يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

بالموجات فوق الصوتية زيادة الابتدائية الكبار العزلة الليفية

7.8K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/59858

⸱

يوليو 29, 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Pharmacology and Toxicology, Faculty of Medicine Carl Gustav Carus, Technische Universität Dresden

في هذه المقالة

ملخص

نقدم بروتوكولًا لعزل الخلايا الليفية للبالغين في المرحلة الابتدائية بطريقة سهلة وسريعة وموثوق بها، يمكن تنفيذها من قبل المبتدئين (على سبيل المثال، الطلاب). يجمع الإجراء بين هضم الأنسجة الأنزيمية والهياج الميكانيكي مع الموجات فوق الصوتية للحصول على الخلايا الليفية الأولية. ويمكن تكييف البروتوكول بسهولة مع متطلبات تجريبية محددة (مثل الأنسجة البشرية).

الملخص

أصبحت الخلايا الليفية الأولية للبالغين أداة هامة لدراسة التليف والتفاعلات الليفية والالتهاب في جميع أنسجة الجسم. وبما أن الخلايا الليفية الأولية لا يمكن أن تقسم إلى أجل غير مسمى بسبب تمايز myofibroblast أو تحريض الحساسية، يجب إنشاء ثقافات جديدة بانتظام. ومع ذلك، هناك العديد من العقبات التي يجب التغلب عليها خلال عمليات وضع بروتوكول عزل موثوق بها والعزلة الليفية الأولية نفسها: درجة صعوبة الأسلوب (وخاصة للمبتدئين)، وخطر التلوث البكتيري، و الوقت المطلوب حتى يمكن استخدام الخلايا الليفية الأولية للتجارب، ونوعية الخلايا اللاحقة وصلاحيتها. في هذه الدراسة، يتم توفير بروتوكول سريع وموثوق به وسهل التعلم لعزل وثقافة الخلايا الليفية الأولية للبالغين من قلب الماوس والرئة والكبد والكلى التي تجمع بين الهضم الأنزيمي والهياج بالموجات فوق الصوتية.

المقدمة

الخلايا الليفية هي خلايا مسطحة على شكل مغزل مع عمليات ستيلات متعددة وreticulum endoplasmic واسعة النطاق1،2. متوسط قياس الليفية 30 - 100 ميكرومتر ولها مدىالحياة من 57 ± 3 أيام 1،3. متوسط مدة دورة الخلية من الخلايا الليفية البشرية تتراوح بين 16 - 48 ساعة اعتمادا على ظروف الثقافة4. هناك أدلة على أن القدرة المستنسخة والجودة الوظيفية للفليائيات الأولية المستزرعة ترتبط سلبا مع سن المانحين، مما يشير إلى أنه ينبغي تفضيل المانحين الأصغر سنا (الحيوانات أو المرضى) إذا كان ذلك ممكنا5و6 .

تشكل الخلايا الليفية نوع الخلية السائد لمعظم أنسجة الجسم الثدييات. على الرغم من وجودها في كل مكان، وتحديد الجزيئية من الخلايا الليفية لا يزال تحديا7. تنتقل الخلايا الليفية إلى تطوير الأنسجة والأعضاء من مصادر مختلفة أثناء النمو الجنيني8. لهذا السبب، هناك عدد كبير من البروتينات علامة التي يمكن العثور عليها في الخلايا الليفية في حين أن البروتينات علامة فريدة من نوعها، والتي هي موجودة في كل السكان الأورام الليفية والحصرية للفليّة، لا تزال مفقودة. وهكذا، عادة ما تستخدم أنماط التعبير من عدة علامات معترف بها لتحديد الخلايا الليفية. من بين العلامات الأكثر شهرة هي فيمنتين، بروتين سطح الليفية البشرية (hFSP)، مستقبلات المجال المديسكوين 2 (DDR2) وألفا الأكتين العضلات الملساء (αSMA).

الخلايا الليفية هي المصفوفة الرئيسية خارج الخلية (ECM) المنتجة لنوع الخلية. وبالتالي، فإن الخلايا الليفية تحافظ علىبنية الأنسجة المنظمة وتوفر الدعم الميكانيكي للخلايا المجاورة 1. التوازن بين توليف إدارة المحتوى في المؤسسة والتدهور هو عملية منظمة تنظيماجيدا. التحولات نحو التوليف علامة على بداية الترسيب ECM المفرطالذي، إذا لم يتم إنهاؤه، يؤدي إلى التليف. يتم التوسط في التليف من قبل myofibroblasts، والتي تنشأ من الخلايا الليفية المنشطة التي تمر التغيرات الجزيئية والفيلونمطية. إحدى السمات المميزة للمقلبين هو تعزيز إفراز ECM والسيتوكينات والتعبير عن خيوط αSMA الدقيقة مرتبة بشكل منظم9.

وقد تم الخلايا الليفية الأولية في دائرة الضوء على البحوث الأخيرة التي تركز على التليف, التهاب الأنسجة والتفاعلات الليفية السرطان الخلية10,11. ومع ذلك، لدراسة فعالة خصائص الخلايا الليفية في الصحة والمرض، فمن الضروري لعزل الخلايا الليفية الأولية القابلة للحياة الكبار على أساس منتظم. هناك العديد من الطرق المتاحة لعزل الخلايا الليفية12،13،14. الطرق الرئيسية الثلاثة لعزل الليفية هي النمو من قطع الأنسجة12، هضم الأنسجة الأنزيمية15، والتسريب الأنزيمي للأعضاء جوفاء9،13،16. ميزة النمو هو عملية عزل لطيف دون تدهور الخلايا الأنزيمية. ومن ناحية أخرى، عادة ما تتطلب ثقافات النمو فترات ثقافية مطولة حتى يمكن استخدام الخلايا للتجارب. الهضم الأنزيمي الشائع سريع ولكنه يحمل خطر التلوث مع أنواع الخلايا الأخرى (على سبيل المثال، الخلايا البطانية) أو البكتيريا في عملية التحريض، وهو أمر ضروري لحل الأنسجة ميكانيكيا. وعلاوة على ذلك، فإن هذه الأساليب غالبا ما تكون مفصلة وتتطلب وقتا ومهارة للتعلم.

وفيما يتعلق بأهمية الخلايا الليفية الأولية في البحوث، لا تزال هناك حاجة إلى تحسين نُهج عزل الخلايا القائمة من حيث السرعة والبساطة والموثوقية. هنا، يتم توفير طريقة جديدة العزل الأورام الليفية الأنزيمية المستندة إلى الموجات فوق الصوتية تقديم خلايا عالية الجودة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

يتبع البروتوكول التالي المبادئ التوجيهية المؤسسية لرعاية الحيوانات من جامعة دريسدن التقنية، ألمانيا (رقم الملف: T 2014/4) وكذلك المبادئ التوجيهية المقبولة دوليا لرعاية الحيوانات (FELASA)17. يصور الشكل 1 عملية عزل الخلية.

1. إعداد الإعداد والمواد ووسائل الإعلام

  1. إعداد ثقافة الخلية المتوسطة، حل PBS، كولاجيناز مزيج الأوراق المالية الحل (إعادة تشكيل 50 ملغ من مزيج الكولاجين الليوفيل في 12 مل من المياه المعقمة فائقة النقية)، و 0.25٪ تريبسين الحل.
  2. الاحماء المتوسطة، وPBS والحل التربسين إلى 37 درجة مئوية.
  3. سخن حمام الماء بالموجات فوق الصوتية إلى 37 درجة مئوية.
  4. تطهير ملقط، ملعقة الفولاذ المقاوم للصدأ، مشرط (2X مشرط لكل جهاز) و2 أكواب زجاجية مع الإيثانول 70٪ ووضع هذه المواد تحت غطاء محرك السيارة ثقافة الخلية.
  5. ملء كوب واحد مع الإيثانول 70٪ والآخر مع الماء المعقمة أو حل PBS. هذه الأكواب مطلوبة لتطهير وغسل الصك بعد كل موكب الجهاز.
  6. وضع أنابيب بلاستيكية معقمة 15 مل تحتوي على PBS الباردة على الجليد الرطب. يعتمد عدد الأنابيب على عدد الأعضاء التي تريد عزل الخلايا الليفية منها.

2. تشريح الماوس وإزالة الأعضاء

  1. ارتداء اثنين من أزواج من القفازات واحدة فوق الأخرى، لذلك يمكن إزالة الزوج الأول بمجرد تشريح الحيوان.
    ملاحظة: يمنع هذا الإجراء البكتيريا من فرو الحيوان وجلده من الانتشار على الأعضاء.
  2. قتل الفأر (على سبيل المثال، خلع عنق الرحم) ودبوس الذبيحة مع الإبر إلى كل طرف إلى وسادة البوليسترين.
  3. تطهير الذبيحة الماوس باستخدام رذاذ الإيثانول 70٪. تأكد من أن الفراء غارقة في الإيثانول حتى الشعر لن دوامة.
  4. قطع الفراء الحق فوق الجهاز البولي التناسلي باستخدام ملقط الجراحية ومقص الصادم. قطع الجلد جنبا إلى جنب مع خط الوسط من نقطة الشق الأولي إلى الرقبة (3 - 4 سم) وإضافة قطع الإغاثة في الأطراف.
    تحذير: لا تثقب الطبقة العضلية في هذه الخطوة لتجنب التلوث البكتيري!
  5. دبوس الجلد إلى وسادة رغوة البوليسترين للوصول الأمثل إلى العضلات التي تغطي تجويف البطن.
  6. تطهير عضلات البطن مرتين باستخدام الإيثانول 70٪. دع الإيثانول يجف قبل المتابعة إلى الخطوة التالية.
  7. إزالة الزوج الأول من القفازات. استخدام مجموعة جديدة، معقمة من ملقط ومقص.
  8. فتح تجويف البطن والصدر عن طريق قطع الطبقة العضلية مع مقص الجراحية لإزالة بلطف الأعضاء المختارة. لذلك، عقد الجهاز بلطف مع ملقط الجراحية (لا تخترق الجهاز، واستخدام الحد الأدنى من الضغط) وقطع الأوعية الدموية توريد بالقرب من نقطة الدخول في الجهاز مع مقص.
  9. وضع الأعضاء في أنابيب معقمة تحتوي على PBS الباردة. أغلق الأنابيب بإحكام. ضع الأنابيب على الجليد الرطب حتى تستمر مع الخطوة 3.1.

3. الأنسجة الفرم والهضم واستخراج الخلايا

  1. نقل الأنابيب تحت غطاء السيارة ثقافة الخلية المعقمة.
    تحذير: ارتداء زوج جديد من القفازات وتطهير الأنابيب مع الإيثانول 70٪ قبل نقلها تحت غطاء محرك السيارة!
  2. إخراج الجهاز من أنبوب 15 مل باستخدام ملقط معقمة. ضع الجهاز على نصف طبق بيتري معقم 6 سم واغسل الجهاز لفترة وجيزة مع PBS لإزالة الدم الزائد. نقل الجهاز إلى النصف الثاني من طبق بيتري، وإزالة PBS الزائدة.
  3. يُمْكِنُ أَنْ يَكُونَ يَستعملَ مشرطان معقمة. يجب ألا تكون شظايا الأنسجة المتبقية أكبر من 1 - 2 مم.
  4. نقل الأنسجة المفرومة في أنبوب جديد معقم 15 مل باستخدام ملعقة معقمة وإضافة 2 مل من 0.25٪ محلول التربسين. ضع الأنبوب في حاضنة زراعة الخلايا عند درجة حرارة 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق.
  5. دوامة الأنبوب بلطف (حوالي 1400/min) لمدة 10 ق.
  6. وقف رد فعل التربسين تحت غطاء محرك السيارة ثقافة الخلية عن طريق إضافة 4 مل FCS التي تحتوي على خلية الثقافة المتوسطة (دولبكو تعديل النسر المتوسط (DMEM)، على سبيل المثال).
  7. إضافة 250 ميكرولتر من محلول مزيج الكولاجين إلى كل أنبوب يحتوي على أنسجة القلب أو الرئة و 100 ميكرولتر للكلى أو الكبد، على التوالي.
  8. وضع الأنابيب في حمام المياه بالموجات فوق الصوتية (37 درجة مئوية) وتفعيل sonicator بالموجات فوق الصوتية لمدة 10 دقيقة.
    ملاحظة: حمام المياه بالموجات فوق الصوتية المستخدمة في هذا البروتوكول لديه تردد التشغيل من 35 كيلوهرتز وقوة قصوى من 320 W.
  9. دوامة الأنابيب بلطف (حوالي 1400/min) لمدة 10 ق.
  10. وضع الأنابيب مرة أخرى في حمام المياه بالموجات فوق الصوتية لمدة 10 دقيقة.
  11. دوامة بلطف (حوالي 1400/min) لمدة 10 ق.
  12. تطهير الأنابيب مع الإيثانول 70٪ ونقلها تحت غطاء السيارة ثقافة الخلية المعقمة.
  13. قم بتصفية الحل باستخدام شبكة بـ 40 درجة في أنبوب جديد معقم بـ 15 مل.
  14. الطرد المركزي الأنبوب في 500 × ز لمدة 5 دقائق.
  15. إزالة supernatant وإعادة تعليق بيليه في 1 مل من المتوسطة الطازجة.
  16. نقل الخلايا إلى وعاء ثقافة الخلية مناسبة (على سبيل المثال، لوحة 6 جيدا) ووضع السفينة في حاضنة ثقافةالخلية بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية و 5٪ CO 2.
  17. في اليوم التالي، وإزالة المتوسطة، وغسل 3 مرات مع PBS، ثم إضافة المتوسطة الطازجة (حجم المضافة يعتمد على السفينة ثقافة الخلية من الاختيار، 2 مل لكل بئر من لوحة 6 جيدا الخ).
  18. تغيير المتوسط كل يومين.
    ملاحظة: يمكن تقسيم الخلايا الليفية بعد الوصول إلى التقاء بصري من 90٪ (عادة بعد 5-7 أيام).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وقد ثبت قدرة هذا البروتوكول على عزل الخلايا الليفية للبالغين من أنسجة المورين الصلبة. تم الحصول على الخلايا الليفية القابلة للحياة التي يمكن استخدامها للتجارب اللاحقة مثل تلطيخ المناعة أو تجارب الانتشار (الشكل2D-F، الشكل 5A).

الخلايا الليفية الكبار هي خلايا مسطحة على شكل المغزل مع عمليات خلوية متعددة التي تنمو عادة في أحادية الطبقات12،18. وتعك...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

بالمقارنة مع خطوط الخلايا الليفية الخالدة، تقدم الخلايا الليفية الأولية العديد من المزايا. ويمكن عزلها من حيث التكلفة بشكل فعال في نوعية عالية وكمية. وعلاوة على ذلك، توفر الثقافات الأولية إمكانية دراسة الخلايا من أفراد متعددين، مما يزيد من موثوقية النتائج التي تم الحصول عليها ويقلل من احتمال مجرد دراسة التحف ثقافة الخلايا. توليد مستمر من الثقافات الأولية الجديدة يمنع التغيرات الوراثية التي تحدث عادة بعد تمرير المتكررة21. بالإضافة إلى ذلك، الحساسية الخلوية22،

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ولا يوجد تضارب في المصالح للإعلان عنه.

شكر وتقدير

ونشكر السيدة رومي كيمب والسيدة أنيت أوبيتز على الدعم التقني الخبير. كما نشكر السيد بيورن بينينغ على دعمه في تكنولوجيا المعلومات. تم دعم هذا العمل بمنح من (أ) كلية الطب كارل غوستاف غوستاف (كاروس دريسدن) ونحن ممتنون للتمويل والدعم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
0.25٪ Trypsin-EDTASigma-Aldrich ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكيةT4049-100ML
المضادات الحيويةGibco-Life Technologies ، Carlsbad ، الولايات المتحدة الأمريكيةGibco LS15140148  ؛البنسلين / الستربتومايسين (10,000 وحدة / مل)
غطاء لثقافة الخليةThermo Fisher Scientific ، والثام ، الولايات المتحدة الأمريكية51023608HeraSafe KSP15
حاضنة ثقافة الخلاياThermo Fisher Scientific ، والثام ، الولايات المتحدة الأمريكية50049176BBD 6220
لوحات زراعة الخلاياThermo Fisher Scientific ، Waltham ، الولايات المتحدة الأمريكيةتعتمد على السفينة6- ، 12- ، 24 بئر سطح Nunclon
شفط ثقافة الخليةVACUUBRAND GMBH + CO KG ، Wertheim ، ألمانيا20727400BVC مصفاة خلية شفط احترافية
(شبكة) Corning، Tewksbury ، الولايات المتحدة الأمريكية43175040 & micro ؛ m نايلون
الطرد المركزيثيرمو فيشر العلمي ، والثام ، الولايات المتحدة الأمريكية75007213Megafuge 8R
وحدة تحكم ماصة لاسلكيةهيرشمان ، إبرشتات ، ألمانيا9907200Pipetus
أطراف ماصة يمكن التخلصSigma-Aldrich ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكيةتعتمد على الحجمنصائح SafeSeal للماصات (10 & micro; L ، 20 وميكرو ؛ لتر ، 100 وميكرو ؛ لتر ، 200 وميكرو ؛ L ، 1000 & L)
الماصات البلاستيكية التي تستخدم لمرة واحدةSigma-Aldrich ، سانت لويس ، الولايات المتحدةالأمريكية تعتمد على الحجم5 مل ، 10 مل ، 25 مل ، 50 مل
مشرط معقم يمكن التخلص منهMyco Medical ، Cary ، الولايات المتحدة الأمريكيةn.a.Technocut
Dulbeccos Modified Eagle Medium (DMEM)Thermo Fisher Scientific ، Waltham ، الولايات المتحدة الأمريكية41965-062عالية الجلوكوز
Eppendorf ، هامبورغ ، ألمانيا & nbsp ؛يعتمد على الحجم50 & الميكرو; لتر ، 500 وميكرو ؛ لتر ، 1.500 وميكرو ؛ لتر ، 2.000 وميكرو ؛ L
مصل ربلة الساق الجنينية (FCS)سيجما ألدريتش ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكيةF2442-50ML
مزيج كولاجينازسيجما ألدريتش ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكية5401020001Liberase TL طبق بتري من الدرجة البحثية
6 سمسيجما ألدريتش ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكيةP5481-500EA
محلول ملحي بالفوسفات (PBS)سيجما ألدريتش ، سانت لويس ، الولايات المتحدة الأمريكيةD8537-500ML500 مل
طقم الكشف عن الشيخوخةAbcam ، كامبريدج ، المملكة المتحدةab65351
Shaker / VortexIKA ، Staufen im Breisgau ، ألمانياn.a.MS2Minishaker (النموذج اللاحق: Ident-Nr.: 0020016017)
أنابيب بلاستيكية معقمةThermo Fisher Scientific ، Waltham ، الولايات المتحدة الأمريكيةFalcon 352095BD Falcon Tubes (15 مل ، 50 مل)
حمام مائي بالموجات فوق الصوتيةBANDELIN electronic GmbH & Co. KG ، برلين ، ألمانيا312Sonorex RK100H
مقص جراحي (غير رضحي)Aesculap AG ، Tuttlingen ، ألمانياNR 82
مقص جراحي   ؛Aesculap AG ، Tuttlingen ، ألمانيامكافئ 1060.09
ملقط جراحيAesculap AG ، توتلينغن ، ألمانياBD577
منها أنابيب Eppendorf

المراجع

  1. Baum, J., Duffy, H. S. Fibroblasts and myofibroblasts: what are we talking about. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 57 (4), 376-379 (2011).
  2. Tallquist, M. D., Molkentin, J. D. Redefining the identity of cardiac fibroblasts. Nature Reviews. Cardiology. 14 (8), 484-491 (2017).
  3. Weissman-Shomer, P., Fry, M. Chick embryo fibroblasts senscence in vitro: pattern of cell division and life span as a function of cell density. Mechanisms of Ageing and Development. 4 (2), 159-166 (1975).
  4. Angello, J. C. Replicative potential and the duration of the cell cycle in human fibroblasts: coordinate stimulation by epidermal growth factor. Mechanisms of Ageing and Development. 62 (1), 1-12 (1992).
  5. Serra, V., von Zglinicki, T. Human fibroblasts in vitro senesce with a donor-specific telomere length. FEBS Letters. 516 (1), 71-74 (2002).
  6. Mateu, R., et al. Functional differences between neonatal and adult fibroblasts and keratinocytes: Donor age affects epithelial-mesenchymal crosstalk in vitro. International Journal of Molecular Medicine. 38 (4), 1063-1074 (2016).
  7. Ivey, M. J., Tallquist, M. D. Defining the Cardiac Fibroblast. Circulation Journal: Official Journal of the Japanese Circulation Society. 80 (11), 2269-2276 (2016).
  8. Kanisicak, O., et al. Genetic lineage tracing defines myofibroblast origin and function in the injured heart. Nature Communications. 7, 12260(2016).
  9. Kuenzel, S. R., et al. Hypoxia-induced epigenetic silencing of polo-like kinase 2 promotes fibrosis in atrial fibrillation. bioRxiv. , 445098(2018).
  10. Van Linthout, S., Miteva, K., Tschöpe, C. Crosstalk between fibroblasts and inflammatory cells. Cardiovascular Research. 102 (2), 258-269 (2014).
  11. Kalluri, R. The biology and function of fibroblasts in cancer. Nature Reviews Cancer. 16 (9), 582-598 (2016).
  12. Poulet, C., Künzel, S., Büttner, E., Lindner, D., Westermann, D., Ravens, U. Altered physiological functions and ion currents in atrial fibroblasts from patients with chronic atrial fibrillation. Physiological Reports. 4 (2), (2016).
  13. Gündüz, D., Hamm, C. W., Aslam, M. Simultaneous Isolation of High Quality Cardiomyocytes, Endothelial Cells, and Fibroblasts from an Adult Rat Heart. Journal of Visualized Experiments. (123), e55601(2017).
  14. Weldrick, J. J., Abdul-Ghani, M., Megeney, L. A., Burgon, P. G. A rapid and efficient method for the isolation of postnatal murine cardiac myocyte and fibroblast cells. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 96 (5), 535-539 (2018).
  15. Wang, H., Van Blitterswijk, C. A., Bertrand-De Haas, M., Schuurman, A. H., Lamme, E. N. Improved enzymatic isolation of fibroblasts for the creation of autologous skin substitutes. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 40 (8-9), 268-277 (2004).
  16. El-Armouche, A., et al. Phosphatase inhibitor-1-deficient mice are protected from catecholamine-induced arrhythmias and myocardial hypertrophy. Cardiovascular Research. 80 (3), 396-406 (2008).
  17. Guillen, J. FELASA Guidelines and Recommendations. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 51 (3), 311-321 (2012).
  18. Seluanov, A., Vaidya, A., Gorbunova, V. Establishing primary adult fibroblast cultures from rodents. Journal of Visualized Experiments. (44), 2033(2010).
  19. Masur, S. K., Dewal, H. S., Dinh, T. T., Erenburg, I., Petridou, S. Myofibroblasts differentiate from fibroblasts when plated at low density. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (9), 4219-4223 (1996).
  20. Rohr, S. Cardiac fibroblasts in cell culture systems: myofibroblasts all along. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 57 (4), 389-399 (2011).
  21. Cell lines: Valuable tools or useless artifacts. PubMed - NCBI. , Available from: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22553484 (2019).
  22. Coppé, J. P., et al. Senescence-associated secretory phenotypes reveal cell-nonautonomous functions of oncogenic RAS and the p53 tumor suppressor. PLoS biology. 6 (12), 2853-2868 (2008).
  23. Childs, B. G., Durik, M., Baker, D. J., van Deursen, J. M. Cellular senescence in aging and age-related disease: from mechanisms to therapy. Nature Medicine. 21 (12), 1424-1435 (2015).
  24. Singh, M., Sharma, A. K. Outgrowth of fibroblast cells from goat skin explants in three different culture media and the establishment of cell lines. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 47 (2), 83-88 (2011).
  25. Linge, C., Green, M. R., Brooks, R. F. A method for removal of fibroblasts from human tissue culture systems. Experimental Cell Research. 185 (2), 519-528 (1989).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

عزل الخلايا الليفية الأوليةالتقليب بالموجات فوق الصوتيةالهضم الإنزيميتفكيك الأنسجةبروتوكول زراعة الخلاياحصاد أعضاء الفأرالمعالجة بالتريبسينمزيج الكولاجينازترشيح الخلاياالطرد المركزي
بالموجات فوق الصوتية زيادة الابتدائية الكبار العزلة الليفية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.