يقدم هذا البروتوكول طريقة لتطوير سقالة باستخدام كليتي الفئران المزيلتين. ويشمل البروتوكول عمليات الازالة وإعادة الخلايا لتأكيد التوافر البيولوجي. يتم تنفيذ إزالة الخلايا باستخدام تريتون X-100 وكبريتات دودسيل الصوديوم.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
هندسة الأنسجة هي تخصص متطور في الطب الحيوي. يمكن تطبيق تقنيات زراعة الخلايا لتجديد الأنسجة والأعضاء الوظيفية لتحل محل الأعضاء المريضة أو التالفة. هناك حاجة إلى السقالات لتسهيل توليد الأعضاء أو الأنسجة ثلاثية الأبعاد باستخدام الخلايا الجذعية المتمايزة في الجسم الحي. في هذا التقرير، نصف طريقة جديدة لتطوير السقالات الوعائية باستخدام كلى الفئران المزيلة. استخدمت فئران سبراغ دولي البالغة من العمر ثمانية أسابيع في هذه الدراسة، وتم حقن الهيبارين في القلب لتسهيل التدفق إلى الأوعية الكلوية، مما سمح للهابارين بالتغلغل في الأوعية الكلوية. فتح تجويف البطن، وتم جمع الكلى اليسرى. تم تغلغل الكلى التي تم جمعها لمدة 9 ساعة باستخدام المنظفات ، مثل تريتون X-100 وكبريتات دودسيل الصوديوم ، لإزالة الخلايا النسيجية. ثم تم غسل سقالات الكلى منزوعة الخلايا بلطف مع 1٪ البنسلين / الستربتومايسين والهبارين لإزالة الحطام الخلوي والمخلفات الكيميائية. ومن المتوقع زرع الخلايا الجذعية مع السقالات الأوعية الدموية decellularized لتسهيل توليد أجهزة جديدة. وبالتالي ، قد توفر السقالات الوعائية أساسا لهندسة الأنسجة لترقيع الأعضاء في المستقبل.
المقدمة
يتم تطبيق تقنيات زراعة الخلايا لتجديد الأنسجة والأعضاء الوظيفية لتحل محل الأعضاء المريضة أو التالفة. زرع الأعضاء المسببة للألوجين هو حاليا العلاج الأكثر شيوعا لتلف الأعضاء لا رجعة فيه; ومع ذلك ، يتطلب هذا النهج استخدام كبت المناعة لمنع رفض العضو المزروع. وعلاوة على ذلك، على الرغم من التقدم في علم المناعة زرع، 20٪ من المتلقين زرع قد تواجه رفض حاد في غضون 5 سنوات، وخلال 10 سنوات بعد زرع، 40٪ من المتلقين قد تفقد الكسب غير المشروع المزروعة أو يموت1.
وقد أثمر التقدم في تقنيات هندسة الأنسجة في نموذج جديد لزرع أعضاء جديدة دون رفض المناعة باستخدام الخلايا الجذعية المتمايزة. بعد تمايز الخلايا الجذعية ، هناك حاجة إلى سقالة ، تسمى مصفوفة اصطناعية خارج الخلية ، لتسهيل توليد الأعضاء ثلاثية الأبعاد وتمكين الأنسجة الجديدة من الازدهار داخل المتلقي. السقالات من الأعضاء الأصلية decellularized لها مزايا، بما في ذلك بيئة أكثر فعالية لإنشاء الخلايا وتعزيز انتشار الخلايا الجذعية، على الرغم من أن هذه الآليات لم يتم توضيحها تماما2. على وجه الخصوص ، الكلى هي جهاز مناسب لتوليد السقالات لأنها تحتوي على تداول وفير ومكانة لإنشاء الخلايا الجذعية. بالإضافة إلى ذلك ، بسبب الهيكل المعقد للكلى ، من الصعب تجديد الكلى بشكل مصطنع لزرع الأعضاء.
في هذا التقرير، نقدم طريقة لتطوير السقالات الوعائية باستخدام الأعضاء المزيلة في نموذج الفئران لتسهيل الدراسات الحيوانية المستقبلية لأغراض هندسة الأنسجة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على هذه الدراسة من قبل إدارة جامعة بوسان الوطنية للطب وأجريت وفقا للمبادئ التوجيهية الأخلاقية لاستخدام ورعاية الحيوانات. (الشهادة رقم 2017-119). قبل أي دراسات حيوانية، يجب الحصول على موافقة مؤسسية.
ملاحظة: جميع الأدوات الجراحية والتخديرية / المعدات والكواشف الموصى بها للعرض الجراحي الناجح وتصوير أعضاء البطن مفصلة في الجدول 1.
1. إجراءات التحضير لحصاد كلى الفئران
- استعدادا لعملية جراحية، ضع فئران سبراغ دولي البالغة من العمر 8 أسابيع (وزنها 200-250 غرام) على منصة للتدفئة. ضع مسبار ميزان الحرارة المستقيم في المستقيم لمراقبة درجة الحرارة الأساسية.
- تخدير الفئران مع خليط 5٪ من غاز الأيزوفلوران (التعريفي: 5٪، الصيانة: 3٪).
- لبدء العملية، ضع الجرذ في وضع ية بعد إجراء التخدير. قم بتركيب الأطراف الأربعة للفأر على طاولة العملية بشريط لاصق.
- حلق وتنظيف البطن من الفئران المانحة مع الصابون المبيد للجراثيم. تطبيق 2٪ بيتادين لمدة 1-2 دقيقة على الأقل، ومسح مع محلول الإيثانول 70٪. كرر هذا التسلسل ثلاث مرات.
- غطي الحقل الجراحي بغطاء معقم.
- إجراء شق في البطن العمودي وفضح الكلى اليسرى، الحالب، الشريان الأورطي البطني، والكافا الوريد السفلي.
- تصور وتشريح الكلى اليسرى، الحالب، الشريان الأورطي البطني، والكافا الوريد السفلي قبل قطع باديكل.
2. التشوه عبر القلب
- قبل الجراحة، قم بإعداد محلول التشوه.
- جعل 50 مل من محلول التغلغل لكل فأر.
- مزيج 1x برنامج تلفزيوني مع ما يقرب من 10 U / مل الهيبارين (1 25 قنينة وحدة كلورية سيجعل 2.5 لتر من برنامج تلفزيوني + هيب).
- مزيج كميات متساوية من 8٪ paraformaldehyde مع برنامج تلفزيوني 1x لجعل 4٪ PFA/1xPBS الحل.
ملاحظة: يمكن تخزين 8٪ PFA المصنوعة في الماء عند 4 درجات مئوية لمدة تصل إلى شهرين. ومع ذلك، 4٪ PFA المخفف في برنامج تلفزيوني مستقر فقط لمدة أسبوع واحد في 4 درجة مئوية. جعل التخفيف جديدة.
- تمديد شق البطن الرأسي الجمجمة. تأكد من رسم مقص بعيدا عن الأجهزة عند قطع لتجنب إتلاف الأعضاء الداخلية.
- مواصلة شق من خلال القفص الصدري، ومن ثم قطع من خلال الحجاب الحاجز عن طريق رفع القص.
- دبوس رفرف فضفاضة من الجلد للخروج من الطريق، وتحرير القلب عن طريق تمزيق أي النسيج الضام مع ملقط.
تنبيه: لا تستخدم المقص لتحرير القلب وهذا يمكن أن يؤدي إلى نزيف غير مرغوب فيه. - افتح خط الملحي العازل بالفوسفات وتأكد من تدفق الخط قبل وضع الإبرة في البطين الأيسر. عقد القلب بلطف مع ملقط حادة، واستخدام hemostat للسيطرة على الإبرة. يجب إدخال الإبرة لا يزيد عن 1/4 بوصة.
ملاحظة: قد يؤدي الإدراج أكبر من 1/4 بوصة إلى ثقب في الجانب الآخر من الأنسجة. - في حين دعم القلب مع الإبرة و hemostat، حدد موقع الأذين الأيمن وقص من خلال ذلك مع مقص استئصال القزحية. بقية hemostat على جسم الجرذ، وتأكد من الإبرة لا تزال في وضع داخل القلب.
ملاحظة: إذا كان القطع كافيا، يجب أن يكون هناك دم في تجويف الجسم حيث يتم تخفيف الضغط من برنامج تلفزيوني يتدفق إلى الفئران. - فك بعناية القدمين الأمامية ورفرف الجلد.
- استمر في ممارسة التشويش على برنامج تلفزيوني لمدة 4 دقائق أو أكثر إذا كان الدم لا يزال مرئيا في الكلى والكبد.
3. حصاد الكلى وتفكيكها
- حصاد الكلى اليسرى مع الشريان الأورطي البطني والكافا الوريد السفلي.
- Ligate الحالب، الشريان الأورطي الصدري، متفوقة فينا كافا، وفروع الشريان الأورطي البطني.
- الحفاظ على الجهاز رطب في برنامج تلفزيوني دولبيكو (DPBS) في طبق بيتري 10 سم.
- Cannulate الشريان الأورطي البطني والكافا الوريد السفلي مع قسطرة قياس 23. لإزالة الدم المتبقي، قم بتوصيل القنية بمضخة تمعج، واغسلها مع DPBS (500 مل) و16 U/mL heparin لمدة 90 دقيقة بمعدل 5 دورة في الدقيقة عند 37 درجة مئوية.
- لdeellularize الكلى، perfuse الكلى مع 1٪ تريتون X-100 (1 لتر) لمدة 3 ساعة ومن ثم مع 0.75٪ الصوديوم دودسيل كبريتات (SDS) حل (2 لتر) لمدة 6 ساعة في ضغط مستمر من 40 ملم زئبق.
ملاحظة: سوف تصبح الكلى شفافة بعد 8 ساعة. - لإزالة SDS المتبقية، قم بثقب العينة بنسبة 1٪ بنسلين في الماء المقطر (6 لتر) لمدة 18 ساعة (بين عشية وضحاها) ثم مع DPBS معقم (500 مل) و16 U/mL heparin لمدة 90 دقيقة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
كان مورفولوجيا الإجمالي من الكلى الفئران الأحمر الداكن(الشكل 1A). بعد التفكيك ، أصبحت الكلية شاحبة وشفافة (الشكل 1D). تم تقييم الحمض النووي الجينومي المتبقي مع مجموعة تجارية وفقا لتعليمات الشركة المصنعة ، في سقالات الكلى المزيلة ومقارنتها مع تلك الموجودة في الكلى الأصلية (التحكم). وأكد التحليل الكمي أن الحمض النووي الجينومي للأنسجة قد تم القضاء عليه تقريبا بعد إزالة الخلايا. ومن بين 14 حالة، كان متوسط محتويات الحمض النووي 115.05 نانوغرام/ميكرولتر للتحكم و1.96 نا...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
وقد استخدمت بروتوكولات مختلفة لdeellularization من الأعضاء والأنسجة الأخرى. يجب أن يحافظ بروتوكول التفكيك الأمثل على البنية ثلاثية الأبعاد للمصفوفة خارج الخلية (ECM). بشكل عام ، تتكون هذه البروتوكولات من ليسينج غشاء الخلية عن طريق المعالجة الفيزيائية أو الحلول الأيونية ، وتفكيك السيتوبلازم والنواة عن ECM عن طريق المعالجة الأنزيمية أو المنظفات ، ثم إزالة الحطام الخلوي من الأنسجة3. وتشمل العمليات الفيزيائية كشط، والهياج الحل، وتدرجات الضغط، المفاجئة تجميد، والكهرومporation دائم غير الحرارية، والسوائ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ولا يوجد لدى صاحبي البلاغ تضارب في المصالح يكشفان عنه.
شكر وتقدير
تم دعم هذه الدراسة من قبل منحة معهد البحوث الطبية الحيوية من مستشفى جامعة بوسان الوطنية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| حقنة 1 سم مكعب (مجسات الحقن ومحاليل المركبات | Becton Dickinson | 305217 | |
| 10-0 ethilon لمفاغرة السفينة | Ethicon | 9032G | |
| إبرة دليل قياس 25 بوصة (لقسطرة الأوعية الدموية) | Becton Dickinson | 305145 | |
| 3-0 PDS إغلاق شق الفئران | Ethicon | Z316H | |
| 3-0 Prolene شق الجرذ | Ethicon | 8832H | |
| 3-0 بكرة الحرير الوصول إلى الأوعية الدموية / ربط في الفئران | Braintree Scientific | SUT-S 110 | |
| 4-0 PDS ماوس إغلاق شق | Ethicon | Z773D | |
| 4-0 ماوس إغلاق شق Prolene | Ethicon | 8831H | |
| 5-0 بكرة الحرير الوصول إلى الأوعية الدموية / ربط في الماوس | Braintree Scientific | SUT-S 106 | |
| مقص دقيق لقطع اللفافة / الأنسجة الضامة | أدوات العلوم | الدقيقة 14058-09 | |
| حامل إبرة هالسي | أدوات العلوم | الدقيقة 12001-13 | |
| كيلي هيموستات للفئران: مشبك عضلي لتقليل النزيف عند القطع | أدوات العلوم الدقيقة | 13018-14 | |
| أنابيب بوليثيلين 50 ، أنابيب قسطرة 100 قدم | Braintree Scientific.023 | "& مرات ؛ .038" | |
| شوارتز microserrefine مشابك الأوعية | الدموية أدوات العلوم الدقيقة | 18052-01 (مستقيم) | |
| 18052-03 (منحني) مقص | |||
| جراحي لقطع الجلد | أدوات العلوم الدقيقة | 14002-12 | |
| مقص زنبركي Vannas-Tubingen لبضع الشرايين | أدوات العلوم الدقيقة | 15003-08 |
المراجع
- Kawai, T., et al. Brief report: HLA-mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. New England Journal of Medicine. 358 (4), 353-361 (2008).
- Rana, D., Zreiqat, H., Benkirane-Jessel, N., Ramakrishna, S., Ramalingam, M. Development of decellularized scaffolds for stem cell-driven tissue engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 11 (4), 942-965 (2017).
- Fu, R. H., et al. Decellularization and recellularization technologies in tissue engineering. Cell Transplantation. 23 (4-5), 621-630 (2014).
- Hopkinson, A., et al. Optimization of amniotic membrane (AM) denuding for tissue engineering. Tissue Engineering. Part C, Methods. 14 (4), 371-381 (2008).
- Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. Method for the decellularization of intact rat liver. Organogenesis. 6 (2), 134-136 (2010).
- Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329 (5991), 538-541 (2010).
- Fernandez-Perez, J., Ahearne, M. The impact of decellularization methods on extracellular matrix derived hydrogels. Scientific Reports. 9 (1), 14933(2019).
- Naik, A., Griffin, M., Szarko, M., Butler, P. E. Optimizing the decellularization process of an upper limb skeletal muscle; implications for muscle tissue engineering. Artificial Organs. 44 (2), 178-183 (2020).
- Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
- Mason, C., Dunnill, P. A brief definition of regenerative medicine. Regenerative Medicine. 3 (1), 1-5 (2008).
- Guyette, J. P., et al. Perfusion decellularization of whole organs. Nature Protocols. 9 (6), 1451-1468 (2014).
- Song, J. J., et al. Regeneration and experimental orthotopic transplantation of a bioengineered kidney. Nature Medicine. 19 (5), 646-651 (2013).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
