مقالة منهجية

نموذج الوذمة اللمفاوية ذيل مورين

DOI:

10.3791/61848

⸱

فبراير 10, 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Indiana Center for Regenerative Medicine and Engineering, Indiana University School of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الوذمة اللمفاوية هي تورم الأطراف الناجم عن الخلل اللمفاوي. نحن نصف نموذج ذيل مورين المزمن للوذمة اللمفاوية والاستخدام الجديد لتكنولوجيا نقل الأنسجة النانوية (TNT) لتسليم البضائع الوراثية إلى الذيل.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الوذمة اللمفاوية هي تورم الأطراف الناجم عن الخلل اللمفاوي. يكبر الطرف المصاب بسبب تراكم السوائل والدهون والتليف. لا يوجد علاج لهذا المرض. وقد استخدم نموذج ذيل الماوس الذي يستخدم استئصال الجلد سمك كامل التنسيق بالقرب من قاعدة الذيل، مما أدى إلى تورم الذيل، لدراسة الوذمة اللمفاوية. ومع ذلك، قد يؤدي هذا النموذج في الأوعية الدموية وتشمل وما يترتب على ذلك نخر الذيل وتورم الذيل في وقت مبكر القرار، والحد من قابليتها للترجمة السريرية. نموذج الوذمة اللمفاوية ذيل مورين المزمن يحفز وذمة لمفاوية مستمرة على مدى 15 أسبوعا وتشويش موثوق بها إلى الذيل. وتشمل التحسينات التقليدية نموذج الوذمة اللمفاوية ذيل مورين 1) دقيقة الختان الكامل سمك ولقطة اللمفاوية باستخدام المجهر الجراحي، 2) تأكيد التشوه الشرياني الوريدي بعد العملية باستخدام بقع ليزر عالية الدقة، و 3) التقييم الوظيفي باستخدام الأخضر indocyanine بالقرب من الأشعة تحت الحمراء الليزر اللمفاوي. كما نستخدم تكنولوجيا نقل الأنسجة النانوية (TNT) للرواية غير الفيروسية ، والتسليم عبر الجلد ، والتنسيق للشحن الجيني إلى الأوعية الدموية ذيل الماوس.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

الوذمة اللمفاوية هي تورم الأطراف الناجم عن الخلل اللمفاوي. الطرف المصاب يتضخم بسبب تراكم السوائل ، الدهنية ، والتليف1. الوذمة اللمفاوية يصيب 250 مليون شخص في جميع أنحاء العالم2،3،4. وتشير التقديرات إلى أن 20-40٪ من المرضى الذين يخضعون لعلاج الأورام الخبيثة الصلبة، مثل سرطان الثدي، سرطان الجلد، أمراض النساء / الأورام البولية، أو الساركوماس، تطوير الوذمة اللمفاوية2،4،5. وتشمل المراضة من الوذمة اللمفاوية الالتهابات المتكررة، والألم، والتشوه6. لا يوجد علاج لهذا المرض التقدمي مدى الحياة. العلاجات الحالية هي فاريابي فعالة7 وتشمل الضغط، والعلاج الاحتقاني الكامل من قبل المعالجين الطبيعيين، والإجراءات الطاردة، والعمليات الجراحية الدقيقة، بما في ذلك نقل العقدة الليمفاوية الوعائية وتجاوزاللمفاوية 7،8،9،10،11،12،13،14. لم يتم اكتشاف العلاج المثالي للوذمة اللمفاوية بعد.

