يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نظام Microdrive الهجين مع مسبار أوبتو السيليكون القابل ة للاسترداد وTetrode لتسجيل الكثافة العالية في الموقع المزدوج في الفئران المتحركة بحرية

10.9K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/60028

⸱

أغسطس 10, 2019

 ,  , 
1Department of Psychiatry, University of Texas Southwestern Medical Center, 2Department of Neuroscience, University of Texas Southwestern Medical Center

في هذه المقالة

ملخص

يصف هذا البروتوكول بناء صفيف محرك صغير هجين يسمح بزرع تسعة تيترودقابل قابل للتعديل بشكل مستقل ومسبار واحد قابل للتعديل للأوبتو-السيليكون في منطقتين من مناطق الدماغ في الفئران المتحركة بحرية. كما تبين طريقة لاسترداد بأمان وإعادة استخدام مسبار السيليكون الأوبتو لأغراض متعددة.

الملخص

يمكن أن توفر التسجيلات العصبية متعددة المناطق معلومات حاسمة لفهم التفاعلات على نطاق زمني دقيق بين مناطق الدماغ المتعددة. ومع ذلك، فإن تصاميم المحركات الصغيرة التقليدية غالباً ما تسمح فقط باستخدام نوع واحد من الأقطاب الكهربائية للتسجيل من مناطق مفردة أو متعددة، مما يحد من العائد من تسجيلات ملف تعريف وحدة واحدة أو عمق. كما أنه غالباً ما يحد من القدرة على الجمع بين تسجيلات القطب الكهربائي مع الأدوات الوراثية البصرية لاستهداف المسار و / أو نوع الخلية نشاط معين. يعرض هنا مجموعة محرك أقراص صغيرة هجينة للفئران المتحركة بحرية لتحسين العائد ووصف ًا لتلفيقها وإعادة استخدامها لصفيف microdrive. يستخدم التصميم الحالي تسعة tetrodes ومسبار واحد من السيليكون الأوبتو المزروعة في منطقتين الدماغ المختلفة في وقت واحد في الفئران تتحرك بحرية. وtetrodes ومسبار opto-silicon قابلة للتعديل بشكل مستقل على طول محور الظهر في الدماغ لتحقيق أقصى قدر من العائد من وحدة والأنشطة المذبذبة. كما تتضمن صفيفة المحركات الدقيقة هذه مجموعة للمعالجة البصرية الخفيفة والوسيطة للتحقيق في الاستجابات والوظائف الإقليمية أو الخاصة بالخلايا من الدوائر العصبية البعيدة المدى. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن استعادة مسبار السيليكون الأوبتو بأمان وإعادة استخدامه بعد كل تجربة. نظرًا لأن صفيف microdrive يتكون من أجزاء مطبوعة ثلاثية الأبعاد، يمكن تعديل تصميم محركات الأقراص الصغيرة بسهولة لاستيعاب إعدادات مختلفة. وصف لأول مرة هو تصميم مجموعة microdrive وكيفية إرفاق الألياف البصرية إلى مسبار السيليكون لتجارب علم الوراثة البصرية، تليها تصنيع حزمة tetrode وزرع مجموعة في الدماغ الماوس. كما أن تسجيل الإمكانات الميدانية المحلية والتجسس على الوحدة إلى جانب التحفيز البصري الوراثي يدل أيضاً على جدوى نظام صفيف اتّساع الأقراص الدقيقة في الفئران المتحركة بحرية.

المقدمة

من المهم أن نفهم كيف يدعم النشاط العصبي العملية المعرفية، مثل التعلم والذاكرة، من خلال التحقيق في كيفية تفاعل مناطق الدماغ المختلفة بشكل حيوي مع بعضها البعض. لتوضيح ديناميات النشاط العصبي الكامنة وراء المهام المعرفية، وقد أجريت على نطاق واسع الفيزيولوجيا الكهربائية خارج الخلية في الحيوانات تتحرك بحرية مع المعونة من صفائف microdrive1،2،3، 4. في العقدين الماضيين، تم تطوير عدة أنواع من مجموعة microdrive لزرع الأقطاب الكهربائية في مناطق الدماغ متعددة للفئران5،6،7،8 والفئران9، 10 سنوات , 11 , 12.ومع ذلك، تصاميم microdrive الحالية عموما لا تسمح لاستخدام أنواع متعددة من التحقيق، مما اضطر الباحثين لاختيار نوع قطب واحد مع فوائد محددة والقيود. على سبيل المثال، صفائف tetrode تعمل بشكل جيد لمناطق الدماغ ذات الكثافة السكانية العالية مثل الحصين السدورية CA11،13، في حين أن تحقيقات السيليكون تعطي لمحة هندسية أفضل لدراسة الاتصالات التشريحية14 , 15.

وغالبا ما تستخدم Tetrodes وتحقيقات السيليكون لتسجيل في الجسم الحي المزمن، ولكل منها مزاياها وعيوبها الخاصة. وقد ثبت Tetrodes لديها مزايا كبيرة في عزل وحدة واحدة أفضل من أقطاب واحدة16،17، بالإضافة إلى فعالية التكلفة والصلابة الميكانيكية. كما أنها توفر عوائد أعلى من أنشطةوحدة واحدة عندما جنبا إلى جنب مع محركات الأقراص الصغيرة 8،18،19،20. من الضروري زيادة عدد الخلايا العصبية المسجلة في وقت واحد لفهم وظيفة الدوائر العصبية21. على سبيل المثال، هناك حاجة إلى أعداد كبيرة من الخلايا للتحقيق في مجموعات صغيرة من أنواع الخلايا غير المتجانسة وظيفيا مثل 22 ذات الصلة بالوقت أو مكافأة الترميز23 خلية. مطلوب أرقام خلايا أعلى بكثير لتحسين جودة فك التشفير من تسلسل ارتفاع13،24،25.

Tetrodes، ومع ذلك، لديها عيب في تسجيل الخلايا الموزعة مكانيا، كما هو الحال في القشرة أو المهاد. وعلى النقيض من التيترودي، يمكن أن توفر تحقيقات السيليكون التوزيع المكاني والتفاعل بين الإمكانات الميدانية المحلية (LFPs) وأنشطة التنصت داخل الهيكل المحلي14و26. تحقيقات السيليكون متعددة الساق زيادة عدد مواقع التسجيل والسماح بالتسجيل عبر هياكل واحدة أو مجاورة27. ومع ذلك، فإن هذه الصفائف أقل مرونة في تحديد مواقع الأقطاب الكهربائية مقارنة بـ tetrodes. وبالإضافة إلى ذلك، مطلوب خوارزميات فرز ارتفاع معقدة في تحقيقات عالية الكثافة لاستخراج المعلومات حول إمكانات العمل من القنوات المجاورة لعكس البيانات التي تم الحصول عليها من قبل tetrodes28،29،30. وبالتالي، فإن العائد الإجمالي للوحدات الفردية غالبا ما يكون أقل من التيترودي. وعلاوة على ذلك، فإن تحقيقات السيليكون غير مواتية بسبب هشاشتها وارتفاع تكلفتها. وبالتالي، فإن اختيار التيتروديس مقابل تحقيقات السيليكون يعتمد على الهدف من التسجيل، وهو ما إذا كان الحصول على عائد عال من الوحدات الواحدة أو التنميط المكاني في مواقع التسجيل هو الأولوية.

بالإضافة إلى تسجيل النشاط العصبي، أصبح التلاعب الجيني البصري واحدة من الأدوات الأكثر قوة في علم الأعصاب لدراسة كيفية مساهمة أنواع الخلايا المحددة و / أو مسارات وظائف الدائرة العصبية13،31، 32و33. ومع ذلك، تتطلب التجارب البصرية الاعتبار الإضافي في تصميم صفيف microdrive لإرفاق موصل الألياف لتحفيز مصادر الضوء34،35،36. في كثير من الأحيان، ربط الألياف البصرية يتطلب قوة كبيرة نسبيا، والتي قد تؤدي إلى تحول ميكانيكي من التحقيق في الدماغ. ولذلك، فإنه ليس مهمة تافهة للجمع بين الألياف البصرية القابلة للزرع إلى صفائف microdrive التقليدية.

للأسباب المذكورة أعلاه، يطلب من الباحثين لتحسين اختيار نوع القطب الكهربائي أو لزرع الألياف البصرية اعتمادا على الهدف من التسجيل. على سبيل المثال يتم استخدام tetrodes لتحقيق أعلى العائد وحدة في الحصين1،13، في حين يتم استخدام تحقيقات السيليكون للتحقيق في ملف عمق اللامينار من المناطق القشرية ، مثل القشرة الانطوفية الوسيطة (MEC)37. وفي الوقت الراهن، تم الإبلاغ عن محركات الأقراص الدقيقة لزرع التيتروديس وتحقيقات السيليكون في وقت واحد للفئران5و11. ومع ذلك، فإنه من الصعب للغاية لزرع tetrodes متعددة وتحقيقات السيليكون في الفئران بسبب وزن microdrives، مساحة محدودة على رأس الماوس، والمتطلبات المكانية لتصميم microdrive لتوظيف تحقيقات مختلفة. على الرغم من أنه من الممكن زرع تحقيقات السيليكون دون microdrive، وهذا الإجراء لا يسمح لتعديل التحقيق ويقلل من معدل نجاح استرداد السيليكون التحقيق12،38. وعلاوة على ذلك، تتطلب التجارب البصريات اعتبارات إضافية في تصميم صفيف اتّساح. يوضح هذا البروتوكول كيفية بناء وغرس صفيف microdrive للتسجيل المزمن في الفئران المتحركة بحرية، والذي يسمح بزرع تسعة tetrodes قابل للتعديل بشكل مستقل وواحد قابل للتعديل البصريات السيليكون التحقيق. كما تسهل هذه المجموعة الميكرودرايف التجارب البصرية واسترداد مسبار السيليكون.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تمت الموافقة على جميع الطرق الموضحة هنا من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها (IACUC) من المركز الطبي جنوب غرب جامعة تكساس.

1. الاستعدادات لأجزاء صفيف microdrive

  1. طباعة أجزاء صفيف microdrive باستخدام طابعة 3D باستخدام الراتنج نموذج الأسنان (الشكل1A،B). تأكد من أن سمك الطبقات المطبوعة ثلاثية الأبعاد الفردية أقل من 50 درجة مئوية للحفاظ على الثقوب الصغيرة على الأجزاء المطبوعة واضحة وقابلة للحياة.
    ملاحظة: مجموعة microdrive يتكون من خمسة أجزاء (الشكل1C):(1) الجسم الرئيسي لمجموعة microdrive، والذي يتضمن تسعة مسامير microdrive لtetrodes والمسمار واحد لمسبار السيليكون (الشكل1Ca-d). تنسيق حزمة tetrode وثقب للمسبار opto-silicon في الجزء السفلي يعتمد على إحداثيات منطقة الدماغ المستهدفة (الشكل1Cd)؛ (2) مكوك لإرفاق السيليكون التحقيق أو optrode (الشكل1Ce)؛ (3) جبل التشتم الكهربائي التحقيق لعقد جهاز توصيل السيليكون التحقيق (الشكل1Cf)؛ (4) حامل الطويق الألياف التي المشابك إلى الجزء الأوسط من الجسم لمنع الحركات غير المرغوب فيها من التحقيق الأوبتو السيليكون المزروعة عند توصيل / فصل موصل الألياف البصرية (الشكل1Cg)؛ و (5) مخروط التدريع الذي يوفر التدريع المادي والكهربائي لصفيف microdrive لتسجيل مستقر (الشكل1Ch). الوزن الإجمالي لصفيف microdrive هو 5.9 غرام، بمافي ذلك مخروط التدريع (الجدول 1). إذا تم انسداد الثقوب في الأجزاء المطبوعة، وحفر الثقوب باستخدام بت الحفر: #76 للثقوب الداخلية #68 للثقوب الخارجية لمسامير tetrode-microdrive، #71 لtetrode microdrive المسمار ثقب مؤيد، #77 للثقوب لأدلة المشاركات في الجزء السفلي من الجسم.
  2. إدراج المشاركات الإرشادية في نص صفيف microdrive.
    1. قطع اثنين من أطوال 16 ملم من 26-Ga أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ. شحذ بلطف نصائح الأسلاك باستخدام طاحونة دوارة.
    2. إدراج الأسلاك في الثقوب السفلية من الجسم (الشكل2A). تطبيق كمية صغيرة من الغراء cyanoacrylate في الجزء السفلي من الجسم لتأمين المشاركات دليل.

2. البصريات السيليكون إعداد التحقيق

  1. إعداد المسمار microdrive لمسبار السيليكون.
    ملاحظة: المسمار microdrive للتحقيق السيليكون يتكون من المسمار مخصص (300 درجة مئوية الملعب)، ودعم أنبوب الدعم، وأنبوب على شكل L (الشكل2B).
    1. إعداد القالب لرئيس microdrive (الشكل2C). لبناء القالب، وإعداد نمط من البلاستيك 3D المطبوعة من microdrive (الشكل2Ca). ثم، صب هلام السيليكون السائل بعد صنع جدار زمني عن طريق وضع الأشرطة حول النمط. إزالة فقاعات الهواء عن طريق هز بلطف، والانتظار حتى يتم الشفاء منه، ثم إزالة قالب هلام السيليكون من نمط (الشكل2Cb).
    2. قطع 18 ملم و 9.5 ملم أطوال من 23 G أسلاك الفولاذ المقاوم للصدأ باستخدام طاحونة دوارة. قم بخشونة أعلى 2-3 ملم من الأسلاك مع طاحونة دوارة لتعزيز التصاق الاكريليك الأسنان.
    3. تأخذ المسمار مخصص واحد وتطبيق كمية صغيرة من زيت السيليكون للحد من الاحتكاك مع الاكريليك الأسنان. تعيين الأسلاك والمسمار مخصص إلى القالب.
    4. صب الاكريليك الأسنان في القالب باستخدام حقنة للقضاء على فقاعات الهواء حول الأسلاك ومسامير. تلوث فقاعة الهواء سيجعل microdrive هشة. انتظر حتى يتم الشفاء الكامل الاكريليك الأسنان، ثم خلع مسامير microdrive من القالب. ثني 6 مم من طرف السلك الأطول إلى زاوية 60 درجة باستخدام كماشة.
    5. تحقق من جودة مسامير microdrive (على سبيل المثال، الشقوق، فقاعات الهواء، والاحتكاك) لتدوير المسمار. إذا كان هناك احتكاك عال، تدوير المسمار حتى تصبح على نحو سلس باستخدام سائق المسمار الكهربائية مع طرف سائق مخصص، والتي الأزواج مع المسمار microdrive.
    6. تثبيت المسمار microdrive في الجسم مجموعة microdrive للتحقق ما إذا كان يتحرك صعودا وهبوطا بسلاسة عن طريق تحويل المسمار. يتم إنشاء المواضيع للالمسمار تلقائيا عند إدراج المسمار في حفرة من الجسم.
  2. إعداد المكوك(الشكل 3Aa).
    1. قطع اثنين من أطوال 5 ملم من أنابيب بوليثيركيتون (نظرة خاطفة) باستخدام مقص حاد. محاذاة الأنابيب على جانبي المكوك. الغراء الأنابيب والمكوك باستخدام الايبوكسي.
    2. تطبيق كمية صغيرة من زيت السيليكون على المشاركات دليل. تحقق من جودة المكوك عن طريق إدراج على المشاركات دليل من الجسم صفيف microdrive. تأكد من أن المكوك يتحرك بسلاسة دون احتكاك مفرط.
  3. إعداد البصريات (الشكل3Ab). يمكن تخطي هذه الخطوة إذا لم تكن هناك حاجة إلى تجربة وراثية بصريات.
    1. تُشقّ الألياف البصرية إلى طولها 21 مم باستخدام قاطع روبي. طحن طرف الألياف لجعل طرف مسطح ولامعة.
    2. وضع بلطف الألياف البصرية على الجانب الأمامي من السيليكون التحقيق. يتم وضع طرف الألياف 200-300 ميكرومتر فوق الجزء العلوي من مواقع القطب الكهربائي. عقد الألياف مؤقتا مع شريط شفاف.
    3. الغراء الألياف البصرية إلى قاعدة السيليكون التحقيق باستخدام كمية صغيرة من الايبوكسي. انتظر 5 ساعة على الأقل حتى يشفى الايبوكسي تماما.
      ملاحظة: من المستحسن إرفاق الألياف البصرية على نفس الجانب مثل مواقع القطب الكهربائي. إرفاق الألياف في الجانب الخلفي قد يمنع الضوء من إضاءة مواقع التسجيل بشكل صحيح.
  4. إرفاق المكوك إلى التحقيق السيليكون (الشكل3Ac):تطبيق كمية صغيرة من الايبوكسي في الجزء الخلفي من قاعدة السيليكون التحقيق. قم بإرفاق الجزء السفلي من المكوك بقاعدة مسبار السيليكون، واثبت بلطف في الموقع لمدة 2-3 دقائق لتجنب تكوين فجوة بين المكوك وقاعدة مسبار السيليكون أثناء العلاج الأولي للإيبوكسي. انتظر ما لا يقل عن 5 ح حتى يشفى الايبوكسي تماما.
  5. إدراج بعناية أنابيب المكوك على المشاركات دليل من الجسم الرئيسي تحت المجهر (الشكل3B). خلال هذا الإجراء، عقد الأخدود من المكوك مع ملاقط غرامة.
  6. إدراج microdrive المسمار في ثقب المسمار عن طريق تحويل المسمار. إشراك التحقيق السيليكون وmicrodrive المسمار عن طريق إدراج غيض من سلك شكل L في الأخدود من رئيس المكوك (الشكل3C).
  7. إرفاق حامل جهاز الاتصال الكهربائية التحقيق إلى الجسم مجموعة microdrive (الشكل3D).
    1. قطع اثنين من مسامير #0 إلى طول الموضوع 3.5 ملم. طحن نصائح لإزالة نتوءات.
    2. ضع حامل جهاز الاتصال على الجسم. ضع موصل السيليكون المسبار الكهربائي في الحامل.
    3. تأمين موصل التحقيق السيليكون في حامل باستخدام الايبوكسي، وتأكد من عدم الغراء إلى الجسم مجموعة microdrive للسماح لإجراء الانتعاش من التحقيق السيليكون. إدراج مسامير لعقد حامل جهاز الاتصال التحقيق.
  8. إرفاق حامل الطويق إلى التحقيق opto-السيليكون وهيئة مجموعة microdrive (الشكل3D).
    1. قطع اثنين من مسامير #0 إلى طول الموضوع 6 ملم. طحن نصائح لإزالة نتوءات.
    2. طحن الجزء الخارجي من اثنين من المكسرات آلة #0 المسمار لجعل المكسرات عرافة صغيرة مع قطرها الخارجي 2.5-3.0 ملم للحد من الوزن والفضاء.
    3. أدخل البراغي في المكون A من الحامل. الغراء رؤساء المسمار باستخدام الايبوكسي.
    4. تطبيق كمية صغيرة من الشحوم السيليكون إلى المكون A و B للحد من الاحتكاك مع الجسم. إدراج المكون A في الجسم، ثم عقد زمنيا باستخدام ملاقط معكوسة.
    5. ضع المكون B على مسامير المكون A. خيط المكسرات حسب الطلب في مسامير. استخدام كماشة لتشديد المكسرات لتأمين حامل الطويق على الجسم.
    6. إدراج الطويق الألياف في الأخدود من حامل الطويق الألياف (المكون B). تأكد من أن الطويق الألياف هو الشائكة 4-5 ملم من حامل.
    7. تطبيق كمية صغيرة من الايبوكسي بين الطويق والأخدود حامل. انتظر حتى يتم الشفاء الكامل الايبوكسي والتحقق من أن الطويق لا تتحرك. تحقق من المكوك وحامل الطويق للحركة على نحو سلس عن طريق تخفيف المكسرات قبل تحويل microdrive المسمار.
    8. تحقق من مسافة العمل من التحقيق. تأكد من أن طرف التحقيق يتراجع تماما في الجسم عندما يكون حامل الطويق في المركز العلوي في حين أن أنابيب المكوك لا تزال مرتبطة مع المشاركات دليل. يتم تحديد مسافة العمل القصوى من خلال طول مسبار السيليكون ومنطقة الدماغ المستهدفة.
    9. إذا كان microdrive المسمار فضفاضة، وتطبيق كمية صغيرة من الاكريليك الأسنان حول المسمار لإضافة المزيد من المواضيع للدعم. عندما يتم علاجه، تدوير المسمار للتحقق من ضيق والاستقرار.

3- إعداد تيترود

ملاحظة: يشبه هذا الإجراء المقالات8و19و20و39المنشورة سابقاً.

  1. إعداد مسامير microdrive لtetrode. وmicrodrive لtetrode يتكون من المسمار المخصصة تشكيله و23 G الأنابيب (الشكل2B). وهذا الإجراء مماثل للفرع 2-1.
  2. جعل حزمة من 30 G أنابيب الفولاذ المقاوم للصدأ التي لديها 5.5 مل الأسلاك داخل. وفي هذه الحالة، استخدم ما مجموعه تسعة أنابيب من نوع 30 غرام (ثمانية أنابيب مسجلة وقطب مرجعي واحد).
  3. خيط حزمة 30 G من الجزء السفلي من جسم محرك الأقراص، وتأمينها مع 20 G أنابيب رقيقة الجدران إلى الجسم الرئيسي. تقليم الجزء السفلي من حزمة مع طاحونة دوارة لجعل غيض حتى وتدفق. تقليم الجزء العلوي من أنابيب 30 G مع طاحونة دوارة بحيث أنبوب 30 G العصي بها حوالي 0.5 ملم من الجسم الرئيسي.
  4. تحميل 5.5 مليون بوليميد أنابيب عازلة في أنابيب 30 G. إعداد أسلاك tetrode وتحميلها في 32 قناة لوحة واجهة كهربائية (EIB). تحقق من الاتصال الكهربائي مع اختبار المقاومة قبل قطع الدقة النهائية.
  5. مقاومة طرف القطب السفلي إلى 250-350 كيلو واط مع حل طلاء الذهب. إصلاح جميع tetrodes مع superglue.
  6. ملء الفجوة المفرطة بين أنبوب بوليميد وtetrode مع الزيوت المعدنية لختم وتزييت. توجيه الأسلاك الأرضية إلى بنك الاستثمار الأوروبي.
    ملاحظة: إذا لزم الأمر، يمكن دمج الألياف البصرية على طول أسلاك tetrode12.

4. إرفاق مخروط التدريع

  1. طلاء الفضة موصل الطلاء التدريع على داخل مخروط المطبوعة. وضع مجموعة microdrive داخل المخروط (الشكل3E).
  2. قطع اثنين من مسامير #0 إلى طول الموضوع 3.5 ملم. ربط مسامير من خارج المخروط لعقد مجموعة microdrive في مكان.
  3. تطبيق الطلاء الفضة حول رئيس المسمار لربط كهربائيا مخروط التدريع مع الأرض الكهربائية. تحقق من الاتصال الكهربائي بين الأسلاك الأرضية والمخروط. تطبيق كمية صغيرة من الايبوكسي بين الجسم مجموعة microdrive ومخروط التدريع لإرفاق الجسم بشكل آمن.
    ملاحظة: طريقة أخرى لإعداد مخروط التدريع هو استخدام شريط الألومنيوم40 (الشكل3F). أولا، إعداد ورقة نمط للمخروط التدريع بعد التمسك رقائق الألومنيوم إلى ورقة (الشكل3Fa). ثم، لفة ورقة وإرفاقها إلى الجسم microdrive باستخدام كمية صغيرة من الغراء cyanoacrylate (الشكل3Fb). وزن هذا المخروط هو 0.72 غرام ويتم تخفيض الوزن الإجمالي لصفيف microdriveإلى 4.7 غرام (الجدول 1).

5. جراحة الزرع

ملاحظة: يتم تعديل هذا الإجراء من المقالات المنشورة سابقا18و39و41 لزرع الموقع المزدوج. تأكد من أن وزن الحيوان هو أكثر من 25 غرام لزرع microdrive للانتعاش أسرع بعد الجراحة.

  1. اعداد
    1. لإعداد المسمار الأرض، وإرفاق الأسلاك الفضية إلى المسمار الجمجمة وتطبيق الطلاء الفضي. ثم، إرفاق دبوس الذهب إلى الجانب الآخر من السلك باستخدام الطلاء الفضي.
    2. قم بإعداد محول الضغط على محرك الأقراص للاحتفاظ بصفيف محرك الأقراص الصغيرة إلى جهاز مجسم. إرفاق المتصل الذكور إلى مقبض غير القابل للصدأ باستخدام الايبوكسي. تأكد من أن محاذاة المتصل ومقبض غير القابل للصدأ مستقيمة.
    3. في حالة أن هناك حاجة إلى تأكيد النسيج بعد التسجيل، وتطبيق Di-I إلى tetrodes أو المؤخر من السيليكون التحقيق38.
    4. خفض السيليكون التحقيق وصولا الى عمق المطلوب. تخفيف المكسرات من حامل الطويق باستخدام كماشة، وانخفاض السيليكون التحقيق (opto-السيليكون التحقيق) عن طريق تحويل السيليكون التحقيق microdrive المسمار، ثم ربط المكسرات لتأمين حامل الطويق. عند زرع tetrodes في منطقة فرس النهر CA1 ومسبار السيليكون في MEC، والمسافة بين قنية tetrode وطرف السيليكون التحقيق هو 3-4 ملم.
  2. تعيين الماوس التخدير (0.8٪ -1.5٪ isoflurane) في جهاز مجسم. يتم تأكيد حالة التخدير من الماوس من خلال عدم وجود رد الفعل اصبع القدم قرصة. تطبيق مرهم واضح على العينين لمنع التجفيف. تغطية العينين مع قطعة من احباط للحماية من التعرض للضوء الجراحية القوية.
  3. تطهير فروة رأس الفأر باليود والإيزوبروبانول بعد حلق الفراء. قم بعمل شق 1.5-2.0 سم في فروة الرأس باستخدام مقص جراحي قياسي، وإزالة الأنسجة فوق الجمجمة باستخدام مسحات القطن بعد تطبيق الليدوكائين تحت الجلد.
  4. محاذاة رأس الماوس مع أداة stereotaxic. تأكد من أن الفرق في الارتفاع بين البريما ولامدا أقل من 100 درجة مئوية. تحديد موقع استئصال الجمجمة باستخدام أطلس ووضع علامة على هذه المواقع مع قلم رصاص معقمة.
  5. تثبيت مسامير الجمجمة (قطر 0.8 ملم، 0.200 مم الملعب الموضوع) عن طريق تناوب لهم 1.5 يتحول (0.3 ملم) على الجمجمة، وذلك باستخدام ملاقط الجراحية ومفك بعد حفر 8-11 ثقوب في الجمجمة باستخدام 0.5 ملم بت الحفر.
    ملاحظة: 2-4 ثقوب في الجمجمة الأمامية، 2-3 ثقوب في كل جانب من الجمجمة الجدارية، و1-2 ثقوب في الجمجمة بين البارية.
  6. إرفاق المسمار الأرض إلى الحفرة عن طريق تدوير دورة واحدة (0.2 ملم) بعد حفر حفرة في العظام بين الباريات. تأكد من أن هذه الحفرة لا تخترق من خلال العظام في حالة الدماغ. وإلا، فإن إشارات المخيخ تلوث التسجيل. تحقق من أن المقاومة أقل من 20 كيلو واط في 1 كيلوهرتز بين المسمار الأرضي ومسامير الجمجمة باستخدام متر المعاوقة.
    ملاحظة: سوف يؤدي مقاومة أكبر إدخال القطع الأثرية الحركة أثناء التسجيل.
  7. إجراء استئصال الجمجمة في المواقع المميزة. يمكن ترك دورا سليمة في الفئران.
  8. قم بتوصيل دبوس الذكور من المسمار الأرض وموصل الأرض صفيف microdrive. تحقق من الاتصال باستخدام متر المعاوقة عن طريق قياس بين المسمار الأرض والتدريع.
  9. تعيين صفيف microdrive إلى المحول، وتعيينها إلى جهاز stereotaxic، وخفض ببطء التحقيق السيليكون حتى العمق المطلوب. تأكد من أن حزم tetrode يتم وضعها فوق سطح الدماغ ولكن لا يزال داخل مجموعة microdrive عندما يتم إدراج مسبار السيليكون في الدماغ (الشكل4A).
  10. تطبيق بعناية الشحوم السيليكون لختم منطقة التحقيق السيليكون وحزمة tetrode (الشكل4B). وضع كمية صغيرة من الشحوم السيليكون في غيض من إبرة 20 G وتطبيق الشحوم حول تحقيقات باستخدام الإبرة. كرر حتى الشحوم السيليكون يغطي تماما المنطقة المحيطة التحقيق بحيث الاكريليك الأسنان لا تتدفق على أو تحت الأقطاب الكهربائية / تحقيقات. يجب الحرص على عدم السماح للشحوم لمس مواقع القطب الكهربائي، وإلا فإنه سيزيد بشكل كبير من مقاومة مواقع التسجيل.
  11. تطبيق الاكريليك الأسنان لإصلاح مجموعة microdrive إلى مسامير الإرساء في الجمجمة.
    ملاحظة: فمن المستحسن تطبيق الاكريليك الأسنان في ثلاث طبقات لتجنب الحرارة المفرطة المنتجة أثناء علاج الاكريليك.
  12. قم بإزالة المحول من صفيف محرك الأقراص الصغيرة بعناية. حقن 1 مل من PBS تحت الجلد لمنع الجفاف. حقن 5 مغ/كغ ميلوكسيكام تحت الجلد كعلاج مسكن.
  13. قم بتغطية موصل مسبار السيليكون بواسطة قطعة من الشريط لمنع أي أوساخ من الدخول إلى الداخل من الوصلات الكهربائية. قم بتغطية صفيف الأقراص الصغيرة باستخدام فيلم البارافين البلاستيكي وشريطه في مكانه.
  14. إدارة العلاج مسكن المناسبة لمدة 3 أيام (على سبيل المثال، الحقن تحت الجلد من 2 ملغ / كغ ميلوكسيكام مرة واحدة في اليوم). السماح 3-5 أيام للانتعاش قبل البدء في التكيف tetrode. يظهر الماوس المزروع بعد فترة التعافي في الشكل 4C.

6. استعادة السيليكون التحقيق (الشكل 4D)

  1. حقن الكيتامين (75 ملغ / كغ) وdexmedetomidine (1 ملغ / كغ) التخدير داخل اقصابي وأكد غياب من رد الفعل اصبع القدم قرصة. إصلاح الماوس التخدير عن طريق مباشرة perfusing 4٪ paraformaldehyde من خلال القلب باستخدام غطاء محرك السيارة. وصفت الطرق الجراحية للقوارض سابقا42.
  2. تخفيف المكسرات من حامل الطويق باستخدام كماشة. ثم، نقله بعناية إلى الجزء العلوي من الجسم عن طريق تحويل المسمار ضبط لسحب تماما السيليكون التحقيق نحو داخل الجسم مجموعة microdrive. ربط المكسرات لعقد التحقيق في موقف أعلى.
  3. إخراج الدماغ الماوس من أسفل عن طريق تكسير الجمجمة من الجانب. يتم الآن فصل صفيف microdrive عن الحيوان.
  4. قم بإزالة المسمار الصغير على شكل حرف L الذي يدفع مسبار السيليكون بالكامل. تخفيف وإخراج المكسرات من حامل الطويق باستخدام كماشة. إخراج المكون A من حامل الطويق.
  5. فك تركيب موصل المسبار وفصل عن جسم محرك الأقراص. تحقق من أن موصل التحقيق جبل يمكن أن تأتي قبالة من هيئة صفيف محرك الأقراص الصغيرة.
  6. عقد الجزء العلوي من المكوك مع ملاقط، ثم حرك بعناية الجمعية السيليكون التحقيق من مجموعة microdrive.
  7. تنظيف طرف التحقيق مع نظافة العدسات اللاصقة (أولا مع الإنزيم، ثم 3٪ بيروكسيد الهيدروجين) لمدة يوم واحد على الأقل. مسح بعناية طرف القطب باستخدام منصات isopropanol تحت المجهر. احتفظ بالمسبار في صندوق تخزين خالي من الثبات.
    ملاحظة: المكوك وموصل التحقيق جبل لا تزال تعلق على التحقيق السيليكون ويمكن إعادة استخدامها في زرع المقبل.
    ملاحظة: بعض تحقيقات السيليكون غير مقبولة مع بيروكسيد الهيدروجين. في هذه الحالة، استخدم محلول العدسات اللاصقة التي تحتوي على إنزيم بروتيوليتيك فقط.
  8. لإعادة استخدام جسم صفيف microdrive للجراحة التالية، قم بإزالة أكريليك الأسنان باستخدام مزيج من التدريبات الدقيقة والمقصات. ثم، واستعادة مسامير الجمجمة عن طريق غمر الاكريليك الأسنان إزالتها في الأسيتون. لاحظ أن الأسيتون سوف يذوب أجزاء بلاستيكية من صفيف microdrive.
  9. إزالة الايبوكسي بين الجسم microdrive ومخروط التدريع باستخدام مشرط.
    ملاحظة: لا تحتاج إلى طباعة أجزاء إضافية مرة أخرى للجراحة التالية إذا لم يتم قطع محرك الأقراص الصغيرة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

تم إنشاء صفيف microdrive في غضون 5 أيام. ويرد وصف للجدول الزمني لإعداد المحركات الصغيرة في الجدول 2. باستخدام هذا microdrive، تم زرع تسعة tetrodes ومسبار السيليكون واحد في CA1 فرس النهر وMEC من الماوس [21 أسبوعا من العمر / 29 ز وزن الجسم الذكور pOxr1-Cre (C57BL/6 الخلفية)]، على التوالي. هذا الماوس المعدلة وراثيا يعبر عن كري في MEC الطبقة الثالثة الخلايا العصبية الهرمية. تم حقن الماوس مع 200 nL من AAV5-DIO-ChR2-YFP (titer: 7.7 × 1012 gc/mL) في MEC 10 أسابيع قبل زرع القطب الكهربائي. تم تسجيل LFP...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

يوضح البروتوكول كيفية بناء وغرس صفيف محرك صغير هجين يسمح بتسجيل الأنشطة العصبية من منطقتين من الدماغ باستخدام tetrodes قابل للتعديل مستقلة ومسبار السيليكون في الفئران تتصرف بحرية. كما أنه يوضح التجارب البصرية واستعادة مسبار السيليكون بعد التجارب. في حين أن قابل للتعديل السيليكون التحقيق33 أو البصريات السيليكون التحقيق36 زرع أظهرت سابقا في الفئران, هذا البروتوكول له مزايا واضحة في مجموعة tetrode في وقت واحد وزرع التحقيق opto-السيليكون لتوفير مرنة اختيار أنواع التحقيق المزروع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

وقد دعم هذا العمل جزئيا من الجمعية اليابانية لتعزيز العلوم في الخارج الزمالات البحثية (HO)، وهبت برنامج العلماء (TK)، وبرنامج علوم الحدود البشرية (TK)، ومؤسسة أبحاث الدماغ (TK)، كلية العلوم والتكنولوجيا اكتساب واكتساب برنامج الاحتفاظ (TK)، ومؤسسة أبحاث الدماغ والسلوك (TK)، ومنحة أبحاث مؤسسة سوميتومو (JY)، منحة أبحاث الباحث الشاب NARSAD (JY). نشكر و. ماركس على التعليقات والاقتراحات القيمة أثناء إعداد المخطوطة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
# 00-90 برغيJI Morris# 00-90-1 / 8مسامير EIB
# 0-80 الجوزأجزاء صغيرةB00DGB7CT2الجوز النحاسي لعقد حامل الطويق الليفي
# 0-80 برغيأجزاء صغيرةB000FMZ57Gبرغي آلة نحاسية لتركيب موصل المسبار ، حامل الطويق الليفي ، ومخروط التدريع
22 Ga أنابيب polyetheretherketone أجزاءصغيرةSLPT-22-24للتوصيل بالمكوك ، 0.025 بوصة القطر الداخلي
23 Ga الأنابيب غير القابل للصدأأجزاء صغيرةHTX-23Rللأسلاك غير
القابل للصدأ tetrode 23 Gaأجزاء صغيرةHTX-23R-24-10لسلك L / الدعم
26 Ga سلك غير قابل للصدأصغيرةGWX-0200لأعمدة التوجيه
30 Ga سلك غير قابل للصدأأجزاء صغيرةHTX-30Rللتترود
حزمة برامج 3-D CADDassault Systè mesSolidWorks 2003
طابعة ثلاثية الأبعادFormLabForm2
5.5mil أنابيب عازلة بوليميدHPC Medical72113900001-012
شريط رقائق الألومنيومTycoTyco المواد اللاصقة 617022 شريط رقائق الألومنيوممخروط التدريع
البديل YSHIELDHSF54للتدريع المخروط
مسامير مخصصة لمحرك الأقراص الصغيرةAMTUNM1.25-HalfMoonنصف القمر غير القابل للصدأ ، قطر 1.5 مم ، 300 ومايكرو ؛ مسامير مخصصة ذات ملعب
الخيط ل tetrode microdriveAMTYamamoto_0000-160_9mmمشقوق غير القابل للصدأ المسمار ، قطر 0.5 مم ، 160 ومايكرو ؛ m الموضوع الملعب ، حسب الطلب لتصميمنا
أكريليك الأسنانStoelting51459
نموذج الأسنان الراتنجFormLabRS-F2-DMBE-02
أداة Dremel الدوارةDremelنموذج 800مثقاب مطحنة
أداة العلوم الدقيقة19007-05
لوحة واجهة كهربائيةNeuralynxEIB-36-Narrow
الايبوكسيDevconGLU-735.90الايبوكسي
DechraPuralube مرهم العيونلمنع عيون الفئران من الجفاف أثناء الجراحة
ورقة تلميع الأليافThorlabsLFG5Pلتلميع ملاقط
الألياف الضوئيةالدقيقة Protech International15-368لتحميل / استعادة مسبار السيليكون
الذهبي دبابيسNeuralynxEIB دبابيس
أنظمة EM7815000.010 بوصة سلك فضي عاري
مسرح الرأسNeuralynxHS-36
مقياس مقاومةBAK للإلكترونياتنموذج IMP-21 كيلو هرتز تردد اختبار
الزيوت المعدنيةZONA36-105لتشحيم مسامير وأسلاك
الألياف الضوئيةدوريكMFC_200 / 260-0.22_50mm_ZF1.25 (ز) _FLT
نظام التسجيلNeuralynxDigital Lynx 4SX
كاب ألياف الياقوتThorlabsS90Rلشق شحم السيليكون من الألياف الضوئية
أداة العلوم الدقيقة29051-45
مسبار السيليكونNeuronexusA1x32-Edge-5mm-20-177الشكل 3 ، 4 أ ، 4 ب ، 5
مسبار السيليكونNeuronexusA1x32-6mm-50-177الشكل 4C
غسيل مسبار السيليكونAlconAL10078844منظف العدسات اللاصقة
سيليكونSmooth-OnDragon Skin 10 FASTلإعداد قالب microdrive
الطلاء الفضيGC الإلكتروني22-023الفضة الطباعة II طلاء ، يستخدم للأسلاك الأرضية
برغي الجمجمةأوتو فراي2647-10ACقطر 0.8 مم ، 0.200 مم مقص
جراحي قياسيROBOZRS-5880
جهاز تجسيميKopfموديل 942
بالغراء الفائقLoctiteLOC230992للتطبيق على
الملقط الجراحيالإرشادي ROBOZRS-5135
Tetrode TwisterJun YamamotoTT-01
أسلاك رباعيةSandvikPX000004
أجزاء لمعجون موصل 5 دقائق مرهم العين الأسلاك الأرضية الصغيرة محلول

المراجع

  1. Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
  2. Gothard, K. M., Skaggs, W. E., Moore, K. M., McNaughton, B. L. Binding of hippocampal CA1 neural activity to multiple reference frames in a landmark-based navigation task. The Journal of Neuroscience. 16 (2), 823-835 (1996).
  3. Keating, J. G., Gerstein, G. L. A chronic multi-electrode microdrive for small animals. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 201-206 (2002).
  4. Winson, J. A compact micro-electrode assembly for recording from the freely moving rat. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 35 (2), 215-217 (1973).
  5. Michon, F., et al. Integration of silicon-based neural probes and micro-drive arrays for chronic recording of large populations of neurons in behaving animals. Journal of Neural Engineering. 13 (4), 046018(2016).
  6. Lansink, C. S., et al. A split microdrive for simultaneous multi-electrode recordings from two brain areas in awake small animals. Journal of Neuroscience Methods. 162 (1-2), 129-138 (2007).
  7. Billard, M. W., Bahari, F., Kimbugwe, J., Alloway, K. D., Gluckman, B. J. The systemDrive: a Multisite, Multiregion Microdrive with Independent Drive Axis Angling for Chronic Multimodal Systems Neuroscience Recordings in Freely Behaving Animals. eNeuro. 5 (6), (2018).
  8. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  9. Lu, P. L., et al. Microdrive with Two Independent Moveable Sets for Wide-Ranging, Multi-Site, Multi-Channel Brain Recordings. Journal of Medical and Biological Engineering. 34 (4), 341-346 (2014).
  10. Haiss, F., Butovas, S. A miniaturized chronic microelectrode drive for awake behaving head restrained mice and rats. Journal of Neuroscience Methods. 187 (1), 67-72 (2010).
  11. Headley, D. B., DeLucca, M. V., Haufler, D., Pare, D. Incorporating 3D-printing technology in the design of head-caps and electrode drives for recording neurons in multiple brain regions. Journal of Neurophysiology. 113 (7), 2721-2732 (2015).
  12. Voigts, J., Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. The flexDrive: an ultra-light implant for optical control and highly parallel chronic recording of neuronal ensembles in freely moving mice. Frontiers in Systems Neuroscience. 7, 8(2013).
  13. Yamamoto, J., Tonegawa, S. Direct Medial Entorhinal Cortex Input to Hippocampal CA1 Is Crucial for Extended Quiet Awake Replay. Neuron. 96 (1), 217-227 (2017).
  14. Schomburg, E. W., et al. Theta phase segregation of input-specific gamma patterns in entorhinal-hippocampal networks. Neuron. 84 (2), 470-485 (2014).
  15. Fernandez-Ruiz, A., et al. Entorhinal-CA3 Dual-Input Control of Spike Timing in the Hippocampus by Theta-Gamma Coupling. Neuron. 93 (5), 1213-1226 (2017).
  16. Rey, H. G., Pedreira, C., Quian Quiroga, R. Past, present and future of spike sorting techniques. Brain Research Bulletin. 119 (Pt B), 106-117 (2015).
  17. Gray, C. M., Maldonado, P. E., Wilson, M., McNaughton, B. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. Journal of Neuroscience Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
  18. Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. Journal of Neurophysiology. 100 (4), 2430-2440 (2008).
  19. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  20. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  21. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  22. Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus. Science. 321 (5894), 1322-1327 (2008).
  23. Gauthier, J. L., Tank, D. W. A Dedicated Population for Reward Coding in the Hippocampus. Neuron. 99 (1), 179-193 (2018).
  24. Davidson, T. J., Kloosterman, F., Wilson, M. A. Hippocampal replay of extended experience. Neuron. 63 (4), 497-507 (2009).
  25. Gerwinn, S., Macke, J., Bethge, M. Bayesian population decoding of spiking neurons. Frontiers in Computational Neuroscience. 3, 21(2009).
  26. Sakata, S., Harris, K. D. Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex. Neuron. 64 (3), 404-418 (2009).
  27. Csicsvari, J., et al. Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes. Journal of Neurophysiology. 90 (2), 1314-1323 (2003).
  28. Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. Improving data quality in neuronal population recordings. Nature Neuroscience. 19 (9), 1165-1174 (2016).
  29. Hilgen, G., et al. Unsupervised Spike Sorting for Large-Scale, High-Density Multielectrode Arrays. Cell Reports. 18 (10), 2521-2532 (2017).
  30. Rossant, C., et al. Spike sorting for large, dense electrode arrays. Nature neuroscience. 19 (4), 634-641 (2016).
  31. Iseri, E., Kuzum, D. Implantable optoelectronic probes for in vivo optogenetics. Journal of Neural Engineering. 14 (3), 031001(2017).
  32. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).
  33. Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations. Cell. 157 (4), 845-857 (2014).
  34. Rangel Guerrero, D. K., Donnett, J. G., Csicsvari, J., Kovacs, K. A. Tetrode Recording from the Hippocampus of Behaving Mice Coupled with Four-Point-Irradiation Closed-Loop Optogenetics: A Technique to Study the Contribution of Hippocampal SWR Events to Learning. eNeuro. 5 (4), (2018).
  35. Liang, L., et al. Integrated and Quick-to-Assemble (SLIQ) Hyperdrives for Functional Circuit Dissection. Frontiers in Neural Circuits. 11, 8(2017).
  36. Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes. Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).
  37. Quilichini, P., Sirota, A., Buzsaki, G. Intrinsic circuit organization and theta-gamma oscillation dynamics in the entorhinal cortex of the rat. The Journal of Neuroscience. 30 (33), 11128-11142 (2010).
  38. Sauer, J. F., Struber, M., Bartos, M. Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  39. Shikano, Y., Sasaki, T., Ikegaya, Y. Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), (2018).
  40. Brunetti, P. M., et al. Design and fabrication of ultralight weight, adjustable multi-electrode probes for electrophysiological recordings in mice. Journal of Visualized Experiments. 91 (91), e51675(2014).
  41. Battaglia, F. P., et al. The Lantern: an ultra-light micro-drive for multi-tetrode recordings in mice and other small animals. Journal of Neuroscience Methods. 178 (2), 291-300 (2009).
  42. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), (2012).
  43. Suh, J., Rivest, A. J., Nakashiba, T., Tominaga, T., Tonegawa, S. Entorhinal cortex layer III input to the hippocampus is crucial for temporal association memory. Science. 334 (6061), 1415-1420 (2011).
  44. Royer, S., et al. Multi-array silicon probes with integrated optical fibers: light-assisted perturbation and recording of local neural circuits in the behaving animal. The European Journal of Neuroscience. 31 (12), 2279-2291 (2010).
  45. Steinmetz, N. A., Koch, C., Harris, K. D., Carandini, M. Challenges and opportunities for large-scale electrophysiology with Neuropixels probes. Current Opinion in Neurobiology. 50, 92-100 (2018).
  46. Jones, M. W., Wilson, M. A. Theta rhythms coordinate hippocampal-prefrontal interactions in a spatial memory task. PLoS Biology. 3 (12), e402(2005).
  47. Frank, L. M., Brown, E. N., Wilson, M. A. A comparison of the firing properties of putative excitatory and inhibitory neurons from CA1 and the entorhinal cortex. Journal of Neurophysiology. 86 (4), 2029-2040 (2001).
  48. Kitamura, T., et al. Eng and circuits crucial for systems consolidation of a memory. Science. 356 (6333), 73-78 (2017).
  49. McGaugh, J. L., Cahill, L., Roozendaal, B. Involvement of the amygdala in memory storage: interaction with other brain systems. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (24), 13508-13514 (1996).
  50. Frankland, P. W., Bontempi, B., Talton, L. E., Kaczmarek, L., Silva, A. J. The involvement of the anterior cingulate cortex in remote contextual fear memory. Science. 304 (5672), 881-883 (2004).
  51. Mikulovic, S., et al. On the photovoltaic effect in local field potential recordings. Neurophotonics. 3 (1), 015002(2016).
  52. Kuleshova, E. P. Optogenetics – New Potentials for Electrophysiology. Neuroscience and Behavioral Physiology. 49 (2), 169-177 (2019).
  53. Meng, E., Hoang, T. MEMS-enabled implantable drug infusion pumps for laboratory animal research, preclinical, and clinical applications. Advanced Drug Delivery Reviews. 64 (14), 1628-1638 (2012).
  54. Hu, S., et al. Dietary Fat, but Not Protein or Carbohydrate, Regulates Energy Intake and Causes Adiposity in Mice. Cell Metabolism. 28 (3), 415-431 (2018).
  55. Yang, Y., Smith, D. L. Jr, Keating, K. D., Allison, D. B., Nagy, T. R. Variations in body weight, food intake and body composition after long-term high-fat diet feeding in C57BL/6J mice. Obesity. 22 (10), 2147-2155 (2014).
  56. Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement, Part A. Laboratory Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
  57. Lidster, K., et al. Opportunities for improving animal welfare in rodent models of epilepsy and seizures. Journal of Neuroscience Methods. 260, 2-25 (2016).
  58. Lin, L., et al. Large-scale neural ensemble recording in the brains of freely behaving mice. Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 28-38 (2006).
  59. Kislin, M., et al. Flat-floored air-lifted platform: a new method for combining behavior with microscopy or electrophysiology on awake freely moving rodents. Journal of Visualized Experiments. (88), e51869(2014).
  60. Gaskill, B. N., Karas, A. Z., Garner, J. P., Pritchett-Corning, K. R. Nest building as an indicator of health and welfare in laboratory mice. Journal of Visualized Experiments. (82), 51012(2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

تسجيل رباعي القطبتسجيل ثنائي الموقعتسجيل الدائرة العصبيةتحفيز بصري وراثيإمكانات المجال المحلياستعادة مسبار السيليكونمحرك دقيق مطبوع ثلاثياً
نظام Microdrive الهجين مع مسبار أوبتو السيليكون القابل ة للاسترداد وTetrode لتسجيل الكثافة العالية في الموقع المزدوج في الفئران المتحركة بحرية
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.