يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

إصابة عصبية مستهدفة لقطع غير الغازية من دوائر الدماغ

4.7K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/61271

⸱

سبتمبر 27, 2020

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neuroscience, University of Virginia, 2Department of Radiology, Stanford University, 3Department of Neurology, University of Virginia, 4Global Internship Program, Focused Ultrasound Foundation, 5Department of Medicine, University of Virginia, 6Image Guided Therapy, 7Department of Neurosurgery, University of Virginia, 8Center for Brain, Immunology, and Glia, University of Virginia

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

الهدف من البروتوكول هو توفير طريقة لإنتاج الآفات العصبية غير الغازية في الدماغ. تستخدم الطريقة الموجات فوق الصوتية المركزة (MRgFUS) لفتح حاجز الدم في الدماغ بطريقة عابرة ومركزية ، من أجل توصيل سم عصبي متداول إلى بارينتشيما الدماغ.

الملخص

يمكن أن يكون التدخل الجراحي فعالاً جداً في علاج أنواع معينة من الأمراض العصبية المستعصية طبياً. هذا النهج مفيد بشكل خاص للاضطرابات التي تلعب فيها الدوائر العصبية القابلة للتحديد دورًا رئيسيًا ، مثل الصرع واضطرابات الحركة. الطرائق الجراحية المتاحة حاليا، على الرغم من فعاليتها، تنطوي عموما على إجراء جراحي الغازية، والتي يمكن أن تؤدي إلى إصابات جراحية للأنسجة غير المستهدفة. وبالتالي، سيكون من المفيد توسيع نطاق النهج الجراحية لتشمل تقنية غير الغازية والأعصاب على حد سواء.

هنا، يتم تقديم طريقة لإنتاج البؤري، آفات الخلايا العصبية في الدماغ بطريقة غير الغازية. يستخدم هذا النهج الموجات فوق الصوتية منخفضة الكثافة التركيز جنبا إلى جنب مع microbubbles عن طريق الوريد لفتح عابرة ومركزيا حاجز الدم الدماغ (BBB). ثم يتم استغلال فترة فتح BBB العابرة لتسليم سم عصبي مُدار بشكل منهجي إلى منطقة مستهدفة في الدماغ. حمض الكينولينيك العصبي (QA) هو عادة BBB-impermeable، ويتم التسامح بشكل جيد عندما تدار داخل الصفاق أو عن طريق الوريد. ومع ذلك، عندما تحصل على ضمان الجودة الوصول المباشر إلى أنسجة الدماغ، فهي سامة للخلايا العصبية. وقد استخدمت هذه الطريقة في الفئران والجرذان لاستهداف مناطق محددة في الدماغ. مباشرة بعد MRgFUS، يتم تأكيد نجاح فتح BBB باستخدام التصوير المرجح T1 المحسنة على النقيض. بعد الإجراء، والتصوير T2 يظهر إصابة تقتصر على المنطقة المستهدفة من الدماغ وفقدان الخلايا العصبية في المنطقة المستهدفة يمكن تأكيد بعد الوفاة باستخدام تقنيات النسيج. وتجدر الإشارة إلى أن الحيوانات التي يتم حقنها بالملوحة المالحة بدلاً من QA تثبت افتتاح BBB ، ولكن لا تظهر نقطة الإصابة أو فقدان الخلايا العصبية. هذه الطريقة، التي يطلق عليها دقيقة Intracerebral الجراحة الموجهة غير الغازية (PING) يمكن أن توفر نهجا غير الغازية لعلاج الاضطرابات العصبية المرتبطة بالاضطرابات في الدوائر العصبية.

المقدمة

والغرض من هذه الطريقة هو توفير وسيلة لإنتاج الآفات العصبية غير الغازية في منطقة مستهدفة من الدماغ. والأساس المنطقي لتطوير مثل هذا النهج هو فصل الدوائر العصبية التي تسهم في الاضطرابات العصبية. على سبيل المثال، يمكن أن تكون الجراحة فعالة جدا في علاج بعض الاضطرابات العصبية المستعصية طبيا، مثل الصرع المقاوم للأدوية (DRE)1. ومع ذلك، كل من الطرائق الجراحية المتاحة تمتلك حدودا من حيث إنتاج أضرار جانبية غير مرغوب فيها للدماغ. يمكن أن تكون الجراحة التقليدية التي تُعاد الجراحة شديدة التوغل مع خطر النزيف والعدوى والجلطات الدموية والسكتة الدماغية والنوبات وتورم الدماغ وتلف الأعصاب2. وتشمل بدائل الجراحة التي هي طفيفة التوغل أو غير الغازية العلاج الحراري بالليزر الخلالي والجراحة الإشعاعية، والتي أثبتت أيضا أن تكون فعالة في قمع المضبوطات في DRE. في الآونة الأخيرة ، أظهرت الآفات الحرارية التي تنتجها الموجات فوق الصوتية عالية الكثافة (HIFU) وعدًا في الحد من النوبات. HIFU غير الغازية; ومع ذلك، يقتصر إطار العلاج في الوقت الراهن على مناطق أكثر مركزية من الدماغ بسبب خطر الإصابة الحرارية في الأنسجة غير المستهدفة الموجودة في محيط الجمجمة. على الرغم من هذه القيود، فوائد الجراحة غالبا ما تفوق المخاطر المحتملة. على سبيل المثال، على الرغم من أن الجراحة لDDE يمكن أن تنتج تلف الدماغ الجانبية، وآثارها المفيدة في قمع المضبوطات وتحسين نوعية الحياة عادة ما تسود على المخاطر الجراحية.

تم تطوير الطريقة الموصوفة هنا ، الجراحة الموجهة غير الغازية الدقيقة (PING) ، لغرض فصل الدوائر العصبية ، مع الحد من تلف الدماغ الجانبي. تستخدم هذه الطريقة الموجات فوق الصوتية منخفضة الكثافة تركز جنبا إلى جنب مع الحقن الوريدي من microbubbles لفتح BBB، من أجل تقديم سم عصبي. هذا النهج لا تنتج الآفات الحرارية للدماغ3,4,5,6,7, ويمكن استغلال فترة فتح BBB لتقديم مركبات BBB-impermeable إلى parenchyma الدماغ. افتتاح BBB عابر، ويمكن أن تنتج بطريقة مستهدفة باستخدام توجيه التصوير بالرنين المغناطيسي. في دراساتنا، وقد استخدمت فترة افتتاح BBB لتقديم neurotoxin تعميمها إلى منطقة مستهدفة من الدماغ parenchyma في الفئرانوالجرذان 8،9. حمض الكينولينيك هو سم عصبي جيد التحمل عندما تدار عن طريق الوريد10، intraarterially10، أو intraperitoneally8،9،11. ويرجع عدم وجود سمية QA إلى ضعف نفاذية BBB، والتي أفادت التقارير بأنها لا تذكر10. في المقابل، الحقن المباشر من QA في الدماغ parenchyma تنتج الآفات العصبية التي تجنب محاور المحاور المجاورة12،13. وهكذا، عندما تعميم ضمان الجودة مكاسب الوصول إلى parenchyma الدماغ في المنطقة المستهدفة من افتتاح BBB، يتم إنتاج الموت العصبي8،9. الطريقة الحالية تنتج بالتالي فقدان الخلايا العصبية التركيز بطريقة محددة الهدف وغير الغازية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وقد وافقت على جميع الأساليب المذكورة هنا من قبل جامعة فرجينيا لجنة رعاية الحيوانات واستخدامها.

1- إعداد الكواشف

  1. في يوم الجراحة ، أعد 6.0 مل من حمض الكينولينيك القابل للحقن (QA). حل 450 ملغ من QA في 4.0 مل من 1.0 N NAOH. إضافة 0.6 مل من 10x PBS، وhH إلى 7.4، وجلب إلى حجم النهائي من 6.0 مل مع dH2O. تصفية من خلال 0.22 μm مرشح حقنة. الحل مستقر لمدة أسبوعين عند 4 درجة مئوية.
  2. إعداد تشتت مائي من microbubbles في المالحة العادية بواسطة سونيكيشن التحقيق من الغاز decafluorobutane واستقرار مع DSPC / PEG stearate قذيفة أحادية12.
  3. حجم microbubbles عن طريق التعويم في الجاذبية الطبيعية. تحديد تركيز microbubble والحجم عن طريق الاستشعار عن طريق electrozone باستخدام عداد Multisizer الثالث. وينبغي أن يكون تركيز microbubble وتوزيع الحجم 6 × 108/ مل و ~ 2 ميكرومتر (متوسط قطر الجسيمات)، على التوالي. تتم إزالة أكبر الفقاعات عن طريق استبعاد التعويم / فصل.
  4. بدلا من ذلك، شراء microbubbles المتاحة تجاريا.

2- إعداد الحيوانات

  1. تأقلم الحيوان (الفئران أو الفأر) لمدة 3 أيام بعد الولادة. استخدمت التجارب الموصوفة هنا فئران Sprague-Dawley (5-6 أسابيع من العمر) أو الفئران غير التكافؤية الداخلية (tish) (المستعمرة المحلية).
  2. منزل الحيوانات تحت ضوء 12 ساعة: دورة 12 ساعة الظلام.
  3. سجل الأوزان الحيوانية. هذه المعلومات مهمة طوال العملية.
  4. الحصول على صور MR المرجح T2 في اليوم السابق لإجراء فوس من أجل تأسيس صور خط الأساس قبل الجراحة. استخدم المعلمات التالية للتصوير T2: وقت التكرار/وقت الصدى [TR/TE] = 3000/138 مللي ثانية، 3 متوسطات، مجال الرؤية= 29 × 45 مم2،حجم المصفوفة = 125 × 192، سمك الشريحة = 0.23 مم.
  5. تخدير الحيوان مع ايزوفلوران (4٪ التعريفي، 2٪ الصيانة). تأكيد عمق كافية من التخدير باستخدام قرصة إصبع. تطبيق مرهم العيون على العينين.
  6. حلق فروة رأس الحيوان، وإزالة الشعر المتبقي مع كريم إزالة الشعر.
  7. استخدام القسطرة الوريدي الذيل لضخ microbubbles، عامل التباين، و QA. تتكون القسطرة من طول أنابيب PE10 مزودة بإبرة 30 G × 1/2 بوصة. ترك حقنة 1 مل مع الملح الملحية heparinized في خط، إلى أن تتم إزالتها وإعادة ربطها عندما يتم استخدام خط للضخ.

3. التصوير بالرنين المغناطيسي و PING الإجراءات

  1. إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي على وحدة 7 T MR مع قوة التدرج من 600 mT/m/ms(الشكل 1 والشكل 2). تنفيذ عمليات اقتناء التصوير بالرنين المغناطيسي باستخدام لفائف سطحية مدمجة في نظام FUS.
    ملاحظة: نظام FUS المستخدم في التجارب يتكون من ثلاثة أجزاء: (ط) نظام صوتنة هو م-متوافق مع ما قبل التركيز، 8-عنصر مجموعة الحلقية، محول 1.5 ميغاهيرتز (نصف قطر كروية = 20 مم ± 2 مم، قطر نشط = 25 ملم (f-number = 0.8)، مع 80٪ الكهربائية والصوتية الكفاءة، والتي ترتبط مولد مجموعة على مراحل و RF السلطة مكبر للصوت؛ '2' مرحلة لتحديد المواقع مزودة بمحركات متوافقة مع MR لتحريك المحول في الاتجاه الأمامي الأمامي واتجاه المسارين؛ (iii) محطة عمل ثيرموجويد للتحكم في تسليم سونيكيشن، بما في ذلك التركيز الإلكتروني من خلال تعديل المرحلة لضبط العمق البؤري (الشكل 2).
  2. ضع الحيوان المُجَنَّف على لفائف الزلاجة(الشكل 1)من نظام FUS المتوافق مع MR في الموضع المعرض. اشل الحيوان باستخدام شريط القاطع وأشرطة الأذن المدرجة في مهد الزلاجة.
  3. تطبيق هلام الصوتية إلى فروة الرأس بالماء تره. ضمان عدم وجود فقاعات، ووضع حاجز الغشاء من جزء تعميم المياه من تجميع محول فوق جمجمة الحيوان، وخفض تجميع محول بقدر الإمكان في اتجاه متوازي لوح مواز بالنسبة إلى لوحة الجمجمة. ضع الحجاب الحاجز للمحول بقوة ضد فروة رأس الحيوان الحليقة مباشرة فوق لوحة الجمجمة.
  4. إرفاق جهاز استشعار هوائي للجسم مع الشريط الجراحي، لرصد التنفس. ضع جهاز الاستشعار الهوائي على القفص الصدري السفلي الأيسر.
  5. نقل الجمعية الذراع FUS مع لفائف، زلاجة، والحيوان في وحدة التصوير بالرنين المغناطيسي 7T(الشكل 1).
  6. تشغيل تسلسل T2-الكشفية لتحديد الموقف المادي العام من تجميع محول نسبة إلى رأس الحيوان، وإجراء تعديلات الميكانيكية حسب الضرورة (الشكل 2). المعلمات للتصوير T2 هي: وقت التكرار / صدى الوقت [TR / TE] = 3000/138 مللي ثانية، 3 متوسطات، مجال الرؤية = 29 × 45 مم2،حجم المصفوفة = 125 × 192، سمك الشريحة = 0.23 ملم. لا يستخدم قياس الحرارة عادة في هذا البروتوكول.
  7. الحصول على صور T2 لتحسين تحديد موضع محول. على وجه التحديد، تحديد موقع محول وتحديد نقطة (ق) من سونيكيشن باستخدام وظيفة استهداف البرنامج. المعلمات للتصوير T2 هي: وقت التكرار / صدى الوقت [TR / TE] = 3000/138 مللي ثانية، 3 متوسطات، مجال الرؤية = 29 × 45 مم2،حجم المصفوفة = 125 × 192، سمك الشريحة = 0.23 ملم.
  8. فقط قبل sonication، حقن 300 ميكرولتر/كغ من microbubbles14 عبر الوريد الذيل.
  9. استخدام محول 1.5 ميغاهرتز لإنتاج سونيكيشنات (30 ms موجة الحزمة، 3٪ دورة واجب، 1 هرتز تردد التكرار، 240 مدة / سونيكيشن s.
  10. مباشرة بعد سونيكيشن، حقن gadodiamide عامل التباين عبر الوريد الذيل، ومن ثم تنفيذ T1-المرجح بالإضافة إلى مسح التباين لتأكيد فتح BBB ودقة الاستهداف. معلمات التصوير المرجح T1: TR/TE = 900/12 مللي ثانية، 2 متوسطات، مجال الرؤية = 24 × 30 مم2،حجم المصفوفة = 208 × 256، سمك الشريحة = 0.7 مم. عادةً ما يتم إجراء فحص T1 واحد.
  11. إزالة ذراع FUS ومزلاج من التصوير بالرنين المغناطيسي، ووضع الحيوان على وسادة التدفئة تعيين إلى 40 درجة مئوية، مع الحفاظ على 2٪ من التخدير isoflurane.
  12. بدءا من 30 دقيقة بعد سونيكيشن، واستخدام مضخة حقنة لبث QA (75 ملغ / مل حل الأسهم) عن طريق الوريد الذيل ل 1 ح بمعدل 16.8 ميكرولتر / دقيقة لتحقيق جرعة نهائية من 225 ملغم / كغ (q.s. إلى 1.0 مل ملحي).
  13. عندما يكون التسريب كاملاً، توقف عن التخدير، مع إبقاء الحيوان على وسادة التدفئة حتى حالة تأهب. ضع الحيوان في قفص و قم بإجراء فحوصات روتينية لنشاطه كل 15 دقيقة ، لعدة ساعات بعد الإجراء.
  14. إعادة الحيوان إلى فيفيريوم وتحقق كل 6 ح لليوم الأول للضيق أو النشاط غير المنتظم.
  15. يوم واحد بعد sonication، أداء التصوير MR T2 المرجح لتقييم أي أضرار في مجال سونيكيشن. المعلمات للتصوير T2: زمن التكرار/زمن الصدى [TR/TE] = 3,000/138 مللي ثانية, 3 متوسطات, مجال الرؤية = 29 × 45 مم2,حجم المصفوفة = 125 × 192, سمك الشريحة = 0.23 مم. يتم تقييم الصور لمناطق فرط التنهم لتحديد تلف الأنسجة المحتملة / الوذمة.

4. تحليل ما بعد الوفاة من فقدان الخلايا العصبية

  1. السماح لما بعد سونيكيشن، وفترة البقاء على قيد الحياة من 4-5 أيام لتقييم فقدان الخلايا العصبية مع فلورو اليشم هيستوكيميا.
  2. تخدير عميق الحيوان مع ايزوفلوران، والقتل الرحيم عن طريق ضخ داخل القلب مع 0.1 M الفوسفات العازلة (pH 7.4) تليها 4٪ شبهformaldehyde في عازلة الفوسفات.
  3. إزالة الدماغ من الجمجمة و بعد الإصلاح لمدة 2 أيام في 4٪ شبهformaldehyde.
  4. غمر الدماغ في السكروز 30٪ للتبريد، وقطع أقسام في سمك 20-30 ميكرومتر مع التبريد.
  5. جبل أقسام التبريد على الشرائح الجيلاتينية والهواء الجاف بين عشية وضحاها.
  6. ريحية الشرائح في الماء المقطر، ومن ثم الجفاف في الإيثانول متدرج تصاعدي. بعد الجفاف، شرائح إعادة الترطيب في الإيثانول المتدرج التنازلي.
  7. نقل الشرائح إلى محلول من 0.06٪ برمنجنات البوتاسيوم لمدة 15 دقيقة على شاكر المدارية.
  8. شطف الشرائح لمدة 1 دقيقة في الماء المقطر ونقلها إلى حل 0.001٪ من الفلورو اليشم B في 0.1٪ حمض الخليك. احتضان تحت التحريض لطيف لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. شطف الشرائح ثلاث مرات لمدة 1 دقيقة في الماء المقطر.
  9. جفف الشرائح على شريحة أكثر دفئًا، وتكف في الزيلينات لمدة 3 دقائق، وأغطية باستخدام وسائط DPX المتزايدة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يصف هذا القسم تأثير PING على الخلايا العصبية الموجودة في خلل التنسج النيوcortical. خلل التنسج الأنسجة هي سمة مشتركة في أدمغة المرضى الذين يعانون من الصرع المقاوم للأدوية ، والإزالة الجراحية للخلل العضلي التشنجي يمكن أن توفر مراقبة ممتازة للنوبات15. ولذلك فإن تحديد تأثير PING على أنسجة الدماغ العسرة هو أولوية مهمة. تم اختيار نموذج الفئران من خلل التنسج القشري الوراثي ، الجرذ tish ، لدراسة هذه المسألة لأن الدماغ tish يعرض الأنسجة dysplastic (الفرقة تحت القشرية heterotopia) تقع تحت القشرة الجديدة وضع...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تم تصميم طريقة PING لإنتاج آفات الخلايا العصبية غير الغازية المستهدفة. هذه الطريقة مستمدة من أساس قوي ومتزايد من البحوث في مجال تركيز الموجات فوق الصوتية3،4،5،6،7. وقد خلقت القدرة على توفير الوصول البؤري إلى مناطق محددة من parenchyma الدماغ عن طريق افتتاح عابر من BBB وسيلة لتقديم مجموعة واسعة من العوامل التي عادة لا يمكن الوصول إلى الدماغ. ويجري إلى حد كبير هذ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

الكتاب الاعتراف رينيه جاك روي لدعمه الفني الممتاز في مجال التصوير بالرنين المغناطيسي. وقد دعم هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (R01 NS102194 إلى KSL و R01 CA217953-01 إلى MW)، وصندوق تشيستر (KSL)، ومؤسسة الموجات فوق الصوتية المركزة (KSL وJW).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
7T-ClinScan نظام التصوير بالرنين المغناطيسيBruker Biospin ، Ettinglen ، ألمانياMR الحصول على الصور
جل صوتيLitho CLEAR11-601جل ناقل الحركة عالي اللزوجة
DPX تصاعد علومالمجهر الإلكتروني13512غطاء قائم على الراتنج زجاج مثبت
Fluoro-Jade BEDM MilliporeAG310وصمة عار عالية التقارب ل الخلايا العصبية المتدهورة
فلوفاك مخدر الممتزهارفاردجهاز هارفارد 34-0388التخدير العضوي زبال
نظام FUSالموجه بالصور ، بيساك ، فرنساLabFUSMR متوافق مع نظام الموجات فوق الصوتية المركزة للحيوانات الصغيرة
GadodiamideGE Healthcare AS ، أوسلو ، النرويجOmniscanMR عامل التباين
HeparinSAGENT NDC2502140010مضاد للتخثر
إبرة تحت الجلد 30 جم × 1/2Becton-Dickinson26027قسطرة الوريد الذيل
حقنة الأنسولين 28G1 / 2 (1 مل)EXEL26027إعطاء الحقن لقسطرة الوريد الذيل
رذاذ الأيزفلوران رذاذجراحيVCT302إدارة التخدير
الأيزوفلوران هنريشاينNDC1169567762التخدير
KMnO4< / sub>Sigmaالملطخة بالفلورو اليشم B
المنتجة داخليا: A. Klibanov305106عامل تعطيل حاجز الدم في الدماغ
الفقاعات الدقيقة (مصدر تجاري)التصوير الطبي Lantheus ، North Billerica ، MADefinity microbubblesمانع الحاجز
لتعطيل عامل المراقبة & نظام البواباتأدوات الصغيرةنموذج 1030مراقبة التنفس
Multisizer 3 كولتر عدادBeckman-Coulter ، Hialeah ، FLMultisizer 3يستخدم لتحديد متوسط حجم Microbubbles
Optixcare EYE LUBECLC MEDICA ، أونتاريو ، كندا11611القرنية واقية من تشحيم
العين PE10 أنبوبBecton-Dickinson427401قسطرة الوريد الذيل مكون
حمض الكينولينيكسانتا كروز للتكنولوجيا الحيوية ، دالاس ، تكساسCAS 89-00-9السموم العصبية
Sprague-Dawley RatsTaconic BiosciencesSD-MRat Model
Raze مضخة حقنةCarnegie MedicinCMA 100تسليم متحكم فيه من برنامج الدليل الحراري لحمض الكينولينيك
العلاج الموجه بالصور ، Pessac ، فرنسانظامFUS المختبر Thermoguide Drives
Tish RatsمستعمرةRat Model
Veet كريم مزيل الشعرReckitt Benckiserإزالة شعر فروة الرأس
المتوسط العلاج المستخدم في الفقاعات الدقيقة الدموي داخلية

المراجع

  1. Wiebe, S., Eliasziw, M., Matijevic, S. I. Changes in quality of life in epilepsy: How large must they be to be real. Epilepsia. 42, 113-118 (2001).
  2. McClelland, S., Guo, H., Okuyemi, K. S. Population-based analysis of morbidity and mortality following surgery for intractable temporal lobe epilepsy in the United States. Archives of Neurology. 68, 725-729 (2011).
  3. Hynynen, K., McDannold, N., Vykhotseva, N., Jolesz, F. A. Noninvasive MR imaging-guided focal opening of the blood-brain barrier in rabbits. Radiology. 220, 640-646 (2001).
  4. McDannold, N., Vykhodtseva, N., Raymond, S., Jolesz, F. A., Hynynen, K. MRI-guided targeted blood-brain barrier disruption with focused ultrasound: histological findings in rabbits. Ultrasound in Medicine & Biology. 31, 1527-1537 (2005).
  5. Park, J., Zhang, Y., Vykhodtseva, N., Jolesz, F. A., McDannold, N. J. The kinetics of blood brain barrier permeability and targeted doxorubicin delivery into brain induced by focused ultrasound. Journal of Controlled Release. 162 (1), 134-142 (2012).
  6. Sheikov, N., McDannold, N., Vykhodtseva, N., Jolesz, F., Hynynen, K. Cellular mechanisms of the blood-brain barrier opening induced by ultrasound in the presence of microbubbles. Ultrasound in Medicine & Biology. 30, 979-989 (2004).
  7. Vlachos, F., Tung, Y. S., Konofagou, E. E. Permeability assessment of the focused ultrasound-induced blood-brain barrier opening using dynamic contrast-enhanced MRI. Physics in Medicine and Biology. 55 (18), 5451-5466 (2010).
  8. Zhang, Y., et al. focal disconnection of brain circuitry using magnetic resonance-guided low-intensity focused ultrasound to deliver a Neurotoxin. Ultrasound in Medicine & Biology. 42 (9), 2261-2269 (2016).
  9. Zhang, Y., et al. Testing different combinations of acoustic pressure and doses of quinolinic acid to induce focal-neuron loss in mice using transcranial low-intensity focused ultrasound. Ultrasound in Medicine & Biology. 45, 129-136 (2018).
  10. Foster, A. C., Miller, L. P., Oldendorf, W. H., Schwarcz, R. Studies on the disposition of quinolinic acid after intracerebral or systemic administration in the rat. Experimental Neurology. 84, 428-440 (1984).
  11. Beskid, M., Różycka, Z., Taraszewska, A. Quinolinic acid: effect on the nucleus arcuatus of the hypothalamus in the rat (ultrastructural evidence). Experimental and Toxicologic Pathology. 49, 477-481 (1997).
  12. Schwarcz, R., Köhler, C. Differential vulnerability of central neurons of the rat to quinolinic acid. Neuroscience Letters. 38, 85-90 (1983).
  13. Schwarcz, R., Whetsell, W. O., Mangano, R. M. Quinolinic acid: an endogenous metabolite that produces axon-sparing lesions in rat brain. Science. 219, New York, N.Y. 316-318 (1983).
  14. Klibanov, A. L. Microbubble contrast agents: targeted ultrasound imaging and ultrasound-assisted drug-delivery applications. Investigative Radiology. 41 (3), 354-362 (2006).
  15. Agari, T., et al. Successful treatment of epilepsy by resection of periventricular nodular heterotopia. Acta Medica Okayama. 66 (6), 487-492 (2012).
  16. Lee, K. S., et al. A genetic animal model of human neocortical heterotopia associated with seizures. The Journal of Neuroscience. 17 (16), 6236-6242 (1997).
  17. Schottler, F., Couture, D., Rao, A., Kahn, H., Lee, K. S. Subcortical connections of normotopic and heterotopic neurons in sensory and motor cortices of the tish mutant rat. The Journal of Comparative Neurology. 395 (1), 29-42 (1998).
  18. Schottler, F., et al. Normotopic and heterotopic cortical representations of mystacial vibrissae in rats with subcortical band heterotopia. Neuroscience. 108 (2), 217-235 (2001).
  19. Zhang, Y., et al. Effects of non-invasive, targeted, neuronal lesions on seizures in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Ultrasound in Medicine and Biology. 46, 1224-1234 (2020).
  20. Holmes, E. W. Determination of serum kynurenine and hepatic tryptophan dioxygenase activity by high-performance liquid chromatography. Analytical Biochemistry. 172, 518-525 (1988).
  21. Shibata, K., Ohno, T., Sano, M., Fukuwatari, T. The urinary ratio of 3-hydroxykynurenine/3-hydroxyanthranilic acid is an index of predicting the adverse effects of D-trytophan in rats. Journal of Nutritional Science and Vitaminology. 60, 261-268 (2014).
  22. Aubry, J. -F., Tanter, M. MR-guided transcranial focused ultrasound. Therapeutic Ultrasound. , 97-111 (2016).
  23. Elias, W. J., et al. A Randomized trial of focused ultrasound thalamotomy for essential tremor. New England Journal of Medicine. 375, 730-739 (2016).
  24. Ghanouni, P., et al. Transcranial MR-guided focused ultrasound: a review of the technology and neuro applications. American Journal of Roentgenology. 205, 150-159 (2015).
  25. Martin, E., Jeanmonod, D., Morel, A., Zadicario, E., Werner, B. High-intensity focused ultrasound for noninvasive functional neurosurgery. Annals of Neurology. 66, 858-861 (2009).
  26. Monteith, S., et al. Transcranial magnetic resonance-guided focused ultrasound for temporal lobe epilepsy: a laboratory feasibility study. Journal of Neurosurgery. 12, 1-8 (2016).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

T2
إصابة عصبية مستهدفة لقطع غير الغازية من دوائر الدماغ
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.