كانت دراسة آلية وعلاج الوذمة اللمفاوية محدودة. هناك متوسط تأخر بداية سنة واحدة بعد الإصابة اللمفاوية15،16 ومعظم الأفراد الذين يعانون من إهانة iatrogenic مع الإشعاع والجراحة لا تتطور الوذمة اللمفاوية4،6،17. على الرغم من أن النماذج الحيوانية الكبيرة ، بما في ذلك الأغنام والأغنام والخنازير قد وصفت18،19،20، فإن نموذج ذيل الماوس كان الأكثر تطبيقا على نطاق واسع بسبب السهولة والتكلفة والتكرار. نماذج الماوس للتحقيق في الوذمة اللمفاوية تشمل نموذج الذيل، الخناق السم التوسط الاستئصال اللمفاوي، وتشريح العقدة الليمفاوية الإبطية أو popliteal21،22،23،24،25،26. معظم نماذج الذيل استخدام التنسيق، وسمك كامل الجلد الختان مع لقطة القناة اللمفاوية التي يتم تنفيذها بالقرب من قاعدة الذيل22،مما أدى إلى تورم الذيل والميزات النسيجية مماثلة لذمة لمفاوية الإنسان24،27،28،29. ومع ذلك، فإن نموذج ذيل مورين القياسية عادة ما يحل عفوية في عدد قليل من 20 يوما ويرافقه نخر الذيل الدوري30. يمتد نموذج ذيل فأر الوذمة اللمفاوية إلى وذمة لمفاوية مستمرة إلى ما بعد 15 أسبوعا ، ويوضح ال وباتنسيان الشرياني الوريدي المؤكد ، ويسمح بتقييم الخلل اللمفاوي الوظيفي.

نموذج ذيل مورين من الوذمة اللمفاوية يسمح لتقييم العلاجات الجديدة لعلاج الوذمة اللمفاوية. وقد استخدمت الاستراتيجيات القائمة على الجينات في نموذج الماوس بوساطة ناقلات الفيروسية31،32. كما نستخدم تقنية نقل نانوية جديدة للأنسجة (TNT) لتوصيل البضائع الوراثية إلى ذيل الماوس اللمفاوي. يسهل TNT تسليم الجينات المباشرة عبر الجلد باستخدام رقاقة مع قنوات نانوية في مجال كهربائي سريع التركيز33،34،35،36. ويشمل النموذج استخدام TNT2.0 للسماح بتوصيل الجينات البؤرية للعلاجات الجينية المحتملة إلى موقع الإصابة اللمفاوية لذيل الماوس35.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويتبع البروتوكول المبادئ التوجيهية للجنة أخلاقيات البحوث الحيوانية التابعة للمؤسسة. تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات من قبل كلية الطب في جامعة إنديانا لجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للحيوانات. تم إيواء الحيوانات تحت دورة ضوء الظلام لمدة 12 ساعة مع الغذاء والماء الإعلانية libitum.

1. اضطراب الجراحية من الماوس الذيل اللمفاويات

  1. استخدم فئران C57BL/6 التي يبلغ عمرها ثمانية أسابيع من التوزيع المتساوي للجنسين.
  2. ضع فأرا تحت التخدير العام في غرفة تعريفية مع 3-4٪ isoflurane في الأكسجين بنسبة 100٪ يليه تخدير الصيانة بنسبة 1-3٪ أثناء الإجراء.
  3. إدارة 0.5 ملغم/كغ الإفراج المستمر (ريال) البوبرينورفين تحت الجلد للسيطرة على الألم.
    ملاحظة: أدوية مسكنة إضافية تدار بعد العملية: كاربروفين مرة واحدة كل 24 ساعة لمدة 48 ساعة على الأقل وBupivacaine مرة واحدة إما بعد إجراء الشق أو قبل إغلاق الشق، وتطبيقها عن طريق نازف على حواف الجلد (يستمر حتى 4 - 6 ساعة).
  4. وضع الماوس الظهري والإعدادية الذيل مع الكحول isopropyl 70٪.
  5. قياس قطر الذيل قبل الإجراء في زيادات 5 ملم ابتداء من 20 ملم من قاعدة الذيل باستخدام الفرجار. سيتم استخدام هذه القياسات لحساب حجم باستخدام المعادلة المخروطية المبتورة37.
  6. وضع علامة على 3 مم الختان محيطي على الذيل 20 ملم من القاعدة.
  7. إجراء استئصال الجلد بدقة 3 مم كامل السمك مع شفرة جراحية معقمة (حجم 15)، وترك جميع الأوعية الكامنة سليمة تحت التكبير المجهري الجراحي. قطع علامة محيطية متفوقة (20 ملم من قاعدة الذيل) أولا من خلال الأدمة تليها شق سمك كامل محيطي 3 ملم distlal إلى الشق الأول.
    1. جعل عمودي كامل سمك شق عمودي لربط شقين. استخدام بيك اب غرامة مسنن لفهم حافة الرائدة واستخدام microscissors لتشريح بعناية عميقة داخل الطائرة الوعائية إلى الأدمة وسطحية إلى adventitia الوريد.
  8. حقن 0.1 مل من الأزرق اليوسلفان (1٪) تحت الجلد قريبة إلى غيض من الذيل.
  9. تحديد القناتين اللمفاويتين المجاورتين لأوردة الذيل الجانبي تحت المجهر الجراحي. سوف تظهر اللمفاويات الزرقاء بسبب حقن الايسولفان. تحويل اللمفاويات باستخدام مقص جراحة دقيقة مستقيمة. استخدم المقص لتشريح الطائرة بعناية بين الوريد الجانبي واللمفاوي. ثم تمرير غيض من شفرة مقص واحد بين الأوعية اللمفاوية والوريد الجانبي وإغلاق ريش لتحويض الأوعية اللمفاوية.
  10. فستان جرح الذيل مع العقيمة أتباع خلع الملابس واضحة. تحقق من الشقوق بعد العملية يوميا للتأكد من أنها غير مصابة أو نزيف وتوفير الرعاية الجرح لمدة 2 أسابيع.
  11. منزل الحيوانات بشكل مبتسر لمنع أي إصابة أخرى في الذيل ومنع الحيوانات من عض بعضها البعض ، مما يؤدي إلى مضاعفات جراحية.

2. تقييم الذيل الأوعية الدموية مع الليزر بقع التصوير على النقيض

  1. تخدير الماوس كما في الخطوة 1.2.
  2. لاستخدام التصوير على تباين بقع الليزر لتصور الأوعية الدموية الذيل، تعيين العرض إلى 0.8 سم، الارتفاع إلى 1.8 سم، كثافة نقطة إلى عالية، معدل الإطار إلى 44 صورة / ثانية، والوقت إلى 30 ثانية، والصورة الملونة إلى 1 لكل 10 ثانية.
  3. تقييم التشوه الوريدي والشرياني للباتينسي. ومن الناحية النوعية، ينبغي تصور استمرارية التدفق.

3. تقييم اللمفاوي وظيفية مع قرب الأشعة تحت الحمراء تصوير الأوعية بالليزر

  1. تخدير الحيوان كما هو الحال في الخطوة 1.2
  2. إعادة تشكيل اللون الأخضر الدوكوسياني (ICG) (25 ملغم/10 مل) وإدارة 0.1 مل تحت الجلد في ذيل الماوس البعيدة بالقرب من الطرف.
  3. تعتيم أضواء الغرفة. ضع تصوير الأوعية بالليزر بالأشعة تحت الحمراء القريب في إعداد التخزين المؤقت يليه التقاط مباشر.

4. التوصيل البؤري للشحنات الحمضية النووية إلى ذيل الماوس باستخدام TNT

  1. تخدير الحيوان كما هو الحال في الخطوة 1.2.
  2. تقشير ذيل الماوس باستخدام كريم تقشير الجلد الموضعي.
  3. تزج ذيل الماوس في محلول كولاجيناز (10 ملغ / مل) في 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق.
  4. تحميل الحمض النووي في خزان رقاقة TNT2.0 35.
  5. ضع جهاز رقاقة السيليكون TNT2.0 على الموقع البؤري المطلوب للتسليم على الذيل مع النانونيدلز في اتصال مع الذيل.
  6. ضع مسبار كهربائي إيجابي في الخزان. إرفاق التحقيق السلبي إلى إبرة 30 G وإدراج الإبرة تحت الجلد في الذيل إلى موقع التسليم.
  7. تطبيق التحفيز الكهربائي نبض الموجة المربعة (10 × 10 نبضات مللي ثانية، 250 V، 10 mA).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تظهر تقنية نموذج ذيل الماوس للوذمة اللمفاوية المستدامة في الشكل 1. يعرض الشكل التشريح ذي الصلة لنموذج ذيل الماوس. يوضح الشكل 2 التورم التدريجي والوذمة اللمفاوية المستمرة المستمرة في ذيل الماوس بعد تحريض الوذمة اللمفاوية. حجم ذيل الماوس، كما تحسب من قبل المعادلة مخروط مبتورة، قمم في الأسبوع 4 والهضاب إلى الأسبوع 6 تليها التحسن التدريجي الذي يستمر إلى الأسبوع 15. يمكن استخدام حجم الذيل كمتغير نتيجة لتقييم تأثير التدخلات العلاجية لل...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يتم تصنيف الوذمة اللمفاوية كإصابة أولية (خلقية) أو ثانوية (اللمفاوية الياتروجينية)38،39. الوذمة اللمفاوية الثانوية تضم 99٪ من الحالات39. الوذمة اللمفاوية الثانوية هي الأكثر شيوعا بسبب العدوى (داء الفيلاريات) أو علاج ما بعد الأورام مع استئصال اللمفاويات أو الإشعاع4،39. نموذج حيواني تحويلي يشكل تحديا للوذمة اللمفاوية الثانوية ، حيث أن 70٪ من الحيوانات المعالجة بالجغر اللمفاوي والإشعا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ولا يوجد بين أصحاب البلاغ تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من خلال تمويل المنح المقدم من الجمعية الأمريكية لجراحي التجميل الأكاديمية ووزارة الدفاع W81XWH2110135   إلى AHH. منحة مؤسسة تعليم وبحوث الجراحة التجميلية ل MS. NIH U01DK119099 وR01NS042617 وR01DK125835 إلى CKS.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Tegaderm Film1626W
مجهر جراحيLeica ، Wetzlar ، ألمانياMSV266
ضمادة لاصقة (Tegaderm)3M ، سانت بول ، مينيسوتا.1626W
Laser Speckle (نظام Pericam PSI)Perimed AB ، ستوكهولم ، السويد) ليزرPSIZ
الأشعة تحت الحمراء القريبة (LUNA)Stryker (Novadaq Technologies سابقا ، تورنتو ، كندا)LU3000
C57BL / 6 فئرانمختبرات جاكسون000664
ملقط Micro-Adson - 1x2 TeethFine Science Tools (USA) Inc.11019-12
V-HookFine Science Tools (الولايات المتحدة الأمريكية) Inc.18052-12
مشرط SS NO15Fischer Scientific29556
إبرة يمكن التخلص منها 30GX1مقص تشغيل Fischer Scientific305128
Fischer Scientific12-460-796
ملقط Surgi-Or Jeweler ، Sklar 4-1 / 2 فيFischer Scientific50-118-4255
مقص زنبركي - مستقيم / حاد حاد / 8 مم أدواتالعلوم الدقيقة المتطورة (الولايات المتحدة الأمريكية) Inc.15024-10
كارديو جرينسيجماI2633-25 مجم
إيزوسلفان أزرق (ليمفازورين)  50 مجم / 5 ملمايلان67457-220-05

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kataru, R. P., et al. Fibrosis and secondary lymphedema: chicken or egg. Translation Research. 209, 68-76 (2019).
  2. Brayton, K. M., et al. Lymphedema prevalence and treatment benefits in cancer: impact of a therapeutic intervention on health outcomes and costs. PLoS One. 9 (12), 114597(2014).
  3. Mendoza, N., Li, A., Gill, A., Tyring, S. Filariasis: diagnosis and treatment. Dermatology and Therapy. 22 (6), 475-490 (2009).
  4. Rockson, S. G., Rivera, K. K. Estimating the population burden of lymphedema. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 147-154 (2008).
  5. Soran, A., et al. Breast cancer-related lymphedema--what are the significant predictors and how they affect the severity of lymphedema. Breast Journal. 12 (6), 536-543 (2006).
  6. Hayes, S. C., et al. Upper-body morbidity after breast cancer: incidence and evidence for evaluation, prevention, and management within a prospective surveillance model of care. Cancer. 118, 8 Suppl 2237-2249 (2012).
  7. Carl, H. M., et al. Systematic Review of the Surgical Treatment of Extremity Lymphedema. Journal of Reconstructive Microsurgery. 33 (6), 412-425 (2017).
  8. Garza, R., Skoracki, R., Hock, K., Povoski, S. P. A comprehensive overview on the surgical management of secondary lymphedema of the upper and lower extremities related to prior oncologic therapies. BMC Cancer. 17 (1), 468(2017).
  9. Hassanein, A. H., et al. Deep Inferior Epigastric Artery Vascularized Lymph Node Transfer: A Simple and Safe Option for Lymphedema. Journal of Plastic, Reconstructive, Aesthetic Surgery. 73 (10), 1897-1916 (2020).
  10. Hassanein, A. H., Sacks, J. M., Cooney, D. S. Optimizing perioperative lymphatic-venous anastomosis localization using transcutaneous vein illumination, isosulfan blue, and indocyanine green lymphangiography. Microsurgery. 37 (8), 956-957 (2017).
  11. Chang, D. W., Masia, J., Garza, R., Skoracki, R., Neligan, P. C. Lymphedema: Surgical and Medical Therapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 138, 3 Suppl 209-218 (2016).
  12. Gould, D. J., Mehrara, B. J., Neligan, P., Cheng, M. H., Patel, K. M. Lymph node transplantation for the treatment of lymphedema. Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 736-742 (2018).
  13. Cook, J. A., et al. Immediate Lymphatic Reconstruction after Axillary Lymphadenectomy: A Single-Institution Early Experience. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  14. Cook, J. A., Hassanein, A. H. ASO Author Reflections: Immediate Lymphatic Reconstruction: A Proactive Approach to Breast Cancer-Related Lymphedema. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  15. Johansson, K., Branje, E. Arm lymphoedema in a cohort of breast cancer survivors 10 years after diagnosis. Acta Oncologica. 49 (2), 166-173 (2010).
  16. Johnson, A. R., et al. Lymphedema Incidence After Axillary Lymph Node Dissection: Quantifying the Impact of Radiation and the Lymphatic Microsurgical Preventive Healing Approach. Annals of Plastic Surgery. 82, 4S Suppl 3 234-241 (2019).
  17. Gartner, R., Mejdahl, M. K., Andersen, K. G., Ewertz, M., Kroman, N. Development in self-reported arm-lymphedema in Danish women treated for early-stage breast cancer in 2005 and 2006--a nationwide follow-up study. Breast. 23 (4), 445-452 (2014).
  18. Shin, W. S., Rockson, S. G. Animal models for the molecular and mechanistic study of lymphatic biology and disease. Annals of the New York Academy of Sciences. 1131, 50-74 (2008).
  19. Tobbia, D., et al. Lymphedema development and lymphatic function following lymph node excision in sheep. Journal of Vascular Research. 46 (5), 426-434 (2009).
  20. Olszewski, W., Machowski, Z., Sokolowski, J., Nielubowicz, J. Experimental lymphedema in dogs. Journal of Cardiovascular Surgery. 9 (2), 178-183 (1968).
  21. Rutkowski, J. M., Moya, M., Johannes, J., Goldman, J., Swartz, M. A. Secondary lymphedema in the mouse tail: Lymphatic hyperplasia, VEGF-C upregulation, and the protective role of MMP-9. Microvascular Research. 72 (3), 161-171 (2006).
  22. Tabibiazar, R., et al. Inflammatory manifestations of experimental lymphatic insufficiency. PLoS Medicine. 3 (7), 254(2006).
  23. Slavin, S. A., Van den Abbeele, A. D., Losken, A., Swartz, M. A., Jain, R. K. Return of lymphatic function after flap transfer for acute lymphedema. Annals of Surgery. 229 (3), 421-427 (1999).
  24. Zampell, J. C., et al. Toll-like receptor deficiency worsens inflammation and lymphedema after lymphatic injury. American Journal of Physiology-Cell Physiology. 302 (4), 709-719 (2012).
  25. Gardenier, J. C., et al. Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema. JCI Insight. 1 (15), 84095(2016).
  26. Weiler, M. J., Cribb, M. T., Nepiyushchikh, Z., Nelson, T. S., Dixon, J. B. A novel mouse tail lymphedema model for observing lymphatic pump failure during lymphedema development. Scientific Reports. 9 (1), 10405(2019).
  27. Avraham, T., et al. Th2 differentiation is necessary for soft tissue fibrosis and lymphatic dysfunction resulting from lymphedema. FASEB J. 27 (3), 1114-1126 (2013).
  28. Zampell, J. C., et al. CD4(+) cells regulate fibrosis and lymphangiogenesis in response to lymphatic fluid stasis. PLoS One. 7 (11), 49940(2012).
  29. Arruda, G., Ariga, S., de Lima, T. M., Souza, H. P., Andrade, M. A modified mouse-tail lymphedema model. Lymphology. 53 (1), 29-37 (2020).
  30. Jun, H., et al. Modified Mouse Models of Chronic Secondary Lymphedema: Tail and Hind Limb Models. Annals of Vascular Surgery. 43, 288-295 (2017).
  31. Karkkainen, M. J., et al. A model for gene therapy of human hereditary lymphedema. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (22), 12677-12682 (2001).
  32. Yoon, Y. S., et al. VEGF-C gene therapy augments postnatal lymphangiogenesis and ameliorates secondary lymphedema. Journal of Clinical Investigation. 111 (5), 717-725 (2003).
  33. Gallego-Perez, D., et al. Topical tissue nano-transfection mediates non-viral stroma reprogramming and rescue. Nature Nanotechnology. 12 (10), 974-979 (2017).
  34. Moore, J. T., et al. Nanochannel-Based Poration Drives Benign and Effective Nonviral Gene Delivery to Peripheral Nerve Tissue. Advanced Biosystems. , 2000157(2020).
  35. Zhou, X., et al. Exosome-Mediated Crosstalk between Keratinocytes and Macrophages in Cutaneous Wound Healing. ACS Nano. 14 (10), 12732-12748 (2020).
  36. Roy, S., et al. Neurogenic tissue nanotransfection in the management of cutaneous diabetic polyneuropathy. Nanomedicine. 28, 102220(2020).
  37. Sitzia, J. Volume measurement in lymphoedema treatment: examination of formulae. European Journal of Cancer Care. 4 (1), 11-16 (1995).
  38. Smeltzer, D. M., Stickler, G. B., Schirger, A. Primary lymphedema in children and adolescents: a follow-up study and review. Pediatrics. 76 (2), 206-218 (1985).
  39. Maclellan, R. A., Greene, A. K. Lymphedema. Seminars in Pediatric Surgery. 23 (4), 191-197 (2014).
  40. Clavin, N. W., et al. TGF-beta1 is a negative regulator of lymphatic regeneration during wound repair. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 295 (5), 2113-2127 (2008).
  41. Gnyawali, S. C., et al. Retooling Laser Speckle Contrast Analysis Algorithm to Enhance Non-Invasive High Resolution Laser Speckle Functional Imaging of Cutaneous Microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة