيسيان لتحديد R. الرنيوموجينية القطنية المقاومة. النهج الأكثر استخداما ينطوي على استخراج البيض و / أو الديدان الخيطية من النباتات المصابة أو التربة8،11،12،14،15. وتشمل المنهجية العامة لهذا النهج زراعة البذور للأنماط الجينية القطنية الفردية في الأواني المنفصلة، مما يسمح للشتلات بالتطور لمدة 7 إلى 14 يوماً، وتلقيح الشتلات عن طريق إضافة خليط من المراحل الفيرميفورمية من R. الرنبيفورمإلى التربة، والسماح للنيماتودس لتصيب نظام الجذر لمدة 30 إلى 60 يوما. بعد ذلك، يتم استخراج الديدان الخيطية و/أو البيض من نظام الجذر المصاب لكل نبات أو من التربة القدور. ثم يتم تحديد عدد الديدان الخيطية المستخرجة أو البيض لتقدير الكثافة السكانية ومعدل التكاثر، والتي تتم مقارنتها بالتحكم في الأنماط الجينية من أجل تحديد الأنماط الجينية المقاومة.

وهناك نهج بديل، كما هو موضح هنا، ينطوي على فحص مجهري لنظام جذر القطن الذي أصيب بالديدان الخيطية لتحديد عدد الديدان الخيطية الأنثوية الطفيلية الجذور10،16. وعلى غرار النهج الأخرى، تزرع الأنماط الجينية القطنية في أواني منفصلة وتطعيمها بالديدان الخيطية الفيرميفورمية بعد حوالي 7 أيام من الزراعة. في غضون 30 يوما بعد التلقيح ، تتم إزالة نظام الجذر من النباتات الفردية ويتم شطف التربة من الجذور. بعد ذلك، يتم تلوين الديدان الخيطية المرتبطة بنظام الجذر مع تلوين الطعام الأحمر17،ويتم فحص الجذور مجهريًا لتحديد عدد مواقع العدوى مع الأنماط الجينية القطنية المقاومة (التي تم تحديدها على أساس عدد الديدان الخيطية لكل غرام من الجذر) مقارنة مع السيطرة عرضة16. وينطوي هذا النهج الثاني على ميزة زيادة الإنتاجية عن طريق تقليل عدد الأيام اللازمة للتقييم وزيادة عدد الأنماط الجينية الفردية التي تم تقييمها في تجربة واحدة. وغالبا ما تستغرق منهجيات الفرز التي تقيّم الكثافة السكانية أو معدل الإنجاب وقتا أطول من تلك التي تستند إلى الملاحظات البصرية لعلامات العدوى7. ومع ذلك، فإن أحد القيود على هذا النهج هو أن مقاومة النبات المضيف الذي يعوق استنساخ الديدان الخيطية كما يحددها إنتاج البيض لا يتم تقييم13.

بروتوكولات الفرز لR. مقاومة reniformis غالبا ما تدمر نظام الجذر أثناء التقييم7 وتنطوي على تبادل لاطلاق النار الخضري يجري التخلص منها. وللتغلب على هذا القيد، تم تطوير طريقة للانتشار الخضري للسماح باستعادة النباتات لإنتاج البذور18. بعد إزالة نظام الجذر لتقييم الديدان الخيطية ، يتم زرع تبادل لاطلاق النار الخضري في التربة potting للسماح للنظام الجذر لإعادة النمو. يحتوي هذا الأسلوب على تطبيقات واسعة لمعظم R. بروتوكولات فحص النىفورميس. طريقة بسيطة وسريعة للانتشار الخضري ذات أهمية حاسمة لتربية R. أصناف القطن المرتفعات المقاومة للرينيفورميس، حيث يلزم استعادة الذرية للتقدم بالأنماط الجينية المقاومة للجيل القادم.

يتم تقديم بروتوكول للفحص على نطاق واسع من الأنماط الجينية القطنية لمقاومة الديدان الخيطية الرنبيفورم. والهدف من ذلك هو تطوير طريقة فحص بسيطة وسريعة غير مدمرة لتقييم تجمعات تربية القطن لمقاومة الديدان الخيطية من أجل المساعدة في تربية أصناف القطن المرتفعات المقاومة. باستخدام هذا البروتوكول، يتم عادة الحصول على البيانات في غضون 35 يوما، مع تقييم أكثر من 300 الأنماط الجينية في تجربة واحدة. وتُعرض البيانات للأنماط الجينية المقاومة والقابلة للتأثر لتوضيح التباين الذي يُلاحظ عادة باستخدام هذه الأساليب.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. الحفاظ على مصدر R. محمد محمد إنوكولوم

  1. ملء الأواني الفخارية تيرا كوتا (15 سم في القطر، 13.5 سم في الارتفاع) مع مزيج البخار المبستر من 1-جزء الطفال الرملي والرمال 2 أجزاء. زرع الطماطم عرضة(Solanum lycopersicon)متنوعة في كل وعاء ووضع الأواني في منزل زجاجي.
    ملاحظة: يمكن استخدام أصناف نباتية أخرى قابلة للتأثر مثل القطن بدلاً من الطماطم.
  2. تلقيح نباتات الطماطم مع الديدان الخيطية الرنبيفورم (انظر الخطوة 3.3). الحفاظ على النباتات في glasshouse في درجة حرارة 28 درجة مئوية تقريبا.

2. زراعة الأنماط الجينية القطن لR. محمد محمد تقييم المقاومة

  1. إعداد التربة من خلال الجمع بين 2-أجزاء الرمال الجميلة مع 1-جزء الطفال الرملي التي تم جمعها من الميدان.
  2. البخار بسترة خليط التربة لضمان أن التربة خالية من الديدان الخيطية ومسببات الأمراض النباتية المنقولة بالتربة.
  3. إضافة خليط التربة إلى الأواني البلاستيكية المخروطية (4 سم في القطر، 21 سم في الارتفاع). قبل ملء الأواني، وضع كرة من القطن في الجزء السفلي من وعاء لمنع فقدان التربة. ملء جزئيا الأواني مع التربة ما يقرب من 2 سم من أعلى.
  4. إعداد حصة من البلاستيك لكل وعاء لتعيين النمط الجيني ليتم زرعها.
  5. بذور نباتية من الأنماط الجينية القطنية المختارة للتقييم.
    1. زرع بذرة واحدة في كل وعاء لتقييم السكان الفصل، والتي تمثل كل بذرة النمط الجيني فريدة من نوعها.
    2. بالنسبة لأصناف القطن أو الإنباتات الجرثومية، قم بزراعة بذور من 2 إلى 3 بذور في وعاء واحد لضمان إنبات نبات واحد على الأقل مع إزالة الشتلات الأخرى من الأواني قبل تلقيح الديدان الخيطية.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، يمكن أن تنبت البذور لمدة 24 إلى 72 ساعة قبل الزراعة لتقليل عدد الأواني مع البذور غير قابلة للحياة.
  6. بذور النبات من أنماط جينية مختارة مقاومة وعرضة للتحكم.
    ملاحظة: يتم تكرار الأنماط الجينية للتحكم من 5 إلى 10 مرات لتقييم الاختلافات الطبيعية المتأصلة في منهجية الفرز.
  7. ملء الأواني مع التربة إضافية لتغطية البذور في كل وعاء.
  8. وضع الأواني في غرفة النمو. الحفاظ على درجة حرارة ثابتة من 28 درجة مئوية، ودرجة حرارة الهواء المحيط، لغرفة النمو. توفير الإضاءة الاصطناعية مع مزيج من المصابيح الفلورية والمتوهجة مع 16 ساعة photoperiod.
  9. وضع باعثات المياه في كل وعاء، والمياه الأواني مرتين في اليوم باستخدام نظام سقي التلقائي. ضبط نظام سقي لتوفير مياه إضافية مع نمو النبات.

3. تطعيم الديدان الخيطية من نباتات القطن وإعداد عينات الجذر

  1. استخراج الديدان الخيطية الرنبيفورم vermiform الحفاظ على نباتات الطماطم عرضة (انظر الخطوة 1) باستخدام التفريق19 وتعويم الطرد المركزي20 منهجيات في اليوم السابق للتلقيح. تخزين الديدان الخيطية المستخرجة في 4 درجة مئوية.
    ملاحظة: استخراج قمع Baermann21 هو طريقة بديلة لاستخراج الديدان الخيطية.
  2. تحديد عدد الديدان الخيطية المستخرجة عن طريق عد عدد الديدان الخيطية في عينة فرعية 100 ميكرولتر وإعداد تعليق 1000 الديدان الخيطية / مل في مياه الصنبور للتلقيح.
  3. تلقيح شتلات القطن 7 د بعد زرع مع تعليق الديدان الخيطية. خلق الاكتئاب الصغيرة في التربة بجوار النبات، وماصة 1 مل من تعليق الديدان الخيطية reniform في الاكتئاب.
  4. إزالة النباتات من الأواني 28 د بعد التلقيح لتقييم الديدان الخيطية.
    ملاحظة: في هذه المرحلة، النباتات هي ما يقرب من 15 سم طويل القامة مع 4 إلى 6 أوراق الموسعة بالكامل.
    1. إزالة معظم الأوراق الموسعة بالكامل من النباتات باستخدام مقص قبل إزالة النباتات من الأواني.
    2. لإزالة النباتات من الأواني، اضغط على وعاء وحرك التربة إلى اليد.
    3. إزالة بلطف التربة من الجذور عن طريق تحريك نظام الجذر في مياه الصنبور في حاوية 10 لتر. شطف لفترة وجيزة نظام الجذر في وعاء من مياه الصنبور نظيفة.
    4. إزالة نظام الجذر من النبات حوالي 1 سم تحت خط التربة باستخدام مقص.
  5. وضع نظام الجذر في 120 مل من البلاستيك، غير معقمة، حاوية عينة المتاح جنبا إلى جنب مع حصة من البلاستيك من وعاء المستخدمة لتحديد الهوية.
    ملاحظة: تتم معالجة نماذج متعددة قبل المتابعة إلى الخطوة 3.7. انتقل إلى الخطوة 4 للانتشار الخضري لاطلاق النار النبات.
  6. إعداد 12.5٪ (V / V) حل من المواد الغذائية الحمراء تلوين17 في مياه الصنبور لوصمة عار الديدان الخيطية تعلق على نظام الجذر.
  7. إضافة ما يقرب من 30 مل من محلول تلوين الطعام الأحمر إلى عينة الجذر في حاوية عينة لتغطية تماما نظام الجذر.
  8. ضع حاوية العينة في فرن ميكروويف وسخن عينة الجذر حتى يبدأ محلول التلطيخ في الغليان. إزالة العينة من فرن الميكروويف والسماح للعينة لتبرد في درجة حرارة الغرفة.
  9. Decant حل تلوين الطعام الأحمر من عينة الجذر وإضافة ما يقرب من 100 مل من مياه الصنبور إلى حاوية عينة لإزالة وصمة عار الزائدة. ضع الغطاء على حاوية العينة واخزن العينة في ثلاجة عند درجة حرارة 4 درجات مئوية. انتقل إلى الخطوة 5 لتقييم عدوى الجذر.
    ملاحظة: يمكن إيقاف البروتوكول مؤقتاً هنا قبل المتابعة إلى الخطوة 5.

4- الانتشار النباتي لاستعادة النباتات لإنتاج البذور

  1. وضع كرة من القطن في الجزء السفلي من وعاء من البلاستيك مخروطي (انظر الخطوة 2.3) وملء جزئيا وعاء مع الجفت الطحلب potting وسائل الإعلام. ثم، وضع تبادل لاطلاق النار النباتية في وعاء وإضافة بحزم وسائل الإعلام potting لملء وعاء. وضع حصة بلاستيكية جديدة المسمى في كل وعاء لتعيين النمط الجيني القطن.
  2. ضع صينية الأواني في حاوية بلاستيكية (طول 73.6 سم × عرض 45.7 سم × ارتفاع 15.2 سم) مع الماء وسقي النباتات لفترة وجيزة لترطيب وسائل الإعلام بوتينج. وضع الأواني في غرفة النمو مع درجة حرارة ثابتة من 28 درجة مئوية باستخدام 16 ح photoperiod. إضافة المزيد من المياه إلى الحاوية البلاستيكية حسب الحاجة للحفاظ على رطوبة التربة.
  3. زرع النباتات إلى الأواني أكبر لإنتاج البذور بعد ما يقرب من 30 د. جزئيا ملء وعاء من البلاستيك 6 L مع وسائل الإعلام potting (انظر الخطوة 4.1)، وإزالة النبات من وعاء صغير، ووضع النبات في وعاء 6 L، وإضافة بحزم وسائل الإعلام potting لملء وعاء.
  4. وضع النباتات في منزل زجاجي وإضافة الماء لترطيب وسائل الإعلام potting. الحفاظ على درجة الحرارة في glasshouse في حوالي 28 درجة مئوية (الإضاءة الاصطناعية غير مطلوبة).
    1. محطات المياه باليد حسب الحاجة لمدة 30 د تقريبا.
    2. عندما ما يقرب من 75٪ من النباتات تتطلب سقي يوميا، ومحطات المياه يوميا باستخدام نظام سقي التلقائي. ضبط نظام سقي التلقائي للمياه أكثر تواترا حسب الحاجة لنمو النبات.
    3. أضف حوالي 10 غ من الأسمدة البطيئة الإطلاق إلى كل وعاء قبل بدء بدء الأزهار.
  5. حصاد النباتات عند النضج ومعالجة عينات بذور القطن للحصول على البذور لمزيد من التقييم.
    1. لحصاد بذور القطن، قم بإزالة القطن من البولات المفتوحة على النبات باليد ووضعها في كيس ورقي مسمى. يتم إرفاق البذور إلى ألياف القطن، والتي تتم إزالتها في الخطوات التالية.
    2. إزالة ألياف الوبر من عينات البذور باستخدام الجن مختبر 10 المنشار.
    3. إزالة ألياف زغب من عينات البذور باستخدام حمض الكبريتيك المركزة. تحييد عينات البذور في 15٪ (V / v) حل كربونات الصوديوم، شطف العينات مع مياه الصنبور، وتجفيف العينات في الهواء القسري جفافا.
    4. ضع عينات البذور في مغلفات مسماة للتخزين.

5- تقييم R. محمد محمد عدوى الجذر

  1. إزالة عينة الجذر من حاوية عينة وحساب عدد الديدان الخيطية الإناث تعلق على نظام الجذر باستخدام مجهر مجسم (20X التكبير).
    ملاحظة: فقط الديدان الخيطية الرنبيفورم الإناث قادرة على إصابة جذور النبات.
  2. ضع نظام الجذر على المناشف الورقية لمدة 10 دقائق تقريبًا لإزالة الرطوبة الزائدة. وزن نظام الجذر لتحديد الوزن الجذر الطازجة.
  3. أدخل عدد الديدان الخيطية وبيانات الوزن الجذر الطازجة في برنامج جدول بيانات الكمبيوتر وحساب عدد الإناث لكل غرام من الجذر.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم عرض عدوى الروهيل reniformis من نظام الجذر لصنفين في الشكل 1. عدد أقل نسبيا من الديدان الخيطية الرننيفورم الإناث قادرة على إنشاء موقع تغذية للنمط الجيني القطن المقاوم بالمقارنة مع النمط الجيني عرضة. والتباين في نمو الجذور شائع بين حالات الانضمام، كما يتضح من الشكل 2. ويمكن أيضا ً ملاحظة هذا التباين مقيساً بوزنجذر جديد بين النباتات ذات النمط الجيني نفسه (الجدول 1). غالباً ما تظهر الأنماط الجينية لشجرة ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يلزم وضع بروتوكول فحص فعال من أجل 1) تحديد R. الرنيوموجينية القطنية المقاومة من أجل تقييم علم الوراثة من المقاومة و 2) تربية أصناف مقاومة. معظم البروتوكولات تقييم R. الكثافات السكانية الرنيوموميس أو معدلات التكاثر عن طريق استخراج الديدان الخيطية vermiformأو البيض من نظام جذر القطن أو التربة بوتينج 8،11،12،14،15 . وكثيرا ما ت...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد مولت هذا البحث وزارة الزراعة في الولايات المتحدة، دائرة البحوث الزراعية. ذكر الأسماء التجارية والمنتجات التجارية في هذه المقالة هي فقط لغرض تقديم معلومات محددة ولا تنطوي على توصيات أو تأييد من قبل وزارة الزراعة الأمريكية. وزارة الزراعة الأمريكية هي مزود تكافؤ الفرص وصاحب العمل. وليس لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح ليعلنوا عنها. وقدمت كريستي جوردان المساعدة التقنية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
راي ليتش كون تينرستوي وأولاده ، Inc.SC10U
صينية مخروط التtainerStuewe and Sons Inc.RL98
رملكرات قطنية مختلفة
نباتية مختلفة مقاس 4 بوصات (4 بوصة طول × 5/8 بوصة واط)Pylon PlaticsL-4-Wأي علامة تجارية أو بائع مقبول.
4 أونصات حاويات عيناتفيشر ساينتفيك16-320-731أي علامة تجارية أو بائع مقبول.
تلوين الطعام الأحمرماكورميك وشركاه ، Inc.
1 مل نصائح ماصةمختلفة
10 لتر حاويةمختلفةدلاء غير مكلفة تعمل بشكل جيد.
6 لتر أوانيمستلزمات الحضانة Inc.Poly-Tainer-Can No2Aأي علامة تجارية أو بائع مقبول. يمكن استخدام الأواني ذات الأحجام المختلفة
تأصيصSun Gro HorticultureMetro-Mix 360أي علامة تجارية أو بائع مقبول.
الأسمدةEverris NA Inc.Osmocote Plusأي علامة تجارية أو بائع مقبول.
حاوية بلاستيكية (73.6 سم طول × 45.7 سم عرض × 15.2 سم عمق)Rubbermaid3O29   ؛أي علامة تجارية أو بائع مقبول.
ملصقات وسائط

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Heald, C. M., Robinson, A. F. Survey of current distribution of Rotylenchulus reniformis. in the United States. Journal of Nematology. 22 (4), 695-699 (1990).
  2. Koenning, S. R., Wrather, J. A., Kirkpatrick, T. L., Walker, N. R., Starr, J. L., Mueller, J. D. Plant-parasitic nematodes attacking cotton in the United States: old and emerging production challenges. Plant Disease. 88 (2), 100-113 (2004).
  3. Robinson, A. F. Reniform in U.S. cotton: when, where, why, and some remedies. Annual Review of Phytopathology. 45, 263-288 (2007).
  4. Robinson, A. F., Inserra, R. N., Caswell-Chen, E. P., Vovlas, N., Troccoli, A. Rotylenchulus species: identification, distribution, host ranges, and crop plant resistance. Nematropica. 27 (2), 127-180 (1997).
  5. Davis, R. F., Koenning, S. R., Kemerait, R. C., Cummings, T. D., Hurley, W. D. Rotylenchulus reniformis management in cotton with crop rotation. Journal of Nematology. 35 (1), 58-64 (2003).
  6. Starr, J. L., Koenning, S. R., Kirkpatrick, T. L., Robinson, A. F., Roberts, P. A., Nichols, R. L. The future of nematode management in cotton. Journal of Nematology. 39 (4), 283-294 (2007).
  7. Weaver, D. B., Lawrence, K. S., van Santen, E. Reniform nematode resistance in upland cotton germplasm. Crop Science. 47 (1), 19-24 (2007).
  8. Robinson, A. F., Cook, C. G., Percival, A. E. Resistance to Rotylenchulus reniformis and Meloidogyne incognita race 3 in the major cotton cultivars planted since 1950. Crop Science. 39 (3), 850-858 (1999).
  9. Carter, W. W. Resistance and resistant reaction of Gossypium arboreum to the reniform nematode, Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 13 (3), 368-374 (1981).
  10. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetics of reniform nematode resistance in Gossypium arboreum germplasm line PI 529728. World Journal of Agricultural Research. 1 (4), 48-53 (2013).
  11. Robinson, A. F., Bridges, A. C., Percival, A. E. New sources of resistance to the reniform (Rotylenchulus reniformis) and root-knot (Meloidogyne incognita) nematode in upland (Gossypium hirsutum L.) and sea island (G. barbadense L.) cotton. Journal of Cotton Science. 8 (3), 191-197 (2004).
  12. Robinson, A. F., Percival, A. E. Resistance to Meloidogyne incognita race 3 and Rotylenchulus reniformis in wild accessions of Gossypium hirsutum and G. barbadense from Mexico. Journal of Nematology. 29 (4), 746-755 (1997).
  13. Stetina, S. R., Young, L. D. Comparisons of female and egg assays to identify Rotylenchulus reniformis resistance in cotton. Journal of Nematology. 38 (3), 326-332 (2006).
  14. Usery, S. R. Jr, Lawrence, K. S., Lawrence, G. W., Burmester, C. H. Evaluation of cotton cultivars for resistance and tolerance to Rotylenchulus reniformis. Nematropica. 35 (2), 121-133 (2005).
  15. Yik, C. -P., Birchfield, W. Resistant germplasm in Gossypium species and related plants to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 16 (2), 146-153 (1984).
  16. Stetina, S. R., Erpelding, J. E. Gossypium arboreum accessions resistant to Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 48 (4), 223-230 (2016).
  17. Thies, J. A., Merrill, S. B., Corley, E. L. Red food coloring stain: new, safer procedures for staining nematodes in roots and egg masses on root surfaces. Journal of Nematology. 34 (2), 179-181 (2002).
  18. Erpelding, J. E., Stetina, S. R. Genetic characterization of reniform nematode resistance for Gossypium arboreum accession PI 417895. Plant Breeding. 137 (1), 81-88 (2018).
  19. Byrd, D. W. Jr, et al. Two semi-automatic elutriators for extracting nematodes and certain fungi from soil. Journal of Nematology. 8 (3), 206-212 (1976).
  20. Jenkins, W. R. A rapid centrifugal-flotation technique for separating nematodes from soil. Plant Disease Reporter. 48 (9), 692(1964).
  21. Robinson, A. F., Heald, C. M. Carbon dioxide and temperature gradients in Baermann funnel extraction of Rotylenchulus reniformis. Journal of Nematology. 23 (1), 28-38 (1991).
  22. Williams, C., Gilman, D. F., Fontenot, D. S., Birchfield, W. A rapid technique for screening soybeans for reniform nematode resistance. Plant Disease Reporter. 63 (10), 827-829 (1979).
  23. Schmitt, D. P., Shannon, G. Differentiating soybean responses to Heterodera glycines races. Crop Science. 32 (1), 275-277 (1992).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة