يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

طريقة للحفاظ على جذور الأراضي الرطبة ورهيزوسفير للتصوير عنصري

3.2K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/62227

⸱

فبراير 15, 2021

 ,  , 
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

في هذه المقالة

ملخص

نحن نصف بروتوكولا لعينة والحفاظ عليها وقسم الجذور سليمة والتربة رهيزوسفير المحيطة بها من بيئات الأراضي الرطبة باستخدام الأرز(Oryza sativa L.) كنوع نموذجي. وبمجرد الحفاظ عليها، يمكن تحليل العينة باستخدام تقنيات التصوير الأولي، مثل التصوير الطيفي الكيميائي synchrotron بالأشعة السينية (XRF).

الملخص

تتفاعل الجذور على نطاق واسع مع بيئة التربة الخاصة بها ولكن تصور مثل هذه التفاعلات بين الجذور ورهيزوسفير المحيطة بها أمر صعب. كيمياء رهيزوسفير من نباتات الأراضي الرطبة صعبة بشكل خاص لالتقاط بسبب تدرجات الأكسجين حاد من الجذور إلى التربة السائبة. هنا يوصف بروتوكول يحافظ بشكل فعال على بنية الجذر وكيمياء رهيزوسفير لنباتات الأراضي الرطبة من خلال تجميد البطولات الاربع وتجميد التجفيف. البطولات الاربع تجميد، حيث يتم تجميد العينة بين كتل النحاس تبريدها مسبقا مع النيتروجين السائل، ويقلل من تلف الجذر وتشويه العينة التي يمكن أن تحدث مع فلاش تجميد مع الاستمرار في تقليل التغيرات الطيف الكيميائي. في حين أن تشويه العينة لا يزال ممكنا ، والقدرة على الحصول على عينات متعددة بسرعة وبأقل تكلفة يزيد من إمكانية الحصول على عينات مرضية ويحسن وقت التصوير. وتبين البيانات أن هذه الطريقة ناجحة في الحفاظ على أنواع الزرنيخ المنخفضة في جذور الأرز ورهيزوسفيرات المرتبطة لويحات الحديد. ويمكن اعتماد هذه الطريقة لدراسات العلاقات بين النباتات والتربة في طائفة واسعة من بيئات الأراضي الرطبة التي تمتد على نطاقات تركيز من ركوب الدراجات عنصر التتبع لتطبيقات المعالجة النباتية.

المقدمة

الجذور وجذورها هي دينامية، غير متجانسة، وأهمية حاسمة لفهم كيفية حصول النباتات على المواد الغذائية المعدنية والملوثات1،2،3. الجذور هي المسار الرئيسي الذي تنتقل به العناصر الغذائية (مثل الفوسفور) والملوثات (مثل الزرنيخ) من التربة إلى النباتات وبالتالي فهم هذه العملية له آثار على كمية الغذاء ونوعيته، وعمل النظام الإيكولوجي، والمعالجة النباتية. ومع ذلك، الجذور ديناميكية في المكان والزمان تنمو استجابة لاحتياجات اكتساب المغذيات وغالبا ما تختلف في وظيفة وقطرها وهيكل (على سبيل المثال، جذور الجانبية، جذور المغامرة، الشعر الجذر)2. ويمكن دراسة عدم تجانس نظم الجذر على المقاييس المكانية من الخلايا إلى مستوى النظام الإيكولوجي وعلى نطاقات زمنية من الساعة إلى العشارية. وهكذا، فإن الطبيعة الديناميكية وغير المتجانسة للجذور والتربة المحيطة بها، أو رهيزوسفير، تشكل تحديات لالتقاط كيمياء الرهيزوسفير مع مرور الوقت. وعلى الرغم من هذا التحدي، من الضروري دراسة الجذور في بيئة التربة الخاصة بهم لتوصيف هذه العلاقة الحرجة بين النباتات والتربة.

إن كيمياء الرهيزوسفير لنباتات الأراضي الرطبة تشكل تحديا خاصا للتحقيق بسبب تدرجات الأكسجين الحادة الموجودة من التربة السائبة إلى الجذور، والتي تتغير في المكان والزمان. لأن الجذور تحتاج إلى الأكسجين للتنفس، وقد تكيفت النباتات الأراضي الرطبة لظروف انخفاض الأكسجين من التربة الرطبة عن طريق خلق aerenchyma4،5. Aerenchyma هي الأنسجة القشرية المجوفة التي تمتد من يطلق النار على الجذور، مما يسمح بنشر الهواء من خلال النبات في الجذور. ومع ذلك، فإن بعض من هذا الهواء يتسرب إلى رهيزوسفير في أجزاء أقل فرعية من الجذور لا سيما بالقرب من تقاطعات الجذر الجانبي، نصائح الجذر أقل نضجا ومناطق الاستطالة6،7،8،9. هذا فقدان الأكسجين الشعاعي يخلق منطقة مؤتأكسدة في رهيزوسفير من نباتات الأراضي الرطبة التي تؤثر على الكيمياء رهيزوسفير (بيو جيو) ويختلف عن انخفاض التربة السائبة10،11،12. لفهم مصير ونقل المواد الغذائية والملوثات في رهيزوسفير الأراضي الرطبة والجذور، من الأهمية بمكان الحفاظ على التربة السائبة المنخفضة كيميائيا، ورهيزوسفير المؤأكسدة، وجذور نباتات الأراضي الرطبة لتحليلها. ومع ذلك، لأن التربة السائبة تحتوي على مكونات التربة المنخفضة التي هي حساسة للأوكسجين، يجب أن تحافظ طرق الحفاظ على الجذر والتربة على الهياكل الجذرية وتقليل ردود الفعل الحساسة للأوكسجين.

توجد طرق لإصلاح الأنسجة النباتية والحفاظ على البنية الفوقية للتصوير ، ولكن لا يمكن تطبيق هذه الأساليب للحفاظ كيميائيا على الجذور المتنامية في تربة الأراضي الرطبة. للتحقيقات حيث التوزيع عنصري فقط داخل الخلايا النباتية هو المطلوب، وعادة ما تزرع النباتات الهيدروبونية والجذور يمكن إزالتها بسهولة من الحل، ثابتة تحت ضغط عال تجميد وتجميد الاستبدال ومقسمة لمجموعة متنوعة من تطبيقات التصوير بما في ذلك عالية الدقة الطيف الكتلي الأيونات الثانوية (nanoSIMS)، المجهر الإلكتروني، وsnhrotron الأشعة السينية الفلورية (S-XRF) تحليل13، 14،15. للتحقيق في لوحة Fe على السطح الخارجي لجذور الأراضي الرطبة ، يجب أن تحفز هذه الدراسات المائية بشكل مصطنع تكوين لوحة Fe في الحل16، والتي لا تمثل بدقة عدم تجانس التوزيع والتركيب المعدني لتشكيل البلاك Fe والعناصر المرتبطة به في الموقع17و18و19و20. توجد طرق للحفاظ على التربة الرطبة والكائنات الحية الدقيقة المرتبطة بها مع تجميد coring21، ولكن من الصعب الحصول على جذور مع هذه التقنية. الأساليب الحالية لتصور الجذور المتنامية في التربة وكيمياء رهيزوسفيرها تتكون من نوعين من أنواع القياس الأولية: التدفقات الأولية والتركيز الأساسي الكلي (والتكهنات). يتم قياس الأول عادة باستخدام تدرجات الانتشار في الأفلام الرقيقة (DGT)22،23،24، حيث يتم وضع التربة في صناديق رهيزوبوكس لدعم نمو النبات في إعداد المختبر وعناصر الشفرين في التربة المنتشرة من خلال هلام في طبقة ملزمة. ويمكن بعد ذلك تصوير هذه الطبقة الملزمة لتحديد العناصر الشفهية ذات الاهتمام. هذه التقنية يمكن أن توضح بنجاح العلاقات بين الجذور ورهيزوسفير24،25،26،27، ولكن قد توجد القطع الأثرية من الجذر يحدها النباتات المتنامية في rhizoboxes ، ولا يتم التقاط المعلومات عن باطن الجذر مع DGT. ويشمل هذا الأخير أخذ عينات من الجذور ورهيزوسفير، والحفاظ على العينة، وتحليل التوزيع الأولي مباشرة على قسم العينة. لهذه العينة البيئية من جذور النباتات الأراضي الرطبة ورهيزوسفير المحيطة بها، مطلوب التعامل مع عينة دقيقة لتجنب القطع الأثرية من إعداد العينة.

هنا يوصف بروتوكول يحافظ بشكل فعال على هياكل الجذر وكيمياء الرهيزوسفير لنباتات الأراضي الرطبة عن طريق تجميد البطولات الاربع وتجميد التجفيف. يمكن أن يؤدي تجميد الفلاش إلى إبطاء التحولات في المذابات الحساسة للأوكسجين بشكل كبير ولكنه قد يضر بالجذور وقد يسبب التعبئة عندما تجف العينات. ومع ذلك، البطولات الاربع تجميد حيث يتم تجميد العينة بين كتل النحاس تبريد مسبق مع النيتروجين السائل يقلل من تلف الجذر وتشويه العينة28. ثم يتم تضمين العينات المحفوظة في راتنج الايبوكسي الذي يحافظ على الطيف20،29 ويمكن قطع ومصقول لتصوير الجذور داخل التربة rhizosphere بهم. تم تحليل العينات في هذا التقرير من قبل التصوير الطيف الكيميائي S-XRF بعد تقسيم رقيقة. ومع ذلك، يمكن أيضا استخدام تقنيات تصوير أخرى، بما في ذلك قياس الطيف الكتلي للبلازما المقترن بالاجتثاث بالليزر (LA-ICP-MS)، وانبعاثات الأشعة السينية الناجمة عن الجسيمات (PIXE)، وقياس الطيف الكتلي الأيوني الثانوي (SIMS)، والتصوير الطيفي للانهيار الناجم عن الليزر (LIBS).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

1. إعداد معدات تجميد البطولات الاربع

  1. ضع كتلتين نحاسيتين (~ 5 سم × 5 سم × 15 سم) أفقيا داخل مبرد نظيف قادر على حمل النيتروجين السائل وصب ما يكفي من النيتروجين السائل لغمر الكتل. بمجرد أن تهدأ الفقاعات ، ضع اثنين من الفواصل فوق كتلة نحاسية واحدة في كل نهاية.
    ملاحظة: يحدد ارتفاع المسافة ارتفاع العينة إلى تجميد; يستخدم هذا المثال فاصل 2 سم لإنشاء مكعبات تقريبا 3 سم × 3 سم × 2 سم. حجم النيتروجين السائل سيعتمد على حجم برودة. يستخدم هذا المثال تقريبا 1 L لحوالي 5 مكعبات في السلسلة.
    تنبيه: استخدام معدات الحماية الشخصية المناسبة والتهوية والنيتروجين السائل هو cryogen واختناق.
  2. باستخدام ملقط وقفازات المبردة، والوقوف كتلة النحاس الأخرى على نهايته، لجعل استرجاع أسهل عندما تكون العينة في مكانها.

2. جمع العينات وتجميد البطولات الاربع

  1. استخراج النبات المطلوب و rhizosphere من التربة الرطبة باستخدام مجرفة وضمان أن حفرة حفر أكبر بكثير من حجم الجذر المطلوب. ضع التربة ونزرعها في وعاء ووضعها على سطح المقعد.
    ملاحظة: يمكن أيضا استخدام التربة المزروعة بوعاء بأكمله والنبات من دراسة وعاء.
  2. تحديد موقع التربة المطلوب حيث الجذور التي يتعين اتخاذها (أي، عمق والقرب من تبادل لاطلاق النار). قطع التربة الزائدة باستخدام شفرة الصلب، مع الحرص على عدم تعكير صفو التربة في المنطقة المطلوبة. عندما يتم الوصول إلى المنطقة المطلوبة، وقطع الجذر "مكعب" ما يقرب من 3 سم × 3 سم × 2 سم ووضع المكعب على الفور بين اثنين من الفواصل على كتلة النحاس الأفقي. باستخدام قفازات التبريد، والتقاط كتلة النحاس العمودي ووضعه على رأس الفواصل لانتقاد تجميد مكعب رهيزوسفير.
  3. بعد انحسار محتدما (~ 5 دقيقة)، استرداد مكعب رهيزوسفير البطولات الاربع المجمدة من كتل النحاس والتفاف داخل مربع رقائق الألومنيوم المسمى مسبقا. وضع علامة على اتجاه الكتلة على احباط إذا رغبت في ذلك. ضعه في حاوية ثانية من النيتروجين السائل حتى يتم تخزينه في ثلاجة -80 درجة مئوية.
  4. كرر حسب الحاجة للحصول على العدد المطلوب من مكعبات الجذر من موقع الحقل أو التجربة. تأكد من إعطاء كل من كتل النحاس الوقت لتبرد بين العينات.

3. تجميد التجفيف وتضمين مكعبات رهيزوسفير

  1. إعداد مجفف تجميد وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. الحرص على التأكد من أنها قد حصلت على ضغط الفراغ المناسب ودرجة الحرارة قبل إزالة عينات من -80 درجة مئوية الفريزر.
  2. عندما مجفف تجميد على استعداد لتلقي العينات، ووضع مكعب واحد rhizosphere المجمدة داخل أنبوب نظيفة وحمض غسلها 50 مل وتغطي فضفاضة مع مسح نظيفة المتاح. تأمين مسح مع شريط مطاطي. كرر حسب الحاجة لضمان مكعب واحد لكل أنبوب.
    ملاحظة: إذا كانت العينة كبيرة جدا بالنسبة لأنبوب، يمكن وضعها مباشرة في وعاء مجفف تجميد باستخدام رقائق الألومنيوم كحامل عينة.
  3. وضع أنابيب تحتوي على عينات في تجميد الأوعية مجفف وتجميد الجافة لعدة أيام. يعتمد وقت التجفيف الدقيق على خصائص التربة.
    ملاحظة: تخزين عينات المجففة في مجفف تجميد أو desiccator لتجنب الإماهة.
  4. استخدام شفرة الصلب لقطع مكعبات التربة المجففة لحجم بحيث تناسب الشكل المطلوب (على سبيل المثال، شكل قطرها 25 ملم مثالية لمعظم التطبيقات). تسمية كل شكل، ووضع مكعبات التربة في أشكال ووضع أشكال داخل مجفف فراغ.
  5. إعداد الايبوكسي وفقا لتعليمات الشركة المصنعة. تأكد من أن الايبوكسي المختار غير ملوث ولا يسبب تغيرات في الأطياف للعناصر المطلوبة 20،29،30.
  6. استخدام القطارة لإضافة الايبوكسي إلى النموذج على جانب واحد من التربة، حتى يغطي تماما العينة. سوف تظلم التربة في اللون كما الايبوكسي الرطب التربة.
    ملاحظة: إضافة الايبوكسي ببطء للسماح للهواء في التربة للهروب.
  7. مرة واحدة يتم تعبئة أشكال مع الايبوكسي، وإغلاق فراغ المجفف وبدوره على الفراغ. اعتمادا على كمية الهواء المحاصرين في التربة، قد تحتاج إلى إضافة المزيد من الايبوكسي إلى أشكال دوريا. تحقق من مستوى الايبوكسي كل 30-90 دقيقة لأول ساعة 1-4 وإضافة الايبوكسي حسب الحاجة.
  8. إزالة العينة من النموذج مرة واحدة وقد تصلب الايبوكسي (~ 5 أيام).

4. قطع وتقطيع مكعبات الرهيزوسفير

  1. قطع العينة باستخدام منشار شفرة الماس الرطب الدقة. قطع العينات في مواقع مختلفة إذا لم يتم الحصول على جذور في القطع السابق.
  2. الرمل يدويا عينات قطع مع الصنفرة أدق تدريجيا (على سبيل المثال، 220، 500، 1000، و 1500 حصى) على الجانب قطع ل~ 30 ق.
  3. إجراء التصوير السطحي للعينات باستخدام تقنيات مثل LA-ICP-MS.
    ملاحظة: لإعداد مقاطع رقيقة ل S-XRF، إما إرسال العينات إلى شركة قادرة على إعداد المقاطع رقيقة (تلميع الجانب واحد أو مزدوج) أو اتبع الخطوات 4.4 -4.6 كما هو موضح أدناه.
  4. الغراء الجانب عينة المطلوب إلى شريحة الكوارتز باستخدام الغراء السوبر والسماح لعلاج بين عشية وضحاها.
  5. باستخدام آلة تقسيم رقيقة، وقطع التربة على الشرائح إلى 2 مم سميكة ومن ثم طحن إلى سمك المطلوب (عادة 30 ميكرومتر). يمكن تلميع سطح العينة إذا رغبت في ذلك.
  6. إجراء التصوير S-XRF من المقاطع. اتبع الخطوات المناسبة في مرفق السنكروترون المطلوب وخط الحزم للتقدم بطلب للحصول على وقت التصوير والاستفادة منه.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وتسمح هذه الطريقة بالحفاظ على الجذور والأنواع الكيميائية في جذور وجذور نباتات الأراضي الرطبة وفي التربة السائبة. في هذا العمل، تم استخدام هذه الطريقة لتقييم كما speciation والتوطين المشترك مع أكاسيد Fe و Mn والمواد المغذية النباتية في رهيزوسفير الأرز(Oryza sativa L.). وقد تم زراعة الأرز في مرفق رايس في جامعة ديلاوير حيث يتم استخدام 30 من ذر الأرز (2 متر × 2 متر، 49 نبات لكل منهما) لزراعة الأرز في ظل ظروف مختلفة لإدارة التربة والمياه بهدف خفض امتصاص As و Cd إلى حبات الأرز. وفرت هذه التجربة 1470 نبتة فردية يمكن أخ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

تصف هذه الورقة بروتوكولا للحصول على التربة السائبة المحفوظة + رهيزوسفير جذور نبات الأراضي الرطبة باستخدام تقنية تجميد البطولات الاربع التي يمكن استخدامها للتصوير عنصري و / أو رسم خرائط المواصفات الكيميائية.

هناك العديد من الفوائد من هذا الأسلوب على الأساليب الموجودة. أولا، تسمح هذه الطريقة بإجراء تحقيق متزامن للجذور ورهيزوسفير المحيطة بها. توجد حاليا طرق للحفاظ على جذورها وصورها كيميائيا من بيئة التربة عن طريق غسل التربة والحفاظ على الجذور31أو

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

شكر وتقدير

ويعترف المؤلفان بمنحة بذور مشتركة إلى سيفرث وطابيرو لدعم التعاون بين مختبر جامعة ديلاوير وبروكهافن الوطني. استخدمت أجزاء من هذا البحث خط شعاع XFM (4-BM) من مصدر ضوء السنكروترون الوطني II ، وهو مكتب وزارة الطاقة الأمريكية (DOE) لمرفق مستخدمي العلوم الذي يعمل لمكتب وزارة الطاقة للعلوم من قبل مختبر بروكهافن الوطني بموجب العقد رقم DE-SC0012704.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
كتل نحاسيةماكماستر كار89275K42
شفرة الماسبوهلر15 LC ، 102 مم × 0.3 ممسرعة التشغيل: 225 دورة في الدقيقة
أشكال الايبوكسيStruers40300085FixiForm
الايبوكسيEpotek301-2FL
SuperglueLoctite404
آلة التقسيم الرقيقةBuehlerبتروثين
منشار مبللبوهلرIsoMet 1000

المراجع

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1(2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3(2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

كيمياء منطقة الريزوسفيرالتجميد الصدميالتجفيف بالتجميدالحفاظ على بنية الجذورلويحات الحديدتشكل أنواع الزرنيخفلورة الأشعة السينية بالسينكروترونالتفاعل بين النبات والتربة
طريقة للحفاظ على جذور الأراضي الرطبة ورهيزوسفير للتصوير عنصري
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.