مقالة منهجية

عكس النسخ حلقة بوساطة Isothermal التضخيم (RT-LAMP) القول للكشف المحدد والسريع لفيروس بحيرة البلطي

DOI:

10.3791/61025

⸱

مايو 18, 2020

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biotechnology, Faculty of Applied Science, King Mongkut's University of Technology North Bangkok (KMUTNB), 2Department of Veterinary Microbiology and Immunology, Faculty of Veterinary Medicine, Kasetsart University, 3Center for Advanced Studies for Agriculture and Food, Institute for Advanced Studies, Kasetsart University, 4Department of Chemical and Process Engineering, The Sirindhorn Thai-German International Graduate School of Engineering (TGGS), King Mongkut's University of Technology North Bangkok (KMUTNB)

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن نقدم قياس RT-LAMP للكشف عن TiLV في أسماك البلطي باستخدام أدوات بسيطة على مدى فترة قصيرة نسبيًا من الزمن مقارنة بتقنيات RT-PCR التقليدية. وقد يساعد هذا البروتوكول في مكافحة انتشار وباء الـ TiLVD، ولا سيما في البلدان النامية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يمثل مرض فيروس بحيرة البلطي (TiLVD)، وهو مرض فيروسي ناشئ في البلطي بسبب فيروس بحيرة البلطي (TiLV)، تحدياً مستمراً في صناعة تربية الأحياء المائية أدى إلى الاعتلال والوفيات الجماعية للبلطي في أجزاء كثيرة من العالم. ولذلك فإن الفحص التشخيصي الفعال والسريع والدقيق لعدوى التيلفي ضروري للكشف عن العدوى الأولية ومنع انتشار المرض في تربية الأحياء المائية. في هذه الدراسة، يتم تقديم طريقة التضخيم اللابدي (RT-LAMP) الحساسة للغاية والعملية للنسخ العكسي (RT-LAMP) للكشف عن فيروس بحيرة البلطي في أنسجة الأسماك. وكشفت مقارنة بين العينات المصابة بـ RT-qPCR وRT-LAMP عن نتائج إيجابية في 63 (100%) و51 (80.95%) عينات، على التوالي. وعلاوة على ذلك، أظهر تحليل للعينات غير المصابة أن جميع الأنسجة غير المصابة البالغ عددها 63 أنسجة أسفرت عن نتائج سلبية لكل من المقالات RT-qPCR و RT-LAMP. تم تقييم التفاعل المتبادل مع خمسة مسببات الأمراض في البلطي باستخدام RT-LAMP ، وأظهرت جميع الاختبارات نتائج سلبية. وأظهرت كل من عينات الكبد والمخاط التي تم الحصول عليها من الأسماك المصابة نتائج مماثلة باستخدام طريقة RT-LAMP، مما يشير إلى أنه يمكن استخدام المخاط في RT-LAMP كفحص غير قاتل لتجنب قتل الأسماك. وفي الختام، أظهرت النتائج أن فحص RT-LAMP المقدم يوفر طريقة فعالة للكشف عن TiLV في أنسجة البلطي في غضون ساعة واحدة. ولذلك يوصى بهذه الطريقة كأداة فحص في المزارع للتشخيص السريع لـ TiLV.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

مرض فيروس بحيرة البلطي (TiLVD) هو مرض فيروسي في البلطي(Oreochromis spp.) الذي يتسبب في وفيات البلطي في العديد من مناطق العالم، بما في ذلك آسيا1،,2،أفريقيا، وأمريكا. وقد تم التعرف على المرض لأول مرة خلال الوفيات الجماعية للبلطي في عام 2009 في إسرائيل، حيث انخفض عدد البلطي البري في بحيرة كنريت بشكل كبير من 257 إلى 8 أطنان في السنة2. ويتسبب هذا المرض من فيروس بحيرة البلطي (TiLV), التي تم تعيينها للأسرة Amnoonviridae كجنس جديد فيروس البلطي والأنواع الجديدة البلطي فيروس3. التوصيف الجيني لTiLV أظهرت أن الفيروس هو رواية مغلفة، المعنى السلبي، فيروس الحمض النووي الريبي واحد الذين تقطعت بهم السبل التي لديها 10 شرائح ترميز 10 البروتينات1،,2،,4. وقد ثبت أنواع مختلفة من البلطي في جنس Sarotherodon، Oreochromis، وTilapine وغيرها من أسماك المياه الدافئة (على سبيل المثال ، gourami العملاقة(Osphronemus goramy))لتكون عرضة لTiLV2،5. حاليا، يستمر هذا الفيروس في الانتشار عالميا، ربما من خلال حركة الأسماك الحية المصابة6،7، في حين أن خطر انتقال الفيروس عبر البلطي المجمد أو منتجه محدود8. وقد يكون للوفيات الكبيرة الناجمة عن عدوى التيلفيل أثر اقتصادي ضار إلى حد كبير على صناعة البلطي. على سبيل المثال، تم حساب الأثر الاقتصادي لمتلازمة الوفيات الصيفية في مصر المرتبطة بعدوى TiLV بمبلغ 100 مليون دولار أمريكي9. وبناء على ذلك، من المهم تطوير طريقة تشخيصية سريعة ومناسبة لتسهيل مكافحة هذا المرض في المزارع السمكية.

حتى الآن ، كان تشخيص TiLVD يستند إلى المقالات الجزيئية ، والعزلة الفيروسية ، وعلم الأمراض الهستي. وقد وضعت بروتوكولات PCR مختلفة والتمهيديات لتشخيص TiLV10,11. على سبيل المثال، تم تطوير والتحقق من صحة طريقة SYBR المستندة إلى النسخ العكسي الكمي PCR (RT-qPCR) مع حساسية للكشف عن نسختين/ميكرولتر من الفيروس والتحقق من صحتها للكشف عن TiLV10. وتشمل أساليب PCR الأخرى للكشف عن TiLV TaqMan الكمية PCR11،RT-PCR2،RT-PCR12متداخلة، وشبه متداخلة RT-PCR13. غير أن هذه الأساليب تتطلب معدات مختبرية متطورة وفترات زمنية ممتدة نسبياً لتحقيق نتائج بسبب تعقيد ردود الفعل، مما يجعلها غير مناسبة للتطبيق الميداني.

التضخيم isothermal حلقة بوساطة (مصباح) والقول هو سريع وبسيط وعملي لتطبيق الميدان14،15. هذه التقنية توظف مبدأ رد فعل الإزاحة حبلا، في حين أن رد فعل التضخيم يعمل تحت ظروف isothermal دون cycler الحرارية متطورة ومكلفة14،,15. وبالتالي، يتم تحليل منتجات مصباح تضخيم أو منتجات RT-LAMP في عصابات تشبه السلم باستخدام الجيل الكهربائي agarose مع بقعة الفلورسنت إما للتصور الآمن للحمض النووي أو الحمض النووي الريبي14 أو المراقبة بالعين المجردة لوجود التعكر أو عجلت بيضاء16،17،18. لهذه الأسباب، وقد استخدمت هذه التقنية للكشف في الموقع من مسببات الأمراض الأسماك المختلفة17،,18،,19،,20،,21،,22،23،,24،,25،,26،,27., كان الغرض من هذه الدراسة هو إنشاء تصريح سريع وحساس ودقيق لـ RT-LAMP للكشف عن TiLV. يوفر فحص RT-LAMP فحص ًا لـ TiLV في عينات الأسماك في غضون 30 دقيقة. ويمكن تطبيق هذه التقنية لتشخيص ومراقبة TiLVD.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد وافقت اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها التابعة لجامعة كاسيسارت، بانكوك، تايلند على هذه التجربة، التي شملت استخدام الأنسجة الحيوانية(

1. جمع الأنسجة

  1. القتل الرحيم سمك البلطي باستخدام جرعة زائدة من زيت القرنفل (أي أكثر من 3 مل / لتر). يمكن استخدام الميثانسولفونات التريكين كبديل لزيت القرنفل.
  2. استخدام مقص مايو المعقم والملقط لقطع فتح البطن من البلطي بعد الوفاة والمكوس ما يقرب من 30-50 ملغ من أنسجة الكبد، أو باستخدام المجهر غطاء الزجاج، وجمع 100 ميكرولتر من المخاط عن طريق كشط طبقة جلد السمك طولي (من الأمامي إلى الخلفي) إلى 1.5 مل أنبوب الطرد المركزي الدقيقة.
  3. انتقل إلى خطوة استخراج الحمض النووي الريبي على الفور أو الاحتفاظ بالعينة التي تم جمعها عند -80 درجة مئوية حتى التجربة. كما الحمض النووي الريبي سليمة أكثر حساسية من الحمض النووي، واستخدام المواد الخالية من RNase والكواشف أثناء استخراج الحمض النووي الريبي.

2. استخراج الحمض النووي الريبي

  1. لاستخراج الحمض النووي الريبي من أنسجة الكبد، أضف 30-50 ملغ من أنسجة البلطي إلى أنبوب طرد مركزي دقيق بـ 1.5 مل يحتوي على 600-1000 ميكرولتر من كاشف استخراج guanidinium-acid-phenol(جدول المواد)،وقلب العينة حتى التجانس باستخدام متجانس الأنسجة اليدوية. عينات الأنسجة تتطلب ما يقرب من 10٪ من كاشف استخراج guanidinium-acid-phenol. بالنسبة لعينات المخاط، استخدم 300 ميكرولتر فقط من كاشف استخراج guanidinium-acid-phenol (3:1).
    تنبيه: كاشف استخراج guanidinium-acid-phenol سام. وبالتالي ، يجب التعامل مع بعناية. يجب ارتداء معدات الحماية، مثل نظارات السلامة وثوب المختبر وقفازات السلامة.
  2. طرد مركزي العينة المتجانسة في 10،000 × ز لمدة 30 s في درجة حرارة الغرفة، ونقل supernatant إلى أنبوب جديد معقم 1.5 مل microالطرد المركزي.
  3. إضافة حجم يساوي 95٪ الإيثانول إلى الأنبوب وتخلط جيدا.
  4. نقل الحل إلى عمود تدور(جدول المواد)وضعت في أنبوب جمع والطرد المركزي في 10،000 × ز لمدة 30 s في درجة حرارة الغرفة. تجاهل التدفق من خلال، ونقل العمود تدور إلى أنبوب مجموعة جديدة.
  5. أضف 400 ميكرولتر من كاشف الحمض النووي الريبي قبل الغسيل(جدول المواد)إلى العمود والطرد المركزي عند 10,000 × ز لمدة 30 ق في درجة حرارة الغرفة قبل التخلص من التدفق من خلال. كرر هذه الخطوة مرة أخرى.
    ملاحظة: لإعداد الحمض النووي الريبي قبل غسل، إضافة 10 مل من الإيثانول 95٪ إلى 40 مل من تركيز الحمض النووي الريبي قبل غسل.
  6. إضافة 700 ميكرولتر من الحمض النووي الريبي غسل المخزن المؤقت(جدول المواد)إلى العمود والطرد المركزي في 10،000 × ز لمدة 2 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. نقل العمود إلى أنبوب مُكفيم مُعقم على بعد 1.5 مل.
    ملاحظة: لإعداد مخزن الغسيل الحمض النووي، إضافة 52 مل من الإيثانول 95٪ إلى 12 مل من تركيز المخزن المؤقت غسل الحمض النووي.
  7. تم التقاط عينة الحمض النووي الريبي في مصفوفة العمود الدوراني مع 100 ميكرولتر من المياه الخالية من النوكلين والطرد المركزي عند 10,000 × ز لمدة 30 s في درجة حرارة الغرفة.
  8. قياس تركيز الحمض النووي الريبي المستخرج باستخدام مطياف microvolume وتمييع الحمض النووي الريبي إلى التركيز المطلوب باستخدام المياه الخالية من nuclease.
    ملاحظة: تتراوح قيمة الامتصاص المؤهلة من OD260/OD280 من 1.6 إلى 1.9، مما يشير إلى نقاء الحمض النووي الريبي المقبول لأسابة RT-LAMP.
  9. انتقل إلى الخطوة التالية على الفور، أو احتفظ بالعينة عند -80 درجة مئوية حتى الاستخدام.

3. تصميم التمهيدي

  1. استخدم الإصدار 4 من Primer Explorer لتصميم الالتمهيديات المحددة لـ RT-LAMP. انتقل إلى موقع الويب ، https://primerexplorer.jp/e/ ، وانقر على زر PrimerExplorer V4.
  2. حدد الملف الذي يحتوي على تسلسلات الجزء 3 من TiLV بتنسيق FASTA ثم انقر فوق زر تصميم التمهيدي.
    ملاحظة: استرداد التسلسلات بتنسيق FASTA من رقم انضمام GenBank KX631923، والذي يمثل فيروس بحيرة البلطي TV1 الجزء 31.
  3. لتصميم الالتمهيديات، قم بإدخال المعلمات الأساسية التالية:
    - محتوى GC من 40٪-60٪
    - أمبيريزون من أزواج قاعدة ≥ 280 (bp)
    - درجة حرارة ذوبان مماثلة (Tm) بين الالتمهيديات مع فارق أقصى قدره 5 درجات مئوية
    ملاحظة: يجب أن لا يكمل التمهيديون بعضهم البعض
    1. تجنب مناطق التسلسل المعرضة لتشكيل الهياكل الثانوية.
    2. حدد تحليل التمهيدي الخافت بحد أدنى -3.5 للحصول على تصميم مثالي لأكبر مجموعة دولية، وحدد نهايات التصاميم بحد أقصى −4 للحصول على تصميم مثالي لـ ΟG الأصغر.
  4. انقر فوق الزر إنشاء.
    ملاحظة: بعد انتهاء البرنامج من معالجة بيانات الإدخال، سيتم عرض نتائج التمهيدي(الشكل 1).

4. RT-LAMP القول

  1. إعداد مزيج رئيسي RT-LAMP يحتوي على 2.5 ميكرولتر من 1x SD II رد فعل المخزن المؤقت، 3 ميكرولتر من 6 mM MgSO4،1.4 ميكرولتر من مجموعة 1.4 mM dNTP، 4 ميكرولتر من 0.8 M بيتاين، 1.3 ميكرولتر من 0.052 mM خليط الكالسين، 1 ميكرولتر من 1.6 ميكرون تي في- F3 primer، 1 ميكرولتر من 1.6 ميكرون تيفيل-B3 التمهيدي، 1 ميكرولتر من 0.2 ميكرون تيف-BIP التمهيدي، 1 ميكرولتر من 0.2 ميكرون تيف-FIP التمهيدي، 1 ميكرولتر من 0.3 U Bst DNA polymerase، 1 ميكرولتر من 0.1 U AMV النسخ العكسي، و 3.8 ميكرولتر من المياه خالية من nuclease لكل رد فعل.
    ملاحظة: قم بإعداد المزيج الرئيسي الزائد الذي يتكون من 10% على الأقل من إجمالي حجم التفاعل.
  2. الاستغناء عن 22 ميكرولتر من مزيج RT-LAMP الرئيسي في أنبوب طارد مركزي 1.5 ميكروكفيمع.
  3. أضف 3 ميكرولتر من الحمض النووي الريبي المستخرج إلى أنبوب التفاعل، واخلط يُخلط العينة بالدوامة. للتحكم السلبي، استخدم الماء المقطر بدلاً من مواد الحمض النووي الريبي.
  4. احتضان رد الفعل في 65 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة، تليها 80 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة لإنهاء رد الفعل.
  5. بعد الحضانة، لاحظ بصريا التغيرات اللونية بالعين المجردة. ستظهر نتيجة إيجابية كلون أخضر فلوري.

5. أغاروز هلام electrophoresis

  1. إعداد 1.5٪ ث / ضد هلام agarose عن طريق تعليق 0.6 غرام من مسحوق agarose في 40 مل من 1x TAE المخزن المؤقت. تذوب الخليط عن طريق تسخينه في الميكروويف لمدة 3-5 دقيقة حتى يذوب agarose تماما، ودوامة لخلط.
  2. السماح للagarose لتهدئة حتى تصل درجة الحرارة إلى 65 درجة مئوية. صب 40 مل من محلول agarose على صينية هلام وإضافة مشط إلى قالب هلام.
  3. اسمح لجل الاغاروز بالضبط في درجة حرارة الغرفة لمدة 20-30 دقيقة حتى يتم تقويه تمامًا. ثم إزالة المشط ووضع هلام في خزان هلام.
  4. إضافة المخزن المؤقت قيد التشغيل لتغطية سطح هلام في خزان هلام.
  5. أضف 10 ميكرولتر من عينة RT-LAMP و2 ميكرولتر من المخزن المؤقت لتحميل 6x هلام لكل بئر. أضف 5 ميكرولتر من سلم الحمض النووي 1 كيلوبايت إلى الممر المرجعي.
  6. قم بتوصيل الغطاء المرفق بالكاثود والأنود المتصل بمصدر الطاقة. بدوره على إمدادات الطاقة، وتعيينها إلى ثابت 100 V، وتشغيل لمدة 40 دقيقة.
  7. بعد الانتهاء من فصل هلام، وإزالة هلام من علبة هلام. ثم وصمة عار هلام استنزفت باستخدام بروميد الإيثيدييوم (EtBr) بتركيز 10 ملغ / مل لمدة 7 دقيقة وrestain ذلك في الماء المقطر لمدة 5 دقيقة.
    تنبيه: EtBr سامة وتعتبر مادة مسرطنة. لذلك، كن حذراً عند استخدام هذا العامل.
  8. اعرض الجل على ضوء الأشعة فوق البنفسجية باستخدام نظام توثيق هلامي حيث تظهر النطاقات، وخذ صورة للجل.

6- توليف الحمض النووي التكميلي (cDNA)

  1. إعداد مزيج رئيسي توليف cDNA تحتوي على 2 ميكرولتر من المخزن المؤقت RT 5x، 0.5 ميكرولتر من مزيج التمهيدي، 0.5 ميكرولتر من إنزيم RT، و 2 ميكرولتر من المياه الخالية من nuclease لكل رد فعل.
    ملاحظة: إعداد المزيج الرئيسي الزائد الذي يتكون من 1x رد الفعل بسبب الخسارة المحتملة أثناء الأنابيب.
  2. الاستغناء عن 5 ميكرولتر من المزيج الرئيسي في أنبوب ميكروالطرد المركزي 1.5 مل معقم.
  3. إضافة 100 نانوغرام من الحمض النووي الريبي المخفف المستخرج (التي تم الحصول عليها من الخطوة 2.8) إلى أنبوب رد الفعل، ومزيج وتدور إلى أسفل لنقل جميع الخليط إلى الجزء السفلي من السفينة.
  4. احتضان ردود الفعل في 42 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة، تليها 98 درجة مئوية لمدة 5 دقيقة في جهاز PCR. تخزين cDNA في −20 درجة مئوية حتى الاستخدام.

7. RT-qPCR

  1. قم بإعداد مزيج رئيسي من TiLV qPCR يحتوي على 0.3 ميكرولتر من التمهيدي العكسي 10 ميكرومتر، و0.3 ميكرولتر من التمهيدي الأمامي 10 ميكرومتر، و5 ميكرولتر من بوليميراز الحمض النووي الأخضر SYBR 2x، و 0.4 ميكرولتر من المياه الخالية من النوكليس لكل رد فعل. استخدم الأدوات التمهيدية وعناصر التحكم التالية:
    التمهيدي الأمامي (TiLV-112F): 5'-CTGAGCTAAAGAGAGAGAATATG-3'
    التمهيدي العكسي (TiLV-112R): 5'-CGTGCACTCGTTTCAGTATAAGTTCT-3'
  2. الاستغناء عن 6 ميكرولتر من مزيج QPCR الرئيسي TiLV في كل بئر من شريط qPCR متوافق مع cycler الحرارية في الوقت الحقيقي المستخدمة.
  3. إضافة 4 μL من قالب cDNA، والتحكم السلبي (المياه خالية من nuclease)، والتحكم الإيجابي (10 pg/μL)، وpTiLV (plasmid)10 أو خففت بشكل متسلسل TiLV plasmid إلى البئر، وخلط كل عينة عن طريق النقر. إجراء كل عينة في ثلاثة توائم.
  4. ضع تفاعلات qPCR في الدورالحراري الحراري المبرمج في الوقت الحقيقي. قم بتعيين برنامج qPCR لتنفيذ الحضانة عند 95 درجة مئوية لمدة 3 دقيقة ، تليها 40 دورة من 95 درجة مئوية لمدة 10 s و 60 درجة مئوية لمدة 30 ق قبل خطوة منحنى الذوبان التي تحتاج إلى زيادة درجة الحرارة من 65 درجة مئوية إلى 95 درجة مئوية عند زيادات 0.5 درجة مئوية / 5.
  5. إجراء تحليل البيانات عن طريق تقييم منحنيات التضخيم والذوبان، ثم حساب عدد نسخ TiLV باستخدام المنحنى القياسي الذي تم الحصول عليه من البيانات باستخدام البلازميدات المخففة بشكل متسلسل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In this study, an RT-LAMP assay was developed to detect TiLV infection in tilapia. تم جمع العينات المختبرة من 14 مزرعة تقع في أجزاء مختلفة من تايلاند بين عامي 2015 و 2016. تم تجميع الأسماك المصابة وغير المصابة في المقام الأول على أساس التشخيص البدني وظهور أعراض TiLVD. وقد تأكدت عدوى TiLV في وقت لاحق باستخدام RT-PCR بعد عملية الجمع. تم اختيار الجيل الكهربي Agarose والكشف عن اللون الأخضر الإنارة كطرق التقييم من amplicons مصباح(الشكل 2). يتميز الكبد والمخاط من الأسماك البلطي المصابة وغير المصاب...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتعرض صناعة الاستزراع المائي باستمرار للتهديد من قبل العدوى الفيروسية التي تسبب خسائر اقتصادية كبيرة9,23,28. على سبيل المثال ، يمثل TiLV الناشئ تهديدًا كبيرًا للبلدان المنتجة للبلطي في أجزاء كثيرة من العالم1،6،9. حتى الآن، لم تكن هناك علاجات محددة متاحة لمنع TiLVD. وفي حين أن تطوير اللقاح مستمر، فإن اللقاح الفعال سيتطلب وقتاً كبيراً قبل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تمويل المشروع ماليا من قبل صندوق البحوث التايلاندية (TRF) رقم منحة RDG6050078 ومركز الدراسات المتقدمة للزراعة والأغذية، معهد الدراسات المتقدمة، جامعة كاسيسارت، بانكوك، تايلاند في إطار مشروع تعزيز بحوث التعليم العالي وجامعة البحوث الوطنية في تايلاند، مكتب لجنة التعليم العالي، وزارة التعليم، تايلاند. يتم دعم البحث جزئيًا من خلال منحة برنامج الدراسات العليا من كلية الدراسات العليا، جامعة كاسيسارت. ويود المؤلفان أن يشكرا الدكتور كوانراوي سيريكانشانا على السرد الذي تحدث عن الفيديو وبياوسارا سيكارين لتحرير الفيديو.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
<قوي > جمع الأنسجة: < / قوي >
زيت القرنفلBetter PharmaN / A
Tricaine methanesulfonateSigma-AldrichE10521خيار بديل لاستخراج
الحمض النووي الريبي لزيت القرنفل:
كاشف حمض جوانيدينيوم - فينول (كاشف TRIzol) ThermoFisherScientific Corp.15596026
كاشف حمض جوانيدينيوم الفينول (كاشف GENEzol) مجموعةGeneaidGZR100
Direct-zol RNA:Zymo ResearchR2071
- Direct-zol RNA PreWash
- RNA Wash
Buffer- ماء
- أعمدةZymo-spin IIICG
- أنابيب
التجميع<قوية>RT-LAMP: < / قوي>
1x SD II تفاعل عازلةBiotechrabbitBR1101301
كبريتات المغنيسيوم (MgSO4< / sub>)Sigma-Aldrich7487-88-9
dNTP مجموعةBiolineBIO-39053
خليط البيتينسيجما ألدريتشB2629
الكالسيينميرك1461-15-0
Bst DNA polymeraseBiotechrabbitBR1101301
AMV النسخ العكسيPromegaM510A
المياه الخالية من NucleaseInvitrogen10320995
حاضنة الحمام الجاف Elite ، وحدة واحدةرئيسيةالعلومEL-01-220<
strong> Gel electrophores: < / strong>
AgaroseVivantis TechnologiesPC0701-500G
Tris-borate-EDTA (TBE) العازلةSigma-AldrichSRE0062
Tris-acetic-EDTA (TAE):
- TrisVivantis TechnologiesPR0612-1KG
- حمض الخليك (جليدي) ، EMSUREMerck Millipore1000632500
- ثنائي الصوديوم إيثيلين ديامين تترا أسيتات ثنائي هيدرات (EDTA) ، VetecSigma-AldrichV800170-500G
NeogreenNeoScience Co.، Ltd.GR107
تحميل هلام الحمض النووي (6X)شركة ThermoFisher Scientific Corp.الحمض النووي R0611
Vivantis TechnologiesPC701-100G
Mini Ready Sub-Cell GT (نظام الرحلان الكهربائي الأفقي)Bio-Rad1704487
PowerPac HC مزود الطاقةBio-Rad1645052
Gel Doc EZ SystemBio-Rad1708270
صينية عينة الأشعة فوق البنفسجيةBio-Rad1708271
Nα تصوير BINeogene Science
< قوي > توليف cDNA: < / قوي>
ReverTra Ace qPCR RT KitToyoboFSQ-101
Viva cDNA SynthesisKit Vivantis TechnologiescDSK01خيار بديل لتخليق (كدنا
NanoDrop2000 (مقياس الطيف الضوئي للحجم الصغير)ThermoFisher Scientific Corp.ND-2000
T100 Thermal CyclerBio-Rad1861096
RT-qPCR: < / strong>
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad1725120
مياه خالية من النوكلياز ، ماء معقمMultiCell809-115-CL
8-Tube شرائط PCR ، أبيضBio-RadTLS0851
أنبوب PCR مسطح 8 أغطية شرائط ،بصري Bio-RadTCS0803
CFX96 Touch Thermal CyclerBio-Rad1855196
<قوي > المعدات والمواد العامة: < / قوي>
مقصN / A
ملقطVortex
Genie 2 (خلاط دوامة)علمي الصناعات أجهزة
الطرد المركزي الدقيقة LM-60LioFugeCM610
Corning LSE أجهزة الطرد المركزي الدقيقة المصغرةCorning6765
PipettesRaininPipete-Lite-Lite XLS
QSP أطراف ماصة مصفاةالجودة البلاستيك العلمي TFسلسلة
Corning Isotip نصائح مصفاةسلسلة MerckCLS
أنابيب الطرد المركزي الدقيقة سعة 1.5 مل خالية من النوكلياز ، NESTWuxi NEST التكنولوجيا الحيوية615601
خال من DNase / RNase صبغة سلم وعلامات ) Mayo

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Surachetpong, W., et al. Outbreaks of Tilapia Lake Virus Infection, Thailand, 2015-2016. Emerging Infectious Diseases. 23 (6), 1031-1033 (2017).
  2. Eyngor, M., et al. Identification of a novel RNA virus lethal to tilapia. Journal of Clinical Microbiology. 52 (12), 4137-4146 (2014).
  3. Adams, M. J., et al. Changes to taxonomy and the International Code of Virus Classification and Nomenclature ratified by the International Committee on Taxonomy of Viruses (2017). Archives of Virology. 162 (8), 2505-2538 (2017).
  4. Bacharach, E., et al. Characterization of a Novel Orthomyxo-like Virus Causing Mass Die-Offs of Tilapia. MBio. 7 (2), 00431(2016).
  5. Jaemwimol, P., et al. Susceptibility of important warm water fish species to tilapia lake virus (TiLV) infection. Aquaculture. 497, 462-468 (2018).
  6. Giews, F. Global Information and Early Warning System On Food And Agriculture. Food and Agriculture Organization of the United Nations. , Rome, Italy. (2017).
  7. Al-Hussinee, L., Subramaniam, K., Ahasan, M. S., Keleher, B., Waltzek, T. B. Complete Genome Sequence of a Tilapia Lake Virus Isolate Obtained from Nile Tilapia (Oreochromis niloticus). Genome Announcements. 6 (26), (2018).
  8. Thammatorn, W., Rawiwan, P., Surachetpong, W. Minimal risk of tilapia lake virus transmission via frozen tilapia fillets. Journal of Fish Diseases. 42 (1), 3-9 (2019).
  9. Fathi, M., et al. Identification of Tilapia Lake Virus in Egypt in Nile tilapia affected by 'summer mortality' syndrome. Aquaculture. 473, 430-432 (2017).
  10. Tattiyapong, P., Sirikanchana, K., Surachetpong, W. Development and validation of a reverse transcription quantitative polymerase chain reaction for tilapia lake virus detection in clinical samples and experimentally challenged fish. Journal of Fish Diseases. 41 (2), 255-261 (2018).
  11. Waiyamitra, P., et al. A TaqMan RT-qPCR assay for tilapia lake virus (TiLV) detection in tilapia. Aquaculture. 497, 184-188 (2018).
  12. Kembou Tsofack, J. E., et al. Detection of Tilapia Lake Virus in Clinical Samples by Culturing and Nested Reverse Transcription-PCR. Journal of Clinical Microbiology. 55 (3), 759-767 (2017).
  13. Dong, H. T., et al. Emergence of tilapia lake virus in Thailand and an alternative semi-nested RT-PCR for detection. Aquaculture. 476, 111-118 (2017).
  14. Notomi, T., et al. Loop-mediated isothermal amplification of DNA. Nucleic Acids Research. 28 (12), 63(2000).
  15. Mori, Y., Notomi, T. Loop-mediated isothermal amplification (LAMP): a rapid, accurate, and cost-effective diagnostic method for infectious diseases. Journal of Infection and Chemotherapy. 15 (2), 62-69 (2009).
  16. Mori, Y., Nagamine, K., Tomita, N., Notomi, T. Detection of loop-mediated isothermal amplification reaction by turbidity derived from magnesium pyrophosphate formation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 289 (1), 150-154 (2001).
  17. Caipang, C. M., Haraguchi, I., Ohira, T., Hirono, I., Aoki, T. Rapid detection of a fish iridovirus using loop-mediated isothermal amplification (LAMP). Journal of Virological Methods. 121 (2), 155-161 (2004).
  18. Soliman, H., El-Matbouli, M. An inexpensive and rapid diagnostic method of Koi Herpesvirus (KHV) infection by loop-mediated isothermal amplification. Virology Journal. 2, 83(2005).
  19. Gunimaladevi, I., Kono, T., Venugopal, M. N., Sakai, M. Detection of koi herpesvirus in common carp, Cyprinus carpio L., by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Fish Diseases. 27 (10), 583-589 (2004).
  20. Gunimaladevi, I., Kono, T., Lapatra, S. E., Sakai, M. A loop mediated isothermal amplification (LAMP) method for detection of infectious hematopoietic necrosis virus (IHNV) in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). Archives of Virology. 150 (5), 899-909 (2005).
  21. Kono, T., Savan, R., Sakai, M., Itami, T. Detection of white spot syndrome virus in shrimp by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Virological Methods. 115 (1), 59-65 (2004).
  22. Soliman, H., El-Matbouli, M. Reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP) for rapid detection of viral hemorrhagic septicaemia virus (VHS). Veterinary Microbiology. 114 (3-4), 205-213 (2006).
  23. Yeh, H. Y., Shoemaker, C. A., Klesius, P. H. Evaluation of a loop-mediated isothermal amplification method for rapid detection of channel catfish Ictalurus punctatus important bacterial pathogen Edwardsiella ictaluri. Journal of Microbiological Methods. 63 (1), 36-44 (2005).
  24. Yeh, H. Y., Shoemaker, C. A., Klesius, P. H. Sensitive and rapid detection of Flavobacterium columnare in channel catfish Ictalurus punctatus by a loop-mediated isothermal amplification method. Journal of Applied Microbiology. 100 (5), 919-925 (2006).
  25. Sun, Z. F., Hu, C. Q., Ren, C. H., Shen, Q. Sensitive and rapid detection of infectious hypodermal and hematopoietic necrosis virus (IHHNV) in shrimps by loop-mediated isothermal amplification. Journal of Virological Methods. 131 (1), 41-46 (2006).
  26. Shivappa, R. B., et al. Detection of spring viraemia of carp virus (SVCV) by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) in koi carp, Cyprinus carpio L. Journal of Fish Diseases. 31 (4), 249-258 (2004).
  27. Wei, X. N., Zheng, Z. J., Zhang, L. H., Qu, F., Huang, X. Sensitive and rapid detection of Aeromonas caviae in stool samples by loop-mediated isothermal amplification. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 60 (1), 113-116 (2008).
  28. Chinabut, S., Puttinaowarat, S. The choice of disease control strategies to secure international market access for aquaculture products. Developmental Biology. 121, 255-261 (2005).
  29. Soto, E., Yun, S., Surachetpong, W. Susceptibility of Tilapia Lake Virus to buffered Povidone-iodine complex and chlorine. Aquaculture. 512, 734342(2019).
  30. Jaemwimol, P., Sirikanchana, K., Tattiyapong, P., Mongkolsuk, S., Surachetpong, W. Virucidal effects of common disinfectants against tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (10), 1383-1389 (2019).
  31. Jansen, M. D., Dong, H. T., Mohan, C. V. Tilapia lake virus: a threat to the global tilapia industry. Reviews in Aquaculture. 11 (3), 725-739 (2019).
  32. Yin, J., et al. Development of a simple and rapid reverse transcription-loopmediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for sensitive detection of tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (6), 817-824 (2019).
  33. Savan, R., Kono, T., Itami, T., Sakai, M. Loop-mediated isothermal amplification: an emerging technology for detection of fish and shellfish pathogens. Journal of Fish Diseases. 28 (10), 573-581 (2005).
  34. Phusantisampan, T., Tattiyapong, P., Mutrakulcharoen, P., Sriariyanun, M., Surachetpong, W. Rapid detection of tilapia lake virus using a one-step reverse transcription loop-mediated isothermal amplification assay. Aquaculture. 507, 35-39 (2019).
  35. Liamnimitr, P., Thammatorn, W., U-thoomporn, S., Tattiyapong, P., Surachetpong, W. Non-lethal sampling for Tilapia Lake Virus detection by RT-qPCR and cell culture. Aquaculture. 486, 75-80 (2018).
  36. Yin, J., et al. Development of a simple and rapid reverse transcription-loopmediated isothermal amplification (RT-LAMP) assay for sensitive detection of tilapia lake virus. Journal of Fish Diseases. 42 (6), 817-824 (2019).
  37. Khan, R. S. A., et al. Rapid detection of infectious bursal disease by loop-mediated isothermal amplification for field analysis. Iranian Journal of Veterinary Research. 19 (2), 101-107 (2018).
  38. Nagamine, K., Hase, T., Notomi, T. Accelerated reaction by loop-mediated isothermal amplification using loop primers. Molecular and Cellular Probes. 16 (3), 223-229 (2002).
  39. Debode, F., Marien, A., Janssen, E., Bragard, C., Berben, G. The influence of amplicon length on real-time PCR results. Biotechnology, Agronomy, Society and Environment. 21 (1), 3-11 (2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة