يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج الماوس من عدم استقرار العمود الفقري القطني

8.8K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/61722

⸱

أبريل 23, 2021

 ,  ,  , 
1Spine Research Institute, Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Department of Integrative Medicine, Huashan Hospital, Fudan University

في هذه المقالة

ملخص

قمنا بتطوير نموذج الماوس انحطاط القرص الفقري القطني عن طريق استئصال L3-L5 العمليات الشوكية جنبا إلى جنب مع الأربطة فوق الشوكية وبين وانفصال العضلات paraspinous.

الملخص

انحطاط القرص الفقري (IDD) هو تغيير مرضي شائع يؤدي إلى آلام أسفل الظهر. النماذج الحيوانية المناسبة مطلوبة لفهم العمليات المرضية وتقييم الأدوية الجديدة. هنا ، قدمنا نموذج الماوس المستحث جراحيا لعدم استقرار العمود الفقري القطني (LSI) الذي يطور IDD بدءا من عملية ما بعد أسبوع واحد. بالتفصيل، تم تشغيل الماوس تحت التخدير عن طريق شق الجلد أسفل الظهر، L3-L5 عمليات عرض الشوكية، مفرزة من العضلات paraspinous، استئصال العمليات والأربطة، وإغلاق الجلد. تم اختيار L4-L5 IVDs للمراقبة. يطور نموذج LSI معرف أسفل الظهر عن طريق المسامية والضمور في اللوحات النهائية في مرحلة مبكرة ، وانخفاض حجم القرص الفقري ، والانكماش في لب النواة في مرحلة متوسطة ، وفقدان العظام في الفقرات القطنية (L5)في مرحلة لاحقة. نموذج الماوس LSI لديه مزايا التشغيل القوي، أي شرط من المعدات الخاصة، والاستنساخ، وغير مكلفة، وفترة قصيرة نسبيا من تطوير معرف. ومع ذلك ، لا تزال عملية LSI صدمة تسبب التهابا خلال الأسبوع الأول بعد العملية. وبالتالي ، فإن هذا النموذج الحيواني مناسب لدراسة معرف أسفل الظهر.

المقدمة

انحطاط القرص الفقري (IDD) وينظر عادة في الشيخوخة وحتى الشباب الناجمة عن العديد من العوامل1. عادة ما يتم إجراء الجراحة للمرضى الذين يعانون من الهوية ، مما يسبب آلام أسفل الظهر وضعف الحركة ، في مرحلة لاحقة أو في الحالات الشديدة ولها مخاطر محتملة مثل عدم الإصابة أو العدوى2. يتطلب العلاج المثالي غير الجراحي فهما شاملا لآلية التعرف على هوية العميل. يعمل نموذج الحيوانات IDD كأداة حاسمة لدراسات آلية IDD وتقييم علاج ال IDD.

وقد تم اختيار الحيوانات الكبيرة لنماذج معرف مثل الرئيسيات والأغنام والماعز والأبقار والأرانب نظرا لتشابهها مع الهيكل التشريحي البشري إلى حد كبير والالتشغيل القوي من حيث حجم الأقراص الفقرية (IVDs)3و4و5و6و7و8. ومع ذلك ، فإن هذه النماذج الحيوانية تستغرق وقتا طويلا وتكلفةمكثفة 9. الفأر IVD هو تمثيل ضعيف لل IVD الإنسان على أساس القياسات الهندسية لنسبة العرض إلى الارتفاع، والنواة pulposus إلى نسبة منطقة القرص، وارتفاع تطبيع10. على الرغم من الفرق في الحجم، الماوس القطني IVD الجزء معارض الخصائص الميكانيكية مماثلة ل IVD الإنسان مثل ضغط وتصلب التواء11. وبالإضافة إلى ذلك، نموذج معرف الماوس لديه ميزة منخفضة التكلفة، وتطوير معرف قصيرة نسبيا، والمزيد من الخيارات للحيوانات المعدلة وراثيا والأجسام المضادة المستخدمة في مزيد من الدراسات الميكانيكية12،13،14،15.

تختلف نماذج ال IDD الناجمة عن التجارب من المحرضات والتطبيقات. على سبيل المثال ، الكولاجين الناجم عن انحطاط المصفوفة خارج الخلية (ECM) مناسب لأبحاث تجديد ECM16. النمط الظاهري المعدل وراثيا هي مناسبة لدراسة وظيفة الجينات في عملية معرف وفي العلاجات الجينية17. Anulus شق ليفي ونماذج الدخان تحاكي الصدمة وغير الالتهاب المستحث معرف12,18.

يؤدي عدم استقرار العمود الفقري (SI) إلى عمود فقري غير مستقر ليس في حالة توازن مثالية. يمكن أن يكون سببه حركة غير طبيعية لجزء الحركة القطنية بسبب ضعف الأنسجة الداعمة المحيطة مثل الأربطة والعضلات. كما ينظر إليها عادة بعد عملية الانصهار في العمود الفقري19. ويعتبر SI السبب الرئيسي لل معرف. لذلك ، نهدف إلى تطوير نموذج فئران SI (يركز على العمود الفقري القطني) الذي يحاكي عملية معرف الإنسان20،21.

في البروتوكول ، قدمنا إجراء إنشاء نموذج الماوس لعدم استقرار العمود الفقري القطني (LSI) عن طريق استئصال الثلث القطني (L3)إلى الخامس القطني (L5)العمليات الشوكية جنبا إلى جنب مع الأربطة فوق الشوكية وبين الدبابيس(الشكل 1A ، B). يطور النموذج الحيواني الهوية في وقت مبكر من أسبوع واحد بعد الجراحة كما هو مبين من خلال تضخم والمسامية في اللوحات النهائية (EPs). يبدأ حجم IVD في الانخفاض 2 أسابيع بعد الجراحة من خلال 16 أسبوعا جنبا إلى جنب مع زيادة درجة IVD، مما يشير إلى درجة معرف. ونحن نعتقد أن الإجراء المفصل والمتصور مفيد للباحثين لإنشاء نموذج الماوس LSI في مختبرهم وتطبيقها على أبحاث الهوية حسب الحاجة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

وتتفق التحقيقات الموصوفة مع المبادئ التوجيهية لرعاية واستخدام المختبرات التابعة للمعاهد الوطنية للصحة، ووافقت عليها لجنة رعاية الحيوانات واستخدامها التابعة لجامعة شنغهاي للطب الصيني التقليدي. تم إجراء جميع عمليات التلاعب الجراحية تحت التخدير العميق ولم تتعرض الحيوانات للألم في أي مرحلة أثناء العملية.

1. التحضير قبل العملية

  1. تعقيم الأدوات: تعقيم البخار الأدوات الجراحية في أوتوكلاف (121 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة) قبل الجراحة. حزمة الأدوات في حاوية معدنية والحفاظ عليها حتى يتم استخدامها في الجراحة.
  2. إعداد منصة الجراحة: تعيين مساحة مقاعد البدلاء على الأقل 60 سم × 60 سم للعملية. تنظيف سطح المنطقة مع الكحول 75٪ وتغطية مع منشفة طبية المتاح. وضع حزمة أدوات جراحية معقمة، والكواشف، والمواد الجراحية على منشفة طبية المتاح داخل الجزء العلوي من المنطقة. اترك المنطقة المتبقية 2/3 نظيفة للعمليات الجراحية. إضافة لوحة ساخنة تحت لوحة الجراحية للدعم الحراري.
  3. إعداد الحيوانات
    1. ضع الحيوان (فئران C57BL/6J ، ذكر ، عمره 8 أسابيع) في غرفة التعريفي. بدوره على المبخر على مستوى التعريفي من 4٪ لisoflurane و 4 لتر / دقيقة للأوكسجين. بعد تخدير الحيوان بالكامل ، حافظ على التخدير مع مخروط الأنف والولادة المخدرة عند مستوى 1.5٪ للأيزوفلوران و 0.4 لتر / دقيقة للأوكسجين أثناء الجراحة. مراقبة الحيوان للتنفس.
    2. تطبيق مرهم العين الكلورتيتراكلين هيدروكلوريد لمنع جفاف القرنية أثناء الجراحة.
    3. حلق المنطقة الجراحية على السطح الظهري من المنطقة الصدرية السفلية إلى أعلى المنطقة العجزية باستخدام أداة تشذيب الحيوانات الصغيرة. إزالة الفراء حلق مع مناديل الأنسجة.
    4. تطبيق كريم إزالة الشعر على منطقة حلق وتركها هناك لا يزيد عن 3 دقائق. إزالة كريم مع الشاش وتدفق مع 2 مل من المالحة العقيمة 0.9٪.
    5. ضع وسادة أسطوانية جراحية مصنوعة خصيصا(الشكل 2A)تحت بطن الماوس لرفع العمود الفقري القطني وتسهيل العملية الجراحية.

2. التعرض الثالث القطني إلى الخامس القطني (L3-L5)العمليات الشوكية

  1. استخدم السبابة للمس العمليات الشوكية تحت الجلد للفقرات القطنية ، والتي هي أكثر إلى الخارج ، ومقارنتها بالفقرات الصدرية والفقرات العجزية لتحديد المنطقة القطنية.
  2. شطف الجلد باستخدام الكحول 75٪. إجراء شق الجلد خط الوسط 3-4 سم على منطقة الخشب من منطقة منتصف الصدر إلى الورك باستخدام شفرة مشرط لفضح اللفافة.
  3. تحديد العمود الفقري القطني من قبل مورفولوجيا اللفافة الخلفية إدراجها على نصائح من العمليات الشوكية. بالتفصيل ، فإن الجزء القطني الثالث (L3)إلى أول كيسة (S1)fasciae متميزة عن اللفافة الأخرى بأشكالها "V". آخر تلميح "V" يتصل أولا sacral (S1) اللفافة وأول "V" تلميح يتوافق مع عملية L3 الشوكية (الشكل 2B).
  4. جعل شقوق العضلات paraspinous الخلفي على طول العمليات الشوكية من L3 إلى L5 على كلا الجانبين أفقيا مع شفرة مشرط(الشكل 2C). السيطرة على عمق شق نحو جوانب للحد من النزيف.
  5. فصل طبقات العضلات باستخدام اثنين من ملقط العيون لفضح L3 إلى L5 العمليات الشوكية والأربطة فوق النخاعية.

3. استئصال L3-L5 العمليات الشوكية جنبا إلى جنب مع الأربطة

  1. عمليات منفصلة الفردية الشوكية عن طريق قطع الأربطة بينبينوس باستخدام مقصات الزهرة (الشكل 2D).
  2. استئصال العمليات الشوكية L3-L5 جنبا إلى جنب مع الأربطة بينبينوس مع مقصات الزهرة (الشكل 2E).
  3. خياطة شق الجلد مع الحرير المعقم مضفر (حجم خياطة 5.0) دون إعادة ربط العضلات شبه الفقرية.
  4. تطبيق الكلورتيتراكسيكلين هيدروكلوريد مرهم العين إلى موقع الجراحة.
  5. إدارة Buprenorphine-SR (25 uL لكل غرام من وزن الماوس) مباشرة بعد جراحة LSI لمسكنات.
  6. ضع الحيوانات في غرفة دافئة وراقبها أثناء التعافي من التخدير. مراقبة تناول الطعام والماء قبل إعادة الحيوانات إلى القفص المنزلي.
  7. مراقبة الحيوان مرة واحدة يوميا لأول 3 أيام بعد العملية. يجب أن يكون الحيوان قادرا على الحصول على شهية طبيعية ويجب أن يشفى دون أي علامة على القيح أو النزيف أو التورم. قد يكون لديهم ضعف طفيف في الحركة.
  8. تنفيذ عمليات صورية فقط عن طريق انفصال العضلات الفقرية الخلفية من الفقرات L3-L5.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يتم تطبيق نموذج الماوس LSI في دراسات آلية معرف الهوية، علاج الهوية، انحطاط اللوحة النهائية (EP) مثل التصلب، والاضمحلال الحسي في EP20،21،22،23. يطور الماوس LSI IDD و EP التغييرات التنكسية، كما هو محدد، عن طريق انخفاض حجم IVD والارتفاع، وزيادة حجم EP، وزيادة درجات IVD وEP.

تم فحص العمود الفقري الصدري السفلي والقطني المثبت والثابت بواسطة التصوير المقطعي الدقيق عالي الدق...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

طورنا نموذج الماوس عدم استقرار العمود الفقري القطني استنادا إلى نموذج فأرة الفقار العنقي الذي تم فيه فصل العضلات الفقرية الخلفية من الفقرات وتم استئصال العمليات الشوكية جنبا إلى جنب مع الأربطة فوق الشوكية وبين الدبابيس25. قمنا بعملية مماثلة على العمود الفقري القطني ، والتي لديها عمليات شائكة أكثر بروزا. طور نموذج الماوس LSI معرف مماثل في العمود الفقري القطني.

مزايا نموذج LSI تشمل قابلية التشغيل القوية، أي شرط من معدات خاصة، استنساخ، وفترة قصيرة نسبيا من تطوير معرف.

...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81973607) والبحث والتطوير الأساسي للأدوية (2019ZX09201004-003-032) من وزارة العلوم والتكنولوجيا في الصين.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كلورتتراسيكلين هيدروكلوريد مرهم العينشنغهاي العامة الصيدلانية المحدودةH31021931منع جفاف العين ، ومنع عدوى الجروح
C57BL / 6J ذكور الفئرانتيان جيانغ للمستحضرات الصيدلانية (جيانغسو ، CN)SCXK2018-0004نموذج
حيواني منشفة طبية يمكن التخلص منهاHenan Huayu Medical Devices Co.، Ltd.20160090منصة للعملية الجراحية
معدات التخدير المستنشقMIDMARKMatrx 3000
Anesthesia IsofluraneShenzhen RWD Life Technology Co.، Ltd.1903715التخدير
ليدوكائين هيدروكلوريدشاندونغ Hualu الصيدلانية المحدودةH37022839تخفيف الآلام
إبرة خياطة طبيةشنغهاي بودونغ جينهوان للمنتجات الطبية المحدودة20S0401Jخياطة الجلد
ملقط العيونشنغهاي الأجهزة الطبية (المجموعة) المحدودة مصنع الأدوات الجراحيةJD1050كليب الجلد
مقص العيون (10 سم)شنغهاي الأجهزة الطبية (المجموعة) المحدودة مصنع الأدوات الجراحيةY00030الجلد
الحرير مضفرشنغهاي بودونغ جينهوان المنتجات الطبية المحدودة11V0820خياطة الجلد
ماكينة تشذيب الصغيرةشنغهاي Feike الكهربائية المحدودةFC5910إزالة الشعر
شفرات جراحية معقمة (12 #)شنغهاي بودونغ جينهوان للمنتجات الطبية المحدودة35T0707شق العضلات
كريم إزالة الشعرRECKITT BENCKISER (الهند) المحدودةNAإزالة الشعر
فينوس مقصاتمينغرين المعدات الطبيةالطول: 12.5 سمقص العضلات والعملية الشائكة
شركة شق

المراجع

  1. Makino, H., et al. Lumbar disc degeneration progression in young women in their 20's: a prospective ten-year follow up. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 22 (4), 635-640 (2017).
  2. Lee, Y. C., Zotti, M. G. T., Osti, O. L. Operative management of lumbar degenerative disc disease. Asian Spine Journal. 10 (4), 801-819 (2016).
  3. Wei, F., et al. In vivo experimental intervertebral disc degeneration induced by bleomycin in the rhesus monkey. BMC Musculoskeletal Disorders. 15, 340(2014).
  4. Lim, K. Z., et al. Ovine lumbar intervertebral disc degeneration model utilizing a lateral retroperitoneal drill bit injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (123), e55753(2017).
  5. Zhang, Y., et al. Histological features of the degenerating intervertebral disc in a goat disc-injury model. Spine. 36 (19), 1519-1527 (2011).
  6. Bergknut, N., et al. The dog as an animal model for intervertebral disc degeneration. Spine. 37 (5), 351-358 (2012).
  7. Kong, M. H., et al. Rabbit Model for in vivo Study of Intervertebral Disc Degeneration and Regeneration. Journal of Korean Neurosurgical Society. 44 (5), 327-333 (2008).
  8. Gullbrand, S. E., et al. A large animal model that recapitulates the spectrum of human intervertebral disc degeneration. Osteoarthritis and Cartilage. 25 (1), 146-156 (2017).
  9. Jin, L., Balian, G., Li, X. J. Animal models for disc degeneration-an update. Histology and Histopathology. 33 (6), 543-554 (2018).
  10. O'Connell, G. D., Vresilovic, E. J., Elliott, D. M. Comparative intervertebral disc anatomy across several animal species. 52nd Annual Meeting of the Orthopaedic Research Society. , (2006).
  11. Elliott, D. M., Sarver, J. J. Young investigator award winner: validation of the mouse and rat disc as mechanical models of the human lumbar disc. Spine. 29 (7), 713-722 (2004).
  12. Ohnishi, T., et al. In vivo mouse intervertebral disc degeneration model based on a new histological classification. Plos One. 11 (8), 0160486(2016).
  13. Vo, N., et al. Accelerated aging of intervertebral discs in a mouse model of progeria. Journal of Orthopaedic Research. 28 (12), 1600-1607 (2010).
  14. Oichi, T., et al. A mouse intervertebral disc degeneration model by surgically induced instability. Spine. 43 (10), 557-564 (2018).
  15. Ohnishi, T., Sudo, H., Tsujimoto, T., Iwasaki, N. Age-related spontaneous lumbar intervertebral disc degeneration in a mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 36 (1), 224-232 (2018).
  16. Stern, W. E., Coulson, W. F. Effects of collagenase upon the intervertebral disc in monkeys. Journal of Neurosurgery. 44 (1), 32-44 (1976).
  17. Silva, M. J., Holguin, N. LRP5-deficiency in OsxCreERT2 mice models intervertebral disc degeneration by aging and compression. bioRxiv. , (2019).
  18. Nemoto, Y., et al. Histological changes in intervertebral discs after smoking and cessation: experimental study using a rat passive smoking model. Journal of Orthopaedic Science: Official Journal of the Japanese Orthopaedic Association. 11 (2), 191-197 (2006).
  19. Mulholland, R. C. The myth of lumbar instability: the importance of abnormal loading as a cause of low back pain. European Spine Journal. 17 (5), 619-625 (2008).
  20. Bian, Q., et al. Mechanosignaling activation of TGFβ maintains intervertebral disc homeostasis. Bone Research. 5, 17008(2017).
  21. Bian, Q., et al. Excessive activation of tgfβ by spinal instability causes vertebral endplate sclerosis. Scientific Reports. 6, 27093(2016).
  22. Ni, S., et al. Sensory innervation in porous endplates by Netrin-1 from osteoclasts mediates PGE2-induced spinal hypersensitivity in mice. Nature Communications. 10 (1), 5643(2019).
  23. Liu, S., Cheng, Y., Tan, Y., Dong, J., Bian, Q. Ligustrazine prevents intervertebral disc degeneration via suppression of aberrant tgfβ activation in nucleus pulposus cells. BioMed Research International. 2019, 5601734(2019).
  24. Boos, N., et al. Classification of age-related changes in lumbar intervertebral discs: 2002 Volvo Award in basic science. Spine. 27 (23), 2631-2644 (2002).
  25. Miyamoto, S., Yonenobu, K., Ono, K. Experimental cervical spondylosis in the mouse. Spine. 16, 10 Suppl 495-500 (1991).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

C57BL 6
نموذج الماوس من عدم استقرار العمود الفقري القطني
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.