مقالة منهجية

قسطرة شريان عضدي في الخنازير

11.9K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/59365

⸱

مارس 30, 2019

 ,  ,  ,  , 
1Department of Agricultural, Food and Nutritional Science, University of Alberta, 2Neuroscience and Mental Health Institute, University of Alberta, 3Sensory Motor Adaptive Rehabilitation Technology (SMART) Network, University of Alberta, 4Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta, 5Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery, University of Alberta, 6Division of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Alberta

في هذه المقالة

ملخص

الفيديو يصف بالتفصيل قسطرة شريان عضدي البعيدة في الخنازير. هذا الإجراء بدقة التدابير ضغط الدم الشرياني وهي طريقة بسيطة وسريعة جمع عينات لقياس غازات الدم الشرياني.

الملخص

الفيديو يصف بالتفصيل قسطرة شريان عضدي البعيدة في الخنازير. هذا الأسلوب يتيح للباحثين قياس ضغط الدم الشرياني بشكل مستمر وجمع عينات الدم الشرياني لتقييم قياس غازات الدم الشرياني. الضغوط الدم الشرياني وغازات الدم الشرياني هي المعلمات الفسيولوجية الهامة لرصد خلال الإجراءات التجريبية. في الخنازير، وقد وصف أربعة طرق مشتركة لقسطرة الشرايين، بما في ذلك قسطرة الشرايين السباتي والفخذ وأذني والانسي الصافن. كل من هذه التقنيات من المزايا، مثل سهولة الوصول للشريان إذني، والعيوب التي تشمل تشريح الأنسجة العميقة لقسطرة الشريان السباتي. وصف الأسلوب البديل لقسطرة الشرايين في الخنازير، قسطرة الجانب القاصي من شريان عضدي، هو إجراء سريع يتطلب تشريح الأنسجة ضئيلة نسبيا ويوفر معلومات أن يتماشى مع البيانات جمعت من مواقع قسطرة الشرايين الأخرى. يستخدم الإجراء نهج وسطى على طول طائرة مائلة من براتشيوم السفلي، المتمركزة في الزجي بين الجانب المثنية الكوع، وهذا النهج يسمح للباحثين والميزة الرئيسية للحرية دون عائق للإجراءات التي تنطوي على كاودوفينترال، كاودودورسال مرة أخرى، أو أطرافهم هند من الخنزير. ونظرا لموقع فوريليمب العلوي من السفينة كاثيتيريزيد والتحديات المحتملة من التوازن الفعال بعد إزالة القسطرة من الشريان، قد تكون هذه التقنية المحدودة لإجراءات الاسترداد.

المقدمة

يتم استخدام التدخل الجراحي في البحوث التجريبية لتطوير النماذج الحيوانية التي تعزز التنمية العلمية. المؤلفات العلمية مليء بأمثلة من الرواية نماذج الحيوان الجراحية1،،من23. العمليات الجراحية عملية معقدة تشمل ليس فقط التلاعب بالهياكل التشريحية ولكن أيضا التفاعلات الفسيولوجية المعقدة مع مختلف الأدوية اللازمة للتخدير والتسكين. وهذا التفاعل يمكن أن تحدث تغييرات كبيرة في العمليات الفسيولوجية داخل الحيوان وهذا يتطلب يقظة رصد الحيوان4. ارتبطت النتائج الجراحية الناجحة سريرياً بقياس غازات الدم الشرياني وضغوط الدم الشرياني5. وتتطلب هذه المعايير السريرية القدرة على قياس ضغط الدم الشرياني وجمع الدم الشرياني الفعال، الذي يتطلب بدوره قسطرة ناجحة الشريان6،7.

وقد استخدمت قسطرة الشرايين لجمع الدم الشرياني وقياس الضغط في مختلف الأنواع الحيوانية5،،من67،،من89،10، 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 , 19 , 20 , 21 وفي الحيوانات في إعمار مختلفة للتنمية19،،من2021 ، وقد وجهت في كلا الانتعاش إجراءات (السريرية والتشخيصية)4،5، 6،،من78 وعدم استرداد الإجراءات (تجريبية)14،15،16،17،18. وعلاوة على ذلك، سهولة الوصول إلى الشرايين وموقع الشريان في سياق العملية الجراحية هي أيضا من الاعتبارات الهامة عند اختيار شريان لقياسات الدم الشرياني. على سبيل المثال، الشريان والذيلية الوسيط في الكلاب والشريان الوجه في الخيول، فضلا عن الشريان دواسة في الكلاب والخيول، والمستخدمة لقياس التشخيص والرصد أثناء إجراءات الاسترداد6،7، 8-وفي المقابل، السباتي وشرايين الفخذ هي غالباً كاثيتيريزيد في الخنازير أما غير الانتعاش أو تجارب طويلة الأجل القسطرة غرس14،،من1518.

في الخنازير، استخدمت قسطرة الشرايين لقياس ضغط الدم الشرياني أما أو لجمع الدم الشرياني بشكل روتيني أما السباتي، الشرايين الصافن أو إذني فخذي، الآنسي22،23. لإجراءات روتينية غير متخصصة، سائر الشرايين أكثر غرابة قد استخدمت، بما في ذلك الشرايين subclavian وحرقفي، لقياس تورتوسيتي التشريحية شريان عضدي17 وصورة الشريان الاورطي16، على التوالي. بغض النظر عن التي يتم اختيارها الشريان لقسطرة، كل الشريان قد الملازمة لمزايا وعيوب لاستخدامها. على سبيل المثال، الشريان إذني تشريحيا سهلة للوصول إلى، ولكن استخدامها قد تكون محدودة لقربها من ال11،الأوردة الإذن الهامشية12. وبالمقارنة، هو الشريان السباتي كبيرة وقوية نسبيا24، ولكن تقع على عمق ثلم jugular ويتطلب تشريح الأنسجة الموضوعية25. على هذا النحو، تحديد آخر الشريان الذي يمكن أن كاثيتيريزيد لقياس الضغط الشرياني وجمع الدم الشرياني له ما يبرره. هذا الفيديو ومخطوطة تصف بالتفصيل قسطرة شريان عضدي البعيدة في الخنازير، أسلوب الذي يمكن تطبيقه على إجراءات الاسترداد. جدير بالذكر أن قسطرة شريان عضدي خنزير استخدمت لقياس ضغوط الدم الشرياني ومعلمات غاز الدم الشرياني أثناء عملية جراحية في العمود الفقري قطني مع قياسات أطرافهم هند (لم يتم تقديم البيانات من هذا الجزء من عملية جراحية).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وافق جميع الإجراءات في الحيوانات التجريبية المبينة في كل من الفيديو والمخطوطة برعاية الحيوان المؤسسية واستخدام اللجنة لجامعة ألبرتا

1-الجراحية التخدير والتحضير الجراحي للخنازير.

  1. بريميديكاتي 50 كجم يوركشاير Landrace الخنازير التجارية عضليا مع المخدرات مخدر كوكتيل يحتوي على الكيتامين هيدروكلوريد (22 مغ/كغ،)، وهيدروكلوريد إكسيلازيني (2.2 ملغ/كغ)، وهيدروكلوريد جليكوبيرولاتي (10 ميكروغرام/كغ).
  2. قم بإعداد جميع المعدات المعنية برصد المعايير السريرية في نهاية الجدول قرب رأس خنزير. ضمان المعدات لن تحد من الوصول إلى الخنزير. إنتاج قياس ضغط الدم الشرياني دقيقة عن طريق وضع محول الضغط في مستوى أفقي، مستوى بالقلب.
  3. تخدير الخنازير مع isoflurane استنشاق الغاز (4-5% إيسوفلوراني في 500-1000 مل/دقيقة س2) استخدام قناع وجه حجم بشكل صحيح. تصور الاحبال الصوتية مع المنظار بيطرية (17-25 سم شفرة طويلة على التوالي) وتطبيق موضعي 10% ليدوكائين التعقيم للأحبال الصوتية للحد من خطر عرقلة لارينجوسباسم ومجرى الهواء.
  4. التنبيب الخنازير بإدخال أنبوب داخل رغامى مقيد (9.0 ملم قطر داخلي (ID)) عن طريق الاحبال الصوتية والمحافظة على التخدير بغاز إيسوفلوراني (إيسوفلوراني 0.5% إلى 3.0% في 1000-2000 مل/دقيقة س2). تهوية الخنزير في جهاز التنفس الصناعي ميكانيكية (18-22 نفسا/دقيقة) والتأكد من مسح كل غاز مخدر منتهية الصلاحية وتنفيس خارج جناح العمليات الجراحية. تقييم مستوى التخدير بلهجة الفك، والدواسة والردود منعكس بالبيبرال.
    ملاحظة: إدارة الحل عن طريق الحقن الوريدي "لاكتاتيد المسابقة" (الباحثون القانونيون، 10-50 مل/كغ/ساعة؛ راجع الخطوة 1.6) تعزيز الوظيفة الفسيولوجية وتقليل isoflurane غاز التخدير التي يسببها الاكتئاب الناتج القلب والأوعية الدموية في الخنازير26.
  5. تأمين نبضي على سطح الغشاء المخاطي للسان مع الشريط الطبية لرصد معدل ضربات القلب وتشبع الأكسجين الدم المحيطي (SpO2). إدراج درجة حرارة التحقيق ما يقرب من 2-4 سم في تجويف الآنف لرصد درجة حرارة الجسم. ضع الخنازير على طاولة ساخنة للحفاظ على درجة حرارة الجسم العادية (38-40 درجة مئوية) خلال العملية الجراحية.
  6. ضمان العقم الجراحي مع إعداد الأنسجة السليمة.
    1. تنظيف السطح الخارجي للإذن للاستعداد للقسطرة الوريدية مع 10% بوفيدون فرك الجراحية الحل والسماح للحل للهواء الجاف.
    2. مع 20 غ، 1 بوصة القسطرة الوريدية، كاثيتيريزي الوريد إذن هامشية لتسليم أي سوائل الحقن الوريدي (الباحثون القانونيون؛ 10-50 مل/كغ/ساعة) أو إضافة عوامل أخرى مخدر.
    3. تعزيز خنزير التخدير والتسكين إذا كانت هناك حاجة لإجراءات الغازية مع ضخ هيدروكلوريد الفنتانيل الوريدي المستمر (0.05 0.14 ميكروغرام/كغ/دقيقة).
  7. وضع الخنزير في موضع راقد أفقي وتوسيع الجبهة بلطف الساق حوالي 10-12 سم بعيداً عن الكتف. قص الشعر على سطح الجلد من الجانب الآنسي من براتشيوم (فوريليمب الأعلى). معلم نبض شريان عضدي البعيدة بالجس.
    ملاحظة: موقع لاندماركيد الشريان تقع على طول طائرة مائلة سم براتشيوم ما يقرب من 9 من الزجي، و 5 سم من ناحية المثنية الكوع. ويسافر شريان عضدي بروكسيمالي نحو الثالث والذيلية لكتف مروره بعظم العضد.
  8. وبالمثل الخطوة 1.6، ضمان العقم الجراحي مع إعداد الأنسجة السليمة. تنظيف سطح الجلد مع 10% بوفيدون الجراحية فرك الحل ويسمح الحل للهواء الجاف. ثني الموقع قسطرة شريان عضدي مع أربعة من الستائر الجراحية المتاح الصغيرة.

2-الأنسجة التشريح وقسطرة من شريان عضدي

  1. جعل شق جلد 6 سم مع شفرة المبضع لفضح الأنسجة الكامنة. تشريح صراحة مع مقص ميتزينبوم على طول أسطح الآنسي العضلة ذات الرأسين العضدية، تعميق التشريح، حتى يتم التعرف على الشريان النابض.
  2. استخدام مسحات القطن لندف بلطف بعيداً الغلالة من شريان عضدي والعصب الوسيط والمنوال عضدي؛ الهياكل التي تكون على مقربة من وداخل نفس الطائرة اللفافي. تشريح لطيف مطلوب، الأهم من ذلك ضمان الضرر الحد الأدنى للعصب الوسيط أثناء الإجراء. شريان عضدي يكمن 2.0-2.5 سم تقريبا تحت الجلد وهو الآنسي كوراكوبراتشياليس والجانبية إلى أنتيبراتشي فاسسياي موتر والخازنه شريحة صغيرة من الرأس الآنسي27،28عضلة ثلاثية الرؤوس.
    ملاحظة: مكان ضام للحفاظ على شق الجلد مفتوحة، مما يتيح سهولة الوصول إلى شريان عضدي. ضع ضام ثاني (اختياري) لتقديم المزيد من المساعدة في التعرض للسفينة.
  3. ترطيب جميع الأنسجة مع المالحة الدافئة (37 درجة مئوية) لتشريح كامل الاحتفاظ بأفضل السلامة الهيكلية وتحسين النسيج معالجة أثناء الإجراء.
  4. إنشاء نفق تحت الشريان مع الملقط يتثلم، ثم تمرير ثلاثة 2-0 خيوط بوليجلاكتين تحت الشريان. عمدا، ترك نهايات هذا خياطة طويلة نسبيا (3-4 سم) لتأمين القسطرة للشريان. إضافة "تعادل خياطة فضفاضة" السماح لقسطرة سريعة ابزيم، إلى خيوط الأولين التي تفصل 1.0 سم من بعضها البعض وهي حوالي 1.5-2.0 سم الدانية لخياطة القاصي الثالثة. اضطر خياطة القاصي الأكثر أولاً أوككلودي الشريان.
  5. إدراج ز 22, 1 بوصة القسطرة الوريدية المحيطية في الشريان وثم تقدم القسطرة (تماما إلى محور القسطرة) قبالة ستيليت إلى السفينة. جزئيا الانسحاب في ستيليت من القسطرة لتصور الدم الشرياني، ضمان السفينة المناسبة موضع القسطرة. ثم، تأمين إيمانا راسخا القسطرة في السفينة بربط خياطة الأوسط. إزالة في ستيليت وكاب القسطرة للتقليل من نزيف بسرعة.
  6. دافق بشق والقسطرة مع المالحة الدافئة (37 درجة مئوية). التعادل خياطة الدانية أكثر، والأهم من ذلك ضمان أن خياطة القاصي محكم حول محور القسطرة وهذا يحسن الاستقرار القسطرة ويقلل انزلاق عرضي للقسطرة من الشريان (أي، أثناء إعادة تموضع خنزير).
    ملاحظة: إذا فشل الأولية موضع القسطرة في الشريان، أو أصيب بجروح في السفينة، أعد القسطرة في الشريان في موقف الدانية إلى موقع الإدراج القسطرة الأولى 0.25 سم تقريبا.
  7. بسرعة إرفاق خط امتداد الوريد الباحثون القانونيون شغلها مع محول الضغط الشرياني متصلة بالقسطرة والغسل الموقع الجراحي مع المالحة الدافئة (37 درجة مئوية)، ثم حفظ الأنسجة رطبة، وتنظيف أي الدم الذي انسكب في الأنسجة المحيطة . مسح القسطرة مع المحلول الملحي ضمان سالكيه القثطار ومنع تجلط الدم من تشكيل على طول الجدار القسطرة.
    ملاحظة: التحقق من وجود محول طاقة ضغط الدم الشرياني خط الفشل (أي تسربات)، وإنشاء محول طاقة خط الأساس بالتصفير قياسات مراقبة الضغط الشرياني وضمان تشكيلات موجه ضغط الدم الشرياني السليم.
  8. ضمان استمرار القسطرة سالكيه بالحفاظ على المنفذ دافق لتمديد خط الضغط فوق 250 ملم زئبق، مع حقيبة إينفوسير ضغط تسليم 3-5 مل/دقيقة الباحثون القانونيون.
    1. اختياري: مكان بولي بروبلين اثنين 2-0 أو 2-0 اثنين بوليجلاكتين خيوط حول محور القسطرة أو محور خط الإرشاد عن طريق الحقن الوريدي زيادة تحسين الاستقرار قسطرة داخل الشريان.

3-الأنسجة الإغلاق وجهاز لتحديد المواقع

  1. إغلاق العضلات الطبقات مع نمط بسيط خياطة مستمرة مع بوليجلاكتين 2-0 خياطة على إبرة قطع أو مدبب وإغلاق الجلد في نمط خياطة توقف بسيطة مع خياطة البوليبروبيلين في إبرة قطع 2-0.
    ملاحظة: التبادل، بوليجلاكتين 2-0 أو 2-0 خيوط البولي بروبلين يمكن استخدام لإغلاق العضلات والجلد.
  2. وضع الخنزير في ريكومبينسي البطني بالتناوب في البطن من خنزير راقد الأفقي نحو طاولة العمليات الجراحية. خنزير راقد الوحشي جانب الأيسر استدارة في اتجاه عقارب الساعة، بينما حق الوجهين خنزير راقد الأفقي يتم استدارة في اتجاه عقارب الساعة عداد.
  3. ضع فوريليمب كاثيتيريزيد بزاوية 40° إلى خط الوسط للعمود الفقري للخنزير. هذا الموضع فوريليمب يولد تدفق الدم الشرياني الأفضل والأكثر دقة قياسات ضغط الدم الشرياني.

4-رصد المعايير السريرية

  1. قياس المعلمات الفسيولوجية والجهاز التنفسي، فضلا عن درجة الحرارة في جميع أنحاء الإجراءات مخدر والجراحية بأكملها باستخدام معدات الرصد السليم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

قسطرة شريان عضدي يسمح للرصد المستمر لضغط الدم الشرياني ومتقطعة لأخذ العينات من الدم الشرياني أثناء الإجراءات الجراحية الموسعة في الخنازير. قياس بارامترات جمعت من الخنازير التجارية 50 كجم يوركشاير Landrace سبعة كما هو موضح. وكان إجمالي الوقت المطلوب إلى كاثيتيريزي شريان عضدي 35.2 ± 4.4 دقيقة من لاندماركينج الشريان الأولية إلى الإغلاق النهائي الشق الجراحي (الشكل 1). تم قياس الضغط الشرياني أكثر من 120 دقيقة، وكانت الضغط الشرياني الانقباضي والانبساطي، ويعني ± 102...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

قسطرة الشرايين لقياس ضغوط الدم الشرياني وجمع عينات الدم لقياس غازات الدم الشرياني قد أنشئت في طائفة واسعة من الأنواع الحيوانية5،،من67،8 , 9 , 10 , 11 , 12 , 13 , 14 ,

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

شكر وتقدير

هذا العمل أيده المعاهد الكندية للبحوث الصحية، والمؤسسة الكندية لمنحه الابتكار إلى مشهور ك. ف. ألف وأيد توسي "فانييه كندا العليا منحة دراسية"، يبتكر ألبرتا-الصحة حلول سنهم الخريجين والملكة إليزابيث الثانية الدراسات العليا المنح الدراسية. ولنغتون موشاهوار هو "كرسي أبحاث كندا" في "استعادة الوظيفية". نود أن نعترف السيد J. المكدس موس شارع الإنتاج لمساعدته مع الإنتاج السمعي وموظفي معهد البحوث الطبية الجراحية لمساعدتها مع الإجراءات.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
محلول 0.9٪ كلوريد الصوديوم (محلول ملحي)EMRNJB1322Pكيس 1 × 1 لتر
10٪ بخاخ ليدوكائينAstraZenecaDIN: 02039508 / 1 x   ؛ 50 مل   زجاجة
10٪ بوفيدون - مقشر اليودبوردو فارما521232زجاجة 1 × 500 مل  
20 ga 1 بوصة قسطرة وعائيةBecton Dickinson3814331 × قسطرة وعائية
2-0 خياطة بولي جلاكتين (فيكريل)EthiconJ339H2-0 فيكريل / 1 علبة خياطة
2-0 خياطة بولي بروبيلين (Prolene)   ؛Ethicon8833H2-0 prolene / 1 علبة خياطة
22 ga 1 بوصة قسطرة وعائيةBecton Dickinson3814231 × قسطرة
وعائية 9 ID mm أنبوب القصبة الهوائيةJorvetJ0835P1 × أنبوب القصبة الهوائية
الشرياني IV الخطالأرجون الأجهزة الطبية1124111 × ضغط الدم الشرياني خط IV
ستائر يمكن التخلص منهاHalyard Sales LLC897314-8 × ستائر يمكن التخلص منها 
جليكوبيرولات هيدروكلوريد SandozDIN: 02039508 / 1 × 20 مل قارورة
IsofluraneAbbott Animal   ؛ الصحة05260-5زجاجة 1 × 250 مل
ملقط كيلي منحني (14 سم)ستيفنز162-7-388-10   الأدوات
الكيتامين هيدروكلوريدفيتوكينولDIN: 02374994 / 1 × 10 مل قارورة
محلول Ringer LactatedHospira0409-7953-09كيس 4 × 1 لتر
مقص Metzenbaumالعلوم الدقيقة14518-18
شفرة منظار الحنجرة ميلرويلش ألين68044طول 182 مم  / 1 أداة
مسبار درجة حرارة الأنفSurgivetV34171 مسبار
برامج الإبرةستيفنز162-V98-422 أدوات
Q tip قضيبفيشر ساينتفيك22-037-96020-40  التطبيق
Remifentanil hydrochlorideTEVADIN: 0234432 / 1 مجم قارورة
الجراح المستشار: مراقبة العلامات الحيويةSurgivetV92031 مراقب
Weitlaner ضامستيفنز162-11-602  2 ضام
زيلازين هيدروكلوريدبايرDIN: 02169606 زجاجة 1 × 50 مل
ضغط الدم

المراجع

  1. Uwiera, R. R., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cellular Immunology. 214 (2), 155-164 (2001).
  2. Uwiera, R. R., Kastelic, J. P., Inglis, G. D. Catheterization of intestinal loops in ruminants. Journal of Visualized Experiments. (28), (2009).
  3. Uwiera, R. R., Mangat, R., Kelly, S., Uwiera, T. C., Proctor, S. D. Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs. Journal of Visualized Experiments. (109), (2016).
  4. Wohlfender, D. H., et al. International online survey to assess current practice in equine anaesthesia. Equine Veterinary Journal. 47, 65-71 (2015).
  5. Dugdale, A. H., Taylor, P. M. Equine anaesthesia-associated mortality: where are we now? Veterinay Anaesthesia Analgesia. 43 (3), 242-255 (2016).
  6. McGrotty, Y., Brown, A. Blood gases, electrolytes and interpretation 1. Blood gases. In Practice. 35 (2), 59-65 (2013).
  7. Taylor, P. M. Techniques and clinical application of arterial blood pressure measurement in the horse. Equine Veterinary Journal. 13, 271-275 (1981).
  8. Trim, C. M., Hofmeister, E. H., Quandt, J. E., Shepard, M. K. A survey of the use of arterial catheters in anesthetized dogs and cats: 267 cases. Journal of Veterinary Emergency and Critical. 27, 89-95 (2017).
  9. Komine, H., Matsukawa, K., Tsuchimochi, H., Nakamoto, T., Murata, J. Sympathetic cholinergic nerve contributes to increased muscle blood flow at the onset of voluntary static exercise in conscious cats. American Journal of Physiology - Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 295 (4), R1251-R1262 (2008).
  10. Krista, L. M., Beckett, S. D., Branch, C. E., McDaniel, G. R., Patterson, R. M. Cardiovascular Responses in Turkeys as Affected by Diurnal Variation and Stressor. Poultry Science. (60), 462-468 (1981).
  11. Bass, L. M., Yu, D. Y., Cullen, L. K. Comparison of femoral and auricular arterial blood pressure monitoring in pigs. Veterinay Anaesthesia Analgesia. 36 (5), 457-463 (2009).
  12. Karnabatidis, D., Katsanos, K., Diamantopoulous, A., Kagadis, G. C., Siablis, D. Transauricular arterial or venous access for cardiovascular experimental protocols in animals. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 17 (11 Pt 1), 1803-1811 (2006).
  13. Namba, K., Kawamura, Y., Higaki, A., Nemoto, S. Percutaneous medial saphenous artery approach for Swine central artery access. Journal of Investigative Surgery. 26 (6), 360-363 (2013).
  14. Hong, Y., et al. Feasibility of Selective Catheter-Directed Coronary Computed Tomography Angiography Using Ultralow-Dose Intracoronary Contrast Injection in a Swine Model. Investigative Radiology. (50), 449-455 (2015).
  15. Kumar, A., et al. Aortic root catheter-directed coronary CT angiography in swine: coronary enhancement with minimum volume of iodinated contrast material. American Journal of Roentgenology. (188), W415-W422 (2007).
  16. Park, J. H., et al. Safety and Efficacy of an Aortic Arch Stent Graft with Window-Shaped Fenestration for Supra-Aortic Arch Vessels: an Experimental Study in Swine. Korean Circulation Journal. 47 (2), 215-221 (2017).
  17. Carniato, S., Mehra, M., King, R. M., Wakhloo, A. K., Gounis, M. J. Porcine brachial artery tortuosity for in vivo evaluation of neuroendovascular devices. American Journal of Neuroradiology. 34 (4), E36-E38 (2013).
  18. Hannon, J. P., Bossone, C. A., Wade, C. E. Normal Physiological Values for Consious pigs used in Biomedical Research. Laboratory Animal Science. 40, 293-298 (1990).
  19. Nijland, M. J., Shankar, U., Iyer, V., Ross, M. G. Assessment of fetal scalp oxygen saturation determination in the sheep by transmission pulse oximetry. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 183 (6), 1549-1553 (2000).
  20. Yawno, T., et al. Human Amnion Epithelial Cells Protect Against White Matter Brain Injury After Repeated Endotoxin Exposure in the Preterm Ovine Fetus. Cell Transplantation. 26 (4), 541-553 (2017).
  21. Amaya, K. E., et al. Accelerated acidosis in response to variable fetal heart rate decelerations in chronically hypoxic ovine fetuses. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 214 (2), e270-e271 (2016).
  22. Malavasi, L. M. Swine. Anesthesia and Analgesia for Domestic Species. , 5, John Wiley & Sons Inc. New Jersey. (2015).
  23. Moon, P. F., Smith, L. J. General Anesthetic Techniques in Swine. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 12 (3), 663-691 (1996).
  24. Caramoni, P. R. A., et al. Postangioplasty restenosis: a practical model in the porcine carotid artery. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. (30), 1087-1091 (1997).
  25. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 636-638 (1930).
  26. Lundeed, A. B., Manohar, M., Parks, C. Systemic distribution of blood flow in swine while awake and during 1.0 and 1.5 MAC isoflurane anesthesia with or without 50% nitrous oxide. Anesthesia and Analgesia. 31, 499-512 (1983).
  27. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 302-304 (1930).
  28. Adin, C. A., Gregory, C. R., Adin, D. B., Cowgill, L. D., Kyles, A. E. Evaluation of three peripheral arteriovenous fistulas for hemodialysis access in dogs. Veterinary Surgery. 31 (5), 405-411 (2002).
  29. Gladczak, A. K., Shires, P. K., Stevens, K. A., Clymer, J. W. Comparison of indirect and direct blood pressure monitoring in normotensive swine. Research in Veterinary Science. 95 (2), 699-702 (2013).
  30. Wenzel, K., et al. Survey of Effects of Anesthesia Protocols on Hemodynamic Variables in Porcine Cardiopulmonary Resuscitation Laboratory Models Before Induction of Cardiac Arrest. Comparative Medicine. 50 (6), 644-648 (2000).
  31. Duval, J. D., Pang, J. M., Boysen, S. R., Caulkett, N. A. Cardiopulmonary Effects of a Partial Intravenous Anesthesia Technique for Laboratory Swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 57 (4), 376-381 (2018).
  32. Friendship, R. M., Lumsden, J. H., McMillan, I., Wilson, M. R. Hematology and Biochemistry Reference Values for Ontario Swine. Canadian Journal of Comparative Medicine. (48), 390-393 (1984).
  33. Kiorpes, A. L., MacWilliams, P. S., Schenkman, D. I., Bickstrom, L. R. Blood Gas and Hematological Changes in Experimental Peracute Porcine Pleuropneumonia. Canadian Journal of Veterinary Research. (54), 164-169 (1990).
  34. Klem, T. B., Bleken, E., Morberg, H., Thoresen, S. I., Framstad, T. Hematologic and biochemical reference intervals for Norwegian crossbreed grower pigs. Veterinary Clinical Pathology. 39 (2), 221-226 (2010).
  35. Sisson, S. The Anatomy of the Domestic Animals. , 2, W. B. Saunders Company. Philadelphia. 804-810 (1930).
  36. Lopes-Berkas, V. C., Jorgenso, M. A. Measurement of Peripheral Arterial Vasculature in Domestic Yorkshire Swine by Using Quantitative Vascular Angiograph. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 628-634 (2011).
  37. Geary, R. L., et al. Wound healing: A paradigm for lumen narrowing after arterial reconstruction. Journal of Vascular Surgery. (27), 96-108 (1998).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة