يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إصابة الدماغ الناجمة عن الليزر في القشرة الحركية للفئران

5.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/60928

⸱

سبتمبر 26, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Anesthesiology and Critical Care, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 2Department of Neurosurgery, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev, 3Department of Biochemistry and Physiology, Faculty of Biology, Ecology, and Medicine, Oles Honchar Dnipro National University, 4Department of Anesthesiology, Yale University School of Medicine, 5Department of Ophthalmology, Soroka University Medical Center and the Faculty of Health Sciences, Ben-Gurion University of the Negev

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

إشعار تصحيح

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

ملخص

البروتوكول المعروض هنا يظهر تقنية لخلق نموذج القوارض من إصابات الدماغ. الطريقة الموصوفة هنا تستخدم تشعيع الليزر وتستهدف القشرة الحركية.

الملخص

تتضمن تقنية شائعة لحث السكتة الدماغية في نماذج القوارض التجريبية انسداد الشريان الدماغي الأوسط (MCA) العابر (غالباً ما يشار إليه باسم MCAO-t) أو دائم (يُعيّن باسم MCAO-p). غير أن هذه التقنية المقبولة عموماً لها بعض القيود، مما يحد من استخدامها على نطاق واسع. وغالبا ما يتميز تحريض السكتة الدماغية من خلال هذه الطريقة من قبل ارتفاع التباين في توطين وحجم منطقة الإقفاري، والحوادث الدورية من النزيف، وارتفاع معدلات الوفيات. كما أن النجاح في إنجاز أي من الإجراءات العابرة أو الدائمة يتطلب خبرة وغالباً ما يستمر لمدة 30 دقيقة تقريباً. في هذا البروتوكول، يتم تقديم تقنية تشعيع الليزر التي يمكن أن تكون بمثابة وسيلة بديلة لاستحثاء ودراسة إصابات الدماغ في نماذج القوارض.

بالمقارنة مع الفئران في مجموعات التحكم وMCAO ، أظهرت إصابة الدماغ عن طريق تحريض الليزر انخفاض التباين في درجة حرارة الجسم ، وحجم المزارع ، وذمة الدماغ ، والنزيف داخل الجمجمة ، والوفيات. وعلاوة على ذلك، تسبب استخدام إصابة ناجمة عن الليزر في تلف أنسجة المخ فقط في القشرة الحركية على عكس تجارب MCAO حيث لوحظ تدمير كل من القشرة الحركية والأنسجة النسترية.

تشير النتائج التي توصل إليها هذا التحقيق إلى أن التشعيع بالليزر يمكن أن يكون بمثابة تقنية بديلة وفعالة للحث على إصابة الدماغ في القشرة الحركية. الأسلوب أيضاً تقصير الوقت لإكمال الإجراء ولا يتطلب معالجات الخبراء.

المقدمة

على الصعيد العالمي، السكتة الدماغية هي السبب الرئيسي الثاني للوفاة والسبب الرئيسي الثالث للإعاقة1. كما تؤدي السكتة الدماغية إلى إعاقة شديدة، وغالباً ما تتطلب رعاية إضافية من الطاقم الطبي والأقارب. لذلك، هناك حاجة لفهم المضاعفات المرتبطة بالاضطراب وتحسين إمكانية تحقيق نتائج أكثر إيجابية.

استخدام النماذج الحيوانية هو الخطوة الأولى لفهم الأمراض. ولضمان أفضل نتائج البحوث، فإن النموذج النموذجي سوف يشمل تقنية بسيطة، والقدرة على تحمل التكاليف، وإمكانية التكاثر العالية، والحد الأدنى من التغير. وتشمل المحددات في نماذج السكتة الدماغية الإقفارية حجم وذمة الدماغ، وحجم الحفارة، ومدى انهيار حاجز الدم في الدماغ (BBB)، وضعف وظيفية تقييمها عموما عن طريق درجة شدة العصبية2.

تقنية تحريض السكتة الدماغية الأكثر استخداما في نماذج القوارض يُحل الشريان الدماغي الأوسط (MCA) بشكل عابر أو دائم3. تنتج هذه التقنية نموذج السكتة الدماغية مماثلة لتلك الموجودة في البشر: فقد penumbra المحيطة منطقة السكتة الدماغية، هو استنساخ عالية، وينظم مدة الإقفاريات وإعادة ضخ4. ومع ذلك، فإن طريقة MCAO لديها بعض التعقيدات. هذه التقنية عرضة للنزف داخل الجمجمة وإصابة شبكية العين ipsilateral مع خلل في القشرة البصرية وفرط الحرارة المشتركة التي غالبا ما تؤدي إلى نتائج إضافية5,6,7. وتشمل القيود الأخرى الاختلافات العالية في السكتة المستحثة (الناشئة عن التمديد المحتمل لاقفارية الإقفاريات إلى مناطق غير مقصودة، مثل منطقة الشريان السباتي الخارجية)، وعدم كفاية انسداد MCA، وإعادة التسريب السابق لأوانه. أيضا، الفئران من سلالات مختلفة وأحجام عرض مختلف وحدات التخزين في المزارع8. بالإضافة إلى جميع العيوب المذكورة، لا يمكن لنموذج MCAO أن يحفز السكتات الدماغية المعزولة الصغيرة في مناطق الدماغ العميقة، لأنها محدودة من الناحية الفنية من حيث متطلباتها من الحد الأدنى لحجم السفينة للقسطرة. وهذا يجعل الحاجة إلى نموذج بديل أكثر أهمية. طريقة أخرى، فوتوثرمومبوسيس، ويوفر بديلا محتملا لإجراءات MCAO ولكن لا يحسن على كفاءة9. هذه التقنية تستهدف السكتة الدماغية مع الضوء ويقدم بعض التحسينات على النماذج السابقة. ومع ذلك، يتطلب استئصال القحف الغازية التي ترتبط مع الكومبيات الثانوية9.

في ضوء أوجه القصور المبينة، يوفر البروتوكول المعروض هنا تقنية ليزر بديلة قادرة لحث إصابات الدماغ في القوارض. وتستند آلية عمل تقنية الليزر على آثار الليزر الحرارية الضوئية المنقولة على الأنسجة الحية ، مما يؤدي إلى امتصاص أشعة الضوء بواسطة أنسجة الجسم وتحويلها إلى حرارة. مزايا استخدام تقنية الليزر هي سلامته وسهولة التلاعب. قدرة الليزر على إنتاج الحرارة لوقف النزيف يجعلها مهمة جدا في الطب، في حين أن قدرته على تضخيم أشعة مختلفة في نقطة لقاء معين يضمن أن أشعة الليزر تجنب تدمير الأنسجة السليمة التي تقف في طريق الهدفنقطة 10. شعاع الليزر المستخدمة في هذا البروتوكول يمكن أن تمر من خلال وسيلة منخفضة السائل، مثل العظام، دون انبعاث الطاقة و / أو التسبب في أي تدمير. بمجرد أن تصل إلى وسيلة سائلة عالية ، مثل أنسجة الدماغ ، فإنها تستخدم طاقتها لتدمير الأنسجة المستهدفة. ولذلك، فإن هذه التقنية يمكن أن تحفز إصابات الدماغ فقط في المنطقة المناسبة من الدماغ.

وأظهرت التقنية المعروضة هنا قدرا هائلا من القدرة على تنظيم مستوياتها من الإشعاع، مما أدى إلى الاختلافات المختارة من إصابات الدماغ المقصود من البداية. على عكس MCAO الأصلي الذي يؤثر على كل من القشرة والمخطط ، كانت تقنية الليزر قادرة على تنظيم تأثير إصابة الدماغ ، مما أدى إلى الإصابة فقط على قشرة المحرك المقصودة. هنا، يتم توفير بروتوكول إصابات الدماغ الناجم عن الليزر وملخص للنتائج التمثيلية للإجراءات التي يتم إجراؤها على قشرة الدماغ للفئران.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد تم إجراء الإجراء التالي وفقاً للمبادئ التوجيهية لاستخدام الحيوانات التجريبية للجماعة الأوروبية. كما وافقت لجنة رعاية الحيوان في جامعة بن غوريون في النقب على هذه التجارب.

1. اختيار الحيوانات وإعدادها

  1. حدد 65 ذكور فئران Sprague-Dawley وزنها 300 إلى 350 غرام مع عدم وجود أمراض اُنفسية لهذا الإجراء. الحجم الأصغر يطرح صعوبات تقنية لإجراء MCAO.
  2. تعيين 3 فئران في قفص والسماح لهم التكيف لمدة 3 أيام على الأقل.

2. MCAO الإجراء

  1. اختر 25 الفئران لMCAO السماح ل 10-20٪ الوفيات المرتبطة الإجراء11.
  2. تنفيذ MCAO باستخدام تقنية قياسية، كما هو موضح سابقا بالتفصيل12.

3. إجراء تجريبي لإصابة الدماغ الناجم عن الليزر

  1. تعيين 20 الفئران إلى مجموعة وضعت علامة كمجموعة ليزر و 20 الفئران إلى مجموعة أخرى من السيطرة (صورية تعمل).
  2. اخضاع فئران مجموعة الليزر للإشعاع بالليزر عند 50J X 10 نقطة على النحو التالي:
    1. تخدير الفئران مع خليط من 2٪ isoflurane في الأكسجين مما يسمح للتهوية العفوية. تحقق من عمق مخدر كافية عن طريق معسر الذيل مع ملقط لمعرفة عدم وجود رد فعل الانسحاب.
    2. الحفاظ على درجة حرارة الجسم الأساسية للجرذ عند 37 درجة مئوية في جميع مراحل العملية التجريبية باستخدام منصة التدفئة الخاضعة للتنظيم في درجة حرارة المستقيم.
    3. إزالة الشعر المحلي مع ماكينة حلاقة وتطهير مع 70٪ الكحول و 0.5٪ chlorhexidine غلوكونات. كرر خطوة التطهير مرتين أكثر.
      ملاحظة: يجب أن يكون حجم الشق الجراحي حوالي 3 سم. إزالة الشعر على الأقل 2 سم حول منطقة شق.
    4. ضع الجرذ على حامل رأس مجسم في وضعية عرضة لعمل شق 3 سم ليعكس فروة الرأس بشكلٍ ثَمٍّ وفضح المنطقة بين بريغما و لامبدا.
    5. الحفاظ على التخدير من خلال مخروط الأنف.
    6. استخدام Neodymium-YAG (Nd-YAG) الليزر (الطول الموجي الذروة 1064 نانومتر) لإدارة 50J X 10 نقطة، مع 1 s مدة النبض ، إلى المنطقة المكشوفة من الجمجمة فوق نصف الكرة الأيمن.
    7. تأكد من أن جزء توليد الليزر من الجهاز على مسافة 2 مم من المنطقة المعرضة لإنتاج شعاع ليزر. تم اختيار 50J X 10 نقاط بعد تقييم دقيق لمختلف تركيبات الطاقة / السطح. هذا المزيج هو فعال ولا يسبب تدمير العظام من الجمجمة بعد الإدارة لأقل منثانية 10.
      ملاحظة: 2 مم هي المسافة بين محطة شعاع الليزر (من الكابل البصري الذي يتم تمريره من خلاله) وعظم الجمجمة. في حالة استخدام عدسة التركيز ، ينبغي حساب المسافة مع الأخذ في الاعتبار زاوية الميل للعدسة لتركيز الحزمة في المنطقة المطلوبة من الضرر. ضمان السلامة المناسبة عند استخدام جهاز ليزر بما في ذلك التدريب المناسب وحماية العين.
    8. إزالة الفئران من الجهاز وإغلاق فروة الرأس مع 3-0 خياطة جراحية الحرير.
    9. وقف التخدير والعودة إلى قفص الفئران للانتعاش. إدارة 0.1 مل من 0.25٪ بوبوفاكايين محليا للحد من الألم بعد الجراحة مباشرة بعد الجراحة.
      ملاحظة: يجب أن يستمر الإجراء بأكمله أقل من 5 دقائق إذا تم تنفيذه بشكل صحيح.
  3. مراقبة الفئران لأي علامات على الضيق أثناء الانتعاش بعد التخدير. قبل ظهور من التخدير، وإعطاء 0.01mg/kg بوبرينورفين العضلي للتخدير بعد الجراحة والاستمرار مع جرعات متكررة كل 12 ح لمدة 48 ساعة على الأقل.
  4. تخضع الفئران السيطرة لنفس الشروط دون إخضاعها بالليزر.

4. درجة شدة العصبية (NSS)

  1. تقييم درجة الشدة العصبية 24 ساعة بعد إصابة الدماغ الناجمة عن الليزر باستخدام نقاط 43 نقطة13. اختبار الحيوانات لعجز العصبية، والاضطرابات السلوكية، مهمة موازنة شعاع، وردود الفعل، وتعيين درجات أعلى لإعاقات أكثر شدة، كما سبقتفصيلها 13.

5- التلاعب بعد الإصابة

  1. بعد تقييم NSS ، قتل الفئران عن طريق تعريضها إلى 20 ٪ من الأوكسجين و 80 ٪ CO2 (عن طريق الإلهام) وtranscardialfuse الفئران مع heparinized الفوسفات المخزنة المالحة (PBS ، 0.9 ٪ 1.
    ملاحظة: تأكد من أن ثاني أكسيد الكربون2 يتم تسليمه بمعدل محدد مسبقًا وفقًا للمبادئ التوجيهية للجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للحيوانات. ويمكن أيضا أن يتم تنفيذ هذه الخطوة تحت 5٪ ايزوفلوران التخدير.
  2. احصد الأدمغة واستعد لمزيد من الفحص كما هو موضح في بروتوكول سابق11.
  3. تقييم ل دون العنكبوتية البواسير (SAH) من خلال الفحص البصري للدماغ كله بعد عزلته عن الجمجمة. إذا لزم الأمر، يمكن استخدام المجهر أو النظارات المكبرة لهذا الغرض.

6. تقييم إصابات الدماغ

  1. تحديد حجم المخ وذمة الدماغ عن طريق تلطيخ TTC
    ملاحظة: 2،3،5-Triphenyltetrazolium كلوريد (TTC) تلطيخ هو إجراء مناسب للكشف عن11في الدماغ.
    1. قسم الأدمغة المحصودة إلى 6 شرائح الإكللة، كل سمك 2 مم.
    2. احتضان مجموعة من شرائح من كل دماغ لمدة 30 دقيقة في 37 درجة مئوية في 0.05٪ TTC.
    3. بعد تلطيخ، مسح الشرائح مع الماسح الضوئي مع قرار من 1600 × 1600 نقطة في البوصة.
    4. يتم تعريف المناطق غير المطّع من شرائح الدماغ الثابتة كما12مُحتَل.
    5. باستخدام برنامج معالجة الصور (على سبيل المثال، صورة مجانية J)قياس منطقة غير محتورة، ipsi- ونصف الكرة الأرضية contralateral لكل من شرائح الإكليل 6.
    6. حساب حجم المزارع كنسبة مئوية من مجموع الدماغ:
      figure-protocol-1
    7. حساب وذمة الدماغ باستخدام أسلوب كابلان:
      figure-protocol-2
  2. تحديد مدى كسر حاجز الدم في الدماغ (BBB)
    ملاحظة: تقييم BBB الكسر 24 ساعة بعد إصابة الدماغ الناجمة عن الليزر على النحو التالي:
    1. إدارة 2٪ ايفانز الأزرق مختلطة مع 4 مل / كغ محلول ملحي عن طريق الوريد للفئران عن طريق الوريد الذيل معبّع والسماح للمحلول لتعميم لمدة 1 ساعة.
    2. القتل الرحيم الفئران عن طريق تعريضها ل 20٪ الأوكسجين و 80٪ CO2 (عن طريق الإلهام) 24 ساعة بعد NSS الماضي، كما وصفت سابقا13.
    3. حصاد صبغة موضعية داخل الأوعية على النحو التالي:
      1. افتح صدور الفئران مع الدبابيس الجراحية والمقص الجراحي.
      2. اثقب الحيوانات بـ 0.9% من الملح المُبرّد عبر البطين الأيسر باستخدام 110 مم زئبق حتى الحصول على سائل رطوبة عديم اللون من الأذين الأيمن.
    4. حصاد العقول وشريحة لهم rostrocaudally إلى شرائح 2 ملم.
    5. فصل شرائح الدماغ الأيسر من الأجزاء اليمنى لتقييم نصفي الكرة الأرضية المصابين وغير المصابين بشكل منفصل.
    6. تزن، التجانس باستخدام قذائف الهاون والأوبئة، ومن ثم احتضان أنسجة المخ في 50٪ حمض ثلاثي الكلوراسكيت لمدة 24 ساعة.
    7. الطرد المركزي شرائح الدماغ المتجانسة في 10،000 × ز لمدة 20 دقيقة.
    8. اخلط 1 مل من المناط من الدماغ المُهتزَز مع 1.5 مل من الإيثانول بنسبة 96% في 1:3 وقيِّم كسر حاجز الدم في الدماغ باستخدام كاشف الفلورسينس في الطول الموجي 620 نانومتر (عرض النطاق الترددي 10 نانومتر) و680 نانومتر الطول الموجي للانبعاثات (10 نانومتر).
      ملاحظة: تخضع كلتا المجموعتين من الفئران لنفس البروتوكول لتحديد انهيار BBB.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

لم تسجل أي وفيات أو SAH في مجموعات التحكم أو المجموعات التجريبية(الجدول 1). وكان لدى مجموعة MCAO معدل 20٪ من الوفيات و SAH.

كما كانت التغيرات النسبية في درجة حرارة الجسم في فئران كلتا المجموعتين متشابهة، على الرغم من وجود اختلاف في التباين بين المجموعتين(الجدول 1).

كان هناك أسوأ بكثير NSS في كل من الليزر (16 ± 1.1) و MCAO (20 ± 1.5) نماذج، مقارنة مع مجموعة التحكم التي تعمل الصورية (1 ± 0.3; الجدول 1؛ p<0.01).

...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

ومن الإنصاف أن نفترض أن تقنية الليزر هي الحد الأدنى من الغازية، نظرا لأنه لم تحدث وفيات أو SAH في مجموعة الليزر. السبب الرئيسي للوفاة و SAH هو الضرر الذي لحق بالأوعية الدموية التي تؤدي إلى ارتفاع الضغط داخل الجمجمة (ICP) ، كما هو مبين في تقنيات MCAO الأصلية10. من المرجح أن يرجع غياب الموت و SAH في مجموعة الليزر إلى الآثار المحددة لأشعة الليزر: فهي لا تؤثر بشكل مباشر على الأوعية الدموية ويمكن أن تحفز على التخثر في حالة التسرب. انخفاض حجم الاحفار وذمة الدماغ تساعد أيضا في تقليل خطر الوفاة. وينبغي اع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

ونود أن نشكر قسم التخدير في المركز الطبي لجامعة سوروكا وموظفي المختبر في جامعة بن غوريون في النقب على مساعدتهم في أداء هذه التجربة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
2،3،5-Triphenyltetrazolium كلوريدSIGMA - ALDRICH298-96-4
50٪ حمض ثلاثي كلورو أسيتيكSIGMA - ALDRICH76-03-9
الدماغ & مصفوفات المناديلSIGMA - ALDRICH15013
Cannula Venflon 22 GKD-FIX1.83604E + 11
جهاز طرد مركزي Sigma 2-16PSIGMA - موازين تحليلية مدمجة ALDRICHSIGMA 2-16P
SIGMA - ALDRICHHR-AZ / HR-A
ميزان وزن رقميSIGMA - ALDRICHمقص تشريح RS 4,000
SIGMA - ALDRICHZ265969
ماصة EppendorfSIGMA - ALDRICHZ683884
Eppendorf TubeSIGMA - ALDRICHEP0030119460
الإيثانول 96٪ROMICALسائل قابل للاشتعال
إيفانز أزرق 2٪SIGMA - ALDRICH314-13-6
كاشف التألقTecan ، M & auml ؛ nnedorf سويسراموديل Infinite 200 PRO قارئ
مع ميزان حرارةHeatingpad -1نموذج: HEATINGPAD-1/2
Infusion CuffABNIC-500
Isofluran ، USP 100٪Piramamal Critical Care، IncNDC 66794-017
مجهر TEVAMEDICAL998702
Olympus BX 40أوليمبوس
الماسح الضوئيCanonCano Scan 4200F
أطباق بتريSIGMA - ALDRICHP5606
شفرات مشرط 11SIGMA - ALDRICHS2771
Sharplan 3000 Nd: YAG (عقيق الألومنيوم الإيتريوم المخدر بالنيوديميوم) آلةليزر صناعات الليزر المحدودة
حامل رأس مجسمKOPF900LS
حقنة معقمة 2 ملبراون4606027V
إبرة حقنة 27 جرامبراون305620
متعدد الأوضاع متعدد المجموعات

المراجع

  1. World Health Organization. Global health estimates: deaths by cause, age, sex and country, 2000-2012. World Health Organization. 9, Geneva. (2014).
  2. Meadows, K. L. Experimental models of focal and multifocal cerebral ischemia: a review. Reviews in the Neurosciences. 29, 661-674 (2018).
  3. Durukan, A., Strbian, D., Tatlisumak, T. Rodent models of ischemic stroke: a useful tool for stroke drug development. Current Pharmaceutical Designs. 14, 359-370 (2008).
  4. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).
  5. Li, F., Omae, T., Fisher, M. Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats. Stroke. 30, 2464-2470 (1999).
  6. Boyko, M., et al. An experimental model of focal ischemia using an internal carotid artery approach. Journal of Neuroscience Methods. 193, 246-253 (2010).
  7. Zhao, Q., Memezawa, H., Smith, M. L., Siesjo, B. K. Hyperthermia complicates middle cerebral artery occlusion induced by an intraluminal filament. Brain Research. 649, 253-259 (1994).
  8. Braeuninger, S., Kleinschnitz, C. Rodent models of focal cerebral ischemia: procedural pitfalls and translational problems. Experimental and Translational Stroke Medicine. 1, 8(2009).
  9. Choi, B. I., et al. Neurobehavioural deficits correlate with the cerebral infarction volume of stroke animals: a comparative study on ischaemia-reperfusion and photothrombosis models. Environmental Toxicology and Pharmacology. 33, 60-69 (2012).
  10. Boyko, M., et al. An Alternative Model of Laser-Induced Stroke in the Motor Cortex of Rats. Biological Procedure Online. 21, 9(2019).
  11. Bleilevens, C., et al. Effect of anesthesia and cerebral blood flow on neuronal injury in a rat middle cerebral artery occlusion (MCAO) model. Experimental Brain Research. 224, 155-164 (2013).
  12. Kuts, R., et al. A Middle Cerebral Artery Occlusion Technique for Inducing Post-stroke Depression in Rats. Journal of Visualized Experiments. (147), e58875(2019).
  13. Boyko, M., et al. Morphological and neuro-behavioral parallels in the rat model of stroke. Behavioural Brain Research. 223, 17-23 (2011).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

تصحيح


Formal Correction: Erratum: Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats
Posted by JoVE Editors on 2/07/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Laser-Induced Brain Injury in the Motor Cortex of Rats. The Authors section was updated.

One of the author names was updated from:

Dmitri Frank

to

Dmitry Frank

استكشف المزيد من المقالات

نموذج الجرذليزر Nd:YAGحامل الرأس للتوجيه المجسمصبغ TTCصبغة إيفانز الزرقاءدرجة الشدة العصبيةحجم احتشاء الدماغالحاجز الدموي الدماغي
إصابة الدماغ الناجمة عن الليزر في القشرة الحركية للفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.